Summary
Descriviamo un modello di pericardite sterile in minipigs per studiare la miopatia atriale e la fibrillazione atriale (AF). Presentiamo tecniche chirurgiche e anestetiche, strategie per l'accesso vascolare e un protocollo per studiare l'inducibilità della fibrillazione atriale.
Abstract
La fibrillazione atriale (AF) è l'aritmia più comune causata dal rimodellamento strutturale degli atri, chiamata anche miopatia atriale. Le terapie attuali mirano solo alle anomalie elettriche e non alla miopatia atriale sottostante. Per lo sviluppo di nuove terapie, è necessario un modello animale di grandi dimensioni riproducibile di miopatia atriale. Questo documento presenta un modello di miopatia atriale sterile indotta da pericardite nei minipig di Aachener. La pericardite sterile è stata indotta spruzzando talco sterile e lasciando uno strato di garza sterile sulla superficie epicardica atriale. Ciò ha portato all'infiammazione e alla fibrosi, due componenti cruciali della fisiopatologia della miopatia atriale, rendendo gli atri suscettibili all'induzione della fibrillazione atriale. Due elettrodi pacemaker sono stati posizionati epicardicamente su ciascun atrio e collegati a due pacemaker di diversi produttori. Questa strategia ha permesso ripetute stimolazioni programmate atriali non invasive per determinare l'inducibilità della fibrillazione atriale in determinati punti temporali dopo l'intervento chirurgico. Sono stati utilizzati diversi protocolli per testare l'inducibilità af. I vantaggi di questo modello sono la sua rilevanza clinica, con l'inducibilità della fibrillazione atriale e la rapida induzione dell'infiammazione e della fibrosi, entrambe presenti nella miopatia atriale, e la sua riproducibilità. Il modello sarà utile nello sviluppo di nuove terapie mirate alla miopatia atriale e alla fibrillazione atriale.
Introduction
La fibrillazione atriale (FA) è l'aritmia cardiaca più diffusa, che porta a morbilità, mortalità e spese sanitarie significative1. In molti casi, la fibrillazione atriale è semplicemente il sintomo elettrico della miopatia atriale sottostante, che è definita dal rimodellamento strutturale, elettrico, autonomo e contrattile degli atri. Questa miopatia atriale può portare a fibrillazioneatriale e ictus 2,3. La maggior parte delle terapie mira solo al rimodellamento elettrico, ma non mira ai cambiamenti strutturali sottostanti negli atri (infiammazione e fibrosi)4,5,6,7. Questo è probabilmente uno dei motivi per cui le terapie attuali sono solo marginalmente efficaci, specialmente nella miopatia atriale più avanzata8.
Un modello animale riproducibile è fondamentale per colpire l'infiammazione e la fibrosi presenti nella miopatia atriale. Modelli di tachipacing atriale sono stati sviluppati in diverse specie animali di grandi dimensioni 9,10,11,12. In questi modelli, il tessuto atriale viene stimolato continuamente per lunghi periodi per indurre cambiamenti elettrici ed eventualmente strutturali. I principali svantaggi dei modelli di tachipacing sono la lunga durata prima che compaiano i segni strutturali della miopatia atriale e la loro rilevanza solo per le sindromi cliniche in cui si sviluppano anomalie elettriche prima della miopatia atriale. Un rischio teorico è il fallimento del piombo di stimolazione a causa della fibrosi durante il lungo follow-up9.
Nei modelli di pericardite sterile, il talco sterile viene spruzzato sulla superficie epicardica degli atri per indurre una reazione infiammatoria e fibrotica acuta, con conseguente miopatia atriale13,14. I suini hanno anatomia cardiaca e fisiologia simili a quelle degli esseri umani e, pertanto, i modelli suini hanno un'elevata rilevanza traslazionale. I vantaggi dell'utilizzo di minipig sono che sono più facili da maneggiare grazie alle loro dimensioni più piccole rispetto ai ceppi di maiale convenzionali e possono essere mantenuti per un lungo periodo senza alcun aumento significativo del peso corporeo10. Tutti questi motivi rendono la pericardite sterile nei minipig un ottimo modello per lo studio della miopatia atriale e della fibrillazione. Questo protocollo e video mirano a facilitare l'impostazione di questo modello in diverse strutture di ricerca e standardizzare i protocolli per studiare l'inducibilità della fibrillazione atriale.
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Protocol
Questo protocollo è stato approvato dal Comitato etico per la sperimentazione animale dell'Università di Anversa (numero di caso 2019-29) e segue le linee guida per la cura degli animali dell'Università di Anversa. Diciassette minipig Aachener di 6 mesi (maschi, castrati) del peso di ~ 20 kg sono stati selezionati per questo studio.
1. Farmaci e anestesia
- Premedicazione
- Assicurarsi che i maiali siano a digiuno per 12 ore, ma con accesso illimitato all'acqua.
- Per la sedazione, somministrare in un'unica iniezione intramuscolare: atropina 0,05 mg/kg, ketamina 10 mg/kg, midazolam 0,5 mg/kg.
- Determinare il peso esatto del maiale dopo che ha perso conoscenza (circa 10 minuti dopo la dose). Trasportare il maiale in sala operatoria.
