Summary
В настоящем описана мышиная модель тяжелого острого панкреатита. Процедура, представленная здесь, очень быстрая, простая и доступная, что потенциально позволяет изучать молекулярные механизмы и различные терапевтические вмешательства при остром панкреатите удобным способом.
Abstract
Распространенность острого панкреатита (АП), особенно тяжелого острого панкреатита (САП), ежегодно увеличивается в младших возрастных группах. Однако в современной клинической практике не хватает эффективных методов лечения. Благодаря легкой доступности трансгенных и нокаутных штаммов и их небольшому размеру, что позволяет использовать минимальные дозы препаратов, необходимых для оценки in vivo , для исследования АП предпочтительна хорошо зарекомендовавшая себя экспериментальная модель на мышах. Кроме того, SAP, индуцированный с помощью таурохолата натрия (TC), в настоящее время является одной из наиболее широко используемых и наиболее характеризуемых моделей. Эта модель была исследована для новых методов лечения и возможных молекулярных событий во время процесса AP. Здесь мы представляем поколение модели мыши AP с использованием таурохолата натрия и простого самодельного микрошприца. Кроме того, мы также предоставляем методологию для последующего гистологического и серологического тестирования.
Introduction
Острый панкреатит (АП) – острое воспаление поджелудочной железы, характеризующееся обструкцией главного протока поджелудочной железы с последующим растяжением протоков и аутоперевариванием поджелудочной железы ее аномально активированными ферментами. Его клинические проявления включают местное или системное воспаление, боль в животе и повышение уровня амилазы в сыворотке крови1,2. Согласно классификации тяжести3, АП может присутствовать в легких, умеренных и тяжелых формах, и среди них тяжелый острый панкреатит (САП) является наиболее тревожным состоянием из-за его высокой смертности более 30%4. В Соединенных Штатах AP является одной из наиболее распространенных причин госпитализации, затрагивающей более 200 000 пациентов5. Кроме того, АП, особенно САП, ежегодно увеличивается и затрагивает младшие возрастные группы6. Однако в современной клинической практике отсутствуют эффективные варианты лечения6,7. Поэтому необходимо исследовать молекулярные механизмы, участвующие в АП, тем самым способствуя улучшению лечения.
Хорошо зарекомендовавшие себя экспериментальные модели на животных необходимы для изучения механизмов, участвующих в АП, и оценки эффективности различных методов лечения. Благодаря легкой доступности трансгенных и нокаутных штаммов и их небольшому размеру, что сводит к минимуму дозы препаратов, необходимых для оценки in vivo, мыши предпочтительны для исследования AP. Поэтому на мышах было разработано несколько моделей АП8,9.
Работая с моделью крыс с легким панкреатитом, индуцированной путем внутривенного введения caerulein10, Niederau et al. разработали модель мыши SAP, представленную с некрозом ацинарных клеток, индуцированным с использованием того же препарата и инъекционного маршрута11. Хотя эта модель обладает рядом преимуществ, включая неинвазивность, быструю индукцию, широкую воспроизводимость и применимость, основным недостатком является то, что в большинстве случаев развивается только легкая форма АП, тем самым ограничивая ее клиническую значимость. Алкоголь считается одним из основных этиологических факторов АП; Однако Foitzik et al. сообщили, что он вызывает повреждение поджелудочной железы только в сочетании с другими факторами, такими как экзокринная гиперстимуляция12. Более того, хотя модели АП, индуцированные алкоголем, разработанные с помощью различных путей введения, и дозы лекарств были зарегистрированы13,14,15, их основным недостатком является трудность их воспроизведения. Внутрибрюшинное введение L-аргинина также может индуцировать AP у мышей16; однако его низкая клиническая значимость препятствует его применению. Таурохолат, желчная соль, был впервые предложен Creutzfeld et al. в 1965 году для индуцирования состояния, напоминающего человеческий AP, посредством инфузии протоков поджелудочной железы17. Хотя существуют споры относительно его клинической значимости в патофизиологии18,19, панкреатит, вызванный таурохолатом, остается незаменимой моделью для SAP.
