Summary
Ce protocole présente une nouvelle technique chirurgicale de transplantation rénale de souris axée sur une stratégie d’anastomose artérielle modifiée. Une technique de suture vasculaire comprenant une méthode d’anastomose uretère-vessie simple et plus sûre est également présentée. Ces modifications raccourcissent le temps d’opération et améliorent le taux de réussite de la procédure de transplantation rénale de souris.
Abstract
La transplantation rénale chez la souris est une procédure chirurgicale compliquée et difficile. Il existe très peu de publications démontrant les étapes clés de cette opération. Par conséquent, cet article présente la technique et souligne les mises en garde chirurgicales associées à cette opération. En outre, des modifications importantes par rapport à la procédure conventionnelle sont démontrées. Tout d’abord, une plaque de l’aorte abdominale est coupée et préparée de sorte que les bifurcations proximales de l’artère rénale, y compris l’artère urétérale, soient transectées avec le rein du donneur en bloc. Cela réduit le risque de nécrose de l’uretère et évite le développement d’une occlusion des voies urinaires. Deuxièmement, une nouvelle méthode d’anastomose vasculaire est démontrée qui permet à l’opérateur d’augmenter ou de diminuer de manière flexible la taille de l’anastomose après que la reperfusion de transplantation rénale a déjà été initiée. Cela évite le développement de sténoses vasculaires et de saignements intraabdominaux. Troisièmement, une technique qui permet l’anastomose de l’uretère donneur délicat et de la vessie receveuse qui ne provoque pas de traumatisme est montrée. L’adoption de ce protocole peut raccourcir le temps d’opération et réduire les dommages à la vessie du receveur, augmentant ainsi considérablement le taux de réussite de l’opération pour les souris receveuses.
Introduction
Depuis que Sakowitz et al. ont développé des modèles murins de transplantation rénale en 1973 pour la première fois1, il s’est avéré être un outil expérimental important pour étudier les mécanismes de lésion ischémique de transplantation et de rejet allo-immun ainsi que pour développer de nouveaux traitements visant à prolonger la survie de l’allogreffe et éventuellement à atteindre une tolérance immunologique. Cependant, la technique chirurgicale s’est avérée complexe et très exigeante, présentant parfois des complications telles que des sténoses anastomotiques vasculaires entraînant une insuffisance rénale non immunologiqueprérénale 2, une insuffisance postrénale causée par une ischémie et une nécrose subséquente de l’uretère transplanté, des sténoses de l’anastomose de l’uretère transplanté et / ou de la vessie urinaire du receveur entraînant une perturbation de l’écoulement urinaire. Toutes ces raisons sont les raisons pour lesquelles la transplantation rénale chez la souris n’a pas été développée et n’est donc pas largement utilisée. L’établissement d’un modèle de transplantation rénale de souris efficace et stable à long terme sans complications vasculaires et urinaires a encore une importance irremplaçable pour de nombreuses études dans le domaine de la transplantation axées sur les maladies rénales à médiation immunitaire mais aussi infectieuses3. En outre, par rapport à d’autres transplantations d’organes dans des modèles murins tels que la transplantation pulmonaire, cardiaque et intestinale 4,5, le modèle de transplantation rénale de souris offre une chance d’étudier la survie à long terme, même dans le contexte d’une disparité majeure de l’antigène d’histocompatibilité 3,6. Il a également été démontré que dans le même contexte de combinaisons de souches donneur-receveur, différentes transplantations d’organes telles que le cœur ou le rein sont caractérisées par des dynamiques et des débuts différents de rejet d’allogreffe3. En outre, du point de vue néphrologique, il s’agit d’un modèle plus approprié pour étudier les mécanismes de régulation immunitaire à médiation parenchymateuse dans le contexte d’événements de rejet aigus et chroniques que de simples expériences de greffe de peau.
Sur la base de rapports précédents sur la technique chirurgicale de transplantation rénale chez la souris 3,7,8,9, nous démontrons ici les améliorations fiables suivantes qui ont été appliquées avec succès au cours des 10 dernières années au sein de notre groupe 10,11,12: Tout d’abord, l’artère urétérale est conservée en toute sécurité lorsque l’artère rénale est réséquée en bloc avec la partie respective de l’aorte abdominale. Deuxièmement, une nouvelle technique simple et rapide d’anastomose vasculaire sans nœuds dans laquelle le point final de l’anastomose n’est pas lié à l’extrémité de la cravate supérieure comme l’approche traditionnelle, mais reste libre. Cette technique permet d’augmenter ou de diminuer la taille de l’anastomose après une reperfusion rénale pour éviter la sténose des vaisseaux et les saignements intraabdominaux. Troisièmement, des aiguilles de seringue de 21 G et 30 G ont été utilisées comme outil auxiliaire de guidage de ponction afin d’implanter l’uretère du donneur dans la paroi de la vessie du receveur, réduisant ainsi les dommages à la vessie du receveur et facilitant la formation d’anastomose sans sténose.
Dans ce rapport, nous avons également comparé la technique traditionnelle largement utilisée avec la technique modifiée établie dans notre laboratoire et n’avons trouvé aucune différence significative dans le degré d’atrophie tubulaire rénale et de fibrose du tissu interstitiel de transplantation rénale. Dans des études antérieures, nous avons également comparé les résultats de cette nouvelle technique avec la méthode conventionnelle en termes de saignement local, de thrombose, de temps pour effectuer l’anastomose du vaisseau et de taux de survie. Nous avons constaté des améliorations telles que des réductions significatives des événements de thrombose locale (1,1 % contre 6,6 %), une réduction du temps pour la procédure d’anastomose et une survie à long terme du greffon syngénique rénal hautement reproductible (95 % contre 84 % avec l’approche classique)10.
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Protocol
Toutes les expériences sur les animaux ont été menées conformément aux lignes directrices de la directive 2010/63/UE du Parlement européen sur la protection des animaux utilisés à des fins scientifiques (Carte d’éthique animale: Ministère de la sécurité des aliments et des médicaments de Basse-Saxe, n ° 33.9-42502-04-11/0492). Effectuez des procédures à l’aide d’instruments chirurgicaux stériles et de consommables (autoclavés) et essayez de garder la zone opératoire aussi stérile que possible.
REMARQUE : Les souris mâles C57BL/6J ont servi de donneurs et de receveurs (modèle de greffe syngénique) tandis que les souris Balb/c ont servi de receveurs d’allogreffe rénale (modèle d’étude du rejet d’allogreffe aigu modèle9). Les souris étaient âgées de 8 à 12 semaines, pesaient environ 25 à 30 g lors de la transplantation et étaient logées dans des conditions standard. Les données rapportées dans ce manuscrit ont été générées par quatre chirurgiens expérimentés dans la chirurgie des souris.
1. Étapes préparatoires
- Pour la chirurgie, utilisez un ensemble d’instruments microscopiques, y compris un micro-ciseau, une micro-pince, un porte-aiguille, des pinces micro hémostatiques et un stylo électrochirurgical. Effectuez des sutures en utilisant un monofilament de nylon 7/0er, 10/0er ou 4/0er.
- Pour l’anesthésie, placez la souris dans la boîte pour inhalation d’isoflurane (2%) pendant environ 40 à 60 s afin d’induire une perte de conscience.
- Une fois la souris anesthésiée, pesez la souris.
- Selon le poids de la souris, appliquer une injection intrapéritonéale de kétamine (100 mg/kg) + xylazine (10 mg/kg) + acépromazine (2 mg/kg) pour anesthésier la souris13. Confirmez que la souris est anesthésiée en observant un manque de réponse à un pincement d’orteil.
- Lorsque l’anesthésie a pris effet, coupez la fourrure abdominale. Ensuite, fixez la souris sur la table d’opération en immobilisant lâchement les membres avec un ruban de masquage stérile.
- Désinfectez l’abdomen de la souris après l’avoir placée sur la table d’opération. Effectuez la désinfection en utilisant un gommage alterné d’iodure de povidone (iodophore) et d’alcool, trois fois (utilisez un motif concentrique, commencez à frotter au milieu de l’abdomen et déplacez-vous vers l’extérieur), puis drapez correctement la souris à l’aide d’une serviette chirurgicale fenestrée.
- Appliquez une pommade pour les yeux et maintenez la stérilité tout au long de la procédure.
REMARQUE: Les antibiotiques ne sont pas recommandés tout au long de la procédure car ces substances peuvent influencer les réponses immunologiques.
2. Procédure d’opération du donateur
- Utilisez des ciseaux pour couper la peau et effectuez une incision abdominale transversale d’environ 3-4 cm. Couper les muscles de la paroi abdominale. Couvrir et éloigner prudemment les viscères avec une gaze saline imbibée.
- Utilisez un coton-tige pour retirer doucement les intestins, l’estomac et la rate vers le côté droit (du point de vue de la souris), couvrez et éloignez prudemment les viscères avec une gaze saline imbibée.
- Utilisez des micro-pinces pour exposer le rein gauche, l’aorte et la veine cave inférieure (CIV).
- Utilisez un crayon électrochirurgical pour cautériser soigneusement les veines lombaires gauches, y compris leurs branches sous-jacentes et autres petits vaisseaux ainsi que le vaisseau surrénalien gauche.
- Utilisez des micro-ciseaux et des pinces pour disséquer l’uretère gauche et le mobiliser prudemment du tissu environnant. Nettoyez-le près de la vessie. Mobiliser la région aortique entre les artères rénales gauche et droite d’environ 2 mm de longueur.
- Utilisez des micro-pinces pour séparer la veine cave inférieure infrarénale (IVC) et l’aorte, puis utilisez des pinces incurvées pour passer sous l’aorte pour placer une attache lâche de suture de soie 7-0 autour de ce vaisseau.
- Serrez transversalement la zone de l’aorte sous l’artère rénale droite et la veine cave inférieure (IVC) à l’aide de deux pinces microvasculaires de 5 mm.
- Transectez la veine rénale gauche de la veine cave.
- Utilisez une seringue pour rincer l’aorte avec 1 mL de solution saline d’héparine (60 U/mL).
- Utilisez des micro-pinces pour resserrer la ligature appliquée à l’étape 2.5. Ensuite, coupez l’aorte sous la ligature ainsi qu’en dessous de la pince proximale. Avec cela, les bifurcations proximales de l’artère rénale (veuillez noter que l’ouverture artérielle doit être coupée proprement, sinon cela affectera l’anastomose) et l’artère urétérale sont incluses et transectées en bloc. Préparez soigneusement, de sorte que l’artère urétérale délicate soit complètement préservée.
- Utilisez le crayon électrochirurgical et la pince pour libérer complètement le rein gauche et les vaisseaux associés en cautérisant prudemment tous les vaisseaux entourant les tissus. Retirer le rein et le conserver dans une solution saline à 4 °C.
- Euthanasier la souris donneuse anesthésiée par décapitation.
3. Procédure d’opération du destinataire
- Effectuer les étapes chirurgicales initiales (y compris l’anesthésie et la stérilisation, voir les étapes 1.1 à 1.7) comme décrit pour la souris donneuse.
- Utilisez des ciseaux pour ouvrir l’abdomen via une incision médiane (environ 2,5 cm de longueur), puis couvrez les organes abdominaux avec une gaze humide à l’aide d’une solution saline.
- Conservez soigneusement l’aorte infrarénale et la veine cave inférieure (IVC) et assurez-vous que chaque grande branche du vaisseau est cautérisée. Utilisez également la cautérisation électrique pour disséquer soigneusement l’uretère gauche à une position proximale du bassin rénal. Ensuite, retirez le rein gauche.
- Utilisez des micro-pinces et des cotons-tiges pour exposer l’aorte abdominale et la veine cave inférieure et détachez-les du tissu adipeux environnant (environ plus de 4 mm de longueur).
- Utilisez deux pinces microvasculaires et positionnez-les de manière proximale et distale sur la veine cave inférieure et l’aorte abdominale simultanément.
- Utilisez un porte-micro-aiguille pour guider une aiguille de suture monofilament 10/0 (en fibre synthétique avec une surface lisse), qui est placée à travers la paroi de l’aorte de manière proximale à distale.
- Obtenez une artériotomie elliptique d’environ 1 mm avec une légère traction vers le haut de la suture, tout en coupant directement sous la face inférieure de l’aiguille avec des ciseaux fins et incurvés.
- Utilisez des micro-ciseaux pour couper la veine cave inférieure (IVC) longitudinalement avec une longueur suffisante d’environ 1,5 mm. Placez cette incision légèrement en dessous de son homologue aortique.
- Effectuer l’anastomose de l’aorte du donneur et du receveur de bout en bout. Placer le rein du donneur sur le côté droit de la veine cave inférieure du receveur en alignant la coiffe de l’aorte abdominale du donneur avec l’anastomose de l’aorte abdominale du receveur.
- Utilisez un porte-micro-aiguille et deux sutures séparées 10-0 pour coudre les extrémités proximale et distale de l’anastomose.
- Après avoir attaché, laissez les deux longues sutures, y compris l’aiguille, en place. Coudre le côté gauche de la paroi aortale de l’anastomose en continu avec deux points de suture uniformément espacés dans une direction distale-proximale.
- Après le dernier point, guidez la suture à travers une épaisseur partielle de la paroi du vaisseau au-dessus de l’attache de suture du hauban supérieur.
- Utilisez des micro-pinces pour exercer simultanément une traction douce jusqu’à l’extrémité courte de la sangle de suture inférieure.
REMARQUE: Dans cette nouvelle technique sans nœud, le dernier point n’est pas attaché à l’extrémité courte de la cravate supérieure. - Utilisez des micro-pinces pour remettre le rein transplanté à sa position normale. Maintenant, cousez continuellement la paroi droite de l’anastomose aortale à l’aide de trois points de suture de manière proximale à distale.
REMARQUE: Par rapport à la technique chirurgicale conventionnelle 7,8, la dernière suture est fusionnée avec la liaison distale à proximité. Ne l’attachez pas à l’extrémité de la suture inférieure, coupez-la pour laisser une longueur libre de 2-3 mm à la place. - Effectuez l’anastomose veineuse en utilisant la même procédure de suture que celle décrite précédemment, à la différence que quatre à cinq points de suture sont nécessaires pour chaque côté de l’anastomose. Le point final est laissé comme une extrémité libre de longueur similaire à l’anastomose aortale décrite ci-dessus.
- Après avoir terminé les deux anastomoses, utilisez un écouvillon sec pour exercer une légère pression vers la zone suturée pendant environ 10 à 20 s.
- Utilisez une pince applicatrice à clip pour retirer les deux pinces, d’abord la partie inférieure puis la pince supérieure. Rincer la cavité abdominale avec du chlorure de sodium à 0,9 % à une température de 38,0 °C.
- Observez la reperfusion du rein transplanté.
4. Implantation urétérale
- Utilisez un porte-micro-aiguille pour pénétrer dans la vessie urinaire du receveur avec une suture 10/0 (aiguille droite) et insérez-la dans une lumière d’aiguille de 21 G pour vous guider (voir la figure supplémentaire 1a).
- Guidez maintenant l’aiguille 21 G pour coudre un trou à l’endroit de l’application précédente de l’aiguille (figure supplémentaire 1b).
- Retirez l’aiguille de 21 G (figure supplémentaire 1c).
- Utilisez un porte-micro-aiguille et une suture 10/0 pour coudre (sans attache) l’extrémité de l’uretère coupé et perforer à nouveau la vessie avec cette suture 10/0 à l’endroit de son entrée (Figure supplémentaire 1d).
- Utilisez un porte-micro-aiguille pour remorquer le filament 10/0 et l’uretère dans la vessie urinaire à travers le trou construit (figure supplémentaire 1e).
- Utilisez un porte-micro-aiguille et une autre suture 10/0 pour anastomoser l’uretère du donneur à la vessie urinaire du receveur. Ici, connectez la membrane externe de l’uretère à la membrane externe de la paroi de la vessie et effectuez des sutures intermittentes avec 3 à 4 points de suture. Enfin, retirez la suture de traction (figure supplémentaire 1f).
- Utilisez des pinces pour replacer les intestins dans la cavité abdominale. Effectuez des sutures à deux couches (d’abord les muscles abdominaux suivis de la peau) pour fermer la plaie abdominale à l’aide d’un filament 4/0.
- Placez les souris transplantées dans une chambre à oxygène et à température contrôlée pour récupérer après la chirurgie.
- Pour l’analgésie postopératoire, administrer directement metamizol 200 mg/kg par os après l’opération.
Quatre et 16 h après l’opération, donnez au metamizol 200 mg/kg par os plus carprofène (5 mg/kg) s.c. Dans le suivi ultérieur, appliquer le carprofène (5 mg / kg) s.c. sur les souris transplantées toutes les 24 heures pendant trois jours consécutifs après l’opération13. S’il y a des signes d’une analgésie insuffisante, la buprénorphine 0,05 mg / kg est également administrée toutes les 8 heures par an.
5. Néphrectomie controlatérale et sacrifice de la souris receveuse
REMARQUE: Effectuer une néphrectomie controlatérale de la souris receveuse 5 jours après la transplantation.
- Effectuer la néphrectomie controlatérale de la souris transplantée 5 jours après la transplantation sous anesthésie. Ligaturez et coupez les artères et les veines rénales droites autologues du receveur, retirez le rein droit et fermez la cavité abdominale. Les soins postopératoires et l’analgésie sont les mêmes que ceux décrits précédemment (voir étape 4.7).
- Levez et enregistrez l’état de la souris. Fournir à la souris transplantée une analgésie postopératoire, de la nourriture et de l’eau.
- Quatre semaines après la transplantation, sacrifiez la moitié des souris transplantées et effectuez une coloration H & E pour leurs greffes de rein.
- 12 semaines après la transplantation, sacrifiez les souris restantes et effectuez la coloration Masson Gold de ces greffes de rein.
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Representative Results
Quatre semaines après la transplantation, la technique modifiée ainsi que la technique conventionnelle présentaient des signes modérés d’atrophie tubulaire rénale14,15 par rapport aux reins controlatéraux du receveur natif (figure 1). Le degré d’atrophie des tubules rénaux n’a démontré aucune différence significative entre les deux techniques différentes. La coloration trichrome de Masson Goldnersur 14,15 des reins 12 semaines après la transplantation a uniformément montré des signes évidents de fibrose du tissu interstitiel par rapport aux reins normaux non transplantés (Figure 2).
Nous avons précédemment étudié le résultat de cette nouvelle technique sans nœuds (n = 175) et l’avons comparé à l’approche classique (n = 122) en termes d’aspects techniques de la procédure et de complications peropératoires et postopératoires (voir également le tableau 1)10. La technique modifiée présentée ici était associée à une fréquence plus faible d’événements thrombotiques artériels ou veineux intragreffe (figure 3b, 1,1 % contre 6,6 %). Le temps nécessaire pour effectuer l’anastomose était significativement inférieur (figure 3a) et une survie à long terme du greffon rénal hautement reproductible a été obtenue (95 % contre 84 %, p < 0,001, figure 3c) déterminée par la survie du receveur 12 semaines après la transplantation. De plus, l’application de cette procédure de transplantation modifiée n’affecte pas la fonction d’allogreffe rénale telle qu’évaluée par la créatinine sérique pendant la période d’observation de 12 semaines10.
| Conventionnel | Nouvelle technique sans nœuds | |
| (n=122) | (n=175) | |
| Temps de fonctionnement | ||
| Temps pour l’anastomose artérielle (min) | 9,2 ± 0,09 | 7,5 ± 0,06** |
| Temps pour l’anastomose veineuse (min) | 9,1 ± 0,10 | 7,5 ± 0,05** |
| Taux de complications | ||
| Thrombose | 8 (6.6%) | 2 (1,1 %)* |
| Saignement local | 4 (3.3%) | 1 (0.6%) |
| Taux de réussite | 103 (84.4%) | 167(95.4%)** |
| Rong,S., Lewis AG., Kunter U., et al. Une technique sans nœud pour la transplantation rénale chez la souris. J Greffe. Epub2012:127215,(2012). | ||
Tableau 1 : Comparaison de cette nouvelle technique (n = 175) à la technique conventionnelle (n = 122) en termes d’aspects techniques de la procédure et de complications peropératoires et postopératoires10. Les nombres représentent les temps d’opération en minutes de chaque procédure (moyenne ± SD).
Figure 1 : Résultats histologiques représentatifs évaluant l’atrophie tubulaire. HE Coloration des greffes de rein 4 semaines après la transplantation (40x): (a) rein normal non transplanté, (b) technique conventionnelle et (c) technique modifiée d’une transplantation rénale syngénique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Résultats histologiques représentatifs évaluant la fibrose interstitielle. Coloration trichrome de Masson Goldner 12 semaines après la transplantation (40x) de (a) rein normal non transplanté, (b) technique conventionnelle et (c) technique modifiée de transplantation rénale syngénique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Comparaison des temps de fonctionnement des anastomoses des vaisseaux, de la fréquence des complications et des taux de réussite entre la technique modifiée et la technique conventionnelle10 Les bargraphes en (a) décrivent le temps d’opération nécessaire pour effectuer l’anastomose du vaisseau; les graphiques à l’alinéa b) décrivent les cas de thrombose intragreffe et les problèmes de saignement locaux; tandis que les bargraphes en (c) démontrent un taux de réussite plus élevé de la nouvelle technique sans nœuds selon la survie supérieure à 12 semaines après la transplantation après une explantation supplémentaire du rein controlatéral natif. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Vue d’ensemble de la structure anatomique (panneaux supérieurs a et b) et des lignes de résection de l’aorte et de l’artère rénale pour la technique conventionnelle (c) et la technique modifiée (d). (A) Aorte abdominale, (B) Artère rénale, (C) Artère urétérale, (D) Rein, (E) Uretère. Les vaisseaux veineux (V. cava, y compris le Vv. renales) sont représentés sous forme de lignes pointillées. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Démonstration exemplaire d’une couture sans nœuds de l’anastomose du vaisseau artériel montrant (A) l’aorte abdominale, (B) l’artère rénale et (C) la technique de couture sans nœud où le dernier point de l’anastomose n’est pas attaché. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure supplémentaire 1 : Anastomose de l’uretère du donneur avec la vessie urinaire du receveur. (a) Pénétrer à travers la vessie du receveur avec un monofilament 10/0 et l’insérer dans la lumière d’une aiguille de 21 G, (b) Guider l’aiguille de 21 G pour effectuer un trou situé à la perforation précédente de l’aiguille, (c) retirer l’aiguille de 21 G, (d) coudre l’extrémité de l’uretère coupée avec la suture 10/0 et perforer à nouveau la vessie avec la suture 10/0 à l’endroit de son entrée, e) ensuite, remorquer la suture 10/0 et l’uretère dans la vessie urinaire par le trou construit, f) et anastomoser l’uretère du donneur à la vessie du receveur avec une autre suture 10/0. Enfin, retirez la suture de traction. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
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Discussion
Alors que le modèle de transplantation cutanée chez la souris est simple et facile à réaliser pour étudier les événements de rejet alloimmun, les techniques chirurgicales pour étudier plus spécifiquement les altérations inflammatoires liées à l’alloimmune après le cœur16 et la transplantation rénale10 se sont avérées complexes et très exigeantes. Du point de vue du néphrologue de transplantation, l’établissement d’un modèle de transplantation rénale de souris efficace et stable à long terme a encore une importance irremplaçable pour de nombreuses études fonctionnelles et immunologiques. En outre, par rapport à d’autres greffes d’organes, le modèle de transplantation rénale de souris peut atteindre une survie à long terme même avec certaines différences dans les antigènes majeurs d’histocompatibilité impliquant la possibilité d’étudier les mécanismes de régulation immunitaire dans le développement à long terme des deux rejets ou l’identification des facteurs préalables pour établir la tolérance alloimmune3.
Comme décrit précédemment, la transplantation rénale chez la souris est une procédure difficile, et les taux de réussite des chirurgiens même expérimentés varient considérablement entre 40 et 95%10,17,18,19,20. En ce qui concerne les rapports de diverses équipes de recherche à travers le monde sur cette technique chirurgicale, nous avons apporté les modifications suivantes par rapport à l’approche classique conduisant à plusieurs améliorations.
Tout d’abord, une plaque de l’aorte abdominale est coupée et préparée de sorte que les bifurcations proximales de l’artère rénale et de l’artère urétérale soient transectées, y compris le rein du donneur en bloc. Cette manœuvre non seulement préserve et retient complètement l’apport sanguin et la fonction de l’uretère du donneur en évitant une blessure au tissu périurétéral empêchant ainsi une hydronéphrose postopératoire, mais elle prévient également les sténoses postopératoires de l’artère rénale (Figure 4). Par conséquent, l’ischémie de transplantation rénale médiée par une sténose de l’artère rénale ou causée par une hydronéphrose médiée par un uretère de transplantation sténosée et ischémique est évitée, ce qui représente deux des aspects clés pour atteindre la survie à long terme de la greffe dans ce modèle. Cependant, il existe des variantes anatomiques pour la progéniture de l’artère urétérale. Par exemple, chez certaines souris, l’artère urétérale provient du tronc principal de l’aorte abdominale au lieu de l’artère rénale et la position de cette progéniture est principalement d’environ 0,2 à 0,5 mm distale de la progéniture de l’artère rénale (représentée à la figure 4). D’après notre expérience, nous estimons la présence de l’artère urétérale provenant directement de l’aorte chez environ 20% des souris mâles C57BL / 6J (observation non publiée), et plus rarement chez d’autres souches de souris telles que BALBc. Dans certaines des méthodes chirurgicales traditionnelles rapportées, cet important vaisseau nutritif était parfois négligé pour protéger, car il était ignoré et directement ligaturé ou électrocautéré.
Surtout dans ces situations de variantes anatomiques lorsque la progéniture de l’artère urétérale de la souris provient du tronc principal de l’aorte abdominale sous la progéniture de l’artère rénale, cette méthode de transsection en bloc et de reconstruction de l’anastomose aortique est encore plus appropriée. Les chirurgiens expérimentés peuvent même décider quand utiliser l’anastomose en bloc traditionnelle ou modifiée.
Deuxièmement, l’application d’une nouvelle technique simple et rapide d’anastomose vasculaire sans nœuds dans laquelle le point final de l’anastomose n’est pas lié à l’extrémité de la cravate supérieure comme l’approche traditionnelle mais reste libre offre un avantage précieux (voir la figure 5). Cette technique permet encore d’augmenter ou de diminuer la taille de l’anastomose après que la reperfusion de transplantation rénale a déjà été initiée. Cela évite le développement de sténoses vasculaires et de saignements intraabdominaux. De plus, les queues libres des points d’ancrage aux deux extrémités peuvent être tirées dans des directions opposées pour ajuster et étendre de manière flexible l’anastomose afin d’éviter la sténose des artères ou des veines. La technique de couture améliore donc le taux de tolérance aux pannes chirurgicales et est conviviale pour les novicesde 20 ans.
Troisièmement, pour effectuer de manière atraumatique l’anastomose de l’uretère donneur et de la vessie receveuse, des aiguilles de seringue de 21 G et 30 G ont été utilisées comme outils auxiliaires de guidage de ponction. Chez la souris, l’uretère est assez fin et très délicat pour effectuer une anastomose de bout en bout. Habituellement, l’uretère du donneur est directement tiré dans la vessie à l’aide d’une pince pour guider l’uretère après avoir perforé la vessie avec une aiguille de seringue. Nous avons encore amélioré cette méthode, en utilisant une aiguille de seringue de 30 G de diamètre plus mince comme guide pour l’aiguille de seringue de 21 G (procédure Seldinger). Avec cette technique antitraumatique, l’aiguille de la seringue 21 G ne pénètre pas dans toute la vessie, ce qui réduit les dommages à la vessie et la difficulté de l’implantation urétérale17 (Figure supplémentaire 1).
Une étape critique du protocole est la configuration de l’ouverture artérielle. Dans les deux cas (donneur et receveur), ceux-ci doivent être coupés proprement, sinon cela affectera la qualité de l’anastomose. De plus, dans cette nouvelle technique sans nœud, le dernier point n’est pas attaché au fil noué. Après l’anastomose, le chirurgien doit d’abord garder la stomie anastomotique petite. Ensuite, après la reperfusion, tirez les extrémités du fil aux extrémités supérieure et inférieure afin de l’agrandir. Une autre étape critique dont il faut être conscient est le positionnement de l’incision de l’artère rénale du donneur, car l’artère urétérale doit être identifiée pour être protégée.
Une limitation majeure de cette technique est, outre les améliorations décrites, que l’opérateur doit encore répondre à des exigences élevées car les parois du navire sont petites et très tendres. Sans une pratique intense et persévérante, le taux de réussite de la chirurgie sera faible.
En résumé, ce rapport démontre l’applicabilité d’une modification technique de la procédure de transplantation rénale chez la souris. La procédure chirurgicale présentée ici s’est avérée être une méthode précieuse et fiable qui servait d’élément essentiel à plusieurs publications de recherche au cours des 10 dernières années 3,19,20. Par rapport au modèle chirurgical classique et largement établi, la méthode démontrée ici apporte plusieurs améliorations importantes qui conduisent à moins de taux de complications et à un taux de survie à la transplantation plus long dans le cadre de la greffe de rein syngénique3. Il est important de mentionner que les deux techniques (modifiées et conventionnelles) partagent les mêmes complications supplémentaires ayant un impact sur la mortalité du receveur, telles que le décès par lésion viscérale, fuite d’urine, hydronéphrose, infections, etc., qui ne différaient pas. En résumé, cette nouvelle technique chirurgicale améliore le taux de réussite global et la survie à long terme du greffon, ce qui en fait un outil fiable pour étudier la réponse allo-immune après une transplantation rénale.
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Disclosures
Aucun.
Acknowledgments
Nous remercions l’équipe du Dr Tiantian Bai pour son aide en voix off, Mlle Mian Pao pour son aide dans l’illustration médicale. Ce travail a été soutenu en partie par la Fondation allemande pour la recherche (DFG) pour promouvoir les collaborations internationales (HO2581/4-1 à AH) et la Fondation nationale de la science de Chine (NSFC; #81760291 à FJ).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 30G-needles | Braun | 456300 | - |
| acepromazine | CP Pharma | Tranquisol P | - |
| Bepanthen eye ointment | Haus-Apotheke | PZN 01578675 | - |
| Bonn Micro Forceps | FST | 11083-07 | - |
| Box for insulation and oxygen supply device | RUSKINN | INVIV | - |
| C57BL/6J mice | Charles River. Germany | no catalog number | - |
| Carprofen | Zoetis | Rimadyl 50 mg/ml | - |
| CATHETER-FEP 26G | TERUMO | Surflo-W | - |
| Clip Applicator Forceps Style | FST | 18057-14 | - |
| Curved forceps | WPI | 14114-G | - |
| Cutasept skin disinfection | VWR | BODL980365 | - |
| Dehydrator | DIAPATH | Donatello | - |
| electrosurgical pen | Bovie | CHANGE-A-TIP | - |
| Embedding machine | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-P5 | - |
| Ethanol | Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD | 100092683 | - |
| Frozen platform | Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd | JB-L5 | - |
| gauze pads, cotton swabs | Lohmann-Rauscher | 13353 | - |
| Glass slide | Servicebio | G6004 | - |
| HE dye solution set | Servicebio | G1003 | - |
| Heating mat | THERMO MAT PRO 30W | HTP-30 | - |
| hemostatic sponge | CuraSpon | J1276A | - |
| heparine-solution | Haus-Apotheke | PZN 03029820 | - |
| ice box | PETZ | No Catalog Number available | - |
| Imaging system | Nikon | Nikon DS-U3 | - |
| Inhalation anesthesia device | GROPPLER | BKGM 0616 | - |
| isoflurane | CP Pharma | Isofluran CP 1 ml/ml | - |
| ketamine | Zoetis | no catalog numer | - |
| Masson dye solution set | Servicebio | G1006 | - |
| metamizole | WDT | no catalog numer | - |
| Micro scissors | FST | 15000-00,15000-10 | - |
| Micro Serrefine ( Clamp ) Angled / 16 mm | FST | 18055-06 | - |
| Microscope | Leica | LEICAMZ6 | - |
| Microscope light | SCHOTT | KL2500LED | - |
| Neutral gum | SCRC | 10004160 | - |
| Oven | Tianjin Laibo Rui Instrument Equipment Co., Ltd | GFL-230 | - |
| Pathology slicer | Shanghai Leica Instrument Co., Ltd | RM2016 | - |
| Saline solution (NaCl 0.9 %) | Haus-Apotheke | PZN 06178437 | - |
| scissors | Peha Instruments | 991083/4 | - |
| Slides | Servicebio | - | |
| small Petri dish | Sarstedt | 8,33,900 | - |
| straight forceps | WPI | 14113-G | - |
| surgical tape | BSN | 4120 | - |
| Suture Tying Forceps - 10 cm | FST | 18025-10 | - |
| Sutures(10-0) | Medtronic | N2540 | - |
| Sutures(4-0) | ETHILON | V4940H | - |
| Sutures(7-0) | ETHILON | 1647H | - |
| Syringe (0,3 mL) | BD | 324826 | - |
| Syringe (1 mL) | BD | 320801 | - |
| Tissue spreader | Zhejiang Kehua Instrument Co., Ltd | KD-P | - |
| Upright optical microscope | Nikon | Nikon Eclipse E100 | - |
| xylazine | Bayer | Rompun | - |
| Xylene | Sinopharm Group Chemical Reagent Co. LtD | 10023418 | - |
References
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