Summary
Denne protokol skitserer en metode til effektivt at udtrække levende nematoder fra naturlige substrater i marken.
Abstract
Ud over at være robuste eksperimentelle modelorganismer er Caenorhabditis elegans og dets slægtninge også rigtige dyr, der lever i naturen. Undersøgelser af vilde nematoder i deres naturlige miljøer er værdifulde for at forstå mange aspekter af biologi, herunder de selektive regimer, hvor karakteristiske genomiske og fænotypiske tegn udvikler sig, det genetiske grundlag for kompleks træk variation, og den naturlige genetiske mangfoldighed grundlæggende for alle dyrepopulationer. Dette manuskript beskriver en enkel og effektiv metode til udvinding af nematoder fra deres naturlige substrater, herunder rådnende frugter, blomster, svampe, bladkuld og jord. Baermann tragtmetoden, en klassisk nematologiteknik, isolerer selektivt aktive nematoder fra deres substrater. Fordi det genvinder næsten alle aktive orme fra prøven, giver Baermann-tragtteknikken mulighed for genopretning af sjældne og langsomt voksende genotyper, der forekommer sammen med rigelige og hurtigt voksende genotyper, som kan gå glip af i ekstraktionsmetoder, der involverer flere generationer af reproduktion. Teknikken er også velegnet til at løse metagenetiske, befolkning-genetiske og økologiske spørgsmål. Det fanger hele befolkningen i en prøve samtidigt, hvilket giver et upartisk billede af den naturlige fordeling af aldre, køn og genotyper. Protokollen giver mulighed for implementering i stor skala i marken, hurtigt konvertere substrater til orm plader, og forfatterne har valideret det gennem feltarbejde på flere kontinenter.
Introduction
Værdifulde biologiske indsigter er ved at opstå som forskere, der studerer C. elegans i laboratoriet udvide deres fokus til C. elegans og relaterede rhabditid nematoder i naturen. Undersøgelser af vilde nematoder placerer gener og genomer i deres naturlige sammenhæng, afslører funktioner potentielt tilsløret af laboratorieforhold1,2,3,4,5. Disse undersøgelser genererer indsigt i forudsætningen for evolution selv, genetisk variation6,7,8,9,10. Den naturlige genetiske variation fanget af vilde prøver giver også indhug i det genetiske grundlag for mange komplekse træk11,12,13.
Når man designer undersøgelser, der kræver isolering af naturlige populationer af nematoder, især når de udfører fjernt feltarbejde, kommer praktiske overvejelser i foræf for øje. Denne protokol har til formål at isolere hele populationer af aktive nematoder rent ud fra agn eller vilde substrater. Metoden er velegnet til udvinding af fritlevende rhabditid og diplogasterid nematoder, herunder Caenorhabditis, Oscheius og Pristionchus.
Der er mange teknikker til isolering nematoder fra deres substrater14,15. Den mest grundlæggende tilgang er at placere substratet direkte på en nematode-medium plade, plukke dyr, når de kryber ud8,15. Denne metode kræver store mængder tid og arbejdskraft, hvis målet er at isolere alle nematoder fra en prøve. Mere sofistikerede teknikker drage fordel af dyrenes vægt, størrelse, mobilitet, eller en kombination af disse14. Hver metode har sine fordele og ulemper med hensyn til opsætning og gennemløb. De adskiller sig også i deres prøveudtagningsbias og kan vælge for visse nematoder, hvis dyrene i prøven varierer langs aksen i metodens separationsprincip.
Baermann-tragtmetoden blev først beskrevet i 1917 af den hollandske læge G.K.T.F. Baermann, som opfandt enheden på Java, mens han studerede jordlevende nematoder, herunder den parasitære hageorm16. Baermann-tragten fungerer ud fra mobilitetsprincippet. Substratet placeres i en tragt foret med en klud eller papirfilter (en "Kimwipe" bruges til denne undersøgelse, kaldet "fnugfri tørning" i den aktuelle protokol) og forseglet lukket i bunden. Tragten fyldes derefter med vand og nedsænkes prøven, mens filteret adskiller den fra den forseglede stikkontakt. Aktive nematoder i prøven frigiver sig selv i vandet og svømmer gennem filteret og sætter sig til sidst i bunden af tragten. Tragtudtaget åbnes, og en dråbe nematoder udstødes på en plade (figur 1).
Figur 1: Resumé af Baermann tragt teknik. (A) Indsamling af en bakterie-rige prøve fra et sted af interesse. B) Nedsænkning af prøven i en Baermann-tragt og venter på, at orme vrider sig ud og synker. (C) Frigivelse af en enkelt dråbe fra tragten. (D) Flytning enkelt hermafroditter eller parrede hunner til separate plader. Illustration skabt af Ramin Rahni. Klik her for at se en større version af dette tal.
Baermann-tragten fungerer ikke for enhver form for nematode (se diskussionsafsnittet for specifikke alternativer) og er bedst egnet til dem, der er aktive former i caenorhabditis eller mindre14. Men hvis en undersøgelse kan bruge Baermann tragten, er der mange fordele. Metoden er praktisk i marken, der kræver begrænset opsætning, hands-on tid og omkostninger. Forskeren efterlades med en ren prøve uden obstruktion af substratet på pladen, hvilket gør det nemt at plukke. Ved hjælp af et filter forhindrer også forurening af pladen med insektlarver eller mider, som tygger plader eller bytte på nematoder i prøven. Vigtigst er det, at Baermann-tragten effektivt udvinder næsten hele befolkningen fra substratet14, hvilket kan være påkrævet afhængigt af undersøgelsens design. For eksempel, forskere interesseret i at tælle vilde populationer fase eller kønsfordeling, finde langsomt voksende eller sjældne genotyper, eller prøveudtagning nematoder ikke tiltrukket af OP50 kan drage fordel af denne metode. Dette er hensigtsmæssigt for forskere, der studerer økologiske17, population genetik18, eller metagenetiske19 spørgsmål som prøveudtagning ordningen tager et øjebliksbillede af befolkningen på prøveudtagning tid.
Det foreliggende manuskript beskriver en komplet protokol for isolering af populationer af nematoder ved hjælp af Baermann tragten og oprettelse af isofemale og isohermafrodit linjer i marken, ved hjælp af udstyr valgt til nem transport. For forskere, der udfører feltarbejde i nærheden af deres laboratorier, kan mange af disse trin udelades eller forenkles.
Protocol
1. Udarbejdelse af seedede NGM plader i marken
- Før rejsen skal du veje 23.005 g Nematode Growth Medium (NGM) (se materialebord) pulver og pre-pack i en tætlukkelig plastpose. Lav en taske til hver liter medier, der ønskes.
BEMÆRK: Forpakning før rejsen omgår behovet for en funktionel balance i marken. - Før rejsen skal du forberede 1 mL 1M MgSO4, 1 mL 1M CaCl2 og 25 mL 1M kaliumphosphat buffer for hver liter ønskede medier. For at lave 1 L kaliumphosphatbuffer opløses 108,3 g KH2PO4 og 35,6 g K2HPO4 i vand, som beskrevet i WormBook20.
- Før rejsen skal du lave en overnatningskultur af OP50 (se Materialetabel), der dyrkes i LB ved 37 °C, som beskrevet i WormBook20. Aliquot kulturen i 50 mL koniske rør og wrap toppe med paraffin film for at forhindre lækage.
- I marken opløses indholdet af NGM-pakken i 973 mL dobbeltdestilleret vand (ddH20) eller det reneste, mest sterile vand, der er tilgængeligt i en 1 L kolbe eller flaske.
- Anbring mediekolbe eller flaske, med en løs hætte eller aluminiumsfolie dækning, i en kogende varmt vand bad på en kogeplade eller komfur. Rør lejlighedsvis, indtil alt pulveret er opløst og er klart (dette tager ~ 30 min).
BEMÆRK: Hvis der er en magnetisk kogeplade til rådighed, er en omrøringsstang en glimrende mulighed for at begrænse mængden af manuel omrøring. - Fjern mediet fra vandbadet, og afkøles til ~58 °C med lejlighedsvis rysten eller med rørestang. Når mediet er afkølet til 58 ° C, skal du bruge serologiske eller standard pipetter til at tilføje 25 mL 1M kaliumphosphat buffer, 1 mL af 1M MgSO4 og 1 mL 1M CaCl2, blanding godt mellem hvert trin.
- I det mest sterile miljø, der er tilgængeligt, pipette eller hælde medierne i plader af den ønskede størrelse og gør det muligt at afkøle og størkne natten over. Hæld en 60 mm plade (~ 10 mL) for hver substratprøve. Hæld en 35 mm plade (~ 3,5 mL) for hver isofemale linje; det nødvendige antal små plader er vanskeligt at forudsige på forhånd.
- Pipette 50 μL OP50 kultur på hver plade og lad den tørre og vokse natten over før brug.
2. Indsamling af nematodesubstrater
- Identificer et bakterierigt substrat i marken. Nogle eksempler omfatter rådnende frugt, blomster, svampe og stængler af urteagtige planter. Jord og bladkuld er også velegnede, selvom de sjældent indeholder Caenorhabditis.
- Med en behandsket hånd anbringes en prøve af dette substrat (1-15 cm3) i en tætlukkelig plastpose (se Materialetabel) mærket med et unikt prøve-id (figur 1A).
- Registrer prøve-id, breddegrad, længdegrad, dato, beskrivelse af substratet og andre lokale miljømålinger, der er relevante for forsøget, herunder omgivelses- og substrattemperatur, indsamlingstid, substrattilstand, tilstedeværelse af substratrelaterede makroinvertebrater osv. En smartphone-app er tilgængelig for at strømline denne proces21.
3. Udarbejdelse af en række Baermann tragte
- For hver tragt skal du bruge en saks til at skære et segment af gummirør (se Materialetabel) ~ 3 cm lang.
- Sæt slangesegmentet i slutningen af en plasttragt (se Materialetabel). Dette kan tage en vis indsats, da pasformen er meget stram.
- Skub en slangeklemme over gummislangen, og fastgør den.
- For at lave en tragtholder skal du bruge en skalpel til at skære cirkulære huller med en diameter på 35 mm i bunden af en papfly-hætteglasbakke (se Materialebord), der ikke er foldet sammen fra sin flade forsendelsesretning. En standardbakke kan rumme 12 af disse huller i et 3 x 4 array.
- Vend pap, fold siderne ned en gang (ikke to gange, som man ville gøre en flyve-hætteglas bakke), og tape siderne sammen for at hæve den omvendte pap bakke (Figur 2).
- Placer tragte i hullerne, og sørg først for, at slangeklemmerne er i lukket position.
Figur 2: Repurposed pap flyve hætteglas bakker, foldet og skåret til at støtte 12 Baermann tragte hver. Klik her for at se en større version af dette tal.
4. Overførsel af prøver til tragtene
- Hæld vand (så sterilt som tilgængeligt) i hver tragt, fyld det ca. 3 cm under fælgen. Hvis luftbobler er fanget i slangen, skal du trykke på tragten for at frigive dem.
- Med behandskede hænder skal du placere en fnugfri klud eller specifikt en Kimwipe (foldet i halvdelen for at lave en firkant) over tragten og trykke ned på midten, så den er nedsænket i vandet.
- Manuelt bryde store faste stykker af naturlige substrater (frugt, blomst, jord, bladkuld, osv.) i mindre fragmenter for at minimere afstanden orme skal rejse for at falde ud af substratet.
BEMÆRK: Bladkuld og akavet formede prøver kan forbehandles i en foodprocessor eller blender. - Læg forsigtigt en prøve af det naturlige substrat (1-15 cm3) på vævs-/fnugfri aftørring i en tragt uden at punktere vævet og uden at prøven stikker ud over fælgen.
- Mærk tragten eller pappet ved siden af tragten med prøve-id'et svarende til feltsamlingsnoter.
- Fold hjørnerne af vævs-/fnugfri tørre over prøven (Figur 1B). Pas på at holde prøven indeholdt i vævs-/fnugfri aftørring, så ingen jord eller snavs kan passere til bunden af tragten.
BEMÆRK: Dette trin er at forhindre hjørnerne i at drapere over kanten af tragten, hvor de ville væge vandet fra tragten over siderne. - Med hænder, en spatel, eller en pipette spids, udvælge eventuelle aktive insekter, tusindben, eller andre dyr, der kan rejse fra tragt til tragt, krydsfornørende prøver. Wrap væv / fnug-fri tørre helt omkring prøven eller lægge et andet væv på tværs af toppen af prøven for at forhindre krydskontaminering.
- Tilsæt mere vand til tragte, så hele prøven er nedsænket (figur 3).
Figur 3: Samlede Baermann tragte. Hver prøve er pakket ind i væv/fnugfri aftørring og nedsænket under vand i tragten, som er fastspændt lukket. Over en periode på ~ 12 timer vil nematoderne migrere gennem vævet og til bunden af tragten. Klik her for at se en større version af dette tal.
5. Udvinding af nematoder fra tragtene
- Vent til ~ 12 timer eller natten over. I løbet af denne tid vil aktive orme vride sig ud af substratet, gennem væv / fnugfri tørre og ned til bunden af den fastspændte tragt.
BEMÆRK: At vente meget længere end 12 timer risikerer ormdødelighed på grund af hypoxi eller patogen infektion, hvilket også kan være en risiko ved kortere varighed for prøver, der er særligt overfyldte med orme og bakterier. - Skriv prøve-id'et for en tragt på bunden af en 60 mm NGM ormplade sået med en plet af OP50 E. coli bakterier. Tag låget ud af pladen.
- Fjern tragten, der indeholder prøven, fra tragtstativet. Brug den ene hånd til at holde tragten oprejst over den åbne ormplade, brug den anden hånd til at frigive tryk på slangeklemmen, så en dråbe vand kan falde fra slangen på ormepladen (Figur 1C). Så snart vandet falder fra tragten, skal du hurtigt klemme den lukket igen for at forhindre oversvømmelse af NGM-pladen.
BEMÆRK: Hvis du vil vælge orme, der tiltrækkes af OP50, herunder Caenorhabditis-arter , skal du slippe dråben væk fra bakterieplænen. Når vandet suger ind i pladen eller fordamper, caenorhabditis nematoder vil kravle ind i bakteriel græsplæne. - Ryd op: Smid indholdet af tragtene ud. Vask tragtene med varmt vand til efterfølgende genbrug.
6. Etablering af kulturer
- Overhold de isolerede nematoder under stereomikroskopet ved en forstørrelse på 5x-50x. Pladerne skal omfatte nematoder, og ved meget lavere frekvenser, små oligochaete annelids, tardigrades, rotifers, og små krebsdyr (Figur 4).
BEMÆRK: Hvis tragten er indstillet korrekt, vil ingen mider, insekter eller synligt ikke-levende materiale have gjort det gennem tragten.
Figur 4: Indholdet af den første dråbe udgivet fra en Baermann tragt på en NGM plade. Klik her for at se en større version af dette tal.
- For at etablere isohermafrodit eller isofemale linjer, skal du bruge en orm pick til at overføre hver L4 hermafrodit eller parret voksen kvinde (genkendelig ved deres større kropsstørrelse og mangel på den særskilte mandlige hale22) til en separat 35 mm NGM plade sået med OP50 (Figur 1D). Brug en lighter til at sterilisere ormen pick før og efter overførsel af orme.
- Brug paraffinfilm til at pakke plader grundigt til rejser.
Representative Results
Denne protokol blev brugt til at isolere nematoder fra frugt, blomster, svampe, jord og stængler på Barro Colorado Island, Panamá, på Smithsonian Tropical Research Institute feltstation i august 2018. Af 131 substrater, der blev behandlet af en enkelt investigator over fire dage, gav 130 substrater (99,2%) nematoder. Fireogfyrre af substraterne (33,6%) gav Caenorhabditis nematoder (figur 5). Efterfølgende analyse af kulturer etableret fra disse fireogfyrre substrater, ved PCR og parringstest23, afslørede tilstedeværelsen af seks forskellige Caenorhabditis arter – C. becei, C. tropicalis, C. briggsae, C. sp. 24, C. sp. 57 og C. panamensis.
Denne protokol blev igen brugt til at isolere nematoder fra forskellige substrater i Tjernobyl-eksklusionszonen i Ukraine over fire dage i august 2019. Levende orme blev genvundet fra 62 ud af 63 jordprøver, 1 ud af 17 hvirvelløse prøver, 31 ud af 75 frugtprøver, 1 ud af 12 agnprøver (se Diskussionssektion), og ingen orme blev genvundet fra svampe-, flodafførings- eller ulveafføringsprøver (en prøve indsamlet af hver). Efterfølgende sekventering af 18S ribosomal DNA15 identificeret disse nematoder som Oscheius, Panagrolaimus, Acrobeloides, Mesorhabditis, Panagrellus, Pristionchus, og Pelodera, men ingen Caenorhabditis blev identificeret (Figur 5).
Figur 5: Succesrate for to indsamlingsrejser. Panama i 2018 (til venstre) og Ukraine i 2019 (til højre). Klik her for at se en større version af dette tal.
Discussion
Det centrale princip i denne metode er, at nematoder vil passere gennem vævet nedsænket i vand, mens deres substrat og større hvirvelløse forurenende stoffer ikke vil. De kritiske trin i protokollen er (1) indsamling af et passende substrat, (2) nedsænkning af substratet, indpakket i et filtreringsmateriale, i vand, (3) indsamling orme, der har passeret gennem filteret og sunket til bunden af vandet, og (4) isolere individuelle orme til at skabe isofemale eller isohermafrodit linjer. Alle andre dele af metoden kan ændres efter behov i henhold til de tilgængelige ressourcer, substraternes art eller fieldwork-målene. Nogle ændringer værd at overveje er som følger.
Baiting ormene ved at plante frugt
Hvis der ikke er en rigelig forsyning af bakterierige rådnende materiale, der findes på marken, kan man ønske at bringe en prøve, såsom et stykke æble eller tomat, til at forlade at rådne. Pin agn ned godt med et par indsatser, så større dyr ikke fjerner dem, og så det nemt kan findes senere til indsamling. Undgå direkte sollys, hvor agn kan tørre, før den rådner.
Konstruktion tragt apparat ud af uanset materialer er tilgængelige
Enhver struktur med huller, der er store nok til at rumme slangeklemmen og stabil nok til at understøtte en toptung tragt, vil fungere. For en enkelt tragt er et drikkeglas en passende holder. Enhver form for væv - ansigtsvæv, toiletpapir eller papirhåndklæder - kan bruges.
Mindre materiale i tragte eller justering af ventetiden for at forhindre hypoxi eller infektion
Hvis prøven har en meget høj koncentration af orme eller bakterier, nematoder kan begynde at dø af hypoxi eller infektion, før 12 timers inkubation er færdig. Hvis dette er en bekymring, forskeren kan kontrollere tragte tidligere eller forberede en ekstra tragt med en meget lille delsalmple af det tætbefolkede substrat.
Justering af NGM-pladepræparatet til eksperimentelle behov og begrænsninger
NGM plader kan tilberedes med uanset medier og fødekilde er passende til eksperimentet. Feltprotokollen, der er beskrevet ovenfor, er designet til at minimere bagagevægten. Afhængigt af bagagebegrænsninger og feltarbejde timing, bringe allerede hældte NGM plader - enten udarbejdet i laboratoriet eller købt kommercielt - kan være at foretrække frem for at hælde plader i marken.
Udførelse af tragtisolationerne i laboratoriet
Protokollen beskriver gennemførelsen af den komplette procedure under feltbetingelser for at fange nematodepopulationen, som den forekommer i naturen. For nogle forskningsmål kan det være tilstrækkeligt at isolere nematoder senere, efter at have rejst tilbage til laboratoriet med prøver i forseglede poser. Selv da giver Baermann-tragtmetoden en renere og komplet prøve af de overlevende nematoder end andre isolationsmetoder. Prøver i forseglede poser kan dog opleve udvælgelse under rejsen, da de udsættes for potentielle ekstremer af temperatur og hypoxi. Dette kan minimeres ved at udføre isolationer så hurtigt som muligt efter prøvesamlingen.
En almindelig alternativ metode til Baermann tragten indebærer at placere substratet direkte på en NGM plade og venter på orme til at kravle ud, hvilket enten er meget arbejdskrævende eller resulterer i ufuldstændig indsamling af befolkningen. Det giver også plader forurenet med mider og insektlarver. Baermann-tragtmetoden er en billig, lavteknologisk, lavarbejdsstrategi til hurtigt at adskille hele populationen af aktive orme fra deres substrat.
Baermann-tragtmetoden er ikke universelt anvendelig til indsamling af alle typer vilde nematoder. Nogle plantelevende nematoder tager meget længere tid end 12 timer at komme ud af deres substrat og vil være fraværende fra en dråbe frigivet for tidligt, mens nogle insektparasitter vil krybe til toppen af tragten i stedet for bunden og også undgå indsamling14. Alternativer til Baermann tragten enten kræver mere specialiseret udstyr eller mere arbejdskraft til at inddrive ormene. De kan dog stadig foretrækkes, hvis ovenstående forbehold er et problem for eksperimentet. Alternative muligheder, gennemgået af van Bezooijen14, omfatter tragtspraymetoden, som giver en konstant tåge af vand til tragte, tilsætning af ilt og tillader overløb af bakterier i suspension. Dette giver mulighed for en mere længere ekstraktionsperiode af nematoder fra planter. Blendercentrifugal flotationsmetoden genopretter langsomme, inaktive eller opadgående nematoder ved at adskille dem med deres specifikke tyngdekraft, Oostenbrink elutriatoren anvender en understrøm til at adskille aflejringssediment fra suspenderede nematoder, og Cobbs metode bruger en række sigte til at isolere nematoder ved deres størrelse, form og sedimenteringshastighed14. For at indsamle rhabditider producerer Baermann-tragten dog effektivt rene prøver hurtigt og med minimal indsats.
Disclosures
Forfatterne erklærer ingen interessekonflikter.
Acknowledgments
Dette arbejde blev støttet af NIH tilskud R35GM141906 og R21ES031364 og Damon Runyon Fellowship DRG-2371-19.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 L glass bottle | NA | NA | Step 1 - vessel for making plate media |
| 1 mL pipette tips | any | NA | Step 1 - dispense worm media additives and seed plates |
| 1 mL pipetter | any | NA | Step 1 - dispense worm media additives and seed plates |
| 35 mm worm plates | Tritech | T3500 | Step 1 - worm plates |
| 4mm ID rubber tubing | Fisher | 14178A | Step 3 - part of the funnel |
| 60 mm worm plates | Greiner | 628161 | Step 1 - worm plates |
| 65 mm Funnel | Fisher | 22170156 | Step 3 - part of the funnel |
| Calcium chloride | Fisher | C79-500 | Step 1 - worm plate medium |
| Cooking pot | NA | NA | Step 1 - a water bath for melting the agar to pour plates |
| E. coli strain OP50 | Caenorhabditis Genetics Center | OP50 | Step 1 - worm food |
| Field microscope | OMAX | G223CS | Step 6 - for viewing worms in the field |
| Fly vial storage tray | Azer Scientific | ES-260T | Step 3 - to build a platform to hold 12 funnels |
| Hot plate or stove | NA | NA | Step 1 - to heat the water bath |
| Kimwipes | KimberlyClark | 34120 | Step 4 - filter for the funnels |
| LB media | Gibco | 10855021 | Step 1 - for growing OP50 |
| Lighter | NA | NA | Step 6 - sterilize the worm pick |
| Magnesium sulfate | Fisher | M63-500 | Step 1 - worm plate medium |
| NGM-lite agar | USBiological | N1000 | Step 1 - worm plate medium |
| Parafilm M wrapping film | Fisher | 13-374-10 | Step 6 - pack worm plates for travel |
| Potassium phosphate dibasic | Fisher | BP363-500 | Step 1 - worm plate medium |
| Potassium phosphate monobasic | Fisher | P285-3 | Step 1 - worm plate medium |
| scalpel | NA | NA | Step 3 - cut holes for the funnels |
| scissors | NA | NA | Step 3 - cut the rubber tubing |
| Tape | NA | NA | Step 3 - tape the funnel holder together |
| Tubing clamps | Fisher | 5869 | Step 3 - part of the funnel |
| Worm pick | NA | NA | Step 6 - for isolating individual worms |
| Ziplock-style storage bags | NA | NA | Step 2 - to bag a substrate sample |
References
- Frezal, L., Felix, M. A. C. elegans outside the Petri dish. Elife. 4, 05849 (2015).
- Greene, J. S., et al. Balancing selection shapes density-dependent foraging behaviour. Nature. 539 (7628), 254-258 (2016).
- Reddy, K. C., et al. Antagonistic paralogs control a switch between growth and pathogen resistance in C. elegans. PLOS Pathogens. 15 (1), 1007528 (2019).
- Schulenburg, H., Felix, M. A. The natural biotic environment of Caenorhabditis elegans. Genetics. 206 (1), 55-86 (2017).
- Zhang, F., et al. Caenorhabditis elegans as a model for microbiome research. Frontiers in Microbiology. 8, 485 (2017).
- Andersen, E. C., et al. Chromosome-scale selective sweeps shape Caenorhabditis elegans genomic diversity. Nature Genetics. 44 (3), 285-290 (2012).
- Cook, D. E., Zdraljevic, S., Roberts, J. P., Andersen, E. C. CeNDR, the Caenorhabditis elegans natural diversity resource. Nucleic Acids Research. 45, 650-657 (2017).
- Crombie, T. A., et al. Deep sampling of Hawaiian Caenorhabditis elegans reveals high genetic diversity and admixture with global populations. Elife. 8, 50465 (2019).
- Lee, D., et al. Balancing selection maintains hyper-divergent haplotypes in Caenorhabditis elegans. Nature Ecology & Evolution. 5 (6), 794-807 (2021).
- Rockman, M. V., Kruglyak, L. Recombinational landscape and population genomics of Caenorhabditis elegans. PLOS Genetics. 5 (3), 1000419 (2009).
- Evans, K. S., van Wijk, M. H., McGrath, P. T., Andersen, E. C., Sterken, M. G. From QTL to gene: C. elegans facilitates discoveries of the genetic mechanisms underlying natural variation. Trends in Genetics. 37, 933-947 (2021).
- Gaertner, B. E., Phillips, P. C. Caenorhabditis elegans as a platform for molecular quantitative genetics and the systems biology of natural variation. Genetics Research (Cambridge Core). 92 (5-6), 331-348 (2010).
- Noble, L. M., Rockman, M. V., Teotonio, H. Gene-level quantitative trait mapping in Caenorhabditis elegans. G3 Genes|Genomes|Genetics. 11 (2), 061 (2021).
- Van Bezooijen, J. Methods and techniques for nematology. , Wageningen University. (2006).
- Barrièrre, A., Félix, M. -A. Isolation of C. elegans. and related nematodes. Wormbook. , wormbook.1.115.2 (2014).
- Baermann, G. Eine einfache Methode zur Auffindung von Anklostomum (Nematoden) Larven in Erdproben. Geneeskundig tijdschrift voor Nederlandsch-Indië. 57, 131-137 (1917).
- Gray, N. F. Ecology of nematophagous fungi Panagrellus redivivus as the target organism. Plant and Soil. 297, 293-297 (1983).
- Mallez, S., Castagnone, C., Espada, M., Viera, P., Eisenback, J., Mota, M., Guillemaud, T., Castagnone-Sereno, P. First insights into the genetic diversity of the pinewood nematode in its native area using new polymorphic microsatellite loci. PLOS ONE. 8 (3), 4-11 (2013).
- Kerfahi, D., Tripathi, M. B., Porazinska, L. D., Park, J., Go, R., Adams, M. J. Do tropical rain forest soils have greater nematode diversity than High Arctic tundra? A metagenetic comparison of Malaysia and Svalbard. Global Ecology and Biogeography. 25, 716-728 (2016).
- Stiernagle, T.
- Di Bernardo, M., Crombie, T. A., Cook, D. E., Andersen, E. C. easyFulcrum: An R package to process and analyze ecological sampling data generated using the Fulcrum mobile application. PLOS ONE. 16, 0254293 (2021).
- Lints, R., Hall, D. H. Handbook of C. elegans male anatomy. WormAtlas. , (2005).
- Kiontke, K., Félix, M. -A., Ailion, M., Rockman, M. V., Braendle, C., Pénigault, J. -B., Fitch, D. H. A phylogeny and molecular barcodes for Caenorhabditis, with numerous new species from rotting fruits. BMC Evolutionary Biology. 11, 339 (2011).