Поскольку эта модель проста в реализации, а также эффективна на мышах, в настоящее время она является одной из наиболее часто используемых моделей AP для исследований на мелких животных in vivo. Perides et al. использовали таурохолат натрия (TC) для индуцирования SAP у мышей20, предоставляя понимание для понимания его патологии. В сочетании с методами генетической модификации эта модель позволила нам подтвердить несколько конкретных генов, участвующих в AP. Например, Bicozo et al. показали, что нокаут гена CD38 защищает от модели панкреатита TC-инфузии и приписывает механизмы изменениям во внутриклеточной передаче сигналов Ca2+21. Fanczal et al. исследовали физиологическое значение экспрессии TRPM2 в плазматической мембране ацинарных и протоковых клеток поджелудочной железы мыши и продемонстрировали снижение тяжести TC-индуцированного SAP у нокаутирующих мышей TRPM22. Кроме того, эта модель также обеспечивает простой и эффективный способ тестирования многих новых лекарств in vivo. Например, этот метод позволил валидировать терапевтические эффекты кофеина23, дегидрохолевой кислоты24 и различных антиоксидантов и антикоагулянтов25,26. Эти данные демонстрируют универсальность модели SAP, индуцированной TC. Хотя Wittel et al. описали аналогичную модель мыши27, отсутствие подробностей о процедурах реализации может привести к невозможности воспроизвести результаты. В этой статье мы сосредоточимся на методах с использованием простого самодельного микрошприца и исследуем TC-индуцированный SAP, тем самым предоставляя возможное руководство не только для дальнейшего изучения патогенеза и лечения АП, но и для идеально адаптируемого экспериментального метода для многих других веществ.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все эксперименты с участием животных были одобрены Комитетом по этике животных Университета Сучжоу. Все хирургические процедуры проводились под полным наркозом. Анальгетики не применялись, чтобы избежать вмешательства в естественное течение болезни согласно предыдущим литературам28,29. Одобрение отсутствия анальгезии было также предоставлено Комитетом по этике животных Университета Сучжоу.
1. Подготовка
- Голодайте мышь дикого типа C57BL/6 за 8-12 ч до операции.
- Готовят 5% (мас./об.) раствор ТС (93 мМ), разбавленный в 0,9% натрия хлорида. Процедите раствор через фильтр 0,22 мкм.
- Автоклав хирургических инструментов и материалов, включая щипцы, ножницы, держатель лезвия, держатель иглы, гемостатический зажим, сосудистые зажимы и стерильные шторы, используя стерилизатор давления при температуре 121 °C в течение 30 мин.
- Приготовьте самодельный микрошприц. Для этого вручную установите одноразовый инсулиновый наконечник и удлиненный пластиковый наконечник пипетки на шприц Microliter с плоским наконечником объемом 25 мкл. Стерилизуют путем облучения.
2. Анестезия и предоперационная подготовка
- Весите от 6 до 8 недель самцов C57BL/6 мышей дикого типа (примерно 21-23 г). Индуцируют общую анестезию внутрибрюшинной инъекцией 1% пентобарбитала раствором натрия в дозе 50 мг/кг.
- Зафиксируйте мышь в положении лежа на спине на плоской пластине из анирадиированной пены с помощью ленты.
- Подготовьте область операции каждого животного, удалив его шерсть с кремом для депиляции от уровня мечевидного отростка вниз до соединительной линии двустороннего переднего верхнего подвздошного отдела позвоночника, с левой и правой сторонами, параллельными передней подмышечной линии.
- Подготовьте стерильное хирургическое поле с особым акцентом на хирургическую область, состоящую из области, подготовленной на животном и передней части хирурга.
- Продезинфицируйте столешницу.
- Очистите место разреза с помощью многократных применений раствора хирургического скраба. Протрите кожу два-три раза 0,5% йодофором и каждый раз давайте ей высохнуть в течение 1-2 мин.
- Накройте мышь стерильными шторами.
3. Хирургическая процедура
ПРИМЕЧАНИЕ: На рисунке 1 изображена анатомия и морфология поджелудочной железы мыши до и после ретроградной инъекции ТК в билиопанкреатический проток путем микроинъекции.
- Сделайте средний разрез брюшной полости длиной от 2 до 3 см.
- Расположите двенадцатиперстную кишку слева направо вдоль желудка. Осторожно вытяните двенадцатиперстную кишку наружу и в левую сторону, используя хирургические щипцы и пропитанный дезинфицирующим средством ватный тампон, чтобы обнажить поджелудочную железу, билиопанкреатический проток и дуоденальный сосочек. Позаботьтесь о том, чтобы не повредить стенку кишечника или связанные с ней сосуды.
- Использование 8-0 Швы проходят через соединение между двенадцатиперстной кишкой и поджелудочной железой вокруг сосочка, и натягивают их на левую сторону тела мыши, чтобы зафиксировать двенадцатиперстную кишку.
- Аккуратно оттяните кожу и нижний край печени в сторону. Зажмите общий печеночный проток, следя за тем, чтобы не зажимать воротную вену или поджелудочную железу. Зажмите проксимальный билиопанкреатический проток.
- Ретроградно проткните микроинъектор в дистальный билиопанкреатический проток. Зафиксируйте кончик иглы возле двенадцатиперстной кишки с помощью зажима. Вводят 10 мкл 5% ТК в проток поджелудочной железы со скоростью 5 мкл/мин.
- Держите билиопанкреатический проток закрытым в течение 5 минут для достижения стабильного давления. Затем вытащите микроинжектор и снимите зажимы.
- Восстановить двенадцатиперстную кишку до исходного анатомического положения и проверить кровотечение.
- Закройте рану 6-0 швами и продезинфицируйте 0,5% йодофором.
4. Восстановление и послеоперационное ведение
- Извлеките животных из анестезии на термопрокладке с температурой 37 °C. Не отправляйте прооперированных животных во временное послеоперационное помещение, пока все животные не проснутся.
- Вводят 0,8 мл 0,9% физиологического раствора подкожно и медленно для приема жидких добавок.
- Следите за животными после операции на предмет их общего состояния и признаков инфекций или болезни.
5. Серологическое тестирование и оценка гистологии
- Через 24 ч после операции обезболивают мышей пентобарбиталом натрия, используя ту же дозу и инъекционный путь.
- Соберите всю кровь из брюшной аорты (около 0,8 мл на мышь) и вращайтесь при 1 500 х г в течение 15 мин, чтобы изолировать сыворотку для дальнейшего тестирования.
- Соберите ткани поджелудочной железы.
- Откройте грудную полость для сбора легочных тканей.
- Измерьте показатели биохимической функции сыворотки, включая амилазу, липазу, функцию печени (аланинтрансаминазу (АЛТ) и аспартаттрансаминазу (АСТ)) и функцию почек (мочевина и креатин), используя коммерческие наборы в соответствии с инструкциями производителей.
- Гомогенизировать ткани легких и поджелудочной железы и измерить уровень миелопероксидазы (МПО) с помощью коммерческого комплекта в соответствии с инструкциями производителя.
- Вскройте грудную полость и дважды продуйте 20 мл фосфатно-буферного физиологического раствора (PBS), затем соберите поджелудочную железу. Погрузить в 4% раствор параформальдегида на 24 ч. Обезвоживают в серии концентраций алкоголя и встраивают в парафин.
- Используйте микротом для подготовки участков ткани поджелудочной железы толщиной 5 мкм.
- Выполните окрашивание H&E для гистологической оценки поджелудочной железы.
- Оцените патологические оценки в соответствии с критериями, предложенными Schmidt et al.30.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Тщательно следуя приведенным выше инструкциям, мы получили среднюю продолжительность операции около 40 минут. Мыши были слегка неактивны и потеряли примерно 0,5-1,75 г, 0,85-1,85 г и 0,5-4,73 г веса через 24 ч, 48 ч и 72 ч после операции соответственно (рисунок 2).
С момента завершения операции до 24 ч после операции, по мере развития заболевания, мыши становились неактивными и демонстрировали медленные реакции и действия.
Выживаемость контрольных мышей и мышей SAP составляла 100% (8/8) и 72,7% (8/11) соответственно через 72 ч после операции (рисунок 3).
Согласно результатам окрашивания H&E (рисунок 4) и патологического балла (рисунок 5) на участках поджелудочной железы, у мышей SAP можно наблюдать явный отек (оценка: 3,14 ± 0,51 против 0,10 ± 0,08), воспаление (оценка: 1,41 ± 0,81 против 0) и некроз (оценка: 3,03 ± 0,77 против 0) ткани поджелудочной железы. Между тем, в обеих группах мышей не было обнаружено никаких существенных изменений (оценка: 0,125 ± 0,31 против 0), что привело к существенному повышению общего показателя патологии у мышей SAP (оценка: 7,72 ± 1,61 против 0,10 ± 0,08).
Кроме того, по сравнению с контрольными мышами значительно повысились уровни амилазы ([46 740,32 ± 12 801,30] Ед/л против [3 324,40 ± 753,66] Ед/л, р < 0,001), липазы ([545,02 ± 356,28] Ед/л против [18,32 ± 25,22] Ед/л, p < 0,05), а также МПО поджелудочной железы и легких (поджелудочная железа: [5,18 ± 3,26] Е/г против [0,71 ± 0,41] U/g, p < 0,05; легкие: [11.70 ± 1.31] U/g против [1,56 ± 0,45] U/g, p < 0,001) были обнаружены у мышей SAP (рисунок 6).
Кроме того, по сравнению с контрольными мышами, мыши с SAP продемонстрировали нарушение функций печени и почек, о чем свидетельствуют следующие показатели: АЛТ ([164,36 ± 47,66] Ед/л против [77,15 ± 31,06] Ед/л, p < 0,001), АСТ ([222,35 ± 82,13] Ед/л против [116,61 ± 64,79] Ед/л, p < 0,01), азот мочевины крови (BUN) ([37,59 ± 16,36] мМ против [14,80 ± 3,74] мМ, p < 0,001) и креатинин ([40,33 ± 11,53] мкМ против [28,66 ± 4,53] мкМ, p < 0,01) (рисунок 7).
Рисунок 1. Анатомия и морфология поджелудочной железы мыши до и после ретроградной инъекции таурохолата натрия (ТС) в билиопанкреатический проток. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2. Временное течение изменения массы контрольных (n=8) и тяжелых острых панкреатитов (n=11) у мышей. Полосы погрешностей представляют стандартное отклонение (SD). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3. Мониторинг кривой выживаемости контрольных (n=8) и тяжелых острых панкреатитов (n=11) мышей. Цифры синего и красного цветов представляют количество выживших мышей в определенный момент времени в контрольной и SAP-группах соответственно. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4. Гистопатология участков поджелудочной железы у контрольных и тяжелых острых панкреатитов (САП) мышей. Черная стрелка указывает на инфильтрацию воспалительных клеток, красная стрелка указывает на кровотечение, черный перевернутый треугольник указывает на ацинарный некроз. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5. Гистологические баллы. Гистологические показатели (включая отек, некроз, воспаление, кровоизлияние и общие баллы) участка поджелудочной железы у контрольных и тяжелых мышей с острым панкреатитом (SAP). Каждая черная точка представляет соответствующую оценку от одной мыши. ns: незначительные; **p < 0,01; p < 0,001. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6. Серологическая оценка амилазы и липазы и определение активности миелопероксидазы поджелудочной железы и легких (МПО). Значительно повышенные уровни амилазы, липазы и MPO поджелудочной железы и легких были обнаружены у мышей SAP по сравнению с контрольными мышами. Одна черная точка представляет одну мышь. Полосы погрешностей представляют стандартное отклонение (SD). *p < 0,05; p < 0,001. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 7. Показатели функции печени (АЛТ: аланинаминотрансфераза и АСТ: аспартатаминотрансфераза) и индексы функции почек (креатинин и BUN: азот мочевины крови), у контрольных и тяжелых мышей с острым панкреатитом (SAP). Значительно повышенные уровни АЛТ, АСТ, БУН и креатинина были обнаружены у мышей SAP по сравнению с контрольными мышами. Одна черная точка представляет одну мышь. Полосы погрешностей представляют стандартное отклонение (SD). *p < 0,05; **p < 0,01; p < 0,001. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Модель SAP, индуцированная TC, является отличным инструментом исследования. Как показано в этом исследовании, эта модель очень легко реализуется в общих лабораториях без использования конкретных устройств. При использовании в сочетании с гистологическим и биохимическим анализом он обеспечивает затратный (недорогие реагенты) и экономящий время (24-часовое временное окно) подход для индуцирования и оценки АП. Корректировка концентрации ТС также дает возможность получения легкого и умеренного АП. Перидес и др. также использовали ТК для индуцирования SAP у мышей20, и основное различие заключалось в том, что они использовали насос для инфузии ТС, которые могут обеспечить более точную инфузионную дозу.
Согласно нашему опыту, во время хирургического процесса создания модели наиболее важными факторами были полная экспозиция билиопанкреатического протока, плавная пункция микроинъектора и инъекция ТК в билиопанкреатический проток и проток поджелудочной железы с относительно постоянной скоростью. Во время операции следует обратить внимание на следующие моменты. Во-первых, двенадцатиперстную кишку следует осторожно вытянуть, чтобы избежать применения чрезмерной силы, что может привести к некрозу двенадцатиперстной кишки. Отверстие билиопанкреатического протока расположено вдоль внутреннего края двенадцатиперстной кишки (также называемого дуоденальным сосочком), а билиопанкреатический проток может быть расположен впоследствии. В случае успеха белые дуоденальные сосочки и канальцы, которые формируют билиопанкреатический проток и проходят через листообразную поджелудочную железу, должны быть идентифицированы. Адекватное облучение билиопанкреатического протока должно облегчить последующие процедуры. Во-вторых, умеренную тяговую силу следует прикладывать при фиксации двенадцатиперстной кишки к нижней левой стороне мыши, помещенной в положение лежа на спине с помощью швов, тем самым выпрямляя билиопанкреатический проток без потери напряжения. Чрезмерные и недостаточные силы вытягивания могут привести к разрыву стенки двенадцатиперстной кишки и неадекватному воздействию билиопанкреатического протока соответственно, что может негативно сказаться на последующем проколе. Вертикальный угол рекомендуется для обеспечения плавного прокола, когда двенадцатиперстная кишка фиксируется к нижней левой стороне с помощью швов. Затем, во время пункции, убедитесь, что направление прокола параллельно направлению билиопанкреатического протока. При проколе наклонная плоскость кончика иглы должна быть ориентирована вниз, чтобы пройти через стенку двенадцатиперстной кишки и впоследствии войти в билиопанкреатический проток, обязательно применяя соответствующую силу, чтобы избежать прокола билиопанкреатического протока. После успешного прокола не следует ощущать сопротивления при входе в билиопанкреатический проток, а натяжение стенки билиопанкреатического протока следует ощущать при осторожном встряхивании кончика иглы. Наконец, во время процедуры двенадцатиперстную кишку следует держать влажной с теплым нормальным физиологическим раствором для поддержания ее активности.
Однако этот метод также имеет некоторые ограничения. Во-первых, на воспроизводимость могут влиять различные реакции на ТС от каждой мыши. Поэтому для минимизации этих воздействий может быть выполнено парное сравнение соответствующих результатов с каждой мышью. Во-вторых, травма двенадцатиперстной кишки – распространенное явление во время пункционного процесса, которое также может стать причиной острого панкреатита. Поэтому может потребоваться более длительное время обучения для развития адекватных хирургических навыков для выполнения этого метода моделирования. Кроме того, поддержание мышей подходящего размера может быть полезным для обеспечения хирургических результатов.
Несмотря на эти ограничения, эта модель является одной из наиболее широко используемых и наиболее характеризуемых моделей на сегодняшний день для индуцирования АП и исследования новых методов лечения и возможных молекулярных событий в процессе АП. Согласно предыдущим исследованиям, SAP, индуцированный через TC, также был описан как подходящий для оценки целевой терапии, поскольку тяжесть, достигнутая с помощью этой модели, аналогична заболеванию человека и может быть легко воспроизведена. Сообщалось, что вмешательство кверцетина ослабляет патологическое повреждение поджелудочной железы и подвздошной железы в этой модели SAP путем ингибирования активации TLR4 / MyD88 / p38 MAPK и эндоплазматического стресса ретикулума (ERS)31. Введение CM4620, селективного блокировщика каналов Orai1, может значительно снизить серьезность этой модели SAP; было показано, что в качестве основных механизмов служит предотвращение активации трипсиногена, гибели ацинарных клеток, NF-κB и активации ядерного фактора активированных Т-клеток (NFAT) и воспалительных реакций32. В дополнение к TC, тауролитохолевая кислота 3-сульфат (TLCS) является еще одной желчной кислотой, часто используемой в индукции AP. Как рассмотрено Petersen et al.33, повышенные концентрации ионов кальция, индуцированные TLCS в ацинарных клетках, могут влиять не только на внутриклеточную митохондриальную продукцию АТФ, но и на другие клетки (ацинарные, звездчатые и макрофаги), расположенные в поджелудочной железе через экзоцитоз ионов кальция; в то время как ТК может оказывать косвенное повреждение ацинарных клеток через его влияние на периацинарные звездчатые клетки.
Таким образом, модель SAP, индуцированная TC, дает отличное представление о патогенезе AP и является очень актуальным инструментом для доклинической проверки новых лекарств. Кроме того, эта модель может быть адаптирована к крупным животным для дальнейшей оценки неприятных и неожиданных эффектов, возникающих в результате терапии для лечения АП.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Никакой.
Acknowledgments
Мы благодарны за поддержку со стороны следующих грантов: грант на трансляционные исследования NCRCH [2020WSA01], научный грант KJXW от Комиссии по здравоохранению Сучжоу для молодых ученых [KJXW2020002], План науки и техники города Сучжоу (SKY2021038 и SKJY2021050), грант от Приоритетной академической программы развития высших учебных заведений Цзянсу (PAPD) и План первичных исследований и социального развития провинции Цзянсу (BE2018659).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5% iodophor | Shanghai Likang Disinfectant | 310102 | 4 mL/mouse |
| 0.9% sodium chloride | Sinopharm Group Co., Ltd. | 10019318 | 0.8 mL/mouse |
| 1% Pentobarbital sodium | Sigma | P3761 | 0.2 -0.25 mL/mouse |
| 25 μL flat tip Microliter syringe | Gaoge, Shanghai | A124019 | |
| 4% Paraformaldehyde | Beyotime, Nantong, China | P0099-500ml | |
| 5% sodium taurocholate (TC) | Aladdin | S100834-5g | 10 μL/SAP mouse |
| 6-0 Sterile nylon microsuture with threaded needle (1/2 circle) | Cheng-He | 20093 | |
| 75% alcohol | Sinopharm Group Co., Ltd. | 10009218 | 4 mL/mouse |
| 8-0 Sterile nylon microsuture with threaded needle (3/8 circle) | Cheng-He | 19064 | |
| ALT Activity Assay Kit | EPNK, Anhui, China | ALT0012 | |
| Amylase Assay Kit | EPNK, Anhui, China | AMY0012 | |
| Angled small bulldog clamp with 12 mm jaw (3 cm) | Cheng-He | HC-X022 | |
| aspen shavings or shreds for mouse bedding | Beijing Vital River Laboratory Animal Technology | VR03015 | |
| AST Activity Assay Kit | EPNK, Anhui, China | AST0012 | |
| Blood Urea Nitrogen (BUN) Assay Kit | EPNK, Anhui, China | BUN0011 | |
| C57BL/6 mouse | Beijing Vital River Laboratory Animal Technology | 213 | |
| Creatine Assay Kit | EPNK, Anhui, China | CRE0012 | |
| Feature microtome blade | Beyotime, Nantong, China | E0994 | |
| Hemostatic Forceps (9.5 cm, Curved) | JZ, Shanghai Medical Instruments Co. Ltd. | JC3901 | |
| Lipase Assay Kit | Jiancheng, Nanjing, China | A054-2-1 | |
| Microtome | Leica biosystem, Germany | RM2245 | |
| Mindray biochemistry analyzer | Mindray, Shenzhen, China | BS-420 | |
| MPO Assay Kit | Jiancheng, Nanjing, China | A044-1-1 | |
| Normal mouse chow | Trophic, Nantong, China | LAD 1000 | |
| Phosphate buffered saline | Beyotime, Nantong, China | C0221A | |
| Straight micro-bulldog clamp with 5 mm jaw (1.5 cm) | JZ, Shanghai Medical Instruments Co. Ltd. | W40130 | |
| Straight or curved forceps (11.0 cm) | Cheng-He | HC-X091A or HC-X090A | |
| Straight Scissors (10.0 cm) | Cheng-He, Ningbo, China | HC-J039102 | |
| Thermo Scientific Centrifuge | Thermo Scientific, USA | Multifuge X1R |
References
- Lee, P. J., Papachristou, G. I. New insights into acute pancreatitis. Nature Reviews Gastroenterology and Hepatology. 16 (8), 479-496 (2019).
- Mandalia, A., Wamsteker, E. J., DiMagno, M. J. Recent advances in understanding and managing acute pancreatitis. F1000Research. 7, 959 (2018).
- Banks, P. A., et al. Classification of acute pancreatitis-2012: revision of the Atlanta classification and definitions by international consensus. Gut. 62 (1), 102-111 (2013).
- Munir, F., et al. Advances in immunomodulatory therapy for severe acute pancreatitis. Immunology Letters. 217, 72-76 (2020).
- Peery, A. F., et al. Burden of gastrointestinal disease in the United States: 2012 update. Gastroenterology. 143 (5), 1179-1187 (2012).
- Hines, O. J., Pandol, S. J.
- James, T. W., Crockett, S. D. Management of acute pancreatitis in the first 72 hours. Current Opinion in Gastroenterology. 34 (5), 330-335 (2018).
- Silva-Vaz, P., et al. Murine models of acute pancreatitis: a critical appraisal of clinical relevance. International Journal of Molecular Sciences. 20 (11), 2794 (2019).
- Hyun, J. J., Lee, H. S.
- Renner, I. G., Wisner, J. R., Rinderknecht, H. Protective effects of exogenous secretin on ceruletide-induced acute pancreatitis in the rat. Journal of Clinical Investigation. 72 (3), 1081-1092 (1983).
- Niederau, C., Ferrell, L. D., Grendell, J. H. Caerulein-induced acute necrotizing pancreatitis in mice: protective effects of proglumide, benzotript, and secretin. Gastroenterology. 88 (5), 1192-1204 (1985).
- Foitzik, T., et al. Exocrine hyperstimulation but not pancreatic duct obstruction increases the susceptibility to alcohol-related pancreatic injury. Archives in Surgery. 129 (10), 1081-1085 (1994).
- Schneider, L., Dieckmann, R., Hackert, T., Gebhard, M. M., Werner, J. Acute alcohol-induced pancreatic injury is similar with intravenous and intragastric routes of alcohol administration. Pancreas. 43 (1), 69-74 (2014).
- Huang, W., et al. Fatty acid ethyl ester synthase inhibition ameliorates ethanol-induced Ca2+-dependent mitochondrial dysfunction and acute pancreatitis. Gut. 63 (8), 1313-1324 (2014).
- Sun, J., et al. NRF2 mitigates acute alcohol-induced hepatic and pancreatic injury in mice. Food and Chemical Toxicology. 121, 495-503 (2018).
- Kui, B., et al. New insights into the methodology of L-arginine-induced acute pancreatitis. PLoS One. 10 (2), 0117588 (2015).
- Creutzfeldt, W., Schmidt, H., Horbach, I. Studies on the effects of a trypsin inhibitor (Trasylol) on Enzyme activities and morphology in taurocholate and calciphylaxis pancreatitis of the rat (a contribution to the pathogenesis of pancreatitis). Klin Wochenschr. 43, 15-22 (1965).
- Liu, Z. H., et al. A simple taurocholate-induced model of severe acute pancreatitis in rats. World Journal of Gastroenterology. 15 (45), 5732-5739 (2009).
- Cavdar, F., et al. Controversial issues in biliary pancreatitis: when should we perform MRCP and ERCP. Pancreatology. 14 (5), 411-414 (2014).
- Perides, G., van Acker, G. J., Laukkarinen, J. M., Steer, M. L. Experimental acute biliary pancreatitis induced by retrograde infusion of bile acids into the mouse pancreatic duct. Nature Protocols. 5 (2), 335-341 (2010).
- Orabi, A. I., et al. Cluster of differentiation 38 (CD38) mediates bile acid-induced acinar cell injury and pancreatitis through cyclic ADP-ribose and intracellular calcium release. Journal of Biological Chemistry. 288 (38), 27128-27137 (2013).
- Fanczal, J., et al. TRPM2-mediated extracellular Ca(2+) entry promotes acinar cell necrosis in biliary acute pancreatitis. Journal of Physiology. 598 (6), 1253-1270 (2020).
- Huang, W., et al. Caffeine protects against experimental acute pancreatitis by inhibition of inositol 1,4,5-trisphosphate receptor-mediated Ca2+ release. Gut. 66 (2), 301-313 (2017).
- Zhang, X., et al. Dehydrocholic acid ameliorates sodium taurocholate-induced acute biliary pancreatitis in mice. Biology and Pharmaceutical Bulletin. 43 (6), 985-993 (2020).
- Hagiwara, S., et al. Antithrombin III prevents cerulein-induced acute pancreatitis in rats. Pancreas. 38 (7), 746-751 (2009).
- Hagiwara, S., et al. Danaparoid sodium prevents cerulein-induced acute pancreatitis in rats. Shock. 32 (1), 94-99 (2009).
- Wittel, U. A., et al. Taurocholate-induced pancreatitis: a model of severe necrotizing pancreatitis in mice. Pancreas. 36 (2), 9-21 (2008).
- Barlass, U., et al. Morphine worsens the severity and prevents pancreatic regeneration in mouse models of acute pancreatitis. Gut. 67 (4), 600-602 (2018).
- Wu, D., et al. A systematic review of NSAIDs treatment for acute pancreatitis in animal studies and clinical trials. Clinical Research in Hepatology and Gastroenterology. 44, 100002 (2020).
- Schmidt, J., et al. A better model of acute pancreatitis for evaluating therapy. Annals in Surgery. 215 (1), 44-56 (1992).
- Junyuan, Z., et al. Quercetin protects against intestinal barrier disruption and inflammation in acute necrotizing pancreatitis through TLR4/MyD88/p38MAPK and ERS inhibition. Pancreatology. 18 (7), 742-752 (2018).
- Waldron, R. T., et al. The Orai Ca(2+) channel inhibitor CM4620 targets both parenchymal and immune cells to reduce inflammation in experimental acute pancreatitis. Journal of Physiology. 597 (12), 3085-3105 (2019).
- Petersen, O. H., Gerasimenko, J. V., Gerasimenko, O. V., Gryshchenko, O., Peng, S. The roles of calcium and ATP in the physiology and pathology of the exocrine pancreas. Physiological Reviews. 101 (4), 1691-1744 (2021).