- Metti il maiale su una piastra riscaldante.
- Applicare il monitoraggio ECG, il pulsossimetro ed eseguire una termometria iniziale.
- Inserire un catetere sopra l'ago (22 G) nella vena marginale dell'orecchio o nella vena safena esterna.
- Anestesia
- Per l'induzione dell'anestesia, somministrare un bolo di propofol (1-4 mg/kg IV) prima di iniziare l'intubazione. Se si nota l'anestesia superficiale, somministrare un bolo extra di midazolam 0,2 mg / kg IV e procedere all'intubazione dopo ~ 5 min.
- Intubazione
- Metti il maiale in posizione prona.
- Chiedi a un assistente di tenere aperta la bocca dell'animale usando due fionde di garza e / o uno spargitore di bocca. Spruzzare 1 mL (10 mg) di lidocaina nella laringe con una siringa senza ago da 2 mL, attendere 30-60 s per desensibilizzare la laringe e quindi continuare.
- Posizionare un tubo endotracheale (ETT) con un diametro interno di 6,5 mm utilizzando un laringoscopio. Usa un laringoscopio per visualizzare, sposta l'epiglottide dal palato molle e posiziona uno stylet nell'ETT per una migliore manipolazione.
NOTA: La bocca del maiale non può essere aperta ampiamente e la distanza dalla punta del naso alla laringe è lunga. Pertanto, la visualizzazione della glottis rima è limitata. Quindi, l'ETT e lo stylet aiutano la visualizzazione.
- Quando si collega il ventilatore, somministrare farmaci supplementari se necessario: midazolam 0,5 mg/kg IV e/o alfentanil 30 μg/kg IV.
- Utilizzare le seguenti impostazioni del ventilatore: ventilazione di controllo del volume (VCV) con un volume di marea preimpostato di 10 mL/kg, che porta a una pressione inspiratoria di picco (PIP) di 11-15 cmH20, una pressione positiva di fine espiratoria PEEP di 2-5 cmH20; frequenza respiratoria: 12-16 Brpm per mantenere la CO2 di fine marea (ETCO2) tra 35-45 mmHg; FiO2: 50% (da ridurre quando la saturazione è del 100%); sevoflurano 2,5%.
- Per l'analgesia, utilizzare alfentanil 0,5-1 μg· (kg·min) -1 CRI.
- Somministrare un bolo di 10 mL/kg di plasmalita 3-5 mL· (kg·h) -1 oltre 10-20 minuti per correggere l'ipotensione dovuta a ipovolemia.
- Somministrare 1 g di cefazolina IV. Per ogni 2 ore di intervento chirurgico, somministrare un extra di 500 mg di cefazolina IV.
NOTA: Per una panoramica del farmaco di emergenza da avere a portata di mano in sala operatoria, vedere Tabella 1. Il cateterismo della vescica urinaria è difficile nei suini maschi e, in generale, non è necessario per questa procedura. - Rasare la regione toracica e del collo dell'animale.
- Applicare l'unguento veterinario sugli occhi per prevenire la secchezza e l'irritazione oculare durante l'anestesia.
- Monitorare continuamente i parametri vitali. Controlla la profondità dell'anestesia almeno ogni 10 minuti valutando se il tono mascellare è rilassato, il riflesso palpebrale è assente, gli occhi sono ruotati e non ci sono segni comportamentali di eccitazione. Controllare il colore della mucosa e il tempo di ricarica capillare per valutare la perfusione tissutale. Registrare tutti i dati, insieme a tutti i farmaci somministrati, in una tabella anestetica individuale.
- Posizionamento della linea arteriosa
- Preparare il sistema di conduzione della pressione. Aggiungere 5000 UI di eparina a un sacchetto IV di 500 ml di NaCl allo 0,9%.
- Riportare l'animale in posizione supina. Estendere la gamba e localizzare l'arteria femorale utilizzando gli ultrasuoni con la sonda vascolare in ambiente carotideo. Disinfettare la zona inguinale con clorexidina. Utilizzare l'umonio per la sterilizzazione della sonda ad ultrasuoni (o utilizzare un coperchio del trasduttore sterile) e utilizzare guanti sterili per assicurare la tecnica antisettica.
- Perforare l'arteria femorale utilizzando la guida ecografica. Inserire una guaina da 3 Fr utilizzando la tecnica Seldinger.
NOTA: A causa del piccolo diametro dell'arteria femorale, può essere utile lasciare che un assistente inserisca il filo guida attraverso l'ago. Solo l'azione di sollevare la sonda ad ultrasuoni può dislocare la punta dell'ago. - Fissare la guaina con una sutura. Collegare la guaina al trasduttore e sciacquare. Monitorare la pressione arteriosa in tempo reale.
2. Chirurgia
- Preparazione
- Assicurarsi che l'animale sia supino in una posizione stabile. Per una maggiore stabilità, posizionare le sacche IV preriscaldate in posizione paraspinale per sostenere l'animale.
- Posizionare la piastra di messa a terra dell'elettrocauterizzazione sotto l'animale. Utilizzare una piccola quantità di gel ad ultrasuoni per garantire il corretto contatto con la pelle.
- Preparazione della pelle: radere l'animale nelle seguenti regioni: collo, arti superiori, torace anteriore, parte superiore dell'addome, siti di elettrodi inguinali ed ECG. Eseguire tre scrub alternati con alcool 70% e iodio 2% per disinfettare correttamente la pelle.
- Posizionare tende sterili. Avvolgere anche gli artigli dell'animale in fogli o guanti sterili. Usa una garza sterile per ritrarli.
- Per garantire condizioni sterili, drappeggiare l'area chirurgica con coperture chirurgiche sterili, utilizzare strumenti sterili e lavorare in condizioni sterili fino alla chiusura della pelle.
NOTA: Durante la procedura, i chirurghi devono indossare un cappuccio per capelli, una maschera per la bocca, un camice chirurgico e guanti sterili.
- Posizionamento chirurgico di un catetere venoso centrale permanente (CVC)
- Fai un'incisione di 5 cm nel solco sul bordo mediale del muscolo sternocleidomastoideo. Sezionare senza mezzi termini fino a raggiungere la vena giugulare interna.
- Rimuovere il tessuto fibroso intorno alla vena e posizionare una sutura quadrata (= da 3 a 4 punti che formano un cerchio) con Prolene 6-0 attorno al sito di cateterizzazione desiderato per ottenere il controllo dei vasi.
- Cannulare la vena giugulare interna con un CVC a 3 tripli lumen francesi utilizzando la tecnica Seldinger. Stringere la sutura Prolene 6-0 attorno al catetere.
- Fissare l'impugnatura del catetere al muscolo sternocleidomastoideo.
- Tunnel la lumina a tre cateteri separatamente: utilizzare un grande paio di forbici di dissezione smussate per creare il tunnel e un morsetto atraumatico tirare la lumina del catetere attraverso il tunnel. Attaccare saldamente le estremità del catetere alla pelle e premere sulla porta di iniezione senza ago. I siti di uscita della lumina del catetere sono situati dietro l'orecchio e il più lontano possibile dal sito di incisione per garantire una lunghezza massima della traiettoria del catetere sotto la pelle.
- Chiudere il sito di incisione in due strati.
- Sternotomia
- Fare un'incisione mediana dal manubrio dello sterno a 3 cm sotto il processo xifoide fino a quando lo sterno diventa evidente.
- Sezionare senza mezzi termini caudalmente dal processo xifoideo. Metti un dito sul lato viscerale dello sterno e rimuovi il tessuto connettivo il più lontano possibile seguendo la superficie sternale viscerale.
NOTA: Il tessuto connettivo viene rimosso per prevenire lesioni miocardiche durante l'esecuzione della sternotomia. - Usa la sega dello sterno per fendere lo sterno. Controllare tutti i siti di sanguinamento. Utilizzare lo spargitore di sterno per allargare l'accesso alla cavità toracica. Evitare di danneggiare la pleura.
- Aprire il pericardio con attenzione e utilizzare suture di sospensione per tenerlo fuori dal campo chirurgico.
- Posizionamento del piombo del pacemaker (vedere la Figura 1)
- Posiziona un guinzaglio pacemaker sull'atrio sinistro.
- Testare il meccanismo di estensione e retrazione della vite di fissaggio del piombo. Quindi, mettere la punta su una pinza (curva) e curvare lo stylet di 60 ° se necessario.
- Metti un impacco sul ventricolo sinistro e tiralo delicatamente da parte per avere una vista dell'atrio sinistro.
NOTA: La pressione sul ventricolo causerà rapidamente ipotensione. Assicurati che l'anestesista anticipi questo con noradrenalina a basso dosaggio attraverso il CVC. Rilasciare il ventricolo quando la pressione sanguigna media scende al di sotto di 40 mmHg per >20 s. Procedere solo quando la pressione sanguigna dell'animale si è normalizzata. - Dopo la visualizzazione dell'atrio sinistro, posizionare saldamente la punta di piombo sulla parete libera atriale sinistra, il più vicino possibile alle vene polmonari e il più lontano possibile dal ventricolo. Avvitarlo estendendo l'elica nel tessuto atriale, preferibilmente con una leggera inclinazione. Fallo il più velocemente possibile e rilascia immediatamente la pressione sul ventricolo sinistro.
- Misurare la soglia di rilevamento e stimolazione e l'impedenza del piombo utilizzando uno stimolatore elettrico programmabile o un programmatore di pacemaker. Assicurarsi che non vi sia sovracapture ventricolari (ampio QRS su ECG) durante la stimolazione ad alte tensioni (10 V). Se non soddisfatto, ritrarre l'elica del piombo e ricominciare dal punto 2.4.1.1.
NOTA: la soglia di stimolazione normale deve essere <1 V con una larghezza di impulso di 0,5 ms (in genere ~ 0,5 V @ 0,5 ms).
- Posizionare un guinzaglio pacemaker sull'atrio destro, completamente analogo al posizionamento del piombo atriale sinistro.
- Assicurarsi che entrambi i cavi lascino il torace sulla linea mediana; il piombo atriale sinistro deve essere scavato attraverso il grasso sottocutaneo addominale dal processo xifoide al fianco sinistro, il piombo atriale destro al fianco destro.
- Crea una tasca per pacemaker nel grasso sottocutaneo sul fianco sinistro e destro del maiale. Collegare i pacemaker ai cavi e posizionarli all'interno delle tasche. Collegare un pacemaker in grado di eseguire una stimolazione a raffica (50 Hz) con il cavo atriale sinistro (per consentire la stimolazione) e un pacemaker di un produttore diverso (al fine di evitare la diafonia durante la lettura simultanea di entrambi i pacemaker) al cavo atriale destro (per consentire il rilevamento). Chiudere in 2 strati con le classiche suture singole, lo strato interno con Vicryl 1-0 e lo strato esterno con Mersilene 0.
- Posiziona un guinzaglio pacemaker sull'atrio sinistro.
- Induzione della pericardite sterile
- Esporre nuovamente gli atri tirando delicatamente da parte i ventricoli. Coprire i ventricoli con una garza (e togliere la garza in seguito).
- Spruzzare il talco sterile sulla superficie epicardica di entrambi gli atri utilizzando il dispenser incluso nella confezione. Poiché la bradicardia e l'ipotensione seguiranno questa manipolazione, dare al cuore abbastanza tempo per riprendersi spontaneamente dopo circa un minuto; se necessario, iniziare o aumentare (la velocità di infusione di) una flebo di noradrenalina.
- Lasciare uno strato di garza sterile (5 cm x 5 cm) sulla superficie epicardica di entrambi gli atri: un pezzo a sinistra e uno a destra.
- Controllare la posizione dei lead del pacemaker un'ultima volta prima di iniziare la chiusura.
- Chiusura del torace
- Lasciare uno scarico nel mediastino e tunnel alla superficie della pelle. Collegare lo scarico a un barattolo sottovuoto sterile; aprire la connessione quando il primo strato della pelle è chiuso (per evitare perdite d'aria). Rimuovere lo scarico quando si riporta l'animale alla sua stalla.
- Chiudere il pericardio con Prolene 6-0.
- Chiudere lo sterno utilizzando una classica tecnica cerclage con filo di acciaio inossidabile.
- Chiudere il sottocute in due strati con filo riassorbibile.
- Eseguire un blocco sternale infiltrando 5 ml di bupivacaina allo 0,5% nella pelle; assicurare il contatto osseo con lo sterno per infiltrarsi nel periostio.
NOTA: In alternativa, potrebbe essere ancora meglio utilizzare l'analgesia preventiva eseguendo il blocco sternale PRIMA dell'incisione dello sterno. - Chiudere la pelle con una sutura intradermica continua utilizzando filo riassorbibile.
3. Cura postoperatoria
- Progressivamente, spegnere tutti i sedativi mentre si chiude la pelle dell'animale.
- Tenere l'animale in sala operatoria con un attento monitoraggio della temperatura corporea, della ventilazione e della pervietà delle vie aeree, dell'ossigenazione e dei parametri emodinamici.
- A causa di un sostanziale calo della temperatura corporea che si verifica frequentemente durante la procedura, mantenere l'animale caldo usando coperte, piastra riscaldante e impacchi caldi. Fornire ossigeno durante il recupero, specialmente quando si notano brividi.
- Applicare un cerotto di fentanil di 50 μg/h per l'analgesia postoperatoria. Poiché c'è un ritardo di 6-8 ore prima che il cerotto di fentanil diventi efficace, somministrare 0,05-0,1 mg / kg di morfina per via sottocutanea per colmare questo periodo.
- Quando l'animale è stabile, mostra un aumento della temperatura corporea; può sollevare la testa; sta deglutendo; mostra riflessi oculari normali; e respira spontaneamente, liberamente e profondamente senza un ETT in atto, senza segni di ostruzione delle vie aeree superiori; può essere trasportato di nuovo alla penna. Fornire mezzi di riscaldamento durante la fase di recupero (ad esempio, lampada a infrarossi, tappetino riscaldante, coperte).
NOTA: Evitare di rimettere l'animale nella penna troppo presto poiché è possibile l'arresto respiratorio , anche ore dopo la cessazione dei narcotici. - Eseguire un controllo sull'animale: ogni 15 minuti durante la prima ora postoperatoria, quindi ogni ora per le prime 4-6 ore o più frequentemente se l'animale non è a suo agio. Quando l'animale mostra segni di dolore, somministrare morfina supplementare per via sottocutanea 0,025-0,05 mg / kg ogni 2 ore fino a quando non è a suo agio. Somministrare 1 g di cefazolina 8 e 16 ore dopo l'intervento chirurgico.
NOTA: La valutazione del dolore consiste in elementi soggettivi come atteggiamento, comportamento (stare in piedi, mangiare, bere) e smorfia. I segni oggettivi del dolore sono la frequenza cardiaca elevata, la frequenza respiratoria elevata e la respirazione superficiale. L'animale tornerà al suo stato normale e al suo comportamento entro 24 ore. Rimuovere il cerotto di fentanil il giorno 3 dopo l'operazione.
4. Tachipacizzazione atriale per l'induzione della fibrillazione atriale
- Iniettare ketamina 10 mg/kg e midazolam 0,5 mg/kg per via intramuscolare (senza atropina) e attendere che venga raggiunto un livello sufficiente di sedazione.
- Pesare di nuovo il maiale per il follow-up. Metti l'animale in una fionda di contenimento e portalo in sala operatoria.
- Collegare il monitoraggio dell'ECG e della saturazione di ossigeno e posizionare le teste del programmatore sopra i pacemaker corrispondenti. Interroga i pacemaker.
- Controllare le impostazioni del pacemaker per il verificarsi di AF spontanea. Cerca un avviso di piombo ventricolare quando usi un pacemaker a doppia camera.
- Determinare l'impedenza e le soglie di rilevamento e stimolazione. Quando si eseguono studi di elettrofisiologia (EP), tenere sempre il passo al doppio della tensione di soglia e osservare un aumento della soglia di tensione durante l'esperimento.
- Determinare il periodo refrattario effettivo atriale (AERP) approssimato dalla lunghezza del ciclo più breve alla quale viene mantenuta la cattura 1:1 durante la stimolazione a raffica.
NOTA: Questo metodo è diverso dalla determinazione clinica AERP ma più rilevante per questo protocollo. - Determinare il tempo di conduzione tra i cavi atriali sinistro e destro misurando il tempo tra l'inizio del picco di stimolazione e la depolarizzazione atriale sul piombo atriale destro.
- Per il primo protocollo, applicare un ritmo di scoppio per 20 s con una lunghezza del ciclo di AERP + 30 ms. Dopo la cessazione del ritmo, verificare la presenza di AF e misurare la durata dell'episodio. Fai una pausa di almeno 5 secondi tra ogni sessione di stimolazione e attendi fino a quando la frequenza cardiaca del ritmo sinusale non è tornata al basale. Ripeti questo ≥10 volte; si noti la visualizzazione dell'inducibilità AF come percentuale: la proporzione di tentativi "riusciti" rispetto alla quantità totale di tentativi di indurre AF.
NOTA: solo gli episodi > 5 s sono considerati rilevanti. - Per il secondo protocollo, applicare un ritmo di scoppio per 20 s, iniziando con una lunghezza del ciclo di AERP + 20 ms. Durante la raffica successiva, diminuire la lunghezza del ciclo fino alla lunghezza minima del ciclo con acquisizione 1:1. Ripeti questo almeno 10 volte. Notare la durata AF e l'inducibilità AF.
- Per il terzo protocollo, applicare un ritmo di burst per 5 s a 50 Hz. Ripetere questa operazione almeno 10 volte. Notare la durata AF e l'inducibilità AF.
- Lascia che l'animale si risvegli o continui con altre procedure (ad esempio, ecocardiografia, trattamento, prelievo di sangue)
5. Eutanasia
- Dopo l'esperimento ─ durato un mese ─ gli animali vengono sottoposti a eutanasia con sovradosaggio di pentobarbital per via endovenosa (50 mg/kg, IV). Gli endpoint umani per l'eutanasia erano segni persistenti di forte dolore o disagio, nonostante un trattamento adeguato. Questo viene valutato clinicamente su base giornaliera: i segni allarmanti includono ipertensione, tachicardia, aumento della frequenza respiratoria, cambiamenti comportamentali (irrequietezza, immobilizzazione, vocalizzazione) e serramento della mascella.
6. Chirurgia fittizia
- Eseguire lo stesso protocollo senza spruzzare talco sull'epicardio atriale o lasciare uno strato di garza sterile.
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Representative Results
Morbilità e mortalità:
Quando abbiamo iniziato a sviluppare questo modello di pericardite sterile nei minipig di Aachener, abbiamo notato la mortalità perioperatoria di 4 su 17 suini (23,5%): 3 decessi su 4 si sono verificati nei primi 6 interventi chirurgici a causa di un "effetto curva di apprendimento". Le eziologie erano le seguenti: 2 maiali morirono a causa dell'arresto respiratorio postoperatorio; questo problema è stato risolto riducendo la dose di alfentanil. Un maiale è morto a causa della fibrillazione ventricolare durante la prima sessione di stimolazione e uno durante il test del cavo di stimolazione: ciò era dovuto alla sovraccampattanza ventricolare perché il piombo atriale sinistro era posizionato troppo vicino al ventricolo. Durante il periodo di follow-up, tutti gli animali sopravvissero fino al sacrificio. Inoltre, i segni di disagio sono scomparsi 24 ore dopo l'intervento. Se eventuali segni di disagio persistono dopo questo tempo, lo sperimentatore dovrebbe essere sospettoso delle complicanze.
Proprietà di stimolazione:
Durante l'esperimento è stato osservato un graduale aumento della soglia di tensione e dell'impedenza del piombo atriale sinistro (Figura 2A). Tuttavia, questo variava tra gli animali e non ha mai portato alla non cattura. L'inducibilità della fibrillazione atriale ha iniziato ad aumentare due settimane dopo l'intervento chirurgico fino a ~ 25% in media. Il protocollo "AERP + 30 ms" è stato il meno efficace, mostrando un'inducibilità AF ~ 10%. La stimolazione decrementale e la stimolazione burst a 50 Hz hanno aumentato l'inducibilità AF a ~ 40% (Figura 2B).
Istologia:
La Figura 3 mostra livelli più elevati di fibrosi interstiziale/perivascolare negli animali sterili pericardite rispetto ai sham.
Figura 1: Configurazione sperimentale dei cavi di stimolazione. Un pacemaker per la tachipacizzazione atriale è collegato a un cavo avvitato nell'atrio sinistro. Allo stesso modo, un pacemaker per rilevare l'elettromiogramma atriale destro è collegato a un piombo avvitato nell'atrio destro del maiale. Abbreviazione: EGM = elettrogramma. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: Evoluzione dei parametri elettrofisiologici nel tempo. (A) L'impedenza del piombo aumenta nel tempo, indicando un aumento della fibrosi (n = 6). Le barre di errore indicano la deviazione standard. (B) I protocolli decremental pacing e burst pacing a 50 Hz hanno più successo del protocollo AERP + 30 ms pacing; L'inducibilità della fibrillazione atriale (B) e la durata della fibrillazione atriale (C) aumentano oltre 2 settimane dopo l'intervento chirurgico (n = 4). (D) Esempio di elettrogrammi atriali del pacemaker atriale sinistro. Superiore: induzione di un episodio di fibrillazione atriale dopo 5 s di stimolazione burst a 50 Hz. Inferiore: l'AF non è stato indotto dopo un ritmo di scoppio a 50 Hz. Abbreviazioni: AF = fibrillazione atriale; AERP = periodo refrattario efficace atriale. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3: Fibrosi interstiziale/perivascolare negli animali sterili pericardite rispetto ai shams. (A) A sinistra: la colorazione tricromatica di Masson del tessuto atriale sinistro. Colore blu = tessuto fibrotico. La pericardite sterile induce più fibrosi perivascolare e interstiziale nel tessuto atriale rispetto alla chirurgia fittizia. Superiore: ingrandimento 4x; barre della scala = 500 μm. Inferiore: ingrandimento 20x; barre di scala = 50 μm. (B) La quantificazione in cieco della % dell'area blu rispetto all'area miocardica totale utilizzando il software ImageJ mostra una media di 8,84 ± 0,95% nel gruppo sham (n = 4) e 13,16 ± 1,03% nel gruppo pericardite sterile (n = 3; p = 0,0022, t-test spaiato; media ± SD). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
| FARMACI DI EMERGENZA | Indicazione | Dose (Bolo) | Dose (infusione continua) |
| Adrenalina | Situazioni potenzialmente letali come grave ipotensione, shock anafilattico e rianimazione | 15 μg/kg | 0,05-1 μg· (kg·min) -1 |
| Amiodarone | Rianimazione, aritmia ventricolare | 7,5 mg/kg | 15 mg· (kg·24 h) -1 |
| Atracurio | Agente bloccante neuromuscolare | 0,75 mg/kg | 1 mg· (kg·h) -1 |
| Atropina | Bradicardia & RCP | 0,02-0,05 mg/kg IM, SC, IV | |
| Clonidina | Ipertermia maligna / ipertensione | 0,06 μg/kg | |
| Digossina | AF con risposta ventricolare rapida | 12,5 μg/kg | |
| Dobutamina | Shock cardiogeno, ipotensione | 2,5 -10 μg· (kg·min) -1 | |
| Metoprololo | AF con risposta ventricolare rapida | 50-250 μg/kg | |
| Nitroglicerina | Ipertermia maligna / ipertensione | 50 μg/kg | 0,45 mg· (kg·h) -1 |
| Noradrenalina | Ipotensione | 0,05-1 μg· (kg·min) -1 | |
| Defibrillazione elettrica | Aritmia ventricolare sostenuta | 50–150 J DC bifasico |
Tabella 1: Farmaci di emergenza, comprese indicazioni e dosaggi, da rendere disponibili durante l'intervento chirurgico 15,16,17. Abbreviazioni: CPR = rianimazione cardiopolmonare; AF = fibrillazione atriale.
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Discussion
Un modello animale di grandi dimensioni affidabile è una risorsa importante per lo studio della miopatia atriale e della fibrillazione atriale e lo sviluppo di nuove terapie per la fibrillazione atriale. L'impianto di cavi pacemaker sull'epicardio atriale ha permesso un follow-up longitudinale e test elettrofisiologici ripetitivi, che è difficile nei piccoli animali. I minipig sono facili da maneggiare e i loro cuori sono strutturalmente e fisiologicamente simili al cuore umano10.
Il modello di pericardite sterile è relativamente semplice rispetto alla tachipacizzazione atriale continua perché non sono necessari pacemaker programmati personalizzati. La fisiopatologia indotta in questo modello assomiglia anche più da vicino alla fisiopatologia spesso osservata nell'uomo, poiché l'infiammazione e la fibrosi precedono l'induzione di AF2. Altri modelli, in cui la fibrillazione atriale è secondaria alla disfunzione ventricolare o al rigurgito della valvola mitrale, tendono ad essere più complicati da sviluppare e la presenza di una malattia primaria non atriale confonde l'interpretazione degli effetti indotti dagli interventi terapeutici.
Per quanto ne sappiamo, Schwartzman et al.14 sono stati gli unici altri ricercatori che hanno indotto pericardite sterile nei suini. In quello studio, l'inducibilità della FA era più alta (10%) immediatamente dopo l'intervento chirurgico ed è salita all'80% dopo 1 settimana postoperatoria. Al contrario, l'inducibilità della FA è aumentata solo dopo 2 settimane e non ha superato il 40% nel nostro modello. Una possibile spiegazione è l'età avanzata e il maggiore peso corporeo dei loro maiali, così come la dose più elevata di talco che hanno usato, il che rende il loro modello un modello più acuto e aggressivo. Una dose più bassa di talco e gli animali più giovani sono probabilmente anche il motivo per cui l'inducibilità della fibrillazione atriale aumenta più tardi ed è inferiore in questo studio.
Per una corretta esecuzione di questo protocollo, dovrebbe essere coinvolto un chirurgo (cardiaco) esperto e un anestesista animale. Chirurgicamente, l'anatomia del minipig è vicina a quella degli umani. Come descritto nel protocollo, un posizionamento guidato da ultrasuoni del catetere arterioso rende la procedura meno invasiva, dolorosa e dispendiosa in termini di tempo18.
Nelle prime fasi del progetto, un cavo di stimolazione è stato tunnelizzato sul retro dell'animale ed esternalizzato per collegarlo a uno stimolatore cardiaco esterno programmabile (vedi la Tabella dei materiali). Tuttavia, nonostante la rigorosa fissazione di questi lead, sono stati spesso estratti dagli animali stessi e alcuni lead sono stati infettati, portando a pericardite purulenta. Pertanto, la strategia è stata adattata alla strategia a due pacemaker descritta. I passaggi critici sono l'intubazione, il posizionamento del catetere venoso centrale, l'impianto di piombo pacing e il recupero dopo l'anestesia.
Le principali preoccupazioni anestetiche sono l'ipotensione, l'ipotermia e la disritmia cardiaca causata dalla manipolazione. Questi devono essere monitorati attentamente e gestiti somministrando boli fluidi e noradrenalina, piastre riscaldanti e la presenza di farmaci di emergenza e un defibrillatore. Alcuni suggerimenti e trucchi sono stati inclusi in tutto il protocollo, con un'enfasi sull'importanza di un recupero postoperatorio supervisionato (che richiede pazienza) e la gestione della temperatura per garantire un recupero rapido e completo. La durata della procedura dalla sedazione fino all'estubazione varia da 3 a 6 ore.
Ci sono alcune limitazioni al presente protocollo. Come con qualsiasi modello di animali di grandi dimensioni, una limitazione importante è il costo complessivo. Investimenti sostanziali devono essere fatti in infrastrutture specializzate per l'alloggiamento degli animali e le attrezzature della sala operatoria. Anche gli animali e i materiali di consumo sono costosi. Tuttavia, il modello di pericardite sterile è sostanzialmente più economico rispetto ai modelli di tachipacizzazione atriale a causa della breve durata e perché non è necessario apportare modifiche ai pacemaker. Rispetto ai modelli di piccoli animali, il presente protocollo è anche laborioso, limitando il valore N complessivo che può essere raggiunto. Tuttavia, questo modello ha un valore traslazionale più elevato, basato sulle dimensioni maggiori degli atri e dell'anatomia e della fisiologia più vicine a quelle degli esseri umani.
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Disclosures
Nessuno degli autori ha alcun conflitto di interessi da divulgare.
Acknowledgments
Questo lavoro è stato sostenuto da una borsa di ricerca Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) (PID34923) e da una sovvenzione Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) (PID36444) dell'Università di Anversa; da una borsa di studio Senior Clinical Investigator (a VFS) e da borse di ricerca del Fondo per la ricerca scientifica delle Fiandre (numeri di domanda 1842219N, G021019N, G0D0520N e G021420N); da un assegno di ricerca di ERA.Net RUS Plus (2018, Consorzio di Progetto 278); da una sovvenzione Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) (20-VLIR-iBOF-027). Ringraziamo le aziende Abbott e Boston Scientific per aver sponsorizzato gran parte dei responsabili dei pacemaker e le aziende, Medtronic e Biotronik, per il prestito di un programmatore di pacemaker. Ringraziamo il personale degli animali della struttura per animali dell'Università di Anversa per la loro eccellente cura degli animali.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aachener minipig, 6-months old, male, castrated, weight 15-25 kg | Carfil | ||
| Anesthesia and preparation | |||
| ECG electrodes | |||
| Endotracheal tube 6.5 mm ID | Covidien | 115-65OR | |
| External cardioverter-defibrillator | Innomed | Cardio-aid 200B | |
| Heating pad | OK. | OUB 60321 | |
| Intravenous catheter 22 GA, 1 Inch | BD | 381323 | |
| Laryngoscope blade size 4 | Miller | SUS426601 | |
| Monitor | GE Medical systems | 2600040-003 | |
| Respirator | Datex-Ohmeda | 1009-9000-000 | |
| Shaver | Aesculap | GT 104 / REF 985203 | |
| Syringe driver pump | Fresenius Kabi | 082470 | |
| Arterial and central venous line placement | |||
| 3-lumen central venous catheterization set, 7 French, 16 cm, 0.032 Inch guide | Arrow medical | EU-22703-EN | |
| Arteral catheter 3 French, 8 cm | Vygon | 1,15,090 | |
| Caresite Luer access device | B. Braun | 415122-01 | |
| Fluids: IV bags of Plasmalyte, Glucose 5%, NaCl 0.9% (500 mL or 1000 mL) | |||
| heparinized saline | |||
| Needles: 18 Ga / 40 mm and 22 Ga / 40 mm | |||
| Pressure monitoring set, 195 cm | Edwards Lifesciences | T005021M | |
| Pressure tubing 180 cm | Edwards Lifesciences | 50P172 | |
| suture with needle | |||
| Syringes Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL | |||
| Ultrasound gel | Zealand coating | 446-1 | |
| Ultrasound with vascular probe | Philips healthcare | EPIQ 7C / REF BZE1723 | |
| Surgical set | |||
| Blunt-tip surgical scissors | Martin | 11-934-25 | |
| 60 degrees curved Debakey forceps | Aesculap | FB403 | |
| Anatomical forceps | AS | 13-102-16 | |
| Debakey forceps | Geister | 10-0634 | |
| Electrocautery module | Alsa | Alsatom SU 140/D MPC | |
| Holders for stainless steel wire | COBE | 013-123 | |
| Mosquito | Leibinger | 32-01008 | |
| Needledriver, fine | Delacroix-Chevalier | 50302-21 | |
| Needledriver, normal | Aesculap | BM 77 | |
| Rib spreader | Martin | 24-178-01 | |
| Scalpel | Swann-Morton | 0511 | no. 24 |
| Scissors for stainless steel wire | Jakobi | 411830 | |
| Spreaders | AS | 16-058-00 | |
| Sternum saw | Eure-Power | 5000020 | |
| Sternum saw blade | MicroAire | ZR-032M | |
| Surgical consumables | |||
| Disinfectant: iodine, chlorhexidine | |||
| Electrocautery pencil with push button, cable 5 m | Dongguan QueenMed Equipment | ESPB4001LQ | |
| Gastric tube | Vygon | 390.12 | |
| Mersilene-0, 75 cm | Ethicon | F2505H | |
| Monocryl 3-0, 70 cm | Ethicon | Y423H | |
| Mouth masks, hair nets | |||
| Oriflex-4 vacuum flask for surgical draining | Oriplast Krayer | VK00352 | |
| Prolene 6-0, 75 cm | Ethicon | 8711H | |
| Stainless steel monofilament non-absorbable suture | Ethicon | W995 | |
| Sterile drapes | 3M | 9010 | |
| Sterile gauze 20 x 10 cm | Stella | 35921 | |
| Sterile gloves | |||
| Sterile surgical gown | |||
| Steritalc PF3 | Novatech | 16863 | |
| Vicryl-0, 75 cm | Ethicon | V324H | |
| Cardiac pacing | |||
| Bipolar pacing lead Fineline II Sterox EZ 58 cm | Boston Scientific | 4474 | |
| Bipolar pacing lead Tendril STS 58 cm | Abbott | 2088TC | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Frame 3 | Lomir | DF H1PU | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Sling Cover | Lomir | SS CEG1 | |
| Micropace cardiac stimulator | Boston Scientific | EPS 320 | |
| Pacemaker for pacing | Medtronic | Azure XT DR MRI SureScan | |
| Pacemaker for sensing | Biotronik | Eluna 8 DR-T | |
| Pacemaker programmer for pacing | Medtronic | CareLink Encore 29901A | |
| Pacemaker programmer for sensing | Biotronik | ICS 3000 DS CD-W US | |
| Medication | |||
| Adrenaline 1 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Atropine 0.5 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Catapressan 150 µg/mL, 1 ml clonidine | Boehringer Ingelheim | BE021402 | |
| Cefazoline 2 g powder | Mylan | BE319794 | |
| Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarone | Sanofi | ||
| Durogesic 50 µg/h fentanyl patches | Janssen-Cilag | ||
| Glucose 5%, 500 mL | Baxter | AE0063 | |
| Ketalar 50 mg/mL, 10 mL | Pfizer | 804101 | |
| Lanoxin 0.25 mg/mL, 2 mL digoxine | Aspen | ||
| Marcaine 0.5% + adrenaline 1:200,000 | Aspen | ||
| Midazolam 5 mg/ml, 3 mL | B. Braun | 3521740 | |
| Morfine 10 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| NaCl 0.9%, 500 mL | Baxter | AKE1323 | |
| Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglycerine | Pohl Boskamp | ||
| Noradrenaline 1 mg/mL, 4 mL | Aguettant | ||
| Plasmalyte 1000 mL | Baxter | AKE0324 | |
| Propofol 10 mg/mL, 20 mL | B. Braun | 3521810 | |
| Protamine 1400 IU/mL, 5 mL | Leo pharma | ||
| Rapifen 0.5 mg/mL, 2 mL | Janssen-Cilag | 95103 | |
| Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol | AstraZeneca | ||
| Sevorane Quick Fill 100% sevoflurane, 250 mL | Abbvie | 1283-415 | |
| Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium | Aspen |
References
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