Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

في فيفو التحكم البصري الوراثي اللاسلكي للسلوك الحركي الماهر

Published: November 22, 2021 doi: 10.3791/63082
Automatic Translation
1, 2, 1, 3, 4, 1
1Institute of Cellular Physiology, National University of Mexico, 2Department of Neurosurgery, Stanford University, 3Facultad de Psicologia, National University of Mexico, 4Brain Mechanisms for Behaviour Unit, Okinawa Institute of Science and Technology Graduate University

Summary

يصف البروتوكول الحالي كيفية استخدام علم البصريات اللاسلكي جنبا إلى جنب مع تصوير الفيديو عالي السرعة في مهمة واحدة للوصول إلى الإمساك لتوصيف الدوائر العصبية المشاركة في أداء السلوك الحركي الماهر في الفئران التي تتحرك بحرية.

Abstract

المهارات الحركية الدقيقة ضرورية في الحياة اليومية ويمكن أن تتعرض للخطر في العديد من اضطرابات الجهاز العصبي. يتطلب اكتساب هذه المهام وأدائها تكاملا حسيا حركيا وينطوي على تحكم دقيق في دوائر الدماغ الثنائية. سيؤدي تنفيذ النماذج السلوكية أحادية اليد في النماذج الحيوانية إلى تحسين فهم مساهمة هياكل الدماغ ، مثل المخطط ، في السلوك الحركي المعقد لأنه يسمح بالتلاعب وتسجيل النشاط العصبي لنوى معينة في ظروف التحكم والمرض أثناء أداء المهمة.

منذ إنشائه ، كان علم البصريات الوراثي أداة مهيمنة لاستجواب الدماغ من خلال تمكين التنشيط أو تثبيط الانتقائية والمستهدفة للسكان العصبيين. إن الجمع بين علم البصريات الوراثي والاختبارات السلوكية يلقي الضوء على الآليات الأساسية لوظائف الدماغ المحددة. تسمح الأنظمة اللاسلكية المثبتة على الرأس مع الثنائيات المصغرة الباعثة للضوء (LEDs) بالتحكم البصري الوراثي عن بعد في يتحرك بحرية تماما. هذا يتجنب قيود النظام السلكي كونه أقل تقييدا لسلوك الحيوانات دون المساس بكفاءة انبعاثات الضوء. يجمع البروتوكول الحالي بين نهج علم البصريات اللاسلكي وتصوير الفيديو عالي السرعة في مهمة براعة أحادية يدوية لتشريح مساهمة مجموعات عصبية محددة في السلوك الحركي الدقيق.

Introduction

السلوك الحركي الماهر موجود خلال معظم الحركات التي نقوم بها ، ومن المعروف أنه يتأثر في العديد من اضطرابات الدماغ1،2،3،4،5،6. يعد تنفيذ المهام التي تسمح بدراسة تطوير الحركات الماهرة وتعلمها وأدائها أمرا بالغ الأهمية لفهم الأسس العصبية البيولوجية للوظيفة الحركية ، خاصة في نماذج إصابات الدماغ والاضطرابات العصبية التنكسية والنمو العصبي 2,7,8,9,10,11,12,13 . يتم الوصول إلى الأشياء واسترجاعها بشكل روتيني في إجراءات الحياة اليومية ، وهي واحدة من أوائل المهارات الحركية المكتسبة خلال التطوير المبكر ثم يتم صقلها عبر السنين 5,6. وهو يتألف من سلوك معقد يتطلب عمليات حسية حركية مثل إدراك ميزات الجسم ، وتخطيط الحركة ، واختيار الحركة ، وتنفيذ الحركة ، وتنسيق الجسم ، وتعديل السرعة7،14،15،16. وبالتالي ، تتطلب مهام البراعة العالية أحادية اليد مشاركة العديد من هياكل الدماغ في نصفي الكرة الأرضية16،17،18،19،20،21،22. في الفئران ، تتميز مهمة الوصول إلى الإمساك بالكريات المفردة لعدة مراحل يمكن التحكم فيها وتحليلها بشكل منفصل7،13،23. تسمح هذه الميزة بدراسة مساهمة مجموعات فرعية عصبية محددة في مراحل مختلفة من اكتساب وأداء السلوك وتوفر منصة للدراسات التفصيلية للأنظمة الحركية13،23،24. تحدث الحركة في بضع ثوان. وبالتالي ، ينبغي استخدام تصوير الفيديو عالي السرعة للتحليل الحركي في مراحل متميزة من المسار الحركي الماهر 7,25. يمكن استخراج العديد من المعلمات من مقاطع الفيديو ، بما في ذلك وضع الجسم والمسار والسرعة ونوع الأخطاء25. يمكن استخدام التحليل الحركي للكشف عن التغيرات الطفيفة أثناء التلاعب البصري الوراثي اللاسلكي 7,23.

إن استخدام الثنائيات المصغرة الباعثة للضوء (LEDs) لتوصيل الضوء عبر نظام لاسلكي مثبت على الرأس يجعل من الممكن التحكم البصري الوراثي عن بعد أثناء أداء الحيوان للمهمة. تقبل وحدة التحكم البصرية الجينية اللاسلكية أوامر الزناد أحادية النبضة أو المستمرة من محفز وترسل إشارات الأشعة تحت الحمراء (IR) إلى جهاز استقبال متصل ب LED المصغر23,26. يجمع البروتوكول الحالي بين هذا النهج اللاسلكي البصري الوراثي مع تصوير الفيديو عالي السرعة لمهمة براعة لتشريح دور مجموعات عصبية محددة أثناء أداء السلوك الحركي الدقيق23. نظرا لأنها مهمة أحادية اليد ، فإنها تسمح بتقييم مشاركة الهياكل في نصفي الكرة الأرضية. تقليديا ، يتحكم الدماغ في حركة الجسم بطريقة غير متماثلة للغاية. ومع ذلك ، تتطلب المهام عالية البراعة تنسيقا دقيقا وتحكما من العديد من هياكل الدماغ ، بما في ذلك النوى الجانبية والمساهمة التفاضلية للسكان الفرعيين العصبيين داخل النوى10،20،21،22،23. يوضح هذا البروتوكول أن الهياكل تحت القشرية من نصفي الكرة الأرضية تتحكم في مسار الطرف الأمامي23. يمكن أن يكون هذا النموذج مناسبا لدراسة مناطق الدماغ الأخرى ونماذج أمراض الدماغ.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

أجريت الإجراءات التي تنطوي على استخدام الحيوانات وفقا للمبادئ التوجيهية المحلية والوطنية ووافقت عليها اللجنة المؤسسية المقابلة لرعاية الحيوانات واستخدامها (معهد علم وظائف الأعضاء الخلوية بروتوكول IACUC VLH151-19). تم استخدام الفئران الذكور المعدلة وراثيا Drd1-Cre27 ، 35-40 يوما بعد الولادة مع خلفية C57BL / 6 في البروتوكول الحالي. تم الاحتفاظ بالفئران في ظل الظروف التالية: درجة الحرارة 22±1 درجة مئوية. الرطوبة 55 ٪. جدول الإضاءة 12/12 ساعة مع إطفاء الأنوار في الساعة 7 مساء وتم فطامها في يوم ما بعد الولادة 21. تم إيواء الجراء المفطومة في مجموعات من نفس الجنس من 2-5. تم إيواء الحيوانات في مساكن ثابتة مع قمم الحواجز الصغيرة. يتكون الفراش من نجارة الحور الرجراج المعقمة. تم توفير كريات القوارض والمياه النقية RO بشكل مخصص ، إلا عند الإشارة إليها.

1. العمليات الجراحية

  1. قم بإعداد قنية LED بالطول المطلوب وفقا للإحداثيات الظهرية البطنية للهيكل محل الاهتمام (من الناحية المثالية 0.5 مم أطول لحساب سمك الجمجمة ، للمخطط الظهري الجانبي 3.5 مم) (الشكل 1).
    1. قم بقطع الألياف الزجاجية إلى طول أطول من الحجم النهائي المطلوب ، وطحن طرف الألياف إلى الطول المستهدف بورق صنفرة خشن ، وأخيرا ، قم بتلميع طرف الألياف بورق صنفرة ناعم.
      ملاحظة: قنية LED عبارة عن ألياف بصرية زجاجية قطرها 250 ميكرومتر متصلة بجهاز استقبال الأشعة تحت الحمراء (انظر جدول المواد).
  2. اسحب الماصات الزجاجية (قطرها الخارجي 1.14 مم وقطرها الداخلي 0.53 مم وطولها 3.5 مم) للحاقن النانوي باستخدام مجتذب أفقي (انظر جدول المواد) وتخزينها لوقت لاحق. قم ببرمجة المجتذب في حلقة واحدة للحصول على قطر طرف 15-20 ميكرومتر مع مستدق منحدر تدريجي طويل (4-5 مم).
  3. قم بإعداد منطقة الجراحة عن طريق التطهير الدقيق للجهاز المجسم، وغطاء المحرك، والحاقن الصغير (انظر جدول المواد)، والأسطح المحيطة بالإيثانول بنسبة 70٪.
    ملاحظة: يعد جهاز التاكسي المجسمة للفأر ضروريا لحقن فيروس أدينو المرتبط (AAVs) بدقة ووضع قنية LED في المنطقة محل الاهتمام.
  4. ارتد معدات الحماية الشخصية المناسبة لهذا الإجراء ، بما في ذلك معطف المختبر النظيف أو الثوب الجراحي الذي يمكن التخلص منه ، والقفازات المعقمة ، وقناع الوجه ، وغطاء الرأس القابل للتصرف.
  5. ضع المعدات اللازمة بالقرب من منطقة الجراحة ، مثل الأدوات الجراحية المعقمة ، ونصائح القطن ، والمحاليل ، والماصة الدقيقة ، ونصائح الماصة ، والشعيرات الدموية ، والملء الدقيق بالزيوت المعدنية ، والعلامة.
  6. املأ ماصة للحقن المجهري بالزيوت المعدنية وضعها في الحاقن الصغير. تأكد من أن الحاقن الصغير يعمل بشكل صحيح عن طريق إخراج بعض الزيوت المعدنية.
    ملاحظة: يجب أن تكون جميع الأدوات المستخدمة أثناء الجراحة معقمة ومعقمة. يجب استخدام تقنية التعقيم.
  7. تخدير الحيوانات مع الايزوفلوران الغازي 4-5 ٪ للحث على التخدير و 1.2 ٪ طوال الجراحة مع 0.5-1 لتر / دقيقة من الأكسجين النقي. تبدأ الجراحة فقط بعد أن يصل الحيوان إلى نقطة تخدير عميق ، يتم تقييمها من خلال عدم وجود انسحاب مخلب بعد قرصة طفيفة.
    1. مراقبة مستمرة لمعدل التنفس ودرجة حرارة الحيوان. حافظ على درجة حرارة الجسم بواسطة وسادة تدفئة مثبتة على 34 درجة مئوية.
  8. تطبيق مرهم العيون. إزالة الشعر من فروة الرأس مع أداة تشذيب وكريم إزالة الشعر. امسح فروة الرأس بمسحات قطنية تحتوي على 8٪ من البوفيدون واليود (انظر جدول المواد) و 70٪ من الإيثانول بالتناوب ثلاث مرات لكل منهما.
  9. ضع الماوس في الجهاز المجسمة وقم بتأمين الرأس ، مما يضمن تسوية الجمجمة في المحاور المتوسطة الجانبية والأمامية الخلفية.
  10. قم بعمل شق 1 سم باستخدام مشرط عبر فروة الرأس على مستوى العينين على طول المحور السهمي. سحب الجلد لكشف الجمجمة وتنظيف السمحاق بمسحات القطن.
  11. نظف سطح الجمجمة بمحلول ملحي ومسحات قطنية معقمة. حل أي نزيف على السطح باستخدام رماح العين الماصة المعقمة (انظر جدول المواد) أو مواد ماصة معقمة مماثلة.
  12. ضع قطرة من بيروكسيد الهيدروجين بنسبة 2.5٪ باستخدام قطعة قطن واتركها تعمل لبضع ثوان لجعل خيوط الجمجمة مرئية والحصول على مرجع أفضل. بعد بضع ثوان ، نظف جيدا باستخدام قطعة قطن نظيفة.
  13. باستخدام الماصة الزجاجية (قطر الطرف النهائي 15 ميكرومتر) ، حدد موقع bregma و lambda للتحقق من تسوية الجمجمة في المحور الأمامي الخلفي.
    ملاحظة: يوصى باستخدام مجهر مجسمي أو مجهر USB لرؤية طرف الماصة الزجاجية. في حالة الحاجة إلى ذلك ، اضبط ارتفاع حامل الفم لتسوية الجمجمة.
  14. حرك الشعيرات الدموية نحو الإحداثيات الأمامية والخلفية (AP) والإحداثيات الإنسية الجانبية (ML) المحددة (المخطط الظهري الجانبي AP 1.2 مم ، ML 2.28 مم). قم بطلاء نقطة مرجعية في فروة الرأس فوق الإحداثيات المحددة بعلامة معقمة.
  15. في النقطة المرجعية ، قم بإجراء بضع القحف بقطر ~ 1 مم مع تطبيق ضغط لطيف على الجمجمة باستخدام أداة دوارة معقمة أو مثقاب أسنان بسرعة منخفضة إلى متوسطة باستخدام مثقاب أسنان دائري صغير (انظر جدول المواد).
  16. قم بتحميل الشعيرات الدموية ب 300-400 نانولتر من الفيروس المرتبط بالأدينو المعتمد على Cre (AAV) مثل AAV1-dflox-hChR-2-mCherry للتعبير عن Channelrhodopsin أو AAV للتعبير فقط عن البروتين المراسل (على سبيل المثال ، mCherry) كعنصر تحكم في المنطقة ذات الاهتمام (انظر جدول المواد). تحقق من أن الطرف غير مسدود ، ثم أدخل الماصة الزجاجية في الدماغ عند الإحداثيات الظهرية البطنية (DV) المطلوبة (المخطط الظهري الجانبي DV -3.35 مم).
    1. حقن 200 نانولتر باستخدام حاقن أوتوماتيكي بمعدل 23 نانولتر / ثانية. انتظر لمدة 10 دقائق بعد الانتهاء من الحقن ، واسحب الماصة الزجاجية ببطء لتجنب الانسكاب.
      ملاحظة: من الممكن استخدام إبرة 30 جم للحقن بالحاقن الدقيق المناسب.
  17. تنظيف وتجفيف أي بقايا مع مسحات القطن.
  18. قم بتوصيل قنية LED الزجاجية المعقمة بالذراع المجسمة ومعايرة الإحداثيات باستخدام bregma كمرجع. أدخل القنية ببطء شديد (300 ميكرومتر / دقيقة) لتجنب تلف الأنسجة ووضعها على بعد 100 ميكرومتر فوق موقع الحقن.
  19. بمجرد أن تكون قنية LED في مكانها ، أضف قطرة (100 ميكرولتر) من لاصق الأنسجة على حافة بضع القحف.
  20. تحضير خليط أسمنت الأسنان (انظر جدول المواد) باتباع تعليمات الشركة المصنعة لتثبيت الألياف في الجمجمة.
    ملاحظة: باختصار ، استخدم طبقا من البورسلين المبرد للحصول على مزيد من وقت العمل قبل مجموعات الأسمنت. أضف 2 مغرفة من مسحوق الراتنج الشفاف إلى طبق البورسلين ، وأضف 4 قطرات من القاعدة السريعة و 1 قطرة من المحفز ، ثم اخلطها جيدا. يمكن ضبط نسبة المسحوق / السائل إذا كانت هناك حاجة إلى لزوجة أرق أو أكثر سمكا.
  21. باستخدام فرشاة معقمة ، ضع خليط أسمنت الأسنان حول موصل القنية شيئا فشيئا ، وقم ببناء طبقات حتى يتم تغطية الجمجمة ويتم توصيل الموصل بإحكام بالجمجمة ، تاركا المسامير خالية تماما. تجنب الحصول على أسمنت الأسنان على جلد الماوس.
  22. اتركيه جافا تماما.
  23. أغلق الجلد حول الغرسة باستخدام لاصق الأنسجة (انظر جدول المواد).
  24. ضع الماوس في قفص الاسترداد فوق وسادة تسخين عند 33 درجة مئوية. راقب وجود واحدة أو أكثر من علامات الألم / عدم الراحة التالية: 1) منحني أو نقص أو تقليل النشاط الحركي ، 2) الفشل في الاستمالة ينعكس في معطف قذر غير محفوظ ، 3) لعق أو خدش مفرط ، احمرار في موقع الشق ، 4) السلوك العدواني ، 5) فقدان الشهية أو الجفاف ، و 6) عدم تكوين العش.
    ملاحظة: حافظ على الماوس في قفص فردي أثناء جميع الإجراءات لتجنب فصل الزرع. في حالة انفصال القنية ، قم بإجراء القتل الرحيم عن طريق حقن 150 ملغم / كغم من بنتوباربيتال الصوديوم متبوعا بقطع الرأس بعد الوصول إلى التخدير العميق.
  25. حقن الميلوكسيكام تحت الجلد (SC) 1 مغ / كغ مرة واحدة يوميا لمدة ثلاثة أيام بعد الجراحة لتوفير مسكن.
  26. انتظر 7 أيام على الأقل للتعافي التام و 14 يوما للتعبير عن opsin قبل اتخاذ مزيد من الإجراءات.
    ملاحظة: قم بإجراء متابعة ما بعد الجراحة كل 12 ساعة لمدة ثلاثة أيام ، ثم تحقق من الحيوانات كل يوم حتى يوم القتل الرحيم في نهاية التجربة.

2. التدريب على الوصول إلى الفهم

  1. في اليوم 7 بعد الجراحة ، ابدأ بروتوكول الحرمان من الطعام28. وزن الفئران لمدة ثلاثة أيام متتالية لتحديد متوسط وزن جسمها الدائم. بعد ذلك ، قم بجدولة القيود الغذائية بحيث تتلقى الحيوانات ما يكفي من العناصر الغذائية للحفاظ على ما يقرب من 90 ٪ ولا تقل عن 85 ٪ من وزن الجسم.
    ملاحظة: يتم تحقيق ذلك من خلال توفير 2.5-3 غرام من الطعام يوميا. راقب وزن الحيوانات يوميا وسجل للرفاهية العامة مع مراقبة سلوك الحيوانات ومظهرها ، على سبيل المثال ، مظهر المعطف والعينين. استخدم نظام تسجيل حالة الجسم من المرجع29.
  2. خلال فترات ما قبل التدريب والتدريب والاختبار ، قم بتزويد كل فأر ب 20 كريات (20 ملغ من الكريات بنكهة الشوكولاتة الخالية من الغبار) يوميا (انظر جدول المواد) (تؤكل أثناء المهمة أو بعدها) إلى جانب كريات الطعام القياسية.
  3. قبل ثلاثة أيام من التعود ، نثر 0.4 جم / / يوم 20 ملغ من الكريات بنكهة الشوكولاتة الخالية من الغبار في أقفاصها المنزلية ، حتى تتعرف الفئران على الكريات التي تعمل كمكافأة أثناء مهمة الوصول إلى الفهم.
  4. اعتاد الفئران عن طريق وضعها لمدة 10 دقائق في غرفة الاختبار قبل يوم واحد من التدريب المسبق باستخدام الكريات المتناثرة على أرضية الغرفة (الشكل 1A).
  5. اسمح بتناول الطعام يوميا بعد التدريب والاختبار. احتفظ بجدول زمني مماثل كل يوم.
  6. في اليوم الأول من التدريب المسبق ، ضع الفئران في غرفة الوصول إلى الإمساك وراقب من الأمام. ضع الكريات أمام الغرفة بالقرب من الفتحة حتى تبدأ في استهلاك الكريات. في هذه المرحلة ، يسمح للفئران بالاستيلاء على الكريات بأي شكل من الأشكال.
  7. في اليوم الثاني من التدريب المسبق ، ضع الكريات أكثر فأكثر من الفتحة حتى تصل إلى المسافة البادئة (1 سم من الفتحة) حتى تتمكن الفئران من تشكيل حركتها التي تصل إلى الإمساك (الشكل 1C).
  8. تدريب الفئران على الركض إلى الجزء الخلفي من القفص والعودة إلى فتحة القفص لتلقي حبيبات الطعام التالية كاستراتيجية لإضفاء الطابع الفردي على التجارب.
    ملاحظة: يمكن تحقيق ذلك عن طريق الانتظار حتى يكون الماوس في الجزء الخلفي من القفص قبل وضع حبيبة في المسافة البادئة لكل تجربة.
  9. ضع الكريات ليتم الإمساك بها إما بواسطة مخلبها الأيمن أو الأيسر.
    ملاحظة: تبدأ الفئران باستخدام مخلب واحد بشكل تفضيلي للإمساك ، والذي سيتم استخدامه في الأيام التالية من التدريب والاختبار.
  10. تدريب الحيوانات لمدة 6 أيام في جلسات يومية تستمر 20 تجربة أو حتى انقضاء 10 دقائق كحد أقصى. من اليوم الثاني من التدريب ، ضع جهاز الاستقبال الوهمي (الأبعاد 12 × 18 × 7 مم ، 1 جم ، انظر جدول المواد) ، حتى تعتاد الفئران على الوزن أثناء أداء المهمة (الشكل 1B). كل يوم يسجل عدد المحاكمات التي تم ضربها وتفويتها.
  11. سجل السلوك باستخدام كاميرا عادية والتقط 30-60 إطارا / ثانية من الجزء الأمامي من الغرفة. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن للمرء وضع مرآة تحت غرفة التدريب بزاوية 45 درجة لمراقبة وضع الحيوانات (الشكل 1D ، E).
  12. للتحليل الحركي اللاحق (الشكل 2)، قم بتركيب كاميرا عالية السرعة (انظر جدول المواد) بزاوية 45 درجة للتسجيل من جانب القفص. إذا كانت هناك حاجة إلى تحليل 3D ، فضع كاميرا ثانية عالية السرعة للتسجيل بزاوية 35 درجة من مقدمة الغرفة ؛ يجب وضع كلتا الكاميرتين في الجانب الأيمن أو الأيسر من القفص اعتمادا على جانب الحيوانات ويجب التقاطهما بنفس معدل الإطارات ومزامنتهما7 (الشكل 3D ، E).
  13. اضبط الكاميرات عالية السرعة على 100 إطار / ثانية بدقة 376 × 252 بكسل أو أكثر إن أمكن. ضع جدران الستايروفوم البيضاء خلف جانبي ومؤخرة الغرفة لتقليل الخلفية وزيادة التباين (الشكل 1E).
  14. في يوم الاختبار، استبدل الوحدة الوهمية بجهاز استقبال الأشعة تحت الحمراء للتحفيز البصري الوراثي اللاسلكي (الشكل 1B,C).
  15. عندما تبدأ الفئران في الوصول ، قم بتشغيل قنية LED يدويا باستخدام وحدة التحكم عن بعد للحصول على تحفيز مستمر للوقت الذي يتم فيه تنفيذ السلوك ولمدة لا تزيد عن 2 ثانية. يفضل برمجة نموذج التحفيز التلقائي. يقوم جهاز التحفيز بتشغيل مؤشر LED يبلغ 470 نانومتر (الضوء الأزرق) مع كثافة عند طرف 1.0 mW / mm2.
  16. اجمع مقاطع الفيديو لمزيد من الفحص ، بما في ذلك التسجيل والتحليل الحركي.

3. تأكيد نسيجي لاحق مخصص

  1. عند الانتهاء من التجربة ، تأكد من التعبير الفيروسي ووضع قنية LED. تخدير الحيوان مع كوكتيل من الكيتامين 100 ملغم / كغم و زيلازين 10 ملغ / كغ. بمجرد أن يظهر الماوس علامات التخدير العميق (الخطوة 1.7) ، قم باختراق المياه المالحة العازلة بالفوسفات البارد (PBS) تليها 4٪ PFA.
  2. قم بإزالة القنية المزروعة بعناية عن طريق الإمساك بإحكام بالموصل باستخدام الملقط وسحبه بلطف.
  3. استخراج وبعد إصلاح الدماغ لمدة 24 ساعة في 4٪ PFA23.
  4. قم بإجراء غسلات لمدة 3-10 دقائق باستخدام PBS.
  5. قطع الدماغ في أقسام 50 ميكرومتر باستخدام ميكروتوم (انظر جدول المواد).
  6. قم بتركيب الأقسام في شرائح باستخدام وسائط تركيب ثابتة مع DAPI لتلطيخ النوى وتغطية الشرائح.
  7. بعد التجفيف ، راقب الأقسام تحت المجهر البؤري وتحقق من موقع القنية المزروعة والتعبير عن Ch2R المنصهر مع أي بروتين فلورسنت.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

مهمة الوصول إلى الفهم هي نموذج يستخدم على نطاق واسع لدراسة التشكيل والتعلم والأداء والحركية لحركة المهارات الدقيقة تحت التلاعب التجريبي المختلف. تتعلم الفئران تنفيذ المهمة في غضون يومين وتحقيق دقة تزيد عن 55٪ للوصول إلى الهضبة بعد 5 أيام من التدريب (الشكل 2A ، B). وعلى غرار ما تم الإبلاغ عنه سابقا، فإن نسبة مئوية من الحيوانات لا تؤدي المهمة بشكل مناسب (29.62٪)، وينبغي استبعاد تلك الحيوانات من التحليل الإضافي30. وتشمل هذه مجموعة فرعية من الفئران غير المتعلمة (6/54 الفئران ، 11.1 ٪) التي من بداية التدريب تفوت الهدف الذي يهدف بعيدا جدا عن الكريات أو أداء حركة الإمساك قبل أن تكون في الموضع الصحيح فوق الكرية. خلال أيام التدريب الأولى ، أدت مجموعة أخرى المهمة بدقة عالية ولكنها بدأت في الأداء الضعيف من خلال التصويب بعيدا جدا عن الكريات في اليوم 3-4 (10/54 فئران ، 18.51٪). ضمن هذه المجموعة ، تبدأ بعض الفئران في التدريب باستخدام مخلب مفضل ولكنها تغير تفضيلها بعد بضعة أيام. وقد نوقش هذا سابقا من قبل Chen et al., 201430.

حركة الوصول إلى الفهم نمطية للغاية من تجربة إلى أخرى وداخل الحيوانات (الشكل 2). يسمح استخدام تصوير الفيديو عالي السرعة بتتبع مسار الحركات مما يجعل من الممكن تحليل الحركية في مراحل مختلفة في حالة التحكم وأثناء التحفيز البصري الوراثي (الشكل 1E والشكل 2C). ينتج عن هذا التقريب تقييم قابل للقياس الكمي للمعلمات مثل المسافة المقطوعة والسرعة والتسارع ونقطة النهاية والمسار (الشكل 2 C-E). من الممكن تحليل كل من التجارب متعددة الوصول ، حيث يصل الماوس عدة مرات قبل استرداد الكرية ، وأحداث التجربة الواحدة ، حيث يسترد الماوس الكرية في حركة وصول واحدة. تنتهي التجربة عندما تدفع الحيوانات الكريات بعيدا أو تعيد بدء التجربة عن طريق الذهاب إلى الجزء الخلفي من القفص. يتم تحقيق مقارنة كمية للمسارات في ظل ظروف تجريبية مختلفة مع تحليل المكون الرئيسي (PCA) متبوعا بتجميع k-means (الشكل 3J-K)23,25.

خلال معظم جلسات التدريب ، تفشل الفئران أحيانا في فهم الكريات (التجارب الفائتة). بعض التلاعب يغير عدد التجارب الفائتة وبالتالي دقة المهمة. بعد ذلك ، من الضروري تحليل الاختلافات بين التجارب التي تم ضربها وتفويتها. في أيدينا ، تنتج التجارب الفائتة عن تغييرات في ثلاث مراحل متميزة من الحركة: (1) يعدل المخلب مساره قبل أن يعبر فتحة الغرفة (الخطأ الأولي) ، (2) يعدل المخلب مساره بعد أن يعبر المخلب الفتحة (الخطأ النهائي) ، و (3) الفشل في جمع الكريات (خطأ الفهم) (الشكل 2 I ، J)13 . ومن السمات العامة للتجارب الفائتة أن الفئران تبدأ حركة الإمساك بعيدا عن الكريات (نقطة النهاية) مقارنة بالتجارب الضاربة (الشكل 2G). بالإضافة إلى ذلك ، يتم قياس الأخطاء المرتبطة بوضعية الماوس كاختلافات كبيرة في زاوية الجسم بين التجارب التي تم ضربها وتفويتها (الشكل 2H).

اعتمادا على البنية أو السكان العصبيين المستهدفين بعلم البصريات الوراثي ، يمكن للمرء أن يتوقع تأثيرات تفاضلية على السلوك 7,19,23,31,32,33. يصف البروتوكول الحالي تأثير تنشيط الخلايا العصبية الإسقاط الشوكي (SPNs) في المخطط في نصفي الكرة الأرضية المتناقضين أو الجانبيين حول المخلب المفضل الذي يستخدمه الماوس أثناء حركة الوصول (الشكل 3). التنشيط المقابل للدوبامين D1 المعبر عن SPNs ، والذي يعطي الأصل للمسار المباشر للعقد القاعدية ، قلل من نجاح الإمساك إلى 64.9±8.8٪ مقارنة بظروف التحكم (الشكل 3B). يكشف التحليل الحركي أنه أثناء التحفيز البصري الوراثي ، وصف مسار المخلب نمطا تذبذبيا ، يظهر من خلال زيادة في المسافة المقطوعة إلى 218.4±19.2٪ من التحكم ، مما يؤدي إلى عدم القدرة على استهداف الكريات وزيادة في نوع الخطأ الأولي الأول (الشكل 3F). يظهر تحليل PCA أن جميع مسارات التجارب أثناء تنشيط D1 SPNs المقابل تنفصل في مجموعة بدون أي تداخل تقريبا مع مجموعة تحكم ، مما يشير إلى تشابه منخفض (الشكل 3J-K).

من ناحية أخرى ، يؤدي تنشيط dSPNs في الجانب الجانبي إلى زيادة في تشتت المسار الذي يظهره تحليل PCA (الشكل 3K) دون التأثير على الوصول إلى النجاح (120.7±23.6٪ ، n = 4) ، أو المسافة الإجمالية المقطوعة (136.3±35.5٪) ، أو السرعة القصوى خلال مرحلة الوصول (117.3±10.3٪) (الشكل 3C) ، مما يشير إلى أن تنشيط D1 SPNs الجانبي عدل إلى حد ما مسار الوصول دون تغيير النتيجة السلوكية (الشكل 3G-I ). يشير التحليل الحركي إلى تغييرات طفيفة في التحكم في الحركة عن طريق التلاعب الجانبي. وأخيرا، يظهر تحليل وضعية الجسم تحولا في زاوية الجسم أثناء تنشيط D1SPNs المقابل (الشكل 3L). ومن الجدير بالذكر أنه حتى هذه المهمة البسيطة تحتوي على العديد من المكونات التي تسمح بتنفيذ الحركة بشكل صحيح لتحقيق هدف.

Figure 1
الشكل 1: الإعداد التجريبي . (أ) مخططات الغرفة السلوكية. غرفة مصنوعة من صفائح أكريليك لها الأبعاد التالية بالسنتيمتر: 18.5 (ارتفاع) × 8.5 (عرض) × 20 (عمق) مع نافذة أمامية 1 (عرض) × 5 (ارتفاع) ورف صغير 8.5 (عرض) × 4 (عمق). (ب) صورة لقنية LED (يسار) وجهاز استقبال لاسلكي (يمين). (ج) منظر جانبي لفأر مع قنية LED المزروعة متصلة بجهاز الاستقبال أثناء أداء مهمة الوصول إلى الإمساك (يظهر رأس السهم الأبيض جهاز الاستقبال ، وتظهر العلامة النجمية أسمنت الأسنان الذي يحمل القنية ، ويظهر رأس السهم الفارغ الكرية). (د) رسم تخطيطي للإعداد التجريبي. وتسجل كاميرتان عاليتا السرعة الوصول في بعدين، في حين جمعت ثالثة رؤية بانورامية للمهمة، بما في ذلك موقع الماوس من المرآة تحت الغرفة. كانت الحيوانات حرة في اختيار مخلبها المفضل ، وتشير جوانب التحفيز دائما إلى جانب المخلب المفضل. (ه) الموقع الدقيق للكاميرات والصورة التمثيلية لكل كاميرا أثناء المحاكمة. وقد اقتبس هذا الرقم من المرجع23. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 2
الشكل 2: التحليل الحركي للوصول إلى السلوك. (أ) الجدول الزمني للتجربة من اليوم-0 (د0) إلى اليوم 25 (د25). (ب) الأداء أثناء مهمة الوصول إلى الإمساك بمرور الوقت مقاسا بدقة استرجاع الكريات (العدد الإجمالي للإمساك الناجح/العدد الإجمالي للتجارب × 100). (ج) مثال على تتبع المسار من فيديو عالي السرعة. (د) المسارات الفردية للمخلب أثناء التجارب التي تم ضربها وتفويتها. (ه) المسافة الإجمالية التي قطعها المخلب أثناء التجارب التي ضربها وفائت. (و) تسارع المخلب من خلال المسار في التجارب الضاربة والفائتة التي تم رسمها على أنها مسافة مقابل المسافة السرعه. (ز) ملخص مسافة نقاط النهاية في الضربات = 3.16 ملم، يخطئ 6.08 ملم (اختبار مان-ويتني-ويلكوكسونالمفقود مقابل الضربة U = 4184، p<0.0001، n = 28 الفئران). (H) الاختلافات في زاوية الجسم في نوعين من التجارب ، يخطئ = 8.4±5.3 درجة ، يضرب 6.7±4 درجة (اختبار مان ويتني ويلكوكسون U = 6437 ، P = 0.0243 ، n = 28 الفئران). (I) مخططات الأنواع الثلاثة من الأخطاء. (ي) نسب الأنواع الثلاثة من الأخطاء التي ارتكبتها الفئران في ظروف التحكم. وقد اقتبس هذا الرقم من المرجع23. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 3
الشكل 3: التنشيط البصري الجيني ل D1 SPNs المتعارضة والجانبية أثناء سلوك الوصول إلى الفهم . (أ) مخططات نموذج التحفيز. (ب) معدل النجاح مقارنة بالتجارب غير التحفيزية. (ج) التغير في المسافة المقطوعة مقارنة بظروف التحكم. (D) ، (G) مؤامرات ثنائية الأبعاد من المسارات التي يصنعها المخلب مع وبدون التحفيز البصري الجيني. (هاء) ، (H) المسافة الكلية التي يقطعها المخلب أثناء حركات الوصول. (و) ، (I) ملخص توزيعات الأنواع المختلفة من الأخطاء. D1 المتناقضة: الخطأ الأولي أو النوع الأول (التحكم = 18.2±11.6٪ ، التحفيز = 79.9±8.2٪ اختبار فيشر الدقيق ، p<0.0001). (ي) مثال على تحليل PCA للمسارات في ظروف التحكم مقارنة بالتنشيط المضاد ل D1SPNs. تمثل المنطقة المظللة عنقود كل شرط، والنجم هو عنقود سنترويد. (ك) موجز للتداخل بين مجموعات الظروف التجريبية المختلفة. (ل) التغيرات في زاوية الجسم. وقد عدل هذا الرقم من المرجع23. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

إن استخدام التلاعب البصري الوراثي للسكان العصبيين في النماذج السلوكية المحددة جيدا يعزز معرفتنا حول الآليات الكامنة وراء التحكم الحركي 7,23. الطرق اللاسلكية مناسبة بشكل خاص للمهام التي تتطلب اختبارات على متعددة أو حرية الحركة34,35. ومع ذلك ، مع تحسين التقنيات والأجهزة ، يجب أن يكون الخيار المفضل لأي مهمة سلوكية مقترنة بعلم البصريات الوراثي34,36.

تتمتع الطريقة الحالية بالعديد من المزايا لأن مصابيح LED المصغرة توفر مصدرا موثوقا للضوء بكثافة عالية ، ويمكن استخدام الغرسات في الدراسات التي تتطلب التحفيز على مدار عدة أيام. ومع ذلك ، فإن إدخال الألياف البصرية لتحفيز opsin قد يؤدي إلى تلف أنسجة المخ ميكانيكيا ، ويسبب العدوى وأحيانا الالتهاب في موقع canula37. وقد ثبت أن التحفيز البصري الوراثي عالي التردد طويل الأمد ينتج الحرارة ويمكن أن يسبب التسمم الضوئي37. من الممكن تقليل السمية الضوئية باستخدام أوبسينات المستجيبة ذات الانزياح الأحمر التي يتم تنشيطها بالضوء الأحمر أو حتى الأشعة تحت الحمراء القريبة ، مما يقلل من توليد الحرارة38.

أيضا ، نظرا لأن المسامير لتوصيل جهاز الاستقبال تظل خارج الجمجمة ، في بعض الأحيان يمكن أن تسبب الفئران إزاحة أو انفصال القنية إذا لم يتم تطبيق أسمنت الأسنان بشكل صحيح ؛ هذا غالبا ما يؤدي إلى تلف أنسجة المخ ويقلل من عدد الموضوعات التي يجب مراعاتها لمزيد من التحليل. أدخلت التطورات الأخيرة علم البصريات الوراثي الخالي من الألياف ، والذي يستخدم الجسيمات التي يمكن أن تنبعث منها الضوء المرئي من خلال لمعان التحويل العلوي استجابة للضوء القريب من الأشعة تحت الحمراء الذي يخترق عمق أنسجة المخ36. توفر الأجهزة الخالية من الألياف الفرصة للتحفيز البصري على مدى أطر زمنية أطول في الحيوانات التي تتصرف بحرية مع غرسات غير ملحوظة35. وهذا يسمح بالحركة غير المقيدة حتى في متاهات المياه، وإقامة متعددة معا (لتجنب تأثير العزلة الاجتماعية)، ودراسة الحيوانات في بيئات أكثر طبيعية35,36.

حتى مع كل المزايا التي يوفرها علم البصريات الوراثي الخالي من الألياف ، فإنه لا يزال يواجه تحديات التوافق الحيوي وتوليد الحرارة. كفاءة تحويل الفوتون تحد منه أيضا. وأخيرا، هناك حاجة إلى مزيد من التحسين لتحقيق كفاءة عالية في الانبعاثات34,36.

يسمح الجمع بين هذا النموذج وتصوير الفيديو عالي السرعة بالتحليل الحركي في ظل ظروف تجريبية مختلفة. وهذا يوفر كشفا حساسا حتى للتأثيرات الدقيقة على المكونات المتميزة للسلوك والتحكم في المحرك. مع تطور المزيد من الأدوات التحليلية ، من الممكن إجراء تحليل حركي عبر الإنترنت وتوصيف متعمق للسلوك الحركي في سياقات مختلفة. وقد نشر مؤخرا بيكر وآخرون 25 تقديرا كميا شاملا لحركية حركة الفئران التي تصل إلى الحركة.

إن إمكانية التلاعب الانتقائي بالمجموعات العصبية في الحيوانات التي تتحرك بحرية باستخدام تقنيات طفيفة التوغل تسمح للمرء بتشريح مساهمة أنواع محددة من الخلايا العصبية في المهام السلوكية الدقيقة23. مهمة الوصول إلى الفهم هي نموذج قابل للترجمة للسلوك الحركي13,19. من المعروف أن هياكل الدماغ المحفوظة تشارك في المراحل المختلفة من اكتساب المهمة وتعلمها وأدائها7،12،23. الكشف عن الدوائر العصبية التي تكمن وراء هذا السلوك سيزيد من فهم التحكم الحركي. تسلط العديد من الدراسات الضوء على أهمية التحكم ثنائي الكرة الأرضية في المهام أحادية اليدوي ، خاصة عندما تكون هناك حاجة إلى براعة عالية 20،21،22. يسمح التحليل الحركي جنبا إلى جنب مع التلاعب البصري الوراثي بالتحقيق في الآليات المختلفة لهذا السلوك المعقد. يمكن أن يساعد في تحليل مساهمة ردود الفعل الحسية الحركية في الظروف العادية ونماذج الأمراض.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

ولا يعلن صاحبا البلاغ عن أي إفصاحات.

Acknowledgments

وقد تم دعم هذا العمل من قبل مشروع IA203520 التابع لبعثة الأمم المتحدة في أفغانستان. نشكر منشأة الحيوانات التابعة لمؤسسة التمويل الدولية على مساعدتها في صيانة مستعمرات الفئران والوحدة الحسابية لدعم تكنولوجيا المعلومات ، وخاصة فرانسيسكو بيريز أوجينيو.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Anaesthesia machine RWD R583S Isoflurane vaporizer
Anesket PiSA Ketamine
Breadboard Thorlabs MB3090/M Solid aluminum optical breadboard
Camera lense Canon 50mmf/ 1.4 manual focus lenses (c-mount)
Camera system BrainVision MiCAM02 Camera controller and synchronizer
Cotton swabs
CS solution PiSA Sodium chloride solution 9%
Customized training chamber In house
Drill bit #105 Dremel 2 615 010 5AE Engraving cutter
Dustless precission chocolate pellets Bio-Serv F05301
Ethyl Alcohol J.T.  Baker 9000-02 Ethanol
Eyespears Ultracell 40400-8 Eyespears of absorbent PVA material
Fluriso VetOne V1 502017-250 Isoflurane
Glass capillaries Drumond Scientific 3-000-203-G/X Pipettes for NanoJect II
Hidrogen peroxide Farmacom Antiseptic
High-speed camera BrainVision MiCAM02-CMOS Monochrome high-speed cameras
Infrared emmiter Teleopto
Insulin syringe
LED cannula Teleopto TelC-c-l-d LED cannula 250um 487nm light
Micropipette 10 uL Eppendorf Z740436
Micro-pipette puller Sutter P-87 Horizontal puller
Microscope LSM780 Zeiss Confocal microscope
Microtome
Mock receiver Teleopto
NanoJect II Drumond Scientific 3-000-204 Micro injector
Oxygen tank Infra na
pAAV-EF1a-double.floxed-hChR2(H134R)-mCherry-WPRE- HGHpA Addgene 20297 Viral vector for ChR-2 expression
Parafilm
Paraformaldehyde Sigma P-6148
Phosphate saline buffer Sigma P-4417 Phosphate saline buffer tablets
Pipette tips 10 uL ThermoFisher AM12635 0.5-10 uL  volume
Pisabental PiSA Sodium pentobarbital
Plexiglass commercial Acrylic sheet
Povidone iodine Farmacom Antiseptic
Procin PiSA Xylacine
Puralube Perrigo pharma 1228112 Eye lubricant 15% mineral oil/85% petrolatum
Rotary tool Kmoon Mini grinder Standard
Scalpel
Scalpel blade
Stereotaxic apparatus Stoelting 51730D Digital apparatus
Super-Bond C&B Sun Medical Dental cement
Surgical dispossable cap
Teleopto remote controller Teleopto
Tg Drd1-Cre mouse line Gensat 036916-UCD Transgene insertion FK150Gsat
Tissue adhesive 3M Vetbond 1469SB
TPI Vibratome 1000 plus Peico Microtome
Vectashield mounting media with DAPI Vector laboratories H-1200 Mounting media
Wireless receiver Teleopto TELER-1-P

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Balbinot, G., et al. Post-stroke kinematic analysis in rats reveals similar reaching abnormalities as humans. Scientific Report. 8 (1), 8738 (2018).
  2. Klein, A., Sacrey, L. A., Whishaw, I. Q., Dunnett, S. B. The use of rodent skilled reaching as a translational model for investigating brain damage and disease. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 36 (3), 1030-1042 (2012).
  3. MacLellan, C. L., Gyawali, S., Colbourne, F. Skilled reaching impairments follow intrastriatal hemorrhagic stroke in rats. Behavioural Brain Research. 175 (1), 82-89 (2006).
  4. Evenden, J. L., Robbins, T. W. Effects of unilateral 6-hydroxydopamine lesions of the caudate-putamen on skilled forepaw use in the rat. Behavioural Brain Research. 14 (1), 61-68 (1984).
  5. Rodgers, R. A., Travers, B. G., Mason, A. H. Bimanual reach to grasp movements in youth with and without autism spectrum disorder. Frontiers in Psychology. 9, 2720 (2019).
  6. Sacrey, L. A. -O., Zwaigenbaum, L., Bryson, S., Brian, J., Smith, I. M. The reach-to-grasp movement in infants later diagnosed with autism spectrum disorder: a high-risk sibling cohort study. Journal of Neurodevelopmental Disorders. 10 (1), 41 (2018).
  7. Azim, E., Jiang, J., Alstermark, B., Jessell, T. M. Skilled reaching relies on a V2a propriospinal internal copy circuit. Nature. 508 (7496), 357-363 (2014).
  8. Marques, J. M., Olsson, I. A. Performance of juvenile mice in a reach-to-grasp task. Journal of Neuroscience Methods. 193 (1), 82-85 (2010).
  9. Miklyaeva, E. I., Castaneda, E., Whishaw, I. Q. Skilled reaching deficits in unilateral dopamine-depleted rats: Impairments in movement and posture and compensatory adjustments. The Journal of Neuroscience. 14 (11), Pt 2 7148-7158 (1994).
  10. Vaidya, M., Kording, K., Saleh, M., Takahashi, K., Hatsopoulos, N. G. Neural coordination during reach-to-grasp. Journal of Neurophysiology. 114 (3), 1827-1836 (2015).
  11. Wang, X., et al. Deconstruction of corticospinal circuits for goal-directed motor skills. Cell. 171 (2), 440-455 (2017).
  12. Xu, T., et al. Rapid formation and selective stabilization of synapses for enduring motor memories. Nature. 462 (7275), 915-919 (2009).
  13. Ian, Q. W., Sergio, M. P. The structure of skilled forelimb reaching in the rat: A proximally driven movement with a single distal rotatory component. Behavioural Brain Research. 41 (1), 49-59 (1990).
  14. Proske, U., Gandevia, S. C. The proprioceptive senses: their roles in signaling body shape, body position and movement, and muscle force. Physiological Reviews. 92 (4), 1651-1697 (2012).
  15. Yttri, E. A., Dudman, J. T. Opponent and bidirectional control of movement velocity in the basal ganglia. Nature. 533 (7603), 402-406 (2016).
  16. Donchin, O., Gribova, A., Steinberg, O., Bergman, H., Vaadia, E. Primary motor cortex is involved in bimanual coordination. Nature. 395 (6699), 274-278 (1998).
  17. Brus-Ramer, M., Carmel, J. B., Martin, J. H. Motor cortex bilateral motor representation depends on subcortical and interhemispheric interactions. The Journal of Neuroscience. 29 (19), 6196-6206 (2009).
  18. d'Avella, A., Saltiel, P., Bizzi, E. Combinations of muscle synergies in the construction of a natural motor behavior. Nature Neuroscience. 6 (3), 300-308 (2003).
  19. Fattori, P., et al. Hand orientation during reach-to-grasp movements modulates neuronal activity in the medial posterior parietal area V6A. The Journal of Neuroscience. 29 (6), 1928-1936 (2009).
  20. vanden Berg, F. E., Swinnen, S. P., Wenderoth, N. Excitability of the motor cortex ipsilateral to the moving body side depends on spatio-temporal task complexity and hemispheric specialization. PLoS One. 6 (3), 17742 (2011).
  21. vanden Berg, F. E., Swinnen, S. P., Wenderoth, N. Involvement of the primary motor cortex in controlling movements executed with the ipsilateral hand differs between left- and right-handers. Journal of Cognitive Neuroscience. 23 (11), 3456-3469 (2011).
  22. Verstynen, T., Diedrichsen, J., Albert, N., Aparicio, P., Ivry, R. B. Ipsilateral motor cortex activity during unimanual hand movements relates to task complexity. Journal of Neurophysiology. 93 (3), 1209-1222 (2005).
  23. Lopez-Huerta, V. G., et al. Striatal bilateral control of skilled forelimb movement. Cell Reports. 34 (3), 108651 (2021).
  24. Lopez-Huerta, V. G., et al. The neostriatum: two entities, one structure. Brain Structure and Function. 221 (3), 1737-1749 (2016).
  25. Becker, M. I., Calame, D. J., Wrobel, J., Person, A. L. Online control of reach accuracy in mice. Journal of Neurophysiology. 124 (6), 1637-1655 (2020).
  26. Jaidar, O., et al. Synchronized activation of striatal direct and indirect pathways underlies the behavior in unilateral dopamine-depleted mice. European Journal of Neuroscience. 49 (11), 1512-1528 (2019).
  27. Gong, S., et al. Targeting Cre recombinase to specific neuron populations with bacterial artificial chromosome constructs. The Journal of Neuroscience. 27 (37), 9817-9823 (2007).
  28. Rowland, N. E. Food or fluid restriction in common laboratory animals: balancing welfare considerations with scientific inquiry. Comparative Medicine. 57 (2), 149-160 (2007).
  29. Ullman-Culleré, M. H., Foltz, C. J. Body condition scoring: a rapid and accurate method for assessing health status in mice. Laboratory Animal Science. 49 (3), 319-323 (1999).
  30. Chen, C. C., Gilmore, A., Zuo, Y. Study motor skill learning by single-pellet reaching tasks in mice. Journal of Visualized Experiments. (85), e51238 (2014).
  31. Fink, A. J., et al. Presynaptic inhibition of spinal sensory feedback ensures smooth movement. Nature. 509 (7498), 43-48 (2014).
  32. Li, Q., et al. Refinement of learned skilled movement representation in motor cortex deep output layer. Nature Communication. 8, 15834 (2017).
  33. Overduin, S. A., d'Avella, A., Carmena, J. M., Bizzi, E. Microstimulation activates a handful of muscle synergies. Neuron. 76 (6), 1071-1077 (2012).
  34. Miyazaki, T., et al. Large Timescale interrogation of neuronal function by fiberless optogenetics using lanthanide micro-particles. Cell Reports. 26 (4), 1033-1043 (2019).
  35. Yang, Y., et al. Wireless multilateral devices for optogenetic studies of individual and social behaviors. Nature Neuroscience. 24 (7), 1035-1045 (2021).
  36. Kampasi, K., et al. Fiberless multicolor neural optoelectrode for in vivo circuit analysis. Scientific Reports. 6, 30961 (2016).
  37. Allen, B. D., Singer, A. C., Boyden, E. S. Principles of designing interpretable optogenetic behavior experiments. Learning & Memory. 22 (4), 232-238 (2015).
  38. Packer, A. M., et al. Nature Methods. 9, 1202-1205 (2012).

Tags

علم الأعصاب ، العدد 177 ،
<em>في فيفو</em> التحكم البصري الوراثي اللاسلكي للسلوك الحركي الماهر
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Rodriguez-Munoz, D. L., Jaidar, O.,… More

Rodriguez-Munoz, D. L., Jaidar, O., Palomero-Rivero, M., Arias-Garcia, M. A., Arbuthnott, G. W., Lopez-Huerta, V. G. In Vivo Wireless Optogenetic Control of Skilled Motor Behavior. J. Vis. Exp. (177), e63082, doi:10.3791/63082 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter