Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Evaluering af auditiv hjernestammerespons hos kyllingeklækker

Published: April 1, 2022 doi: 10.3791/63477
Automatic Translation
1, 1, 1, 1,2,3
1Roxelyn and Richard Pepper Department of Communication Sciences and Disorders, Northwestern University, 2Knowles Hearing Research Center, Northwestern University, 3Department of Neurobiology, Northwestern University

Summary

Vi har brugt standard auditiv hjernestammerespons (ABR) teknikker og anvendt dem på rugekyllinger, en tidlig fuglemodel for auditiv funktion. Protokollen skitserer dyreforberedelse og ABR-erhvervelsesteknikker i detaljer med trin, der kan oversættes til andre fugle- eller gnavermodeller.

Abstract

Det auditive hjernestammerespons (ABR) er et uvurderligt assay inden for klinisk audiologi, ikke-menneskelige dyr og menneskelig forskning. På trods af den udbredte anvendelse af ABAR'er til måling af auditiv neural synkronisering og estimering af hørefølsomhed i andre hvirveldyrsmodelsystemer er metoder til registrering af ABAR'er i kyllingen ikke blevet rapporteret i næsten fire årtier. Kyllinger giver en robust dyreforskningsmodel, fordi deres auditive system er næsten funktionel modning i sene embryonale og tidlige udklækningsstadier. Vi har demonstreret metoder, der bruges til at fremkalde en eller to-kanals ABR-optagelser ved hjælp af subdermale nåleelektrodearrays i kyllingens hatchlings. Uanset elektrodeoptagelseskonfiguration (dvs. montage) omfattede ABR-optagelser 3-4 positive topbølgeformer inden for de første 6 ms af en suprathreshold klikstimulus. Peak-to-trough bølgeformamplituder varierede fra 2-11 μV ved højintensitetsniveauer, med positive toppe, der udviste forventede latensintensitetsfunktioner (dvs. stigning i latenstid som en funktion af nedsat intensitet). Standardiseret øretelefonposition var afgørende for optimale optagelser, da løs hud kan okkludere øregangen, og dyrebevægelse kan løsne stimulustransduceren. Peak amplituder var mindre, og latenstider var længere, da dyrenes kropstemperatur sænkede, hvilket understøttede behovet for at opretholde fysiologisk kropstemperatur. For unge hatchlings (<3 timer efter luge dag 1) blev tærsklerne forhøjet med ~ 5 dB, spids latenstider steg ~ 1-2 ms, og top til trug amplituder blev reduceret ~ 1 μV sammenlignet med ældre hatchlings. Dette tyder på et potentielt ledende problem (dvs. væske i mellemørehulen) og bør overvejes for unge unge unger. Samlet set muliggør de ABR-metoder, der er skitseret her, nøjagtig og reproducerbar registrering af in vivo-auditiv funktion hos kyllinger, der kan anvendes på forskellige udviklingsstadier. Sådanne resultater sammenlignes let med menneskelige og pattedyrs modeller af høretab, aldring eller andre auditive relaterede manipulationer.

Introduction

Undersøgelsen af fremkaldte neurale reaktioner på lydstimuli går tilbage over et halvt århundrede1. Det auditive hjernestammerespons (ABR) er et fremkaldt potentiale, der er blevet udnyttet som et mål for auditiv funktion hos både ikke-menneskelige dyr og mennesker i årtier. Den menneskelige ABR præsenterer med fem til syv bølgeformtoppe, der traditionelt er mærket med romertal (I-VII)2. Disse toppe analyseres ud fra deres latenstid (forekomststid i millisekunder) og amplitude (top-til-trugstørrelse i mikrovolt) af de neurale reaktioner. ABR er medvirkende til at evaluere funktionen og integriteten af hørenerven samt hjernestammen og høretærskelfølsomheden. Underskud i det auditive system resulterer i fraværende, reducerede, langvarige eller unormale ABR-latenstider og amplituder. Bemærkelsesværdigt nok er disse parametre næsten identiske hos mennesker og andre dyr, hvilket gør det til en konsekvent objektiv test af auditiv funktion på tværs af hvirveldyrsmodeller3.

Et sådant modelsystem er kyllingen, og det er især nyttigt af forskellige årsager. Fugle kan klassificeres som altricial eller precocial4. Altricial fugle lukker med sanser, der stadig udvikler sig; for eksempel viser slørugler ikke en konsistent ABR før fire dage efter luge5. Tidlige dyr som kyllingen lukker med næsten modne sanser. Hørelsens begyndelse sker i embryonal udvikling, således at det auditive system dage før luge (embryonal dag 21) er nær funktionel modning 6,7,8. Altricial fugle og de fleste pattedyrsmodeller er modtagelige for ydre faktorer, der påvirker udviklingen og kræver husdyrhold, indtil hørelsen er moden. Kylling ABER'er kan udføres samme dag som lugen, hvilket giver afkald på behovet for fodring eller et beriget miljø.

Den embryonale kylling har været en velunderstuderet model for fysiologi og udvikling, især i den auditive hjernestamme. Specifikke strukturer omfatter kylling cochlear kernen, opdelt i nucleus magnocellularis (NM) og nucleus angularis (NA), og fuglekorreleret af den mediale overlegne oliven kendt som nucleus laminaris (NL) 6,7. ABR er ideel til at fokusere på central auditiv funktion før niveauet af forhjerne og cortex. Oversættelse mellem in vivo ABR-målinger og in vitro-neuronale undersøgelser af udvikling8, fysiologi9, tonotopi10 og genetik11,12 giver ideelle forskningsmuligheder, der understøtter undersøgelser af den samlede auditive funktion.

Selvom ABR er blevet grundigt undersøgt i pattedyrsmodeller, har der været mindre fokus for fugle. Tidligere aviær ABR-undersøgelser omfatter karakteriseringer af undulaten13, spætte14, måge15, dykkerfugle16, zebrafinke17, daglige rovfugle18, kanydefugl19, tre uglearter 5,20,21,22 og kylling23. I betragtning af de næsten fire årtier siden den sidste grundige karakterisering af kyllingenS ABR har mange af de tidligere anvendte udstyr og teknikker ændret sig. Indsigter fra studier i andre fuglemodeller kan være med til at udvikle moderne ABR-metoder til kyllinger og samtidig fungere som en sammenligning med kyllingens ABR. Dette papir vil skitsere den eksperimentelle opsætning og design for at muliggøre ABR-registrering i rugekyllinger, der også kan anvendes på embryonale udviklingsstadier og andre små gnaver- og fuglemodeller. I betragtning af kyllingens tidlige udvikling kan udviklingsmanipulationer desuden udføres uden omfattende husdyrhold. Manipulationer til et udviklende embryo kan evalueres kun få timer efter, at dyret lukker med næsten modne høreevner.

Protocol

De her beskrevne forsøg blev godkendt af Northwestern University's Institutional Animal Care and Use Committees (IACUC) og udført i overensstemmelse med National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.

1. Kyllingehold

  1. Erhverv befrugtede hvide leghorn kyllingæg.
    BEMÆRK: Der er flere kyllingeracer, der anvendes i videnskabelig forskning, men resultaterne vist her er fra hvid leghorn kylling (Gallus gallus domesticus). Mens ABR-variabiliteten mellem racer er ukendt, er der fundet nogle forskelle, når man sammenligner voksne æglæggende kyllinger med kødproducerende slagtekyllinger24,25.
  2. Inkuber æg ved 38 °C, fugtighed ved 50 %, i 21 dage før den ønskede testdato.
    BEMÆRK: Hvis æg ikke straks inkuberes ved 38 °C, kan de opbevares ved 14 °C, fugtighed ved 40 %. Men jo længere æg der holdes ved 14 °C, jo mindre sandsynligt er det, at de udvikler sig til levedygtige unger. Efter 7 dage kan æggets levedygtighed falde så lavt som 50% afhængigt af hvor længe æg holdes ved 14 ° C. Æggets levedygtighed vil også falde i vintermånederne.
  3. Drej æggene regelmæssigt 2-3 gange om dagen. De fleste inkubatorer har en mekanisme til at udføre dette automatisk.
  4. Hvis du bruger en styrofoaminkubator eller en inkubator, der indeholder mere end 6 æg, skal æg overføres til en lille 38 °C-inkubator dagen før luge, embryonal dag 20 (E20). Æg skal luge 21 dage (E21) efter at være sat i inkubatoren.
    BEMÆRK: I udklækningsprocessen begynder dyret at "pippe" ud af ægget og lave et lille hul, der til sidst går rundt om hele ægget. Hvis forholdene er for tørre, kan ægget tørre op, og dyret kan ikke klækkes. Fugtigheden skal holdes omkring 50%, baseret på tidligere undersøgelser af ægklækningens levedygtighed 26,27,28,29.
  5. Bestem dyrets alder. Hvis lugen ikke er vidne til personligt, er den eneste indikation af alder de 2-3 timer, det tager for fostervandet at tørre.
    BEMÆRK: Hatchling-inkubatoren skal rengøres grundigt dagligt med 70% isopropylalkohol baseret på, hvor mange hatchlings der behandles. Kylling hatchlings forlader ofte ekskrementer, fjer og fostervand i inkubatoren, hvilket kan forurene forhold og luftkvalitet.

2. Lægemiddelpræparat

  1. Vej dyret ved at placere det i en stor vejebåd. Med en blid nok placering bør dyret ikke bevæge sig.
    BEMÆRK: Massen kan variere fra 30-45 g. Yngre dyr er ofte tungere på grund af æggeblommereserver og endnu ikke udskillende affald. Ældre dyr, der nærmer sig 24 timer og P2, vejer normalt mindre.
  2. Forbered en bedøvelsescocktail af ketamin (100 mg / ml) og Xylazin (20 mg / ml), således at doseringen er 50 mg / kg ketamin og 16,68 mg / kg Xylazin baseret på dyrets vægt.
    BEMÆRK: Denne lægemiddelcocktail kan fremstilles med 1 ml ketamin (100 mg / ml), 1,5 ml Xylazin (20 mg / ml) og 2,5 mlH20. Bedøvelsescocktailinjektioner vil variere fra 0,05-0,1 ml baseret på intervallet 30-45 g i dyrevægt.

3. Lægemiddelinjektion og forberedelse af dyr

  1. Hold dyret i den ene hånd, og sørg for at holde benene nede.
  2. Føl efter dyrets brystben, kølen. På hver side af kølen vil der være brystmuskel.
  3. Brug en 29-G nål og sprøjte til at trænge 5 mm ind i huden og injicere ketamin / xylazincocktailen i brystmusklen. Injicer mellem 0,05-0,1 ml baseret på dyrets vægt.
  4. Placer dyret tilbage i inkubatoren efter injektion. Oprethold dyrets kropstemperatur i et par minutter, når bedøvelsestikaet træder i kraft.
    1. Brug tang til at klemme dyrets tå og kontrollere, om nakken er slap. Hvis der ikke er nogen refleks og en slap hals, er dyret bevidstløst.
  5. Bestem kyllingens køn ved hjælp af sine vingefjer. Hvis fjerene alle er lige lange, er dyret mandligt. Hvis fjerene varierer i længden, er dyretkvindeligt 30.
    BEMÆRK: En anden metode til sexing af dyret er udluftning. De mandlige kønsorganer kan ses i cloaca31. Denne metode er meget vanskelig og kan skade dyret, hvis det ikke gøres korrekt. Det anbefales at anvende vingefjedermetoden.
  6. Påfør hårfjerningscreme med en bomuldsspidsapplikator på hoved- og nakkeområdet, især nær øreåbningen til fuglen.
  7. Brug 70% isopropylalkoholservietter til at tørre fjer af, eventuel resterende hårfjerningscreme og huden på hoved og hals.
  8. Brug en 70% isopropylalkoholserviet til at sterilisere de subdermale elektroder og rektal sonde.
  9. Placer dyret i et lydisolation og elektrisk afskærmet kammer. Sørg for, at miljøet har minimal elektrisk og akustisk støj for de bedste optagelser.
    BEMÆRK: Eksperimenterne her blev lavet i et brugerdefineret lydisoleret kabinet, der måler 24 x 24 x 25 tommer. Ethvert kammer eller rum, der eliminerer akustisk støj samt elektrisk støj fra vekselstrøm (60 Hz i USA), er tilstrækkeligt.
  10. Brug en varmepude eller et temperaturstyringssystem til at opretholde dyrets kropstemperatur.
  11. Indsæt den smurte rektale sonde for at sikre, at dyrets temperatur holdes mellem 37-41 ° C (98,6-105 ° F) 32,33.
    BEMÆRK: Hvis sonden har en forkert størrelse, kan dyret ligge oven på temperatursonden.
  12. Fastgør dyrets hoved på plads eller hvil næbbet mod en genstand for at undgå uønsket bevægelse. Dette kan gøres med modellervoks, hvis vejrtrækningen ikke er blokeret.
  13. Administrer en supplerende injektion af bedøvelsescocktail, der er halvdelen af den oprindelige dosis, hvis dyret begynder at genvinde bevidstheden under testen.
    BEMÆRK: Enhver kropsbevægelse eller vokalisering er et tegn på, at et supplement dosering skal administreres. Miniscule næb bevægelser indikerer vejrtrækning og er acceptable.

4. Elektrode placering

  1. Brug tre nålelektroder i rustfrit stål, sølvchlorid med følgende betegnelser: referenceelektroden, den aktive elektrode og den fælles jordelektrode.
    BEMÆRK: Referenceelektroden kaldes også invertering eller "-". Den aktive elektrode kaldes også noninverting eller "+".
  2. Placer hver elektrode sub-dermalt 2-3 mm i hovedet, men ikke dybt nok til at trænge ind i kraniet. Brug elektroder, der er 7 mm lange og 0,4 mm i diameter.
  3. Stik elektroden ud af huden og udsmid spidsen. Dette hjælper med at minimere kontakten med huden og sikre ensartet indsættelsesdybde på tværs af dyr34.
    BEMÆRK: Elektrodetråden skal have tilstrækkelig slaphed, således at der efter placering af elektroden ikke er nogen spænding, der trækker den ud eller trækker huden stramt.
  4. Til enkeltkanalsoptagelse skal du placere den aktive elektrode over kraniet ved midterlinjen, så langt kaudal som øregangen.
    1. Placer referenceelektroden bag øret, hvor stimulansen vil blive leveret, og placer jordelektroden bag den kontralaterale øregang i nakken.
      BEMÆRK: Hvis du udfører kirurgi ved dyrets kranium eller øregang, skal du placere referenceelektroden i nakken ved dyrets midterlinje. Både dette og trin 4.4.1 betragtes som vandrette elektrodeoptagelsesmontager.
  5. Til tokanals optagelse skal du bruge to negative elektroder og en kombineret positiv elektrode, der kræver et adapterkabel. Placer jordelektroden subdermalt i nakken og en referenceelektrode bag hver øregang.
  6. Kontroller elektrodeimpedansen. Sørg for, at den samlede elektrodeimpedans ikke overstiger 5,0 kΩ. Hold interelektrodeimpedansen under 3,0 kΩ.

5. ABR-optagelse

  1. Afhængigt af anskaffelseshardware og -software skal du sørge for at udføre kalibrering for korrekte lydniveauer på tværs af stimulusfrekvenser, der bruges.
    BEMÆRK: Kalibreringsteknikkerne varierer afhængigt af udstyr (se diskussion). For nogle programmer kan lyddæmpning redigeres i softwaren. Kalibreringsprocedurer udført her involverede brug af en 1/8-tommer B & K 4138 kondensatormikrofon til at optage frekvensstimuli inden for et lukket koblingssystem, der tilnærmede chick øregangen (~ 5 mm). Et kalibreringsbord til kyllingens udklækning er til rådighed som et supplerende bord.
  2. Flyt lydtransducerapparatet mod dyrets aktive øre. Placer lydtransduceren på en lav dybde på 2 mm i øregangen.
    BEMÆRK: Afhængigt af lydtransduceren kan et plastspektulum fastgøres og indsættes i øregangen. Spekulumplaceringen er kritisk. Hvis lyden blokeres af kanalvæggen, eller øregangen klemmes lukket, vil ABR'er være fraværende eller ligne et ~ 40 dB skift i tærsklen.
  3. Kontrollér dyret under forsøget, hvis resultaterne ser unormale eller fraværende ud. Hvis de er, skal du flytte lydtransduceren i øregangen.
    BEMÆRK: Da huden er løs, og dyrebevægelse er mulig, kan spekulumplaceringen skifte under optagelsen. Men med korrekt bedøvelsesinjektion og dyret helt bevidstløst kan optagelsen gå uafbrudt i 30-45 minutter.

6. Dataindsamling

  1. Brug tilstrækkeligt udstyr / software til at generere lydstimuli og optage / erhverve ABR-optagelser.
    BEMÆRK: Der er mange kommercielt tilgængelige eller brugerdefinerede systemer til ABR-erhvervelse. Til disse eksperimenter blev den kommercielt tilgængelige Intelligent Hearing Systems (IHS) SmartEP USB-platform brugt. Evnen til at manipulere optagelsesparametre er kritisk; disse omfatter, men er ikke begrænset til, stimulusintensitet, stimuluslængde, stimulusfrekvens, stimuluspræsentationshastighed, filter med højt pas og lavt pas, afvisning af artefakter, antal fejninger, prøveudtagningshastighed, konvolutform og stimuluspolarisering.
  2. Indstil AR-afvisningen (artifact) øvre og nedre grænser til ±25 μV, således at dyrs bevægelse eller støj under en fejning udelukker denne fejning fra analysen. På tværs af den testede befolkning blev mindre end 1% af de samlede fejninger afvist på grund af artefakter.
  3. Saml mindst 1024 fejninger for at opnå et stort gennemsnitligt svar. Dette kan gøres i to optagelser af 512 fejninger hver. Dette sikrer også, at responsen er stimulus-fremkaldt og gentagelig.
  4. Indstil forstærkningen til 100.000, lavpasfilteret til 100 Hz og højpasfilteret til 3000 Hz.
    BEMÆRK: Indstillingerne for lav- og højpasfilter var optimale til optagelser ved hjælp af IHS-systemet. Derfor er disse parametre anbefalinger. ABR-optagelser i andre fuglearter ved hjælp af BIOSIG-softwaren filtrerede signalet mellem 30 og 3000 Hz 5,13,14,16,22.
  5. Indstil stimuluspræsentationshastigheden mellem 10 og 20 stimuli pr. Sekund. Høje præsentationshastigheder vil ændre ABR peak latenstid, især for senere toppe13. Lave præsentationshastigheder vil øge den tid, der kræves for at erhverve ABR.
  6. Indstil varigheden af klikstimulansen til 100 μs.
    1. Hvis du bruger en tone burst stimulus, skal du redigere frekvensen og varigheden af stimulus baseret på den ønskede effekt. En rækkevidde på 100-4000 Hz blev brugt til tone burst stimuli, selv om rækkevidden af adfærdsmæssig hørelse hos voksne kyllinger varierer fra 2-9000 Hz35.
      BEMÆRK: I IHS-systemet kan stignings- og faldtiden for en toneudbrudsstimulus kun ændres, hvis den spektrale konvolutform er en trapezform. Imidlertid giver cosinuskvadrene og Blackman-konvolutterne en forudindstillet stignings- og faldtid, der almindeligvis anvendes i dyre-ABR-eksperimenter. IHS-systemet kan vise spektralkonvolutten af et toneudbrud for at sikre passende stignings- og faldtider. Stignings- og faldetiden for en klikstimulus kan ikke redigeres i IHS.
  7. Indstil samplingshastigheden til den højeste tilladte værdi (normalt 40 kHz) for at få de bedste opløsningsdata.
    BEMÆRK: Nogle systemer, herunder IHS, bruger et begrænset antal prøvetagningssteder og vil ændre længden af optagelsesvinduet. En samplingshastighed på 40 kHz (25 μs) giver muligvis kun mulighed for et optagelsesvindue på 12 ms, så for at fange en tone burst ABR blev der brugt en samplingshastighed på 20 kHz (50 μs periode) for at muliggøre et optagelsesvindue på 24 ms. Hvis du direkte sammenligner AKURV'er for klik og toneudbrud, skal du holde samplingshastigheden konstant for at opretholde den samme opløsning.
  8. Indstil stimuluspolariseringen til skiftevis. Dette gøres for at eliminere visualiseringen af cochlearmikrofonisk fra ABR-optagelser. For at visualisere cochlearmikrofonisk skal du bruge sjældenhed eller kondens til stimuluspolaritet.
    BEMÆRK: Mange indstillinger kan ændres, når du vælger stimuli. De angivne forstærknings- og filterindstillinger er muligvis ikke optimale for andre udstyrsopsætninger. Fabriksindstillingerne på de fleste ABR-maskiner er ikke indstillet til optagelse i rugekylling.
  9. Hvis du registrerer 512 fejninger, skal du kombinere to separate tests for at skabe et fejningsgennemsnit på 1024.
  10. For en klik- eller toneudbrudsstimulus skal du erhverve en ABR ved en suprathreshold intensitet.
  11. Fortsæt optagelsen ved lavere og lavere intensiteter, indtil det fremkaldte svar ikke længere kan identificeres.
  12. Definer ABR-tærskel som den laveste stimulusintensitet, der fremkalder et påviseligt fremkaldt respons. Sænk stimulusintensiteten med trin på 5 dBSPL for at finde den laveste stimulusintensitet, der fremkalder en påviselig top.

7. Eutanasi og eksperiment slutter

  1. Når DER er erhvervet ABOR' er erhvervet, skal der fremstilles en overdosis (0,1 ml) eutanasiopløsning (Pentobarbital natrium 390 mg/ml phenytoinnatrium 50 mg/ml).
  2. Efter at have brugt en tåklemme for at bekræfte, at der ikke er nogen refleks, skal du injicere eutanasiopløsningen i brystmusklen med en 29-G nål på en 5 mm dybde. Injektionsteknikken er den samme som bedøvelsesinjektionen.
    BEMÆRK: Dyret udløber efter et par minutter. Manipuler eller halshug ikke dyret, før der ikke opdages nogen bevægelse. En alternativ eutanasi teknik er at udføre en intravenøs injektion i brachial venen under vingen.
  3. Så snart dyret ikke er refleksivt og vejrtrækning og hjerteslag er ophørt, halshugges hurtigt med skarp saks eller saks.
  4. Rengør varmepuden, rektal sonde og sølvchloridelektroder med 70% isopropylalkoholservietter.
  5. Sørg for, at alle erhvervede spor er gemt. For yderligere analyse, eksportere filer som .txt filer, som kan ses i notesblok eller importeres til et regneark.

Representative Results

Repræsentative ABR-optagelser til rugeunger
Følgende repræsentative og populationsmæssige resultater stammer fra ABR-optagelser foretaget i 43 dyr. Som reaktion på en suprathreshold klikstimulus (75 dBSPL) blev der konsekvent observeret tre positive toppe på tværs af alle hatchlings. Disse toppe opstod inden for 6 ms efter stimulusstart. Sjældent blev der også observeret en fjerde top ved ~ 6 ms. Mens identifikationen af ABR-toppe hos fugle varierede blandt dyr (se diskussion), blev toppe mærket og identificeret som romertalsbølger I-IV. En repræsentativ ABR-bølgeform med mærkede toppe er vist i figur 1A (øverste spor). Figur 1B viser latensintensitetsfunktionen for bølge I og III mærket i det repræsentative spor. Wave I peak latency steg med ~ 0,3 ms for hvert 20 dB fald i stimulusintensitet. I gennemsnit forekom bølger I-III ved henholdsvis 1,50 ms (±0,02 ms), 3,00 ms (±0,06 ms) og 4,13 ms (±0,09 ms) ved 75 dBSPL (figur 1C). Bølge I og Bølge III altid præsenteret som en enestående top. Lejlighedsvis for bølge II blev der set flere små toppe mellem 2,5-3,2 ms. Hver top havde et tilsvarende trug, og top-til-trug amplitude af bølge I - den største af alle toppe - var i gennemsnit 7 μV og nærmede sig en maksimal amplitude på 11 μV ved 75 dB SPL.

Ud over den største amplitude præsenterede Wave I af kyllingen ABR med den mindste variation i maksimal latenstid blandt dyr. Derfor blev denne top brugt til at estimere følsomheden over for høretærsklen. ABR-tærskler blev defineret som den laveste stimulusintensitet, der fremkaldte en identificerbar og repeterbar bølgeformtop. Dette blev subjektivt bestemt af eksperimentatoren og krydstjekket af en anden eksperimentator for tærskelaftale. Toppe var bedre defineret og lettere at identificere, når man brugte klikstimuli, men toneudbrud genererede også definerede og identificerbare toppe, der varierede afhængigt af stimulusfrekvens og dens parametre (figur 1D, n = 4 kyllinger). Den klik-fremkaldte ABR-tærskel var lavere end den toneudbruds fremkaldte tærskel, med undtagelse af 1000 Hz. Tærsklerne varierede mellem 10-30 dBSPL for klikstimuli. Klik-fremkaldte ABER'er, der ikke viste identificerbare toppe >30 dBSPL, var ofte resultatet af, at spekulumet blev løsnet fra øregangen på grund af dyrebevægelse.

Nedsat kropstemperatur øger ABR-latenstider
Hastigheden af neural aktivitet - målt ved den maksimale forekomst af en bølgeformamplitude (dvs. latenstid) - er kendt for at falde ved lavere kropstemperaturer36,37. Dette fænomen blev observeret i hatchling kylling ABR'er ved hjælp af en 75 dBSPL klik stimulus. Et repræsentativt spor er vist i figur 2A. Da kropstemperaturen faldt fra 39 ° C, opstod latenstiden for ABR-toppe senere i tiden på trods af det samme stimulusintensitetsniveau. Figur 2B viser latenstiden for bølge I og III som funktion af lavere kropstemperaturer for det repræsentative spor. Der var en stærk sammenhæng (R2 = 0,89) mellem lavere kropstemperaturer og forekomsten af Wave I peak latency (figur 2C, n = 5 kyllinger). Disse resultater viser behovet for at opretholde en næsten normal kropstemperatur under ABR-optagelser. Hvis næsten normal kropstemperatur ikke opretholdes, er latensintensitetsfunktioner og amplitudemålinger af ABR meget variable og ofte unøjagtige.

Latens- og amplitudeforskelle i tidlige hatchlings
Forskning har vist, at neural aktivitet relateret til begyndelsen af hørelsen for kyllingen er nær modning i sen embryonal alder8. For en delmængde af meget tidlige hatchlings (<3 timer efter luge) observerede vi imidlertid en maksimal latenstidsforskydning af ABR-bølgeformer (n = 4) som reaktion på en 75 dB SPL-klikstimulus eller fremkaldte potentialer, der ikke kunne identificeres (n = 2 kyllinger). I 2 unge hatchlings kunne der ikke fremkaldes nogen toneudbrud ABR, og kliktærsklerne blev hævet med 50 dBSPL. Dette kan skyldes et ledende problem, hvor der stadig er væske i øregangen / mellemørehulen hos dyret eller en underudviklet neural komponent. Pattedyrsundersøgelser har rapporteret tærskelforskydninger på 50 dB hos nyfødte38,39. Repræsentative dyr, der blev brugt her, var >3 timer gamle, hvilket også faldt sammen med den tid, det tager for fjerene at tørre. Figur 3A viser ABR'er registreret fra unge (P1, <3 timer gamle) og ældre hatchlings (P2). Til analyse præsenterede kun 3 unge hatchlings med alle tre ABR-toppe. Peak waveform latencies var signifikant forlænget, og bølgeformamplituder blev lidt reduceret sammenlignet med ældre hatchlings (henholdsvis figur 3B-C).

Referenceelektrodeplacering og tokanals ABR-optagelser
I figur 4 blev referenceelektrodeplaceringen ændret mellem 2 forskellige steder, men resulterede stadig i sammenlignelige ABR-optagelser. En sammenligning mellem 75 dBSPL-klikspor i det samme dyr med de to referenceelektrodeplaceringer viste minimale forskelle i peak-to-trough bølgeformamplituder og peak waveform latencies (figur 4A). Mastoidplaceringen var metodisk som pattedyrs ABR-eksperimenter, der placerer referenceelektroden på mastoiden eller pinnaen. Brug af en nakkeplacering til referenceelektroden ville være gavnlig, hvis manipulation eller kirurgi blev udført på begge ører. Interessant nok forekom Wave II peak amplitude for mastoidplaceringen (rødt spor) 1 ms efter Wave II-toppen for nakkeplaceringen (sort spor). Denne tidsforskel afspejler sandsynligvis stedet (e) for ABR neurale generation i forhold til elektrodeplaceringen.

Ved hjælp af en tokanals opsætning blev en aktiv optageelektrode (topplacering af hovedet) og to referenceelektroder (mastoidplaceringer) brugt til at opnå ABR'er for både venstre og højre øre (figur 4B). Reaktionerne mellem de to ører var ens, med mindre ændringer i maksimale amplituder sandsynligvis på grund af øretelefonpositionering. Latenstiden for både venstre og højre øre, der var ækvivalente, understøttede den lige så sunde funktion af både ører og hjernestammehalvkugler i den rugende kylling. Den tokanals optagelsesmontage kunne også bruges til binaurale ABR'er, men der ville være yderligere overvejelser, der er nødvendige for disse optagelser.

Figure 1
Figur 1: Repræsentative optagelser af rugeunger til klik- og tone-fremkaldte stimuli. (A) Repræsentative ABR-optagelser fra en rugeunge (P2) som funktion af forskellige stimulusintensitetsniveauer. Tre til fire positive toppe i mikrovolt (μV) kan identificeres inden for 6 ms post-stimulus debut (tid = 0 ms). Bølger blev identificeret ved hjælp af romertal. Peak-to-trough amplituder falder ved lavere stimulusintensitetsniveauer. (B) Latensintensitetsfunktioner for bølge I og III for det repræsentative spor, der er vist i (A). Kun disse toppe blev analyseret, da bølge II typisk ikke blev observeret ved intensiteter <45 dBSPL. (C) Latenstid for klik-fremkaldte ABR-topbølgeformer (n = 43 kyllinger). Fejllinjer angiver standardfejlen i middelværdien (SEM). D) Gennemsnitlige tonebaserede ASPOR'er (sorte spor) for fire rugeunger med tre forskellige frekvenser. Røde spor = standardfejl i de gennemsnitlige (SEM) stimuli = 75 dBSPL. I dette og efterfølgende tal betegner fejlbjælker SEM, og højre øre var stimulusøret. (undtagelse for figur 4B , hvor begge ører blev stimuleret). Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 2
Figur 2: Effekt af kropstemperatur på ABR-optagelser. (A) Repræsentative ABR-optagelser fra en rugekylling (P2) som funktion af kropstemperaturen. For lavere kropstemperaturer steg spidsbølgeformens latenstider, mens top-til-trug-amplituder forblev relativt uændrede. (B) Latens-temperaturfunktion for bølge I og III for de repræsentative spor, der er vist i (A). C) Populationsdata, der viser forholdet mellem latenstid og temperaturændringer for 5 kyllinger (p < 0,01,R2 = 0,89). En lignende tendens blev observeret for bølge II og III (data ikke vist). Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 3
Figur 3: Aldersrelaterede forskelle på ABR-optagelser. (A) Repræsentative ABR-optagelser (overlappende) af en repræsentativ rugeunge ved P2 (sort spor) og P1 (<3 timer efter luge, rødt spor). (B) Peak waveform latenstider for bølge I, II og III som funktion af alder. Latenstiderne for Waves I-III var signifikant forskellige mellem aldre (P < 0,05, n = 6 kyllinger). (C) Peak-to-trug bølgeformamplituder af bølge I, II og III som funktion af alder. Klik her for at se en større version af denne figur.

Figure 4
Figur 4: Elektrodeplacering og tokanals ABR-optagelser: (A) Repræsentative ABR-optagelser (overlappende) fra den samme rugeunge (P2) med referenceelektroden anbragt i nakken (sort spor) eller mastoid (rødt spor). Den aktive elektrode blev placeret i midten af kraniet til begge elektrodeoptagelsesmontager. Latenstiden for bølge I og III og amplituden af bølge I og III er næsten identiske under begge forhold. Latenstiden for bølge II er tidligere, og amplituden er større for elektroden placeret i nakkevævet. (B) Tokanals optagelse, mens den sekventielt stimulerer højre og venstre øre. Repræsentative ABR-optagelser (overlappede) fra den samme rugeunge (P2) med referenceelektroder anbragt i mastoiden på venstre øre (blå spor) og højre øre (røde spor) på tre forskellige intensitetsniveauer. Klik her for at se en større version af denne figur.

Supplerende tabel: Kalibreringstabel til kyllingudklækning. Klik her for at downloade denne tabel.

Discussion

Fuglens auditive hjernestamme er godt undersøgt, og mange strukturer er analoge med pattedyrets auditive vej. Den auditive nerve giver excitatoriske input til de to førsteordens centrale kerner, cochlear nucleus magnocellularis (NM) og angularis (NA). NM sender en excitatorisk projektion bilateralt til sit auditive mål, nucleus laminaris (NL)7. NL projekter til nucleus mesencephalicus lateralis, pars dorsalis (MLd)40,41. NL projekterer også til den overlegne olivariekerne (SON), som giver feedbackhæmning til NM, NA og NL42. Dette mikrokredsløb med lavere auditiv hjernestamme er udsøgt bevaret for den funktion, det tjener, lydlokalisering og binaural hørelse33. Fuglens øvre auditive hjernestammeområder har også kerner, der er analoge med pattedyrets laterale lemniscus og ringere colliculus i midterhjernen. I betragtning af disse ligheder er sammensætningen af den aviære ABR op til den auditive midterhjerne sammenlignelig på tværs af alle hvirveldyr.

Mens flere fuglearter viser tre positive toppe inden for 6 ms efter stimulusstart, har korrelationen mellem ABR-toppe med centrale auditive strukturer en vis variation. Bølge I kan med rimelighed antages at være det første neurale respons fra den perifere basilære papilla og auditive nerve og viser ringe variabilitet blandt individer (figur 1C). Efterfølgende bølgeidentifikation er mindre sikker og kan variere fra art til art. Kuokkanen et al.17 fastslog for nylig, at bølge III af sløruglens ABR genereres af NL; Det er således rimeligt at hævde, at bølge II stammer fra NM og NA af cochlear nucleus20. Uglen Wave III blev imidlertid defineret som den positive top, der genererede 3 ms efter stimulusstart. Dette svarer til bølge II som defineret i hatchling chicken ABR. I ladeuglen ABR blev bølger I og II kombineret.

Mens den rugende kylling normalt præsenterede tre toppe inden for 6 ms, blev der lejlighedsvis observeret en fjerde top (f.eks . Se figur 1A). Populationsdata, større stikprøvestørrelse og yderligere eksperimentelle paradigmer ville være nødvendige for at understøtte en fjerde bølge og i nogle tilfælde en fembølge kylling ABR. Det mest konsistente fund var de tre toprepræsentationer, der er vist her.

Da ABR er defineret som et mål for neural synkronisering, kan de vigtigste kerner i den auditive vej repræsentere hver positivt gående top i ABR. Signalet, der passerer fra hørenerven til NM/NA og derefter til NL, kan definere henholdsvis bølge I, II og III i den rugende kylling ABR. Derudover kan den senere forekommende fjerde top af kyllingen ABR repræsentere en øvre hjernestamme eller midbrain auditiv struktur. Karakteriseringen af aviære AAR'er bør også overveje forskellen mellem prækociale og altriciale fugle. Modningen af auditive reaktioner vil variere mellem arter og påvirkes også af andre kritiske træk som rovdyradfærd og / eller vokal læring4. Uanset hvad anvendes de beskrevne metoder og teknikker let på en række fugle- og hvirveldyrarter.

Betydningen af at opretholde dyrs kropstemperatur er illustreret i figur 2. Da den indre kropstemperatur faldt, steg latenstiden for ABR-responser for det samme stimulusintensitetsniveau. Dette er mere udtalt, når kropstemperaturen falder til under 32 °C36,37. Den ca. 1 ms latenstid stigning i ABR er mindre end tidligere rapporteret i kylling23. Katayama23 brugte dog en 12 dage gammel udklækning, der blev afkølet og efterfølgende opvarmet over en periode på 4 timer. Dataene i figur 2 blev registreret under køleprocessen over en periode på 20 minutter. For at opnå den bedste kvalitet og mest konsistente optagelser skal dyrets kropstemperatur opretholdes, og alle optagelser skal ske ved samme fysiologiske temperatur blandt dyr.

Effekten af alder på ABR er lille, men vigtig at overveje. Mens kun latenstiden for bølger I og II i ABR var signifikant anderledes, skyldes det dels, at kun tre unge hatchlings blev brugt i figur 3; de tre andre præsenterede ikke med tre identificerbare ABR-toppe. ABR-amplitude og tærskelforskydninger kan også være tydelige, hvis der anvendes store prøvestørrelser eller sammenlignes frekvensspecifikke ABR'er. Denne aldersrelaterede effekt kan være forårsaget af væske i kyllingens mellemøre. Sådanne ledende ændringer fører til en markant stigning i ABR-tærsklerne for både menneskelige og andre pattedyrsmodeller38,39.

Ved hjælp af to forskellige optagelsesmontager blev der observeret lignende reaktioner (figur 4A). Mens den mest almindelige montage placerer referenceelektroden bag det stimulusmodtagende øre, kan det være nyttigt at have referenceelektroden i nakkevævet, hvis der er kirurgisk indgreb, der ledsager ABR. Hvis der anvendes tokanals ABR-optagelser, skal referenceelektrerne imidlertid placeres separat og symmetrisk, hvilket er vanskeligt, hvis referenceelektroden placeres i nakken. Mastoidpositionen for referenceelektroden anbefales at standardisere så mange aspekter af optagelse som muligt. To-kanals ABR-optagelse er et effektivt værktøj, der kræver lidt ekstra forberedelse og resulterer i lignende reaktioner mellem ørerne. Mindre amplitudeforskelle skyldtes sandsynligvis placeringen af øretelefonen. To-kanals optagelse giver mulighed for nem sammenligning mellem et eksperimentelt manipuleret øre eller hjernehalvdel versus en kontrol. Denne opsætning vil også være nødvendig for at teste binaurale ABAR'er. Fremtidige eksperimenter med kyllingen ABR kan henvise til tidligere litteratur om optagelseskonfigurationer og montager34.

Denne metode kommer med flere begrænsninger. Som nævnt i trin 5.1 kan dårlig spekulumplacering føre til et skift på 40 dBSPL som svar. Dette kan medføre en forkert fortolkning af et manipuleret eller modificeret dyr. Følgende forholdsregler anbefales: Indhent en stor stikprøve af kontroldata, før abR'erne for manipulerede eller mutante modeller erhverves. Sænk ikke stimulusintensiteten med mere end 20 dBSPL mellem optagelserne. Hvis amplituden eller latenstiden skifter mere end forventet, skal du kontrollere dyrets og spekulumpositionen. Gentag den ABR stimulus for at observere ændringer. Hvis spekulummet er flyttet, skal du generhverve tidligere tests. En anden begrænsning er kalibreringen af ABR'er. Uden korrekt kalibrering til registrering af lydtrykniveauet er intensiteten, der præsenteres for dyret, ukendt. Når du måler lydudgang, skal du bruge det samme spekulum som i eksperimentel optagelse og en lille mikrofon inde i et hulrum, der tilnærmer sig dyrets øregangslængde (~ 5 mm). Mål de samme tonefrekvenser, der anvendes i eksperimenter, da kalibreringer er frekvensspecifikke. Manualen til både hardware- og softwaresystemer kan komme med anvisninger til kalibrering. Der er også yderligere filtre såsom lineær fase og minimumsfasefiltre, som kan forbedre klik- og toneudbrudABR'er 43. Disse filtre blev ikke anvendt i denne undersøgelse. Yderligere overvejelser, som stignings- og faldtid for en toneudbrudsspektralkuvert, der ændrede sig som en funktion af frekvensen eller ændrede stignings- og faldtidspunktet for klikstimuli, blev heller ikke undersøgt. Dette er gode fremtidige undersøgelser, når pålidelige og konsekvente ABR'er kan erhverves.

Sammenligningen af hatchling kyllingen til andre fuglemodeller er lovende. Budgerigars og østlige skrigugler viser også tre positive mikrovolt toppe inden for de første 6 ms af ABR13,22. I forskellige arter af spætter ses også tre toppe, men deres latenstid er senere i tiden. Derudover er rækkevidden af den bedste frekvensfølsomhed i spætter mellem 1500 og 4000 Hz, hvilket er noget højere end kyllingens bedste tærskel ved 1000 Hz. Hos den voksne kylling er den bedste følsomhed ved 2000 Hz35, så der kan være forbedret hørelse af høje frekvenser, da kyllingklækkelinger udvikler sig til voksne. Denne udvikling vil variere mellem fuglearter under hensyntagen til dyrets altriciale eller tidlige udvikling4.

De eksperimentelle metoder, der er skitseret her, kan hjælpe med at bestemme, hvilke faktorer der fører til skade eller ændringer i auditive reaktioner og tærskler samt undersøgelser på forskellige stadier af embryonal udvikling. Genetisk manipulation, aldring og støjeksponering er alle kendte manipulationer hos dyr og andre fuglemodeller 24,25,44,45. Disse metoder bør udvides til kyllingemodellen nu, hvor teknikker som in-ovo elektroporation muliggør ekspression af proteiner, der er fokalt og tidsmæssigt kontrolleret på den ene side af den auditive hjernestamme12,46. Dette muliggør direkte sammenligning af APER'er fra det genetisk manipulerede øre til det kontralaterale kontroløre ved hjælp af et tokanals optagelsesparadigme.

Samlet set er ABR for rugekyllinger en nyttig forskningsmetode, der næsten er identisk med målinger af hørefunktion i humane og andre pattedyrsmodeller. Det er også en ikke-invasiv in vivo-metode . Bortset fra bedøvelsesinjektion og subdermal elektrodeplacering på få millimeter kræves der ingen anden fysisk manipulation. En hatchling kan teoretisk testes flere gange i løbet af en udviklingstid på dage eller uger, hvis den holdes i et passende miljø. Denne protokol fastlægger ikke kun de nødvendige trin og registreringsparametre for hatchling kylling ABR, men den foreslår egenskaber ved en aviær ABR, der kan informere yderligere test i auditiv hjernestammefunktion.

Disclosures

Forfatterne har intet at afsløre.

Acknowledgments

Dette arbejde understøttes af NIH/NIDCD R01 DC017167

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1/8 inch B&K Microphone Brüel & Kjær 4138 Type 4138-A-015 also works
Auditory Evoked Potential Universal Smart Box Intelligent Hearing Systems M011110
Custom Sound Isolation Chamber GK Soundbooth Inc N/A Custom built
DC Power Supply CSI/Speco PSV-5
ER3 Insert Earphone Intelligent Hearing Systems M015302 Used as sound transducer
Euthasol Virbac 710101 Controlled Substance; euthanasia solution
Insulin Syringe (29 G) Comfort Point 26028
Ketamine Covetrus 11695-0703-1 Controlled Substance
Power Supply Powervar 93051-55R
Rectal Probe YSI 401 (10-09010) Any 400 series probe will work with the YSI temperatuer monitor
Subdermal needles Rhythmlink RLSND107-1.5
Temperature Monitor YSI 73ATA 7651 Works with any 400 series rectal probe
Xylazine Anased 59399-110-20 Used with ketamine and water for anesthetic

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wever, E. G., Bray, C. W. Action currents in the auditory nerve in response to acoustical stimulation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 16 (5), 344-350 (1930).
  2. Jewett, D. L., Williston, J. S. Auditory-evoked far fields averaged from the scalp of humans. Brain. 94 (4), 681-696 (1971).
  3. Corwin, J. T., Bullock, T. H., Schweitzer, J. The auditory brain stem response in five vertebrate classes. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 54 (6), 629-641 (1982).
  4. Carey, C. Avian Growth and Development. Evolution within the Altricial Precocial Spectrum. , Oxford University Press. Oxford. (1998).
  5. Kraemer, A., Baxter, C., Hendrix, A., Carr, C. E. Development of auditory sensitivity in the barn owl. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology, Sensory, Neural and Behavioral Physiology. 203 (10), 843-853 (2017).
  6. Rebillard, G., Rubel, E. W. Electrophysiological study of the maturation of auditory responses from the inner ear of the chick. Brain Research. 229 (1), 15-23 (1981).
  7. Parks, T. N., Rubel, E. W. Organization and development of brain stem auditory nuclei of the chicken: organization of projections from n. magnocellularis to n. laminaris. Journal of Comparative Neurology. 164 (4), 435-448 (1975).
  8. Hong, H., Rollman, L., Feinstein, B., Sanchez, J. T. Developmental profile of ion channel specializations in the avian nucleus magnocellularis. Frontiers in Cellular Neuroscience. 10, 80 (2016).
  9. Leao, R. M. The ion channels and synapses responsible for the physiological diversity of mammalian lower brainstem auditory neurons. Hearing Research. 376, 33-46 (2019).
  10. Oline, S. N., Ashida, G., Burger, R. M. Tonotopic optimization for temporal processing in the cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 36 (32), 8500-8515 (2016).
  11. Kopp-Scheinpflug, C. Your genes decide what you are listening to. Channels. 11 (5), 355-356 (2017).
  12. Sid, H., Schusser, B. Applications of gene editing in chickens: A new era is on the horizon. Frontiers in Genetics. 9, 456 (2018).
  13. Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J., Gleich, O. Auditory brainstem responses in adult budgerigars (Melopsittacus undulatus). The Journal of the Acoustical Society of America. 112 (3), Pt 1 999-1008 (2002).
  14. Lohr, B., Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J. Auditory brainstem responses and auditory thresholds in woodpeckers. The Journal of the Acoustical Society of America. 133 (1), 337-342 (2013).
  15. Counter, S. A. Brain-stem evoked potentials and noise effects in seagulls. Comparative Biochemistry and Physiology. A, Comparative Physiology. 81 (4), 837-845 (1985).
  16. Crowell, S. E., et al. A comparison of auditory brainstem responses across diving bird species. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology, Sensory, Neural and Behavioral Physiology. 201 (8), 803-815 (2015).
  17. Noirot, I. C., Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J. Masked auditory thresholds in three species of birds, as measured by the auditory brainstem response (L). Journal of the Acoustical Society of America. 129 (6), 3445-3448 (2011).
  18. McGee, J., et al. Auditory performance in bald eagles and red-tailed hawks: a comparative study of hearing in diurnal raptors. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology, Sensory, Neural and Behavioral Physiology. 205 (6), 793-811 (2019).
  19. Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J., Ryals, B., Gleich, O. Electrophysiological and morphological development of the inner ear in Belgian Waterslager canaries. Hearing Research. 269 (1-2), 56-69 (2010).
  20. Kuokkanen, P. T., Kraemer, A., Kempter, R., Koppl, C., Carr, C. E. Auditory brainstem response wave iii is correlated with extracellular field potentials from nucleus laminaris of the barn owl. Acta Acustica United with Acustica. The Journal of the European Acoustics Association (EEIG). 104 (5), 874-877 (2018).
  21. Beatini, J. R., Proudfoot, G. A., Gall, M. D. Frequency sensitivity in Northern saw-whet owls (Aegolius acadicus). Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology Sensory Neural and Behavioral Physiology. 204 (2), 145-154 (2018).
  22. Brittan-Powell, E. F., Lohr, B., Hahn, D. C., Dooling, R. J. Auditory brainstem responses in the Eastern Screech Owl: an estimate of auditory thresholds. The Journal of the Acoustical Society of America. 118 (1), 314-321 (2005).
  23. Katayama, A. Postnatal development of auditory function in the chicken revealed by auditory brainstem responses (ABRs). Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 62 (5), 388-398 (1985).
  24. Durham, D., Park, D. L., Girod, D. A. Breed differences in cochlear integrity in adult, commercially raised chickens. Hearing Research. 166 (1-2), 82-95 (2002).
  25. Kaiser, C. L., Girod, D. A., Durham, D. Breed-dependent susceptibility to acute sound exposure in young chickens. Hearing Research. 203 (1-2), 101-111 (2005).
  26. Hamdy, A. M., Vander Hel, W., Henken, A. M., Galal, A. G., Abd-Elmoty, A. K. Effects of air humidity during incubation and age after hatch on heat tolerance of neonatal male and female chicks. Poultry Science. 70 (7), 1499-1506 (1991).
  27. Bruzual, J. J., Peak, S. D., Brake, J., Peebles, E. D. Effects of relative humidity during the last five days of incubation and brooding temperature on performance of broiler chicks from young broiler breeders. Poultry Science. 79 (10), 1385-1391 (2000).
  28. vander Pol, C. W., van Roovert-Reijrink, I. A. M., Maatjens, C. M., vanden Brand, H., Molenaar, R. Effect of relative humidity during incubation at a set eggshell temperature and brooding temperature posthatch on embryonic mortality and chick quality. Poultry Science. 92 (8), 2145-2155 (2013).
  29. Buhr, R. J. Incubation relative humidity effects on allantoic fluid volume and hatchability. Poultry Science. 74 (5), 874-884 (1995).
  30. Galli, R., et al. Sexing of chicken eggs by fluorescence and Raman spectroscopy through the shell membrane. PLoS One. 13 (2), 0192554 (2018).
  31. Otsuka, M., Miyashita, O., Shibata, M., Sato, F., Naito, M. A novel method for sexing day-old chicks using endoscope system. Poultry Science. 95 (11), 2685-2689 (2016).
  32. Kaiser, A. The ontogeny of homeothermic regulation in post-hatching chicks: its influence on the development of hearing. Comparative Biochemistry and Physiology. A, Comparative Physiology. 103 (1), 105-111 (1992).
  33. Kuba, H., Yamada, R., Ohmori, H. Evaluation of the limiting acuity of coincidence detection in nucleus laminaris of the chicken. The Journal of Physiology. 552, Pt 2 611-620 (2003).
  34. Shaheen, L. A., Valero, M. D., Liberman, M. C. Towards a diagnosis of cochlear neuropathy with envelope following responses. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 16 (6), 727-745 (2015).
  35. Hill, E. M., Koay, G., Heffner, R. S., Heffner, H. E. Audiogram of the chicken (Gallus gallus domesticus) from 2 Hz to 9 kHz. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology Sensory Neural and Behavioral Physiology. 200 (10), 863-870 (2014).
  36. Rossi, G. T., Britt, R. H. Effects of hypothermia on the cat brainstem auditory evoked response. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 57 (2), 143-155 (1984).
  37. Doyle, W. J., Fria, T. J. The effects of hypothermia on the latencies of the auditory brainstem response (ABR) in the rhesus monkey. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 60 (3), 258-266 (1985).
  38. Guan, X., Gan, R. Z. Effect of middle ear fluid on sound transmission and auditory brainstem response in guinea pigs. Hearing Research. 277 (1-2), 96-106 (2011).
  39. Ravicz, M. E., Rosowski, J. J., Merchant, S. N. Mechanisms of hearing loss resulting from middle-ear fluid. Hearing Research. 195 (1-2), 103-130 (2004).
  40. Wang, Y., Zorio, D. A. R., Karten, H. J. Heterogeneous organization and connectivity of the chicken auditory thalamus (Gallus gallus). Journal of Comparative Neurology. 525 (14), 3044-3071 (2017).
  41. Wang, Y., Karten, H. J. Three subdivisions of the auditory midbrain in chicks (Gallus gallus) identified by their afferent and commissural projections. Journal of Comparative Neurology. 518 (8), 1199-1219 (2010).
  42. Fukui, I., Burger, R. M., Ohmori, H., Rubel, E. W. GABAergic inhibition sharpens the frequency tuning and enhances phase locking in chicken nucleus magnocellularis neurons. Journal of Neuroscience. 30 (36), 12075-12083 (2010).
  43. Beutelmann, R., Laumen, G., Tollin, D., Klump, G. M. Amplitude and phase equalization of stimuli for click evoked auditory brainstem responses. The Journal of the Acoustical Society of America. 137 (1), 71-77 (2015).
  44. Liberman, M. C. Noise-induced and age-related hearing loss: new perspectives and potential therapies. F1000Research. 6, 927 (2017).
  45. Efrati, A., Gutfreund, Y. Early life exposure to noise alters the representation of auditory localization cues in the auditory space map of the barn owl. Journal of Neurophysiology. 105 (5), 2522-2535 (2011).
  46. Lu, T., Cohen, A. L., Sanchez, J. T. In ovo electroporation in the chicken auditory brainstem. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (124), e55628 (2017).

Tags

Neurovidenskab Udgave 182 auditiv hjernestammerespons ABR høretærskel central auditiv behandling elektrofysiologi auditiv vej kylling
Evaluering af auditiv hjernestammerespons hos kyllingeklækker
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Ordiway, G., McDonnell, M., Mohan,… More

Ordiway, G., McDonnell, M., Mohan, S., Sanchez, J. T. Evaluation of Auditory Brainstem Response in Chicken Hatchlings. J. Vis. Exp. (182), e63477, doi:10.3791/63477 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter