Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

في فيفو طرق لتقييم خلية العقدة الشبكية ووظيفة العصب البصري وهيكل في الحيوانات الكبيرة

Published: February 26, 2022 doi: 10.3791/62879
Automatic Translation
*1, *1, *1, 1, 1, 1, 1, 1, 1, 1
1The Eye Hospital, School of Ophthalmology & Optometry, Wenzhou Medical University
* These authors contributed equally

Summary

هنا نحن demostrate عدة في اختبارات الجسم الحي (فلاش البصرية أثار المحتملة، ونمط electroretinogram والتصوير المقطعي التماسك البصري) في الماعز والمكاك ريسوس لفهم هيكل ووظيفة العصب البصري والخلايا العصبية.

Abstract

يجمع العصب البصري إشارات المحاور من خلايا العقدة الشبكية وينقل إشارة بصرية إلى الدماغ. نماذج حيوانية كبيرة من إصابة العصب البصري ضرورية لترجمة استراتيجيات علاجية جديدة من نماذج القوارض إلى التطبيق السريري بسبب أوجه التشابه الوثيقة مع البشر في الحجم والتشريح. هنا نصف بعض في أساليب الجسم الحي لتقييم وظيفة وهيكل خلايا العقدة الشبكية (RGCs) والعصب البصري (ON) في الحيوانات الكبيرة، بما في ذلك الإمكانات البصرية التي أثارها (VEP)، ونمط الكهربائي (PERG) والتصوير المقطعي التماسك البصري (أكتوبر). تم توظيف كل من الماعز والرئيسيات غير البشرية في هذه الدراسة. من خلال تقديم هذه الأساليب في الجسم الحي خطوة بخطوة، ونحن نأمل في زيادة استنساخ التجريبية بين مختبرات مختلفة وتسهيل استخدام نماذج حيوانية كبيرة من الاعتلالات العصبية البصرية.

Introduction

ينقل العصب البصري (ON)، الذي يتكون من محاور عصبية من خلايا العقدة الشبكية (RGC)، إشارة بصرية من شبكية العين إلى الدماغ. على الأمراض، مثل الزرق، اعتلال الأعصاب البصرية الصدمة أو الإقفارية، وغالبا ما تسبب انحطاط ON / RGC لا رجعة فيه وفقدان البصرية المدمرة. على الرغم من أن هناك حاليا العديد من الاختراقات في تجديد ON وحماية RGC في نماذج القوارض1,2,3,4,5,6, ظلت العلاجات السريرية لمعظم أمراض ON هي نفسها بشكل أساسي على مدى نصف القرن الماضي مع نتائج غير مرضية7,8 . لسد الفجوة بين البحوث الأساسية والممارسة السريرية ، والدراسات التحويلية باستخدام نموذج حيواني كبير من أمراض ON غالبا ما تكون ضرورية ومفيدة بسبب تشابهها التشريحي أوثق للبشر من نماذج القوارض.

الماعز والمكاك ريسوس هما نوعان من الحيوانات الكبيرة المستخدمة في مختبرنا لنموذج مرض ON الإنسان. حجم مقلة عين الماعز ، ON ، والهيكل المجاور (تجويف مداري وأنفي ، قاعدة الجمجمة ، وما إلى ذلك) يشبه حجم الإنسان القائم على الأشعة المقطعية الجمجمة9. على هذا النحو، نموذج الماعز يوفر فرصة لتقييم وصقل الأجهزة العلاجية أو العمليات الجراحية قبل استخدامها في البشر. المكاك ريسوس، كما الرئيسيات غير البشرية (NHP)، لديه نظام بصري فريد من نوعه مثل الإنسان الذي لا وجود له في الأنواع الأخرى10،11. بالإضافة إلى ذلك ، فإن الاستجابات المرضية الفسيولوجية للإصابات والعلاجات في NHP تشبه إلى حد كبير تلك الموجودة في humans12.

في الاختبارات الحية لتقييم بنية ON وRGC وظيفة طوليا مهمة في الدراسات الحيوانية الكبيرة. تم استخدام مخطط كهربية النمط (PERG) لتقييم وظيفة RGC. فلاش البصرية أثار المحتملة (FVEP) يعكس سلامة retino-geniculo-القشرية المسار في النظام البصري. وهكذا، PERG جنبا إلى جنب مع FVEP يمكن أن تعكس الدالة ON9،13،14 . يمكن للتصوير المقطعي للتماسك البصري الشبكي (OCT) أن يظهر بنية الشبكية بدقة زمنية ومكانية عالية، مما يتيح قياس سمك مجمع العقدة الشبكية (GCC)9,15. بالنسبة للفحوصات الكهربية في هذه الدراسة ، فإن مراقبة العلامات الحيوية (معدل الحرارة ومعدل الخرق وضغط الدم) ومستوى تشبع الأكسجين (SpO2) قبل الاختبار أمران حاسمان لأن هذه المعلمات لها تأثيرات قوية على تدفق الدم العيني وبالتالي وظيفة النظام البصري. ومع ذلك ، لم نراقب العلامات الحيوية عند إجراء تصوير شبكية العين OCT من أجل البساطة. وفقا للدراسة السابقة9، سمك دول مجلس التعاون الخليجي التي تقاس بالتصوير الشبكي أكتوبر مستقرة تماما، مع معامل بين الدورات من الاختلاف ما يقرب من 3٪. وقد وصفت هذه الاختبارات في الجسم الحي في الماعز والمكاك ريسوس بالتفصيل في دراستنا السابقة9. هنا نقدم هذه الأساليب للمساعدة في زيادة الشفافية التجريبية وقابلية الاستنساخ.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

أجريت التجارب بدقة وفقا للمبادئ التوجيهية وصول والمعاهد الوطنية للصحة دليل لرعاية واستخدام المختبر، والالتزام بالبروتوكولات التي وافقت عليها اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوان واستخدامه في جامعة ونتشو الطبية (WMU) ومختبر Joinn (سوتشو). تم إيواء ماعز سانين الذكر ، الذي تتراوح أعمارهم بين 4 و 6 أشهر بوزن يتراوح بين 19 و 23 كجم ، في منشأة الحيوانات WMU. وكان المكاك ريسوس الذكور، الذين تتراوح أعمارهم بين 5 إلى 6 سنوات مع وزن 5-7 كجم، يسكن في منشأة الحيوانات Joinn. تم الحفاظ على جميع الحيوانات في غرفة مكيفة الهواء مع درجة حرارة خاضعة للرقابة (21 ± 2 درجة مئوية) تحت دورة داكنة 12 ساعة ضوء / 12 ساعة مع libitum الإعلانية الغذائية.

1. فلاش البصرية أثار المحتملة (FVEP) في الماعز

  1. تخدير عام
    1. حلق الشعر هوك مع شفرة حلاقة الإلكترونية.
    2. إعداد الجلد عن طريق فرك مع الكحول 70٪ ثلاث مرات لتنظيف الجلد، ومن ثم فضح الوريد تحت الجلد.
    3. أدخل قسطرة وريدية محيطية عن طريق الوريد (0.9 مم × 25 مم)، ثم حقن الأتروبين (0.025 ملغم/كجم) وبروبوفول (5 ملغم/كجم).
    4. قم بتنبيب الماعز بأنبوب القصبة الهوائية عيار 6 ملم وربطه بجهاز تنفس اصطناعي.
    5. الحفاظ على التخدير مع 3.5٪ isoflurane في الأكسجين بمعدل تدفق ثابت من 2 لتر / دقيقة.
      ملاحظة: الماعز يتعافى من التخدير الناجم عن البروبوفول في غضون دقائق، لذلك يكون سريعا ل intubate الماعز.
  2. مراقبة القلب والاوعية الدموية
    1. ضع مستشعر درجة الحرارة تحت اللسان.
    2. قم بتوصيل مقياس أكسدة النبض بالطرف القريب من الأذن.
    3. ربط الكفة ضغط الدم إلى قاعدة الفخذ.
    4. المشبك مقاطع تخطيط القلب على أطرافه وفقا لذلك.
      ملاحظة: معدل ضربات القلب الطبيعي للماعز هو 68-150 bpm. بسبب استخدام التخدير الغازي ، فإن معدل ضربات قلب الماعز سيرتفع. لذلك، معدل ضربات القلب لدينا أثناء التفتيش هو 170 ± 30 bpm. ضغط الدم الانقباضي للماعز في ظل الظروف العادية هو 110-130 مم زئبق، وضغط الدم الانبساطي هو 50-60 ملم زئبق. في حالة استنشاق الأكسجين ، يمكن الحفاظ على تشبع الأكسجين في دم الماعز دائما عند 99٪. يتزامن معدل تنفس الماعز تحت التخدير مع معدل التنفس الصناعي ، وهو 10 أنفاس / دقيقة. وبما أن درجة الحرارة تقاس من تحت لسان الماعز، وليس درجة الحرارة الأساسية، فإن درجة حرارة الماعز عموما 35 ± 2 درجة مئوية.
  3. الجمجمة مسامير زرع ووضع الأقطاب الكهربائية
    1. حلق الشعر مع مقص. تطهير الجلد على وسط العظام الأمامية عن طريق فرك مع كرة القطن غارقة في بيتادين والكحول 70٪ ثلاث مرات.
    2. استخدام مسامير معقمة ومقص.
      ملاحظة: الأوتوكلاف جميع الأدوات الجراحية للتعقيم (121 درجة مئوية، 20 دقيقة).
    3. إجراء شق الجلد 5 ملم لفضح العظام الأمامية مع مقص العيون، ومن ثم زرع المسمار المعقمة في وسط العظام الأمامية باستخدام مفك البراغي.
    4. حلق الشعر وتطهير الجلد على عظم القذالي المركزي بين أذنين مع بيتادين والكحول 70٪، واحدة تليها الأخرى، ثلاث مرات.
    5. إجراء شق الجلد 5 ملم لفضح العظام القذالي مع مقص العيون، ومن ثم زرع المسمار المعقمة في وسط العظام القذالي.
      ملاحظة: يتم إدخال قطب الإبرة الأرضية تحت الجلد تحت المسمار الأمامي للجمجمة. ترتبط الأقطاب الكهربائية النشطة والمرجعية بالمسامير القذالية والجبهية ، على التوالي ، مع مقاطع التمساح لتقليل مقاومة القطب الكهربائي16.
  4. إعداد الحيوان
    1. استخدام القماش lightproof لتغطية العين وإصلاح بواسطة عصابة لتصحيح عين واحدة.
    2. تطبيق قطرات العين مخدر موضعي (قطرات العين هيدروكلوريد بروباراكين) على كلتا العينين. يتم توسيع التلاميذ الثنائية عن طريق الإدارة الموضعية لقطرات العين الندرية مع تروبيكاميد (5٪) والفينيلفرين (5٪).
    3. ضع رأس الماعز في محفز غانسفيلد وتعتيم الضوء المحيط.
      ملاحظة: تبين أن الماعز يمكن الحفاظ على تثبيت مقلة العين جيدة تحت التخدير، لذلك لا يلزم تدخل عملية تثبيت مقلة العين إضافية.
    4. قم بتغطية المحفز ورأس الماعز ببطانية سوداء لمدة 5 دقائق للتكيف.
    5. استخدام منظار الجفن لفضح الملتحمة لمبة. أضعاف الحلقة العلوية، وسحب الجفن العلوي لأعلى، وإدراج الحلقة العلوية أولا في الكيس الملتحمة من الجفن العلوي ومن ثم في الجفن السفلي بطريقة مماثلة.
    6. اضغط على زر المعاوقة للتحقق من مقاومة الاتصال بين القطب والأنسجة وسيتم عرض قيم المعاوقة في كل قناة.
    7. تأكد من أن المقاومة أقل من 10 كيلو أوم لكل قطب كهربائي لتجنب التداخل الكهرومغناطيسي من الأجهزة الكهربائية الأخرى في نفس الغرفة.
      ملاحظة: إذا كان أعلى من 10 كيلو أوم، أعد توصيل أو استبدال القطب الكهربائي. قد تظهر المقاومة عالية بشكل غير طبيعي إذا تم توصيل السرير الجراحي المعدني الكهربائي ، حيث تقع الماعز. يجب أن تختلف المقاومة بأقل من 1 كيلوΩ بين الأقطاب الكهربائية النشطة والمرجعية للحد من التداخل الكهربائي17.
    8. اضغط على زر أوسيلوغراف للتحقق من الضوضاء الأساسية دون تحفيز الضوء.
      ملاحظة: إذا كان هناك ضجيج أساسي كبير، افصل جميع الأجهزة الكهربائية الأخرى في نفس الغرفة ثم قم بإيقاف تشغيل الهواتف المحمولة. إذا استمرت المشكلة الأساسية الانتقال إلى الخطوة 1.3.10. للتحقق مما إذا كان يمكن الحصول على شكل موجي FVEP نموذجي. إذا لم يكن كذلك، قم بإعادة جدولة اختبار FVEP في وقت آخر.
    9. ابدأ تسجيل FVEP باختيار شدة الضوء 0.025 و0.5 و3.0 cd·s/m2، على التوالي في مربع الخلفية البيضاء في الزاوية العلوية اليمنى. ثم اضغط على الزر الفحص . لاحظ أن تسجيل FVEP في كل كثافة الضوء يتم تنفيذ مرتين.
      ملاحظة: إذا كان الشكلين الموجيين مختلفين بشكل واضح، يلزم تكرار واحد أكثر.
    10. ترطيب القرنية مع قطرات العين المسيل للدموع الاصطناعية، إذا كان يبدو الجافة على كاميرا الأشعة تحت الحمراء.
      ملاحظة: مراقبة موضع العين من كاميرا الأشعة تحت الحمراء المدمجة قبل التسجيل للتأكد من أن النظرة البصرية صحيحة وأن التلميذ معرض بالكامل (بحيث يكون حجم حقل التحفيز الفلاشي 90 درجة. يمكن تعديل موضع العين للماعز المخدر عن طريق تحويل رأسه وفقا لذلك. بناء على ملاحظتنا، نادرا ما يحدث التجول في النظرات أثناء تسجيل FVEP (~ 10 دقائق) في الماعز تحت التخدير العام9. لذلك ليست هناك حاجة لوقفة وإعادة ضبط نظرة أثناء التسجيل.
    11. كرر الخطوات المذكورة أعلاه للعين الكونترالتيال.
    12. وقف العرض isoflurane وزيادة حجم المد والجزر قليلا على جهاز التنفس الصناعي لمساعدة الماعز يتعافى من التخدير العام.
    13. بعد التخدير العام، علاج الماعز مع جنتاميسين (4 ملغم / كغ، IM) والصوديوم ceftiofur (السيفالوسبورين، 2 ملغم /كغ، IM) لمنع العدوى.
  5. قياس FVEP والتحليل الكمي
    ملاحظة: كما هو موضح في الشكل 1A، يتم تعيين القمم الإيجابية والسلبية الأولى في شكل موجة FVEP ك P1 و N1، والذروة الإيجابية الثانية ك P2. الوقت الضمني النموذجي P1 و N1 و P2 حوالي 40 و 60 و 120 مللي ثانية على التوالي. يتم قياس السعة P1 و P2 من الحوض الصغير للموجة N1 إلى قمم الأشكال الموجية P1 و P2 على التوالي.
    1. في حالة الإصابة أحادية العين، استخدم المقارنة بين العينين للسعة والوقت الضمني للمساعدة في تقليل التباين بين الفواصل وزيادة الحساسية17.

2. PVEP في ريسوس المكاك

ملاحظة: يمكن الحصول على نمط VEPs في المكاك 9 ريسوس وأكثر استقرارا من فلاش VEP في السعة والوقت الضمني17. لذلك ، تم استخدام PVEP للكشف عن سلامة المسار الشبكي الجيني القشري في الرئيسيات غير البشرية.

  1. إعداد الحيوان
    1. تخدير القرد مع ايزوفلوران (1.5٪-2٪) بعد التعريفي مع Zoletil50 (4-8 ملغ / كجم IM، tiletamine / zolazepam).
    2. ضع القطب الأرضي المعقم في شحمة الأذن. أدخل الأقطاب الكهربائية النشطة والمرجعية المعقمة تحت الجلد على طول الخط الوسطي عند العظم الأمامي والعظم القذالي، على التوالي.
    3. تطبيق منظار الجفن لفضح الملتحمة لمبة.
    4. استخدام لاصقة الشريط الأسود مبهمة لتصحيح العين المقابلة.
  2. تسجيل PVEP
    1. اضغط على زر المعاوقة للتحقق من مقاومة الاتصال بين القطب والأنسجة وسيتم عرض قيم المعاوقة في كل قناة؛ تأكد من أنه أقل من 10k Ω. إذا لم يكن الأمر كذلك، أعد توصيل القطب الكهربائي أو استبداله.
    2. تحقق من قيم المعاوقة في نافذة اختبار المعاوقة وتأكد من أن المقاومة تختلف بأقل من 1 كيلوΩ بين الأقطاب الكهربائية النشطة والمرجعية للحد من التداخل الكهربائي17.
    3. اضغط على زر أوسيلوغرافيا للتحقق من الضوضاء الأساسية دون تحفيز.
      ملاحظة: إذا كان هناك ضجيج أساسي كبير، افصل جميع الأجهزة الكهربائية الأخرى في نفس الغرفة ثم قم بإيقاف تشغيل الهواتف المحمولة. إذا استمرت المشكلة الأساسية، إعادة اختبار PVEP في يوم آخر.
    4. سجل استجابات PVEP للعين غير المصححة عن طريق اختيار شدة الضوء من 0.5 و 1.0 دورة / درجة، على التوالي في مربع الخلفية البيضاء في الزاوية اليمنى العليا، ومن ثم اضغط على زر الفحص .
      ملاحظة: لكل تسجيل، يتم متوسط 64 تتبعا لتحقق شكل موجة واحد. لكل تردد، يتم الحصول على الحد الأدنى من تسجيلين للتحقق من استنساخ إشارات PVEP.
    5. كرر الإجراء للعين الكونترالتيرالية.
    6. بمجرد الانتهاء من ذلك، وقف إمدادات isoflurane لإيقاظ القرد.
    7. بعد التخدير العام، عالج القرد بالجنتاميسين (4 ملغم/كجم IM) والصوديوم سيفتيفور (2 ملغم/كجم IM) لمنع العدوى.
  3. قياس PVEP والتحليل الكمي
    1. وكما هو مبين في الشكل 1B، تم تعيين أول قمم سالبة وإيجابية في شكل الموجات PVEP على أنها N1 و P1، والتي تحدث عادة في حوالي 50 و 90 مللي ثانية. يتم قياس السعة P1 من الحوض الصغير من N1 إلى ذروة P1.
    2. في حالة الإصابة أحادية العين، استخدم المقارنة بين العينين للسعة والوقت الضمني للمساعدة في تقليل التباين بين الفواصل وزيادة الحساسية17.

3. نمط ERG (PERG) في الماعز

ملاحظة: في الدراسة السابقة، لم يلاحظ أي حديث متقاطع بين العينين لإشارة PERG في الماعز، لذلك يمكن تسجيل استجابات PERG في وقت واحد من كلتا العينين9.

  1. إعداد الامتحان
    1. تخدير الماعز باستخدام xylazine (3 ملغم / كغ ، IM) ، ووضعها على طاولة الامتحان.
    2. ضع جهاز استشعار درجة الحرارة تحت لسان الماعز.
    3. ربط مقياس أكسدة النبض إلى الطرف القريب من أذن الماعز.
    4. ربط الكفة ضغط الدم إلى الفخذ.
    5. المشبك مقاطع تخطيط القلب على الأطراف وفقا لذلك.
    6. للحد من مقاومة القطب الكهربائي، ضع مسمار الجمجمة المعقم على العظم الأمامي وربطه بالقطب الأرضي بمشبك التمساح.
    7. ضع اثنين من الأقطاب المرجعية إبرة معقمة تحت الجلد 1 سم وراء canthi الجانبية على كلا الجانبين.
    8. استخدام منظار الجفن لفضح الملتحمة لمبة.
    9. ضع اثنين من أقطاب تسجيل ERG-Jet المطهرة في مركز القرنيات الثنائية بعد التطبيق الموضعي للتمزق الاصطناعي.
    10. ضع شاشتين LED 47.6 سم × 26.8 سم أمام كلتا العينين مع مسافة مشاهدة 50 سم.
    11. ضبط كل جهاز ليكون موازيا للطائرة تلميذ على نفس الجانب ومحاذاة مركز الشاشة إلى الطائرة تلميذ.
    12. تأكد من عرض لوحة الداما عكس التباين (التردد الزمني، 2.4 هرتز) على كل من الشاشات ولها نسبة عرض إلى ارتفاع القصوى من 4:3، والتي يتم تعيينها من قبل إعدادات المعدات.
    13. تأكد من أن التباين بين المدققين الأبيض والأسود لا يزال 96٪، ومتوسط الإنارة هو 200 cd/m2 (كانديلا لكل متر مربع)، والذي يتم فحصه بواسطة مقياس الإنارة.
      ملاحظة: وفقا ل ISCEV، مطلوب سطوع ضوئي متوسط من 40-60 cd/m2 في humans17. وفي دراسة أخرى باستخدام نموذج الفئران، ظل النمط عند متوسط سطوع قدره 800 قرص مضغوط/م2،18. هناك حاجة إلى حجم حقل لا يقل عن 15 درجة في أضيق بعد له لاختبار PERG القياسي في humans17. ضبط موضع قطب القرنية إذا لم يكن في مركز سطح القرنية.
  2. تسجيل PERG
    1. قم بتعتيم الضوء المحيط واضغط على زر المعاوقة للتحقق من مقاومة ملامسة الأنسجة الكهربائية. سيتم عرض قيم المعاوقة في كل قناة.
    2. تحقق من قيم المعاوقة في إطار اختبار المعاوقة وتأكد من أن المقاومة أقل من 10 kΩ. إذا لم يكن الأمر كذلك، أعد توصيل القطب الكهربائي أو استبداله.
    3. اضغط على زر أوسيلوغراف للتحقق من الضوضاء الأساسية دون تحفيز الضوء.
      ملاحظة: انتبه لحماية أقطاب تسجيل ERG-Jet الهشة. ضجيج خط الأساس في PERG عادة ما يكون أصغر من ذلك في FVEP في الماعز.
    4. بدء تسجيل PERG من كلتا العينين في وقت واحد على الترددات المكانية من 0.1، 0.3، 1.0، 3.0، و 12.6 دورات / درجة على التوالي. لكل تردد مكاني، يتم متوسط 64 أثرا لتسفر عن قراءة واحدة.
    5. وأخيرا، قم بإيقاف تشغيل الشاشة لتسجيل PERG بدون التحفيز البصري كتحكم سلبي.
      ملاحظة: عادة ما تكون إشارات PERG مستقرة ولا تحتاج إلى تكرار.
    6. إزالة المسمار الجمجمة الأمامية وإيقاظ الماعز عن طريق حقن Idzoxan (1.5 ملغ / كغ), وهو خصم xylazine.
    7. بعد التخدير العام، عالج الماعز بالجنتاميسين (4 ملغم/كغ IM) والصوديوم ceftiofur (2 ملغم/كجم IM) لمنع العدوى.
  3. قياس PERG والتحليل الكمي
    1. تعيين مرشح ممر النطاق لتتراوح من 1 إلى 75 هرتز. ل3.0 CPD PERG، يتم تعيين مرشح ممر باندباس ليكون من 1 إلى 50 هرتز لتسهيل التتبع دون التأثير على اتساعه.
    2. وكما هو مبين في الشكل 1C، فإن أول قمم موجبة وسلبية في الشكل الموجي تسمى P1 (عادة حوالي 25 مللي ثانية) وN1 (عادة حوالي 55 مللي ثانية). يتم قياس سعة PERG من N1 إلى P1.
    3. في حالة الإصابة أحادية العين، نستخدم المقارنة بين العينين للسعة والوقت الضمني للمساعدة في تقليل التباين بين الفواصل وتقليل الحساسية17.

4. PERG في ريسوس المكاك

ملاحظة: من غير الواضح ما إذا كان هناك حديث متقاطع بين العينين لإشارة PERG في المكاك ريسوس ، لذلك يتم تسجيل استجابات PERG من كلتا العينين بشكل منفصل.

  1. إعداد الامتحان
    1. تخدير القرد مع ايزوفلوران (1.5٪-2٪) بعد حقن Zoletil50 (4-8 ملغ / كجم IM، tiletamine / zolazepam) والتنبيب القصبي.
    2. ضع قطبا كهربائيا أرضيا معقما تحت الجلد على العظم الأمامي. أدخل قطبا كهربائيا مرجعيا معقما للإبرة تحت الجلد، على بعد سم واحد خلف الكانثوس الجانبي على نفس الجانب.
    3. ضع قطب تسجيل ERG-Jet المطهر على القرنية المركزية بعد التطبيق الموضعي للتمزق الاصطناعي.
      ملاحظة: ضبط موقف القطب القرنية، إذا لم يكن في وسط سطح القرنية.
    4. استخدام لاصقة الشريط الأسود مبهمة لتصحيح عين واحدة.
    5. ضع شاشة (47.6 × 26.8 سم) على مسافة مشاهدة 50 سم.
    6. تأكد من ضبط الشاشة لتكون موازية للطائرة تلميذ. محاذاة مركز الشاشة إلى مستوى التلميذ.
    7. تأكد من عكس لوحة الداما بالأبيض والأسود بتردد 2.4 هرتز، ونسبة العرض إلى الارتفاع هي 4:3، والتي يتم تعيينها بواسطة إعدادات المعدات.
    8. تأكد من أن التباين بين المدققين الأبيض والأسود هو 96٪، ويبقى متوسط الإنارة 200 cd/m2، والذي يتم فحصه بواسطة مقياس الإنارة.
  2. تسجيل PERG
    1. قم بتعتيم الضوء المحيط وتحقق من مقاومة ملامسة الأقطاب الكهربائية والأنسجة.
    2. تأكد من أن المقاومة أقل من 10 كيلو أوم. إذا لم يكن الأمر كذلك، أعد توصيل القطب الكهربائي أو استبداله.
    3. تحقق من الضوضاء الأساسية دون تحفيز الضوء.
    4. تصحيح عين واحدة وبدء تسجيل PERG من العين الأخرى في الترددات المكانية من 0.1، 0.3، 1.0، 3.0، و 12.6 دورات / درجة على التوالي.
    5. كرر الخطوات 4.2.1-4.2.4 للعين الكونترالاتال.
    6. وقف العرض isoflurane لإيقاظ القرد.
    7. بعد التخدير العام، علاج القرد مع جنتاميسين (4mg/kg IM) والصوديوم ceftiofur (2 ملغ / كجم IM) لمنع العدوى.
  3. قياس PERG والتحليل الكمي
    1. وكما هو مبين في الشكل 1D، فإن أول قمم موجبة وسلبية في الشكل الموجي تسمى P1 (عادة حوالي 40 مللي ثانية) وN1 (عادة حوالي 85 مللي ثانية). يتم قياس سعة PERG من N1 إلى P1.
    2. في حالة الإصابة أحادية العين، نستخدم المقارنة بين العينين من السعة والوقت الضمني للمساعدة في الحد من الاختلاف بين الطمث وزيادة الحساسية17.

5. أكتوبر في الماعز

  1. إعداد الحيوان
    1. تخدير الماعز باستخدام xylazine (3mg/kg، IM)، ومن ثم intubate.
    2. توسيع التلميذ عن طريق الإدارة الموضعية لقطرات العين الندرية مع تروبيكاميد (5٪) وفينيليفرين (5٪).
    3. استخدام منظار الجفن لفضح تماما التلميذ.
    4. ضع رأس الماعز على بقية الذقن.
      ملاحظة: على الرغم من عدم إجراء تخدير الغاز، إلا أنه يتم تبخين الماعز بانتظام لحماية مجرى الهواء من الضغط عليه بواسطة بقية الذقن.
  2. تصوير أكتوبر
    ملاحظة: يتم إجراء التصوير OCT الشبكية باستخدام نظام أكتوبر في الطول الموجي من 870 نانومتر في هذه الدراسة. الدقة المحورية البصرية للماسح الضوئي OCT هو 12 ميكرومتر. يستخدم وضع المسح الدائري لمسح رأس العصب البصري (ONH) باستخدام وضع عالي الدقة. يتم متوسط 100 إطار لتحسين جودة الصورة. دليل التدريب المفصل متاح على الإنترنت (انظر جدول المواد).
    1. المسح الأولي ل OCT (اختبار الأساس)
      1. انقر على زر البدء لإدخال واجهة الكشف. انتظر حتى ينتهي الجهاز من التحميل، ثم اضغط على الزر "ابدأ" الأصفر لبدء التصوير.
      2. محاذاة الماعز مع كاميرا الأشعة تحت الحمراء إلى مركز ONH في صورة ليزر المسح الضوئي confocal (cSLO) صورة عن طريق تعديل موقف رأسه.
      3. اضبط عصا التحكم لإلقاء الضوء بالتساوي على صورة الأشعة تحت الحمراء بأكملها لتحسين جودة الصورة.
      4. حرك عصا التحكم للأمام حتى تظهر صورة OCT مستقيمة للشبكية على الشاشة المستقيمة.
      5. تعديل عصا التحكم أن يكون لها صورة أكتوبر الشبكية كثيفة أفقيا ووضعها أفقيا.
      6. اضغط على الزر الموجود على عصا التحكم لالتقاط الصورة تلقائيا مع الاستمرار على عصا التحكم للحفاظ على جودة الصورة على شاشة الصورة المباشرة حتى يتم إكمال عملية الحصول على الصورة. ثم اضغط Acquire.
      7. أيقظ الماعز عن طريق حقن Idzoxan (1.5 ملغ / كجم) ، وهو خصم xylazine.
        ملاحظة: يساعد توسيط ONH في امتحان الأساس على محاذاة مسح خط الأساس والمتابعة وفقا لتجربتنا.
    2. متابعة المسح الضوئي أكتوبر
      1. حدد صورة أولية عالية الجودة في OCT؛ انقر بزر الماوس الأيمن وحدد تعيين مرجع.
      2. بدء التصوير أكتوبر كما ذكر أعلاه.
      3. اضغط على زر المتابعة للسماح بالتوافق التلقائي للمسح الضوئي الحالي مع المسح الضوئي المرجعي.
      4. مرة واحدة مطابقة (حلقة المسح الدائري يتحول الأخضر)، اضغط على الزر على عصا التحكم لتنشيط التلقائي تتبع في الوقت الحقيقي.
      5. أيقظ الماعز عن طريق حقن Idzoxan (1.5 ملغم / كجم ) ، وهو خصم xylazine.
        ملاحظة: لتسهيل عملية المطابقة، (1) تحريك ONH في النافذة المباشرة عن طريق تحويل الرأس وفقا لذلك أو (2) تدوير ONH في النافذة المباشرة عن طريق إمالة الرأس لجعل صورة cSLO الحالية تبدو أكثر تشابها مع صورة الأساس. هذا الدهليزولو العين منعكس يعمل بشكل جيد تحت التخدير xylazine19.
  3. قياس أكتوبر
    1. انقر على زر القياس لإدخال نافذة القياس.
    2. اختر أداة ممحاة ومسح خط RNFL، الذي يتم تصنيفه تلقائيا من قبل البرنامج.
    3. اختر أداة رسم الخط لتحديد الحدود بين IPL و INL يدويا (الشكل 2).
      ملاحظة: سمك دول مجلس التعاون الخليجي في ست مناطق peripapillary (T، TS، TI، N، NS، NI) ومتوسط سمك دول مجلس التعاون الخليجي حول ONH (G) يمكن قراءتها على الشاشة (الشكل 2). يمكن استخدام اختبار الطالب أو ANOVA أحادي الاتجاه أو ANOVA ثنائي الاتجاه لتحديد بيانات OCT في حالة التوزيع العادي.

6. أكتوبر في المكاك ريسوس

  1. إجراء تصوير أكتوبر الشبكية في المكاك ريسوس باستخدام نفس المعدات والإجراءات كما فعلت في حالة الماعز.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

ويبين الشكل 1A النتائج التمثيلية ل FVEP في الماعز. على الرغم من أن الأشكال الموجية في نفس شدة الفلاش لها تشابه نسبي ، إلا أننا لا نزال نوصي بفحص الأشكال الموجية مرتين. الموجات الكهرومغناطيسية التي تولدها الأجهزة الإلكترونية سوف تتداخل مع الإشارات الكهربائية التي تم جمعها، مما يؤدي إلى ارتفاع الضوضاء خط الأساس وضعف تكرار شكل الموجة. ولذلك، يوصى بضمان عدم وجود أجهزة إلكترونية زائدة عن الحاجة موصولة بالبيئة المحيطة أثناء الفحص الكهربي لتجنب هذا التداخل، ويوصى بتكرار قياسين على الأقل لتحديد استقرار النتائج التجريبية وتكرارها. عند ترقيع كلتا العينين ، فإن الأشكال الموجية مسطحة تماما على كلتا العينين ، مما يدل على أن الأشكال الموجية تولد بالتأكيد من حافز الفلاش لدينا. ويبين الشكل 1B النتائج التمثيلية ل PERG في الماعز. نظرا لاستقرارها وإشارتها العالية ، نحصل على شكل موجي موثوق به فقط عن طريق قياس مرة واحدة في كل تردد مكاني. مع زيادة التردد المكاني ، سيتجاوز حجم لوحة الداما تدريجيا التعرف على عيون الماعز. حتى نتمكن من رؤية أنه في 12.7 cpd ، انخفض شكل الموجة PVEP كثيرا. مماثلة لFVEP، يختفي الموجي عندما نغلق الشاشة. ويبين الشكل 1C النتائج التمثيلية ل PVEP في المكاك ريسوس. نكرر القياس مرتين في كل تردد مكاني. ومع زيادة التردد المكاني، ستنخفض السعة. ويرجع ذلك إلى حقيقة أن التردد المكاني يتجاوز إدراك العين. يظهر الشكل 1D النتائج التمثيلية ل PERG في المكاك ريسوس. والسبب في انخفاض السعة مع التردد المكاني هو نفسه كما هو موضح أعلاه. عند تحليل هذه البيانات، يمكنك اختيار تحليل السعة بين القمم وأحواض أو زمن زمن الوصول من القمم أو أحواض مثل الإحصاءات.

ويبين الشكل 2 النتائج التمثيلية ل OCT في الماعز. تظهر الصورة الواقعة في أقصى اليسار صورة فوتوغرافية التقطتها كاميرا الأشعة تحت الحمراء. بإحكام إلى اليمين هو مخطط تخطيطي للشبكية، مما يدل على سمك الشاملة للشبكية حول ONH وسماكة كل طبقة. كما هو مبين في الصورة، يمكننا أن نرى بوضوح أن الماعز لديها أوعية دموية أكبر في شبكية العين من القرود. الأقراص الخضراء في أقصى اليمين هي تحليل كمي لسمك دول مجلس التعاون الخليجي حول ONH. G لتقف على العام، T لتقف على الجانب الزمني، N تقف على الجانب الأنفي، S تقف على متفوقة، وأنا تقف على أدنى. يمثل الخط الأسود قيمة قياس سمك دول مجلس التعاون الخليجي في الميكرومتر، والأخضر هو قيمة القياس المرجعي السريري للإنسان، وليس كمرجع لهذه التجربة.

Figure 1
الشكل 1: الأشكال الموجية الكهربية التمثيلية في الماعز والمكاك الريسوس. (أ) أشكال موجة FVEP التمثيلية بكثافات ضوء مختلفة عن الماعز الفردي داخل نفس الدورة المخدرة. (B, D) تمثيل PERG الموجي في ترددات مكانية مختلفة من الماعز الفردية (B) أو المكاك ريسوس (D) داخل نفس الدورة مخدر. (ج) أشكال موجة PVEP تمثيلية بترددات مكانية مختلفة عن المكاك الريسوس الفردي داخل نفس الدورة المخدرة. يتم ذكر الوقت الضمني النموذجي لكل شكل موجي في قسم البروتوكول. n = موضوع واحد لكل اختبار. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 2
الشكل 2: نتائج تشرين الأول/أكتوبر. صور تمثيلية شبكية أكتوبر حول رأس العصب البصري (لوحة يسرى) وسماكة دول مجلس التعاون الخليجي في مناطق peripapillary مختلفة (لوحة الحق) في الماعز (A) والمكاك ريسوس (B). n = موضوع واحد لكل اختبار. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

في هذه الدراسة، نقدم بروتوكول VEP، PERG، وأكتوبر في الماعز والمكاك ريسوس. يمكن تطبيق هذه في أساليب الجسم الحي في نماذج حيوانية كبيرة من الاعتلالات العصبية البصرية المختلفة، مثل الزرق، الإقفاري، أو اعتلال الأعصاب البصرية الرضية والتهاب العصب البصري9.

PVEP هو أكثر استقرارا وحساسية من FVEP17; ومع ذلك، فإنه لا يمكن أن يكون أثار في goat9. على هذا النحو، يتم تنفيذ FVEP في الماعز ويتم تنفيذ PVEP في المكاك ريسوس في مختبرنا لتقييم سلامة المسار الشبكية- geniculo-القشرية. الآلية الكامنة وراء الملاحظة التي PERG، ولكن ليس PVEP، يمكن أن يسبب في الماعز لا يزال غير واضح وفقا لمعرفتنا. فمن الممكن أن وظيفة العصب البصري وهيكل من الماعز قد تكون مختلفة عن الإنسان.

نظرا لأن اتساع FVEP قد يتأثر بحجم pupillary والضوء المحيط ، فإننا نوسع التلميذ ونوضع بطانية سوداء على رأس الماعز أثناء تسجيل FVEP. وينبغي ملاحظة أن تمدد البؤبؤ ليست هناك حاجة لFVEP في العيادات17. وبالمثل ، على الرغم من أن التكيف المظلم ليس ضروريا لتسجيل FVEP في العيادات ، وجدنا أن التكيف لمدة 5 دقائق مع الضوء المحيط قبل تسجيل FVEP قد يزيد من تكرار السعة داخل فترة فترة الطمث.

ويعتقد أن إشارة PERG نشأت من RGCs وبالتالي يمكن استخدام اتساعها لتقدير وظيفة RGCs13,20. بالمقارنة مع بعض مكونات فلاش ERG الخاصة، مثل استجابة عتبة سكوتوب (STR) والاستجابة السلبية الضوئية (PhNR)، PERG هو أكثر حساسية لخلل RGC13. القيود المحتملة لاختبار PERG في هذه الدراسة هي على النحو التالي. أولا، توصي ISCEV باستخدام محفز CRT الكلاسيكي (أنبوب أشعة الكاثود) لتسجيل PERG للحفاظ على متوسط الإنارة ثابتا. ومع ذلك، فإن محفز CRT الكلاسيكي أقل توفرا من شاشة الكريستال السائل (LCD). على الرغم من أن شاشة LCD عادة ما تقدم تغييرات إنارة عابرة أثناء انعكاس النمط ، مما قد يسبب قطعة أثرية مضيئة17 ، إلا أنها لم تساهم في سعة PERG في الماعز وفقا لما توصلنا إليه سابقا: عادة ما تكون سعة PERG عند التردد المكاني 12.6 cpd مهملة مقارنة بتلك الموجودة على الترددات المكانية المنخفضة9 . قيد آخر هو أننا لم نصحح الخطأ الانكساري قبل اختبار PERG من أجل البساطة. وللتعليم عن هذا القيد، ينبغي تسجيل سعة خط الأساس PERG كمرجع.

وقد قامت دراستنا السابقة بتقييم وتحسين التباين داخل الدورة وبين الدورات من VEP و PERG9. وجدنا أنه بالمقارنة مع xylazine، isoflurane أدى إلى FVEP أكثر تكرارا ولكن أكثر متغير PERG الموجي في goats9. لذلك، استخدمنا isoflurane في اختبار FVEP وxylazine في PERG واختبار أكتوبر في الماعز. بالإضافة إلى ذلك، بالمقارنة مع PERG، تسجيل VEP يحتمل أن يكون أكثر متغير. على هذا النحو، نكرر بانتظام تسجيل VEP في كل كثافة الضوء أو التردد المكاني للتحقق من الاختلاف داخل فترة الضم. على النقيض من ذلك ، فإن أشكال الموجات PERG أكثر استقرارا. لذلك، نحن عموما لا نكرر تسجيل PERG. على الرغم من أن التسجيل المتكرر في يوم مختلف حول نفس الموضوع ينصح به بشكل عام ، إلا أننا لا نكرر بانتظام تسجيل VEP أو PERG في نفس الموضوع في يوم مختلف من أجل البساطة وأخلاقيات الحيوان. ومع ذلك، فإن تسجيلات FVEP و PERG دون تكرار بين الدورات حساسة بما يكفي للكشف عن إصابة العصب البصري وفقا لدراسة سابقة لدينا9.

تصوير أكتوبر الشبكية هو تقنية مريحة وموثوقة وغير الغازية لرصد طوليا وقياس التغيرات الديناميكية في بنية الشبكية. بالمقارنة مع PERG و VEP ، فإن التصوير OCT لديه تكرار أفضل بكثير بين الواجبات9. وعلاوة على ذلك، يمكن التصوير أكتوبر التقاط وقياس جميع الألياف العصبية البصرية في غضون دقائق دون خطأ أخذ العينات، وتوفير فرصة أرخص بكثير وفعالة لفحص بنية الشبكية من التحليل النسيجي التقليدي. ومع ذلك ، فإن الدقة المكانية للتصوير الحالي OCT لا تزال محدودة للغاية لإخبار RGC soma الفردية أو الألياف العصبية البصرية. بالإضافة إلى ذلك، ينبغي ملاحظة أن مجلس التعاون الخليجي الأكثر سمكا الذي يقاس ب OCT لا يعني بالضرورة شبكية عين داخلية أكثر سلامة لأن سماكة دول مجلس التعاون الخليجي قد تكون ناجمة عن وذمة شبكية العين أو نزيف.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

ولا يوجد لدى أصحاب البلاغ أي تضارب في المصالح للكشف عنه.

Acknowledgments

تم تمويل هذه الدراسة من المنح التالية: البرنامج الوطني للبحث والتطوير الرئيسي في الصين (2021YFA1101200)؛ برنامج البحث والتطوير الوطني في الصين (2021YFA1101200)؛ برنامج البحث والتطوير الوطني (2021YFA1101200)؛ برنامج البحث والتطوير الوطني (2021YFA101200)؛ برنامج البحث والتطوير الوطني (2021Y مشروع البحوث الطبية في ونتشو (Y20170188)، البرنامج الوطني للبحث والتطوير الرئيسي في الصين (2016YFC1101200)؛ المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (81770926؛81800842)؛ برنامج البحث والتطوير الرئيسي لمقاطعة تشجيانغ (2018C03G2090634)؛ وبرنامج البحث والتطوير الرئيسي لمستشفى ونتشو للعيون (YNZD1201902). ولم يكن للراعي أو لمنظمة التمويل أي دور في تصميم أو إجراء هذا البحث.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
47.6 x 26.8 cm monitors DELL Inc. E2216HV The visual stimuli of contrast-reversal black-white checkerboards were displayed on screens
6.0 mm tracheal tube Henan Tuoren Medical Device Co., Ltd PVC 6.0 ensure the airway
alligator clip
atropine Guangdong Jieyang Longyang Animal pharmaceutical Co.,Ltd. reduce bronchial secretion and protect heart from vagal nerve activation
Carbomer Eye Gel Fabrik GmbH Subsidiary of Bausch & Lomb moisten the cornea and stabilize the recording electrodes
ERG-Jet recording electrodes Roland Consult Stasche&Finger GmbH 2300 La Chaux-De-Fonds ERG recording
eye speculum Shanghai Jinzhong Medical Device Co., Ltd ZYD020 open palpebral fissure
Heidelberg Spectralis OCT system Heidelberg Engineering OCT system
Imaging (https://www.heidelbergengineering.com/media/e-learning/Totara-US/files/pdf-tutorials/2238-003_Spectralis-Training-Guide.pdf)
isoflurane RWD Life Science Co., Ltd R510-22 isoflurane anesthesia
male Saanen goats Caimu Livestock Company, country (Hangzhou, China) The male Saanen goats, aged from 4 to 6 months with weight of 19–23 kg
needle electrode Roland Consult Stasche&Finger GmbH U51-426-G-D use for FVEP ground electrode and PERG reference electrodes
periphery venous catheter intravenously BD shanghai Medical Device Co., Ltd 383019 intravenous access for atropine and propofol
propofol Xian Lipont Enterprise Union Management Co.,Ltd. induce Isoflurane anesthesia in goat
Tropicamide Phenylephrine Eye Drops SANTEN OY, Japan 5% tropicamide and 5% phenylephrine hydrochloride
visual electrophysiology device Gotec Co., Ltd GT-2008V-III use for FVEP & PERG
xylazine Huamu Animal Health Products Co., Ltd. xylazine anesthesia: intramuscular injection of xylazine 3mg/kg
zoletil50 Virbac induce Isoflurane anesthesia in monkey

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Benowitz, L., Yin, Y. Rewiring the injured CNS: lessons from the optic nerve. Experimental Neurology. 209 (2), 389-398 (2008).
  2. Park, K. K., et al. Promoting axon regeneration in the adult CNS by modulation of the PTEN/mTOR pathway. Science. 322 (5903), 963-966 (2008).
  3. Duan, X., et al. Subtype-specific regeneration of retinal ganglion cells following axotomy: effects of osteopontin and mTOR signaling. Neuron. 85 (6), 1244-1256 (2015).
  4. Bei, F., et al. Restoration of visual function by enhancing conduction in regenerated axons. Cell. 164 (1-2), 219-232 (2016).
  5. He, Z., Jin, Y. Intrinsic control of axon regeneration. Neuron. 90 (3), 437-451 (2016).
  6. Yang, S. -G., et al. Strategies to promote long-distance optic nerve regeneration. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, 119 (2020).
  7. Foroozan, R. New treatments for nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy. Neurologic Clinics. 35 (1), 1-15 (2017).
  8. Singman, E. L., et al. Indirect traumatic optic neuropathy. Military Medical Research. 3, 2 (2016).
  9. Zhang, Y., et al. In vivo evaluation of retinal ganglion cells and optic nerve's integrity in large animals by multi-modality analysis. Experimental Eye Research. 197, 108117 (2020).
  10. Tolbert, W. D., et al. From Rhesus macaque to human: structural evolutionary pathways for immunoglobulin G subclasses. mAbs. 11 (4), 709-724 (2019).
  11. Preuss, T., et al. Specializations of the human visual system: the monkey model meets human reality. , CRC Press. Boca Raton, FL. 231-259 (2004).
  12. Friedli, L., et al. Pronounced species divergence in corticospinal tract reorganization and functional recovery after lateralized spinal cord injury favors primates. Science Translational Medicine. 7 (302), (2015).
  13. Porciatti, V. Electrophysiological assessment of retinal ganglion cell function. Experimental Eye Research. 141, 164-170 (2015).
  14. Smith, C. A., Vianna, J. R., Chauhan, B. C. Assessing retinal ganglion cell damage. Eye. 31 (2), 209-217 (2017).
  15. Schuman, J. S., et al. Optical coherence tomography and histologic measurements of nerve fiber layer thickness in normal and glaucomatous monkey eyes. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 48 (8), 3645-3654 (2007).
  16. You, Y., et al. Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis. Documenta Ophthalmologica. 123 (2), 109-119 (2011).
  17. Odom, J. V., et al. ISCEV standard for clinical visual evoked potentials: (2016 update). Documenta Ophthalmologica. 133 (1), 1-9 (2016).
  18. Zhang, J., et al. Silicone oil-induced ocular hypertension and glaucomatous neurodegeneration in mouse. eLife. 8, 45881 (2019).
  19. Seidman, S. H., Telford, L., Paige, G. D. Vertical, horizontal, and torsional eye movement responses to head roll in the squirrel monkey. Experimental Brain Research. 104 (2), 218-226 (1995).
  20. Porciatti, V. The mouse pattern electroretinogram. Documenta Ophthalmologica. 115 (3), 145-153 (2007).

Tags

علم الأعصاب، العدد 180،
<em>في فيفو</em> طرق لتقييم خلية العقدة الشبكية ووظيفة العصب البصري وهيكل في الحيوانات الكبيرة
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Ye, Q., Yu, Z., Xia, T., Lu, S.,… More

Ye, Q., Yu, Z., Xia, T., Lu, S., Sun, J., Li, M., Xia, Y., Zhang, S., Wu, W., Zhang, Y. In Vivo Methods to Assess Retinal Ganglion Cell and Optic Nerve Function and Structure in Large Animals. J. Vis. Exp. (180), e62879, doi:10.3791/62879 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter