Summary
Denne protokollen skisserer en metode for effektivt å trekke ut levende nematoder fra naturlige substrater i feltet.
Abstract
Utover å være robuste eksperimentelle modellorganismer, er Caenorhabditis elegans og dens slektninger også ekte dyr som lever i naturen. Studier av ville nematoder i deres naturlige miljøer er verdifulle for å forstå mange aspekter av biologi, inkludert de selektive regimene der særegne genomiske og fenotypiske karakterer utvikler seg, det genetiske grunnlaget for kompleks egenskapsvariasjon og det naturlige genetiske mangfoldet som er grunnleggende for alle dyrepopulasjoner. Dette manuskriptet beskriver en enkel og effektiv metode for å trekke ut nematoder fra sine naturlige underlag, inkludert rotting av frukt, blomster, sopp, bladavfall og jord. Baermann traktmetode, en klassisk nematologiteknikk, isolerer selektivt aktive nematoder fra deres substrater. Fordi den gjenoppretter nesten alle aktive ormer fra prøven, gjør Baermann-traktteknikken det mulig å gjenopprette sjeldne og langsomt voksende genotyper som forekommer sammen med rikelige og raskt voksende genotyper, som kan gå glipp av i ekstraksjonsmetoder som involverer flere generasjoner reproduksjon. Teknikken er også godt egnet til å håndtere metagenetiske, befolkningsgenetiske og økologiske spørsmål. Den fanger hele befolkningen i et utvalg samtidig, noe som gir et objektivt syn på den naturlige fordelingen av aldre, kjønn og genotyper. Protokollen tillater distribusjon i stor skala i feltet, og konverterer raskt substrater til ormeplater, og forfatterne har validert den gjennom feltarbeid på flere kontinenter.
Introduction
Verdifull biologisk innsikt dukker opp når forskere som studerer C. elegans i laboratoriet utvider sitt fokus til C. elegans og relaterte rhabditid nematoder i naturen. Studier av ville nematoder plasserer gener og genomer i sin naturlige kontekst, og avslører funksjoner som potensielt er skjult av laboratorieforhold1,2,3,4,5. Disse studiene genererer innsikt i forutsetningen for selve evolusjonen, genetisk variasjon6,7,8,9,10. Den naturlige genetiske variasjonen fanget av ville prøver gir også inngrep i det genetiske grunnlaget for mange komplekse egenskaper11,12,13.
Ved utforming av studier som krever isolering av naturlige populasjoner av nematoder, spesielt når man utfører fjerntliggende feltarbeid, kommer praktiske hensyn i forgrunnen. Denne protokollen tar sikte på å isolere hele populasjoner av aktive nematoder som kan dyrkes på OP50 fra agn eller ville substrater. Metoden er godt egnet for utvinning av frittlevende rabditid og diplogasterid nematoder, inkludert Caenorhabditis, Oscheius og Pristionchus.
Det er mange teknikker for å isolere nematoder fra deres substrater14,15. Den mest grunnleggende tilnærmingen er å plassere substratet direkte på en nematode-middels plate, plukke dyr når de kryper ut8,15. Denne metoden krever store mengder tid og arbeidskraft hvis målet er å isolere alle nematoder fra et utvalg. Mer sofistikerte teknikker drar nytte av dyrenes vekt, størrelse, mobilitet eller en kombinasjon av disse14. Hver metode har sine fordeler og ulemper når det gjelder oppsett og gjennomstrømning. De varierer også i prøvetakingsbiasene og kan velge for visse nematoder hvis dyrene i prøven varierer langs aksen til metodens separasjonsprinsipp.
Baermann-traktmetoden ble først beskrevet i 1917 av den nederlandske legen G. K. T. F. Baermann, som oppfant enheten på Java mens han studerte jordboende nematoder, inkludert den parasittiske krokormen16. Baermann-trakten fungerer basert på mobilitetsprinsippet. Substratet er plassert i en trakt foret med en klut eller et papirfilter (en "Kimwipe" brukes til denne studien, referert til som "lofri klut" i den nåværende protokollen) og forseglet lukket nederst. Trakten fylles deretter med vann, senker prøven mens filteret skiller den fra det forseglede uttaket. Aktive nematoder i prøven slipper seg ut i vannet og svømmer gjennom filteret, og legger seg til slutt på bunnen av trakten. Traktutløpet åpnes, og en dråpe nematoder utvises på en plate (figur 1).
Figur 1: Oppsummering av Baermann-traktteknikken. (A) Innsamling av en bakterierik prøve fra et interessested. (B) Senke prøven i en Baermann-trakt og vente på at ormer skal vri seg ut og synke. (C) Løsne en enkelt dråpe fra trakten. (D) Flytte enkelthermafroditter eller parrede kvinner for å skille plater. Illustrasjon laget av Ramin Rahni. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Baermann-trakten vil ikke fungere for alle slags nematoder (se diskusjonsseksjonen for spesifikke alternativer) og passer best til de som er aktive former i størrelsesområdet caenorhabditt eller mindre14. Men hvis en studie kan bruke Baermann-trakten, er det mange fordeler. Metoden er praktisk i -feltet, noe som krever begrenset oppsett, praktisk tid og kostnad. Forskeren sitter igjen med en ren prøve uten hindring av substratet på platen, noe som gjør det enkelt å plukke. Bruk av et filter forhindrer også forurensning av platen av insektslarver eller kvaler, som tygger opp plater eller bytter på nematoder i prøven. Viktigst av alt trekker Baermann-trakten effektivt ut nesten hele befolkningen fra substratet14, noe som kan være nødvendig avhengig av studiens design. For eksempel kan forskere som er interessert i å telle ville populasjoners stadium eller kjønnsfordeling, finne langsomt voksende eller sjeldne genotyper, eller prøvetaking av nematoder som ikke er tiltrukket av OP50, dra nytte av denne metoden. Dette er egnet for forskere som studerer økologiske17, populasjonsgenetikk18 eller metagenetiske19 spørsmål, da prøvetakingsordningen tar et øyeblikksbilde av befolkningen på prøvetakingstidspunktet.
Det nåværende manuskriptet beskriver en komplett protokoll for isolering av populasjoner av nematoder ved hjelp av Baermann-trakten og etablering av isofemale- og isohermafrodittlinjer i feltet, ved hjelp av utstyr valgt for enkel transport. For forskere som utfører feltarbeid i nærheten av laboratoriene sine, kan mange av disse trinnene utelates eller forenkles.
Protocol
1. Utarbeidelse av frø NGM-plater i feltet
- Før du reiser, vei 23.005 g Nematode Growth Medium (NGM) (se Materialbord) pulver og forpakning i en forseglet plastpose. Lag en pose for hver liter medier ønsket.
MERK: Forhåndsemballasje før reise omgår behovet for en funksjonell balanse i feltet. - Før du reiser, forberede 1 ml 1M MgSO4, 1 ml 1M CaCl2 og 25 ml 1M kaliumfosfatbuffer for hver liter medier ønsket. For å lage 1 L kaliumfosfatbuffer oppløses 108,3 g KH2PO4 og 35,6 g K2HPO4 i vann, som beskrevet i WormBook20.
- Før du reiser, lag en nattkultur av OP50 (se Materialtabell) dyrket i LB ved 37 °C, som beskrevet i WormBook20. Aliquot kulturen i 50 ml koniske rør og pakk toppene med parafinfilm for å forhindre lekkasje.
- I felten oppløses innholdet i NGM-pakken i 973 ml dobbeltdestillert vann (ddH20) eller det reneste, mest sterile vannet som er tilgjengelig i en 1 L kolbe eller flaske.
- Plasser medieflasken eller flasken, med en løs hette eller aluminiumsfoliedeksel, i et kokende varmtvannsbad på en kokeplate eller komfyr. Rør av og til til alt pulveret er oppløst og klart (dette tar ~ 30 min).
MERK: Hvis en magnetisk varmeplate er tilgjengelig, er en rørestang et utmerket alternativ for å begrense mengden manuell omrøring. - Fjern mediet fra vannbadet og avkjøl til ~ 58 ° C med sporadisk risting eller med en rørestang. Når mediet er avkjølt til 58 ° C, bruk serologiske eller standard pipetter for å legge til 25 ml 1M kaliumfosfatbuffer, 1 ml 1M MgSO4 og 1 ml 1M CaCl2, bland godt mellom hvert trinn.
- I det mest sterile miljøet som er tilgjengelig, pipette eller hell mediet i plater av ønsket størrelse og la det avkjøles og størkne over natten. Hell en 60 mm plate (~10 ml) for hver substratprøve. Hell en 35 mm plate (~3,5 ml) for hver isofemalelinje; antall små plater som trengs er vanskelig å forutsi på forhånd.
- Pipette 50 μL OP50-kultur på hver tallerken og la den tørke og vokse over natten før bruk.
2. Innsamling av nematode substrater
- Identifiser et bakterierikt substrat i felten. Noen eksempler inkluderer rotting frukt, blomster, sopp og stengler av urteplanter. Jord og bladavfall er også egnet, selv om de sjelden inneholder Caenorhabditis.
- Legg en prøve av dette substratet (1-15 cm3) i en forseglet plastpose (se Materialbord) merket med en unik prøve-ID (figur 1A) med hansker.
- Registrer prøve-ID, breddegrad, lengdegrad, dato, beskrivelse av substratet og andre lokale miljømålinger som er relevante for eksperimentet, inkludert omgivelses- og substrattemperatur, innsamlingstidspunkt, tilstand av substrat, tilstedeværelse av substratrelaterte makroinvertebrater og så videre. En smarttelefonapp er tilgjengelig for å effektivisere denne prosessen21.
3. Forberedelse av en rekke Baermann-trakter
- For hver trakt, bruk saks til å kutte et segment av gummirør (se Materialbord) ~ 3 cm lang.
- Monter rørsegmentet over enden av en plasttrakt (se Materialtabell). Dette kan ta litt innsats, da passformen er veldig stram.
- Skyv en rørklemme over gummislangen og klem den fast.
- For å lage en traktholder, bruk en skalpell til å kutte sirkulære hull med en diameter på 35 mm i bunnen av en pappfly-hetteglassbrett (se Materialbord) som ikke er brettet sammen fra sin flate fraktretning. En standard skuff har plass til 12 av disse hullene i en 3 x 4-rekke.
- Snu papp, brett ned sidene en gang (ikke to ganger, som man ville gjort for å lage en fly-hetteglassbrett), og tape sidene sammen for å heve den omvendte pappbrettet (figur 2).
- Plasser trakter i hullene, først må du sørge for at slangeklemmene er i lukket stilling.
Figur 2: Gjenbrukte pappfly hetteglassbrett, brettet og kuttet for å støtte 12 Baermann-trakter hver. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
4. Overføring av prøver til traktene
- Hell vann (så sterilt som tilgjengelig) i hver trakt, og fyll det ca. 3 cm under kanten. Hvis luftbobler er fanget i slangen, trykker du på trakten for å frigjøre dem.
- Med hanskede hender plasserer du en lofri klut eller spesielt en Kimwipe (brettet i to for å lage en firkant) over trakten, og trykker ned på midten slik at den er nedsenket i vannet.
- Bryt manuelt store faste biter av naturlige substrater (frukt, blomst, jord, bladavfall, etc.) i mindre fragmenter for å minimere avstanden ormer må reise for å falle ut av substratet.
MERK: Bladavfall og klossete prøver kan forhåndsbehandles i en matprosessor eller blender. - Legg forsiktig en prøve av det naturlige substratet (1-15 cm3) på vevet / lofri klut i en trakt uten å punktere vevet og uten at prøven stikker ut over kanten.
- Merk trakten, eller papp ved siden av trakten, med prøve-IDen som tilsvarer feltsamlingsnotater.
- Brett hjørnene på vevet/lofri tørk over prøven (figur 1B). Pass på at prøven i vevs-/lofri klut holdes, slik at ingen jord eller rusk kan passere til bunnen av trakten.
MERK: Dette trinnet er for å forhindre at hjørnene draperer over kanten av trakten, der de vil transportere vannet fra trakten over sidene. - Med hender, en slikkepott eller en pipettespiss plukker du ut aktive insekter, tusenfugler eller andre dyr som kan reise fra trakt til trakt, krysskontaminerende prøver. Pakk vevet/lofri tørk helt rundt prøven eller legg et nytt vev over toppen av prøven for å forhindre krysskontaminering.
- Tilsett mer vann i trakter slik at hele prøven er nedsenket (figur 3).
Figur 3: Monterte Baermann-trakter. Hver prøve er pakket inn i vev / lofri klut og nedsenket under vann i trakten, som klemmes fast. Over en periode på ~ 12 timer vil nematodene migrere gjennom vevet og til bunnen av trakten. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
5. Ekstraksjon av nematoder fra traktene
- Vent i ~ 12 timer eller over natten. I løpet av denne tiden vil aktive ormer vri seg ut av substratet, gjennom vev / lofri tørk og ned til bunnen av den klemte trakten.
MERK: Å vente mye lenger enn 12 timer risikerer ormdødelighet på grunn av hypoksi eller patogen infeksjon, noe som også kan være en risiko ved kortere varigheter for prøver som er spesielt overfylt med ormer og bakterier. - Skriv prøve-IDen til en trakt på bunnen av en 60 mm NGM ormplatefrø med en flekk av OP50 E. coli-bakterier . Fjern lokket fra platen.
- Fjern trakten som inneholder prøven, fra traktstativet. Bruk den ene hånden til å holde trakten oppreist over den åpne ormeplaten, bruk den andre hånden til å frigjøre trykk på slangeklemmen, slik at en dråpe vann kan falle fra slangen på ormeplaten (figur 1C). Så snart vann faller fra trakten, må du raskt klemme den igjen for å unngå oversvømmelse av NGM-platen.
MERK: For å velge ormer tiltrukket av OP50, inkludert Caenorhabditis-arter , slipp dråpen bort fra bakteriell plen. Når vannet suger inn i platen eller fordamper, vil Caenorhabditis nematoder krype inn i bakteriell plen. - Rydd opp: Kast ut innholdet i traktene. Vask traktene med varmt vann for etterfølgende gjenbruk.
6. Etablering av kulturer
- Vær oppmerksom på de isolerte nematodene under stereomikroskopet ved en forstørrelse på 5x-50x. Platene skal inneholde nematoder, og ved mye lavere frekvenser, små oligochaete annelider, tardigrader, rotiferer og små krepsdyr (figur 4).
MERK: Hvis trakten er satt opp riktig, vil ingen kvaler, insekter eller synlig ikke-levende materiale ha kommet seg gjennom trakten.
Figur 4: Innholdet i den første dråpen som slippes ut fra en Baermann-trakt på en NGM-plate. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
- For å etablere isohermafroditt- eller isofemalelinjer, bruk et ormvalg for å overføre hver L4-hermafroditt eller parret voksen kvinne (gjenkjennelig av deres større kroppsstørrelse og mangel på den distinkte mannlige halen22) til en separat 35 mm NGM-platefrø med OP50 (figur 1D). Bruk en lighter til å sterilisere ormvalget før og etter overføring av ormer.
- Bruk parafinfilm for å pakke plater grundig for reise.
Representative Results
Denne protokollen ble brukt til å isolere nematoder fra frukt, blomster, sopp, jord og stilker på Barro Colorado Island, Panamá, på Smithsonian Tropical Research Institute feltstasjon i august 2018. Av 131 substrater behandlet av en enkelt etterforsker over fire dager, ga 130 substrater (99,2%) nematoder. 44 av substratene (33,6 %) ga Caenorhabditis nematoder (figur 5). Etterfølgende analyse av kulturer etablert fra disse førtifire substratene, av PCR og parringstester23, avslørte tilstedeværelsen av seks forskjellige Caenorhabditis-arter - C. becei, C. tropicalis, C. briggsae, C. sp. 24, C. sp. 57 og C. panamensis.
Denne protokollen ble igjen brukt til å isolere nematoder fra ulike substrater i Tsjernobyl-eksklusjonssonen i Ukraina, over fire dager i august 2019. Levende ormer ble gjenvunnet fra 62 av 63 jordprøver, 1 av 17 hvirvelløse prøver, 31 av 75 fruktprøver, 1 av 12 agnprøver (se diskusjonsseksjonen), og ingen ormer ble gjenvunnet fra sopp-, elverør- eller ulv avføringsprøver (en prøve samlet inn av hver). Etterfølgende sekvensering av 18S ribosomal DNA15 identifiserte disse nematodene som Oscheius, Panagrolaimus, Akrobeloides, Mesorhabditis, Panagrellus, Pristionchus og Pelodera, men ingen Caenorhabditis ble identifisert (figur 5).
Figur 5: Suksessrater for to samlingsturer. Panama i 2018 (venstre) og Ukraina i 2019 (høyre). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Discussion
Det sentrale prinsippet for denne metoden er at nematoder vil passere gjennom vevet nedsenket i vann, mens deres substrat og større hvirvelløse forurensninger ikke vil. De kritiske trinnene i protokollen er (1) å samle et passende substrat, (2) nedsenke substratet, pakket inn i et filtreringsmateriale, i vann, (3) samle ormer som har gått gjennom filteret og senket til bunnen av vannet, og (4) isolere individuelle ormer for å lage isofemale- eller isohermafrodittlinjer. Alle andre deler av metoden kan endres etter behov i henhold til tilgjengelige ressurser, substratenes art eller feltarbeidsmålene. Noen modifikasjoner som er verdt å vurdere er som følger.
Baiting ormene ved å plante frukt
Hvis det ikke er rikelig med tilførsel av bakterierikt råtnende materiale som finnes på feltstedet, kan man ønske å ta med en prøve, for eksempel et stykke eple eller tomat, for å la det råtne. Fest agnet godt med noen få innsatser slik at større dyr ikke fjerner dem, og slik at det lett kan bli funnet senere for innsamling. Unngå direkte sollys, hvor agn kan tørke før det råtner.
Konstruksjon av traktapparat ut av de materialene som er tilgjengelige
Enhver struktur med hull som er store nok til å imøtekomme rørklemmen og stabil nok til å støtte en topptung trakt, vil fungere. For en enkelt trakt er et drikkeglass en passende holder. Alle typer vev – ansiktsvev, toalettpapir eller papirhåndklær – kan brukes.
Sette mindre materiale i trakter, eller justere ventetiden, for å forhindre hypoksi eller infeksjon
Hvis prøven har en svært høy konsentrasjon av ormer eller bakterier, kan nematoder begynne å dø av hypoksi eller infeksjon før inkubasjonen på 12 timer er fullført. Hvis dette er en bekymring, kan forskeren sjekke trakter tidligere eller forberede en ekstra trakt med et svært lite undersampler av det høyt befolkede substratet.
Justering av NGM-platepreparatet til eksperimentelle behov og begrensninger
NGM-plater kan tilberedes med alle medier og matkilder som passer til eksperimentet. Feltprotokollen som er beskrevet ovenfor, er utformet for å minimere bagasjevekten. Avhengig av bagasjebegrensninger og tidspunkt for feltarbeid, kan det være å foretrekke å ta med allerede hellede NGM-plater – enten tilberedt i laboratoriet eller kjøpt kommersielt – i stedet for å helle plater i felten.
Utføre traktisolasjonene i laboratoriet
Protokollen beskriver å utføre hele prosedyren under feltforhold for å fange nematodepopulasjonen slik den forekommer i naturen. For noen forskningsmål kan det være tilstrekkelig å isolere nematoder senere, etter å ha reist tilbake til laboratoriet med prøver i forseglede poser. Selv da gir Baermann-traktmetoden en renere og fullstendig prøve av de overlevende nematodene enn andre isolasjonsmetoder. Prøver i forseglede poser kan imidlertid oppleve valg under reise, da de utsettes for potensielle ekstreme temperaturer og hypoksi. Dette kan minimeres ved å utføre isolasjoner så snart som mulig etter prøveinnsamling.
En vanlig alternativ metode til Baermann-trakten innebærer å plassere substratet direkte på en NGM-plate og vente på at ormer skal krype ut, noe som enten er svært arbeidskrevende eller resulterer i den ufullstendige samlingen av befolkningen. Det gir også plater forurenset med kvaler og insekt larver. Baermann-traktmetoden er en rimelig, lavteknologisk lavarbeidsstrategi for raskt å skille hele befolkningen av aktive ormer fra deres substrat.
Baermann traktmetode er ikke universelt anvendelig for å samle alle typer ville nematoder. Noen planteboende nematoder tar mye lengre tid enn 12 timer å komme ut av sitt substrat og vil være fraværende fra et dråpe utgitt for tidlig, mens noen insektsparasitter vil krype til toppen av trakten i stedet for bunnen, og også unngå samling14. Alternativer til Baermann-trakten krever enten mer spesialisert utstyr eller mer arbeidskraft for å gjenopprette ormene. Imidlertid kan de fortsatt foretrekkes hvis forbeholdene ovenfor er et problem for eksperimentet. Alternative alternativer, gjennomgått av van Bezooijen14, inkluderer traktspraymetoden, som gir en konstant tåke av vann til trakter, legger oksygen og tillater overløp av bakterier i suspensjon. Dette gir en lengre utvinningsperiode av nematoder fra planter. Blender sentrifugal flotasjonsmetoden gjenoppretter sakte bevegelige, inaktive eller oppadgående krypende nematoder ved å skille dem med deres spesifikke tyngdekraft, Oostenbrink-elutriatoren bruker en understrøm for å skille sediment fra suspenderte nematoder, og Cobbs metode bruker en rekke sikter for å isolere nematoder etter størrelse, form og sedimenteringshastighet14. For å samle rhabditider produserer Baermann-trakten rene prøver raskt og med minimal innsats.
Disclosures
Forfatterne erklærer ingen interessekonflikter.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av NIH tilskudd R35GM141906 og R21ES031364 og Damon Runyon Fellowship DRG-2371-19.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 L glass bottle | NA | NA | Step 1 - vessel for making plate media |
| 1 mL pipette tips | any | NA | Step 1 - dispense worm media additives and seed plates |
| 1 mL pipetter | any | NA | Step 1 - dispense worm media additives and seed plates |
| 35 mm worm plates | Tritech | T3500 | Step 1 - worm plates |
| 4mm ID rubber tubing | Fisher | 14178A | Step 3 - part of the funnel |
| 60 mm worm plates | Greiner | 628161 | Step 1 - worm plates |
| 65 mm Funnel | Fisher | 22170156 | Step 3 - part of the funnel |
| Calcium chloride | Fisher | C79-500 | Step 1 - worm plate medium |
| Cooking pot | NA | NA | Step 1 - a water bath for melting the agar to pour plates |
| E. coli strain OP50 | Caenorhabditis Genetics Center | OP50 | Step 1 - worm food |
| Field microscope | OMAX | G223CS | Step 6 - for viewing worms in the field |
| Fly vial storage tray | Azer Scientific | ES-260T | Step 3 - to build a platform to hold 12 funnels |
| Hot plate or stove | NA | NA | Step 1 - to heat the water bath |
| Kimwipes | KimberlyClark | 34120 | Step 4 - filter for the funnels |
| LB media | Gibco | 10855021 | Step 1 - for growing OP50 |
| Lighter | NA | NA | Step 6 - sterilize the worm pick |
| Magnesium sulfate | Fisher | M63-500 | Step 1 - worm plate medium |
| NGM-lite agar | USBiological | N1000 | Step 1 - worm plate medium |
| Parafilm M wrapping film | Fisher | 13-374-10 | Step 6 - pack worm plates for travel |
| Potassium phosphate dibasic | Fisher | BP363-500 | Step 1 - worm plate medium |
| Potassium phosphate monobasic | Fisher | P285-3 | Step 1 - worm plate medium |
| scalpel | NA | NA | Step 3 - cut holes for the funnels |
| scissors | NA | NA | Step 3 - cut the rubber tubing |
| Tape | NA | NA | Step 3 - tape the funnel holder together |
| Tubing clamps | Fisher | 5869 | Step 3 - part of the funnel |
| Worm pick | NA | NA | Step 6 - for isolating individual worms |
| Ziplock-style storage bags | NA | NA | Step 2 - to bag a substrate sample |
References
- Frezal, L., Felix, M. A. C. elegans outside the Petri dish. Elife. 4, 05849 (2015).
- Greene, J. S., et al. Balancing selection shapes density-dependent foraging behaviour. Nature. 539 (7628), 254-258 (2016).
- Reddy, K. C., et al. Antagonistic paralogs control a switch between growth and pathogen resistance in C. elegans. PLOS Pathogens. 15 (1), 1007528 (2019).
- Schulenburg, H., Felix, M. A. The natural biotic environment of Caenorhabditis elegans. Genetics. 206 (1), 55-86 (2017).
- Zhang, F., et al. Caenorhabditis elegans as a model for microbiome research. Frontiers in Microbiology. 8, 485 (2017).
- Andersen, E. C., et al. Chromosome-scale selective sweeps shape Caenorhabditis elegans genomic diversity. Nature Genetics. 44 (3), 285-290 (2012).
- Cook, D. E., Zdraljevic, S., Roberts, J. P., Andersen, E. C. CeNDR, the Caenorhabditis elegans natural diversity resource. Nucleic Acids Research. 45, 650-657 (2017).
- Crombie, T. A., et al. Deep sampling of Hawaiian Caenorhabditis elegans reveals high genetic diversity and admixture with global populations. Elife. 8, 50465 (2019).
- Lee, D., et al. Balancing selection maintains hyper-divergent haplotypes in Caenorhabditis elegans. Nature Ecology & Evolution. 5 (6), 794-807 (2021).
- Rockman, M. V., Kruglyak, L. Recombinational landscape and population genomics of Caenorhabditis elegans. PLOS Genetics. 5 (3), 1000419 (2009).
- Evans, K. S., van Wijk, M. H., McGrath, P. T., Andersen, E. C., Sterken, M. G. From QTL to gene: C. elegans facilitates discoveries of the genetic mechanisms underlying natural variation. Trends in Genetics. 37, 933-947 (2021).
- Gaertner, B. E., Phillips, P. C. Caenorhabditis elegans as a platform for molecular quantitative genetics and the systems biology of natural variation. Genetics Research (Cambridge Core). 92 (5-6), 331-348 (2010).
- Noble, L. M., Rockman, M. V., Teotonio, H. Gene-level quantitative trait mapping in Caenorhabditis elegans. G3 Genes|Genomes|Genetics. 11 (2), 061 (2021).
- Van Bezooijen, J. Methods and techniques for nematology. , Wageningen University. (2006).
- Barrièrre, A., Félix, M. -A. Isolation of C. elegans. and related nematodes. Wormbook. , wormbook.1.115.2 (2014).
- Baermann, G. Eine einfache Methode zur Auffindung von Anklostomum (Nematoden) Larven in Erdproben. Geneeskundig tijdschrift voor Nederlandsch-Indië. 57, 131-137 (1917).
- Gray, N. F. Ecology of nematophagous fungi Panagrellus redivivus as the target organism. Plant and Soil. 297, 293-297 (1983).
- Mallez, S., Castagnone, C., Espada, M., Viera, P., Eisenback, J., Mota, M., Guillemaud, T., Castagnone-Sereno, P. First insights into the genetic diversity of the pinewood nematode in its native area using new polymorphic microsatellite loci. PLOS ONE. 8 (3), 4-11 (2013).
- Kerfahi, D., Tripathi, M. B., Porazinska, L. D., Park, J., Go, R., Adams, M. J. Do tropical rain forest soils have greater nematode diversity than High Arctic tundra? A metagenetic comparison of Malaysia and Svalbard. Global Ecology and Biogeography. 25, 716-728 (2016).
- Stiernagle, T.
- Di Bernardo, M., Crombie, T. A., Cook, D. E., Andersen, E. C. easyFulcrum: An R package to process and analyze ecological sampling data generated using the Fulcrum mobile application. PLOS ONE. 16, 0254293 (2021).
- Lints, R., Hall, D. H. Handbook of C. elegans male anatomy. WormAtlas. , (2005).
- Kiontke, K., Félix, M. -A., Ailion, M., Rockman, M. V., Braendle, C., Pénigault, J. -B., Fitch, D. H. A phylogeny and molecular barcodes for Caenorhabditis, with numerous new species from rotting fruits. BMC Evolutionary Biology. 11, 339 (2011).
