Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Utvärdering av auditiv hjärnstamsrespons hos kycklingkläckningar

Published: April 1, 2022 doi: 10.3791/63477
Automatic Translation
1, 1, 1, 1,2,3
1Roxelyn and Richard Pepper Department of Communication Sciences and Disorders, Northwestern University, 2Knowles Hearing Research Center, Northwestern University, 3Department of Neurobiology, Northwestern University

Summary

Vi har använt standardtekniker för auditiv hjärnstamsrespons (ABR) och tillämpat dem på kläckande kycklingar, en brådmogen fågelmodell för hörselfunktion. Protokollet beskriver djurberedning och ABR-förvärvstekniker i detalj, med steg som kan översättas till andra fågel- eller gnagaremodeller.

Abstract

Det auditiva hjärnstamssvaret (ABR) är en ovärderlig analys inom klinisk audiologi, icke-mänskliga djur och mänsklig forskning. Trots den utbredda användningen av ABR för att mäta auditiv neural synkronisering och uppskatta hörselkänslighet i andra ryggradsdjursmodellsystem har metoder för registrering av ABR i kycklingen inte rapporterats på nästan fyra decennier. Kycklingar ger en robust djurforskningsmodell eftersom deras hörselsystem är nära funktionell mognad under sena embryonala och tidiga kläckningsstadier. Vi har demonstrerat metoder som används för att framkalla en- eller tvåkanaliga ABR-inspelningar med hjälp av subdermala nålelektroduppsättningar i kycklingkläckningar. Oavsett elektrodinspelningskonfiguration (dvs. montage) inkluderade ABR-inspelningar 3-4 positivtgående toppvågformer inom de första 6 ms av en supratröskelklickstimulans. Topp-till-dal-vågformsamplituder varierade från 2-11 μV vid högintensiva nivåer, med positiva toppar som uppvisade förväntade latensintensitetsfunktioner (dvs. ökning av latens som en funktion av minskad intensitet). Standardiserad hörlursposition var avgörande för optimala inspelningar eftersom lös hud kan täppa till hörselgången och djurrörelser kan lossna stimulansgivaren. Toppamplituderna var mindre och latenserna var längre när djurens kroppstemperatur sänktes, vilket stödde behovet av att upprätthålla fysiologisk kroppstemperatur. För unga kläckningar (<3 h efter lucka dag 1) höjdes trösklarna med ~5 dB, topplatenserna ökade ~1-2 ms och topp till dalamplituder minskade ~1 μV jämfört med äldre kläckningar. Detta tyder på ett potentiellt ledande relaterat problem (dvs. vätska i mellanörathålan) och bör övervägas för unga kläckningar. Sammantaget möjliggör de ABR-metoder som beskrivs här noggrann och reproducerbar registrering av in vivo hörselfunktion hos kycklingkläckningar som kan tillämpas på olika utvecklingsstadier. Sådana fynd jämförs lätt med mänskliga och däggdjursmodeller av hörselnedsättning, åldrande eller andra hörselrelaterade manipulationer.

Introduction

Studien av framkallade neurala svar på ljudstimuli går tillbaka över ett halvt sekel1. Det auditiva hjärnstamssvaret (ABR) är en framkallad potential som har använts som ett mått på hörselfunktion hos både icke-mänskliga djur och människor i årtionden. Den mänskliga ABR presenterar med fem till sju vågformstoppar som konventionellt märks med romerska siffror (I-VII)2. Dessa toppar analyseras baserat på deras latens (tid för förekomst i millisekunder) och amplitud (topp-till-dalstorlek i mikrovolt) av de neurala svaren. ABR är avgörande för att utvärdera hörselnervens funktion och integritet samt hjärnstam och hörseltröskelkänslighet. Underskott i hörselsystemet resulterar i frånvarande, reducerade, långvariga eller onormala ABR-latenser och amplituder. Anmärkningsvärt nog är dessa parametrar nästan identiska hos människor och andra djur, vilket gör det till ett konsekvent objektivt test av hörselfunktionen i ryggradsdjursmodeller3.

Ett sådant modellsystem är kycklingen, och det är särskilt användbart av olika skäl. Fåglar kan klassificeras som altricial eller precocial4. Altricialfåglar kläcks med sinnen som fortfarande utvecklas; till exempel visar ladugårdsugglor inte en konsekvent ABR förrän fyra dagar efter lucka5. Brådmogna djur som kycklingluckan med nästan mogna sinnen. Uppkomsten av hörsel uppträder i embryonal utveckling, så att dagar före kläckning (embryonal dag 21) är hörselsystemet nära funktionell mognad 6,7,8. Altricialfåglar och de flesta däggdjursmodeller är mottagliga för yttre faktorer som påverkar utvecklingen och kräver djurhållning tills hörseln är mogen. Kyckling ABR kan utföras samma dag som luckan, avstå från behovet av utfodring eller en berikad miljö.

Den embryonala kycklingen har varit en välstuderad modell för fysiologi och utveckling, särskilt i den auditiva hjärnstammen. Specifika strukturer inkluderar kycklingcochleär kärna, uppdelad i nucleus magnocellularis (NM) och nucleus angularis (NA), och fågelkorrelaten för den mediala överlägsna olivoljan som kallas nucleus laminaris (NL)6,7. ABR är idealisk för att fokusera på central hörselfunktion före nivån på framhjärnan och cortex. Översättning mellan in vivo ABR-mätningar och in vitro neuronala studier av utveckling8, fysiologi9, tonotopi10 och genetik11,12 ger idealiska forskningsmöjligheter som stöder studier av övergripande hörselfunktion.

Även om ABR har studerats utförligt i däggdjursmodeller har det varit mindre fokus för fåglar. Tidigare fågel-ABR-studier inkluderar karakteriseringar av undulat13, hackspett14, mås15, dykfåglar16, zebrafink17, dygnsrycklingar18, kanariefågel19, tre arter av uggla 5,20,21,22 och kyckling23. Med tanke på de nästan fyra decennierna sedan den senaste grundliga karakteriseringen av kyckling ABR har många av de utrustningar och tekniker som tidigare använts förändrats. Insikter från studier i andra fågelmodeller kan hjälpa till att utveckla modern kyckling ABR-metodik samtidigt som de fungerar som en jämförelse med kyckling ABR. Detta dokument kommer att beskriva den experimentella installationen och designen för att möjliggöra ABR-inspelning hos kläckande kycklingar som också kan tillämpas på embryonala utvecklingsstadier och andra små gnagare och fågelmodeller. Dessutom, med tanke på kycklingens tidiga utveckling, kan utvecklingsmanipulationer utföras utan någon omfattande djurhållning. Manipuleringar till ett utvecklande embryo kan utvärderas bara några timmar efter att djuret kläckts med nästan mogen hörselförmåga.

Protocol

Experimenten som beskrivs här godkändes av Northwestern University's Institutional Animal Care and Use Committees (IACUC) och genomfördes i enlighet med National Institutes of Health Guide för vård och användning av laboratoriedjur.

1. Kycklinghållning

  1. Skaffa befruktade vita benhorn kycklingägg.
    OBS: Det finns flera kycklingraser som används i vetenskaplig forskning, men resultaten som visas här är från vit benhorn kyckling (Gallus gallus domesticus). Även om ABR-variationen mellan raser är okänd, har vissa skillnader hittats när man jämför vuxna äggläggande kycklingar med köttproducerande slaktkycklingar 24,25.
  2. Inkubera ägg vid 38 °C, fuktighet vid 50 % i 21 dagar före önskat testdatum.
    OBS: Om ägg inte omedelbart inkuberas vid 38 °C kan de förvaras vid 14 °C, fuktighet vid 40 %. Ju längre äggen hålls vid 14 °C, desto mindre sannolikt är det dock att de utvecklas till livskraftiga kläckningar. Efter 7 dagar kan äggets livskraft sjunka så lågt som 50 % beroende på hur länge äggen hålls vid 14 °C. Äggets livskraft kommer också att sjunka under vintermånaderna.
  3. Vänd regelbundet ägget 2-3 gånger om dagen. De flesta inkubatorer har en mekanism för att utföra detta automatiskt.
  4. Om du använder en inkubator av frigolit eller en inkubator som innehåller mer än 6 ägg, överför äggen till en liten 38 °C inkubator dagen före kläckning, embryon dag 20 (E20). Ägg ska kläcka 21 dagar (E21) efter att ha satts i inkubatorn.
    OBS: I kläckningsprocessen börjar djuret "pippa" ur ägget och göra ett litet hål som så småningom går runt hela ägget. Om förhållandena är för torra kan ägget torka upp och djuret kommer inte att kunna kläckas. Luftfuktigheten bör hållas runt 50%, baserat på tidigare studier om äggkläckningsförmågan 26,27,28,29.
  5. Bestäm djurets ålder. Om luckan inte bevittnas personligen är den enda indikationen på ålder de 2-3 timmar det tar för fostervattnet att torka.
    OBS: Kläckningsinkubatorn ska rengöras noggrant dagligen med 70% isopropylalkohol baserat på hur många kläckningar som bearbetas. Kycklingkläckningar lämnar ofta excrement, fjädrar och fostervatten i inkubatorn, vilket kan förorena förhållanden och luftkvalitet.

2. Beredning av läkemedel

  1. Väg djuret genom att placera det i en stor vägningsbåt. Med en mild nog placering bör djuret inte röra sig.
    OBS: Massan kan variera från 30-45 g. Yngre djur är ofta tyngre på grund av äggula reserver och ännu inte utsöndrar avfall. Äldre djur som närmar sig 24 h och P2 väger vanligtvis mindre.
  2. Förbered en bedövningscocktail av Ketamin (100 mg/ml) och Xylazin (20 mg/ml) så att dosen är 50 mg/kg ketamin och 16,68 mg/kg Xylazin baserat på djurvikt.
    OBS: Denna läkemedelscocktail kan tillverkas med 1 ml Ketamin (100 mg / ml), 1,5 ml Xylazin (20 mg / ml) och 2,5 ml H2O. Anestetiska cocktailinjektioner kommer att sträcka sig från 0,05-0,1 ml baserat på intervallet 30-45 g i djurvikt.

3. Läkemedelsinjektion och djurförberedelser

  1. Håll djuret i ena handen och se till att hålla benen nere.
  2. Känn för djurets bröstben, kölen. På vardera sidan av kölen kommer att vara bröstmuskel.
  3. Använd en 29-G nål och spruta för att tränga in 5 mm i huden och injicera Ketamin/ Xylazine-cocktail i bröstmuskeln. Injicera mellan 0,05-0,1 ml baserat på djurens vikt.
  4. Placera djuret tillbaka i inkubatorn efter injektion. Behåll djurets kroppstemperatur i några minuter när bedövningen träder i kraft.
    1. Använd pincett för att klämma fast djurets tå och kontrollera om nacken är slapp. Om det inte finns någon reflex och en slapp nacke är djuret medvetslöst.
  5. Bestäm kycklingens kön med hjälp av dess vingfjädrar. Om fjädrarna är lika långa är djuret manligt. Om fjädrarna varierar i längd är djuret kvinnligt30.
    OBS: En annan metod för att köna djuret är att ventilera. De manliga könsorganen kan ses i cloaca31. Denna metod är mycket svår och kan skada djuret om det inte görs korrekt. Det rekommenderas att använda vingfjädermetoden.
  6. Applicera hårborttagningskräm med en bomullsspetsapplikator på huvud- och nackområdet, särskilt nära öronöppningen för fågeln.
  7. Använd 70% isopropylalkoholservetter för att torka bort fjädrar, eventuell kvarvarande hårborttagningskräm och huden på huvud och nacke.
  8. Använd en 70% isopropylalkoholtork för att sterilisera de subdermala elektroderna och rektalsonden.
  9. Placera djuret i en ljudisolering och elektriskt skärmad kammare. Se till att miljön har minimalt elektriskt och akustiskt brus för bästa inspelningar.
    OBS: Experimenten här gjordes i ett anpassat ljudisolerat hölje som mäter 24 x 24 x 25 tum. Varje kammare eller rum som eliminerar akustiskt brus, liksom elektriskt brus från växelström (60 Hz i USA), är tillräckligt.
  10. Använd en värmedyna eller ett temperaturkontrollsystem för att bibehålla djurets kroppstemperatur.
  11. Sätt i den smorda rektala sonden för att säkerställa att djurets temperatur hålls mellan 37-41 ° C (98,6-105 ° F) 32,33.
    OBS: Om sonden har en felaktig storlek kan djuret ligga ovanpå temperatursonden.
  12. Fäst djurets huvud på plats eller vila näbben mot ett föremål för att undvika oönskad rörelse. Detta kan göras med modelleringslera om andningen inte hindras.
  13. Administrera en kompletterande injektion av bedövningscocktail som är hälften av den ursprungliga dosen om djuret börjar återfå medvetandet under testningen.
    OBS: Varje kroppsrörelse eller vokalisering är ett tecken på att en tilläggsdosering måste administreras. Miniscule näbbrörelser indikerar andning och är acceptabla.

4. Elektrodplacering

  1. Använd tre nålelektroder av rostfritt stål, silverklorid med följande beteckningar: referenselektroden, den aktiva elektroden och den gemensamma jordelektroden.
    OBS: Referenselektroden kallas också invertering eller "-". Den aktiva elektroden kallas också icke-inverterande eller "+".
  2. Placera varje elektrod subdermalt 2-3 mm i huvudet, men inte tillräckligt djupt för att tränga in i skallen. Använd elektroder som är 7 mm långa och 0,4 mm i diameter.
  3. Peta elektroden ur huden och exponera spetsen. Detta hjälper till att minimera kontakten med huden och säkerställa konsekvent insättningsdjup över djur34.
    OBS: Elektrodtråden ska ha tillräcklig slack så att det inte finns någon spänning som drar ut den eller drar huden spänd efter att ha placerat elektroden.
  4. För enkanalsinspelning, placera den aktiva elektroden ovanför skallen vid mittlinjen, så långt som hörselgången.
    1. Placera referenselektroden bakom örat där stimulansen ska levereras och placera jordelektroden bakom den kontralaterala hörselgången i nacken.
      OBS: Om du utför operation vid djurets skalle eller hörselgång, placera referenselektroden i nacken vid djurets mittlinje. Både detta och steg 4.4.1 betraktas som horisontella elektrodinspelningsmontage.
  5. För tvåkanalsinspelning, använd två negativa elektroder och en kombinerad positiv elektrod som kräver en adapterkabel. Placera jordelektroden subdermalt i nacken och en referenselektrod bakom varje hörselgång.
  6. Kontrollera elektrodimpedansen. Se till att den totala elektrodimpedansen inte överstiger 5,0 kΩ. Behåll interelectrodimpedansen under 3,0 kΩ.

5. ABR-inspelning

  1. Beroende på förvärvshårdvara och programvara, se till att utföra kalibrering för korrekta ljudnivåer över använda stimulansfrekvenser.
    OBS: Kalibreringsteknikerna varierar beroende på utrustning (se diskussion). För vissa program kan ljuddämpning redigeras i programvaran. Kalibreringsprocedurer som utfördes här involverade användning av en 1/8-tums B&K 4138 kondensatormikrofon för att spela in frekvensstimuli i ett slutet kopplingssystem som approximerade chick-hörselgången (~ 5 mm). Ett kalibreringsbord för kycklingkläckning finns som ett kompletterande bord.
  2. Flytta ljudgivarapparaten mot djurets aktiva öra. Placera ljudgivaren på ett grunt djup av 2 mm i hörselgången.
    OBS: Beroende på ljudgivaren kan ett plastspekulum fästas och sättas in i hörselgången. Spekulumplaceringen är kritisk. Om ljudet blockeras av kanalväggen eller om hörselgången kläms fast kommer ABR att saknas eller likna en ~ 40 dB förskjutning i tröskeln.
  3. Kontrollera djuret under testningen om resultaten ser onormala eller frånvarande ut. Om de är det, placera om ljudgivaren i hörselgången.
    OBS: Eftersom huden är lös och djurrörelser är möjliga kan spekulumets placering förskjutas under inspelningen. Men med korrekt bedövningsinjektion och djuret helt medvetslös kan inspelningen gå oavbrutet i 30-45 minuter.

6. Datainsamling

  1. Använd tillräcklig utrustning /programvara för att generera ljudstimuli och spela in / förvärva ABR-inspelningar.
    Det finns många kommersiellt tillgängliga eller anpassade system för ABR-förvärv. För dessa experiment användes den kommersiellt tillgängliga Usb-plattformen Intelligent Hearing Systems (IHS) SmartEP. Möjligheten att manipulera inspelningsparametrar är avgörande; dessa inkluderar, men är inte begränsade till stimulansintensitet, stimulanslängd, stimulansfrekvens, stimulanspresentationshastighet, högpass- och lågpassfilter, artefaktavstötning, antal svep, samplingsfrekvens, kuvertform och stimulanspolarisering.
  2. Ställ in de övre och nedre gränserna för artefaktavstötning (AR) till ±25 μV, så att djurrörelser eller brus under ett svep utesluter det svepet från analysen. I hela den testade populationen avvisades mindre än 1% av de totala svepningarna på grund av artefakter.
  3. Samla in minst 1024 svep för att få ett stort genomsnittligt svar. Detta kan göras i två inspelningar med 512 svep vardera. Detta säkerställer också att svaret är stimulansframkallande och repeterbart.
  4. Ställ in förstärkningen på 100 000, lågpassfiltret på 100 Hz och högpassfiltret på 3000 Hz.
    OBS: Inställningarna för låg- och högpassfilter var optimala för inspelningar med IHS-systemet. Därför är dessa parametrar rekommendationer. ABR-inspelningar i andra fågelarter med hjälp av BIOSIG-programvaran filtrerade signalen mellan 30 och 3000 Hz 5,13,14,16,22.
  5. Ställ in stimulanspresentationshastigheten mellan 10 och 20 stimuli per sekund. Höga presentationshastigheter kommer att flytta ABR-toppfördröjningen, särskilt för senare toppar13. Låga presentationshastigheter kommer att öka den tid som krävs för att förvärva ABR.
  6. Ställ in tidslängden för klickstimulansen till 100 μs.
    1. Om du använder en ton burst stimulus, redigera frekvensen och varaktigheten av stimulansen baserat på önskad effekt. Ett intervall på 100-4000 Hz användes för ton burst stimuli, även om utbudet av beteendemässig hörsel hos vuxna kycklingar varierar från 2-9000 Hz35.
      OBS: I IHS-systemet kan uppgångs- och falltiden för en ton burst-stimulans endast modifieras om spektralhöljesformen är en trapets. Cosinuskvadrat- och Blackman-kuverten ger dock en förinställd stignings- och falltid som vanligtvis används i ABR-experiment på djur. IHS-systemet kan visa spektralhöljet för en tonsprängning för att säkerställa lämpliga stignings- och falltider. Uppgångs- och falltiden för en klickstimulans kan inte redigeras i IHS.
  7. Ställ in samplingsfrekvensen till det högsta tillåtna värdet (vanligtvis 40 kHz) för bästa upplösningsdata.
    OBS: Vissa system, inklusive IHS, använder ett begränsat antal provtagningspunkter och kommer att ändra längden på inspelningsfönstret. En samplingsfrekvens på 40 kHz (25 μs period) kanske bara tillåter ett inspelningsfönster på 12 ms, så för att fånga en ton burst ABR användes en samplingsfrekvens på 20 kHz (50 μs period) för att möjliggöra ett inspelningsfönster på 24 ms. Om du direkt jämför ABR för klick och ton burst, håll samplingsfrekvensen konstant för att bibehålla samma upplösning.
  8. Ställ in stimulanspolariseringen på alternerande. Detta görs för att eliminera visualiseringen av cochleamikrofoniken från ABR-inspelningar. För att visualisera den cochleära mikrofoniken, använd sällsynthet eller kondensation för stimulanspolaritet.
    OBS: Många inställningar kan ändras när du väljer stimuli. Förstärknings- och filterinställningarna som tillhandahålls kanske inte är optimala för andra utrustningsinställningar. Fabriksinställningarna för de flesta ABR-maskiner är inte inställda för inspelning i kläckande kyckling.
  9. Om du spelar in 512 svep, kombinera två separata tester för att skapa ett 1024 svepmedelvärde.
  10. För en klick- eller tonsprängningsstimulans, skaffa en ABR med en supratröskelintensitet.
  11. Fortsätt spela in med lägre och lägre intensitet tills det framkallade svaret inte längre kan identifieras.
  12. Definiera ABR-tröskelvärdet som den lägsta stimulansintensiteten som framkallar ett detekterbart framkallat svar. Sänk stimulansintensiteten med steg om 5 dBSPL för att hitta den lägsta stimulansintensiteten som framkallar en detekterbar topp.

7. Dödshjälp och experiment slut

  1. När ABR har förvärvats, bered en överdos (0,1 ml) av eutanasilösning (Pentobarbitalnatrium 390 mg/ml fenytoinnatrium 50 mg/ml).
  2. Efter att ha använt en tånypa för att bekräfta att det inte finns någon reflex, injicera eutanasilösningen i bröstmuskeln med en 29-G nål på 5 mm djup. Injektionstekniken är densamma som bedövningsinjektionen.
    OBS: Djuret går ut efter några minuter. Manipulera eller halshugga inte djuret förrän ingen rörelse upptäcks. En alternativ eutanasiteknik är att utföra en intravenös injektion i brachialvenen under vingen.
  3. Så snart djuret inte är reflexivt och andning och hjärtslag har upphört, halshugga snabbt med skarpa saxar eller saxar.
  4. Rengör värmedynan, rektalsonden och silverkloridelektroderna med 70% isopropylalkoholservetter.
  5. Se till att alla förvärvade spår har sparats. För ytterligare analys, exportera filer som .txt filer som kan visas i anteckningsblock eller importeras till ett kalkylblad.

Representative Results

Representativa ABR-registreringar för kläckning av kycklingar
Följande representativa resultat och populationsresultat kommer från ABR-registreringar gjorda på 43 djur. Som svar på en supratröskelklickstimulans (75 dBSPL) observerades tre positiva toppar konsekvent över alla kläckningar. Dessa toppar inträffade inom 6 ms efter stimulansstart. Sällan observerades också en fjärde topp vid ~ 6 ms. Medan identifieringen av ABR-toppar hos fåglar varierade mellan djur (se diskussion), märktes toppar och identifierades som romerska siffror Vågor I-IV. En representativ ABR-vågform med märkta toppar visas i figur 1A (övre spår). Figur 1B visar latensintensitetsfunktionen för vågor I och III märkta i den representativa spårningen. Våg I-topplatens ökade med ~ 0,3 ms för varje 20 dB minskning av stimulansintensiteten. I genomsnitt inträffade Waves I-III vid 1,50 ms (±0,02 ms), 3,00 ms (±0,06 ms) respektive 4,13 ms (±0,09 ms) vid 75 dBSPL (figur 1C). Våg I och Våg III presenteras alltid som en singulär topp. Ibland för Wave II sågs flera små toppar mellan 2,5-3,2 ms. Varje topp hade ett motsvarande tråg, och topp-till-dal-amplituden för våg I - den största av alla toppar - var i genomsnitt 7 μV och närmade sig en maximal amplitud på 11 μV vid 75 dB SPL.

Förutom den största amplituden presenterade våg I av kycklingen ABR den minsta variationen i topplatens bland djur. Därför användes denna topp för att uppskatta känsligheten för hörseltröskeln. ABR-trösklar definierades som den lägsta stimulansintensiteten som framkallade en identifierbar och repeterbar vågformstopp. Detta bestämdes subjektivt av experimentören och dubbelkontrollerades av en andra experimenter för tröskelöverenskommelse. Toppar var bättre definierade och lättare att identifiera när man använde klickstimuli, men tonutbrott genererade också definierade och identifierbara toppar som varierade beroende på stimulansfrekvens och dess parametrar (Figur 1D, n = 4 kycklingar). Den klick-framkallade ABR-tröskeln var lägre än den ton burst framkallade tröskeln, med undantag för 1000 Hz. Tröskelvärdena varierade mellan 10-30 dBSPL för klickstimuli. Klick-framkallade ABR som inte visade identifierbara toppar >30 dBSPL var ofta resultatet av att spekulumet lossnade från hörselgången på grund av djurrörelser.

Minskad kroppstemperatur ökar ABR-latenser
Hastigheten för neural aktivitet - mätt som toppförekomsten av en vågformsamplitud (dvs latens) - är känd för att minska vid lägre kroppstemperaturer36,37. Detta fenomen observerades vid kläckning av kyckling-ABR med hjälp av en 75 dBSPL-klickstimulans. En representativ spårning visas i figur 2A. När kroppstemperaturen sjönk från 39 °C inträffade latensen för ABR-toppar senare i tiden, trots samma stimulansintensitetsnivå. Figur 2B visar latensen för vågorna I och III som en funktion av lägre kroppstemperaturer för det representativa spåret. Det fanns en stark korrelation (R2 = 0,89) mellan lägre kroppstemperaturer och förekomsten av våg I-topplatens (figur 2C, n = 5 kycklingar). Dessa resultat visar behovet av att upprätthålla en nästan normal kroppstemperatur under ABR-registreringar. Om nästan normal kroppstemperatur inte upprätthålls är latensintensitetsfunktioner och amplitudmätningar av ABR mycket varierande och ofta felaktiga.

Latens- och amplitudskillnader i tidiga kläckningar
Forskning har visat att neural aktivitet relaterad till uppkomsten av hörsel för kycklingen är nära mognad vid sena embryonala åldrar8. För en delmängd av mycket tidiga kläckningar (<3 h efter luckan) observerade vi dock en toppfördröjningsförskjutning av ABR-vågformer (n = 4) som svar på en 75 dB SPL-klickstimulans eller framkallade potentialer var inte identifierbara (n = 2 kycklingar). Hos 2 unga kläckningar kunde ingen tonsprängning ABR framkallas, och klicktrösklarna höjdes med 50 dBSPL. Detta kan bero på ett ledande problem där det fortfarande finns vätska i djurets hörselgång / mellanörahålighet eller en underutvecklad neural komponent. Däggdjursstudier har rapporterat tröskelförskjutningar på 50 dB hos nyfödda38,39. Representativa djur som användes här var >3 h gamla, vilket också sammanföll med den tid det tar för fjädrarna att torka. Figur 3A visar ABR som registrerats från unga (P1, <3 h gamla) och äldre ungar (P2). För analys presenterade endast 3 unga hatchlings med alla tre ABR-topparna. Toppvågformsfördröjningar förlängdes avsevärt och vågformsamplituderna minskade något jämfört med äldre kläckningar (figur 3B-C).

Referenselektrodplacering och tvåkanaliga ABR-inspelningar
I figur 4 modifierades referenselektrodplaceringen mellan 2 olika platser men resulterade fortfarande i jämförbara ABR-inspelningar. En jämförelse mellan 75 dBSPL-klickspår i samma djur med de två referenselektrodplaceringarna visade minimala skillnader i topp-till-dal-vågformsamplituder och toppvågformslatenser (figur 4A). Mastoidplaceringen var metodologiskt som däggdjurs ABR-experiment som placerar referenselektroden på mastoid eller pinna. Att använda en nackplacering för referenselektroden skulle vara fördelaktigt om manipulation eller kirurgi utfördes på något av öronen. Intressant nog inträffade Wave II-toppamplituden för mastoidplaceringen (rött spår) 1 ms efter Wave II-toppen för nackplaceringen (svart spår). Denna tidsskillnad återspeglar sannolikt platsen /platserna för ABR-neural generering i förhållande till elektrodplaceringen.

Med hjälp av en tvåkanalsinställning användes en aktiv inspelningselektrod (överst på huvudplaceringen) och två referenselektroder (mastoidplaceringar) för att erhålla ABR för både vänster och höger öron (figur 4B). Svaren mellan de två öronen var likartade, med mindre förändringar i toppamplituder sannolikt på grund av hörlurarnas positionering. Latensen för både vänster och höger öra som är likvärdig stödde den lika hälsosamma funktionen hos både öron och hjärnstamhalvor i kläckningskyllan. Det tvåkanaliga inspelningsmontaget kan också användas för binaurala ABR, men det skulle finnas ytterligare överväganden som är nödvändiga för dessa inspelningar.

Figure 1
Figur 1: Representativa inspelningar av kläckande kycklingar till klick- och tonuppmanade stimuli. Tre till fyra positiva toppar i mikrovolt (μV) kan identifieras inom 6 ms efter stimulansstart (tid = 0 ms). Vågor identifierades med hjälp av romerska siffror. Topp-till-dal-amplituder minskar vid lägre stimulansintensitetsnivåer. (B) Latenitetsintensiva funktioner för vågor I och III för det representativa spåret som visas i (A). Endast dessa toppar analyserades, eftersom våg II vanligtvis inte observerades vid intensiteter <45 dBSPL. (C) Latens för klick-framkallade ABR-toppvågformer (n = 43 kycklingar). Felstaplar anger medelvärdets standardfel (SEM). (D) Genomsnittligt tonat framkallat ABR (svarta spår) för fyra kläckande kycklingar vid tre olika frekvenser. Röda spår = standardfel för medelvärdet (SEM) Stimuli = 75 dBSPL. I denna och efterföljande siffror betecknar felstaplar SEM, och det högra örat var stimulansörat. (undantag för figur 4B där båda öronen stimulerades). Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 2
Figur 2: Kroppstemperaturens inverkan på ABR-registreringar. För lägre kroppstemperaturer ökade toppvågformsfördröjningarna medan topp-till-dal-amplituderna förblev relativt oförändrade. (B) Laten-temperaturfunktion för vågor I och III för de representativa spår som visas i (A). C) Populationsdata som visar sambandet mellan latens och temperaturförändringar för 5 kycklingar (p < 0,01,R2 = 0,89). En liknande trend observerades för vågor II och III (data visas inte). Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 3
Figur 3: Åldersrelaterade skillnader på ABR-registreringar <. (B) Peak waveform latencies för vågor I, II och III som en funktion av ålder. Latenserna för Waves I-III var signifikant olika mellan åldrarna (P < 0,05, n = 6 kycklingar). (C) Topp-till-dal-vågformsamplituder för vågorna I, II och III som en funktion av ålder. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Figure 4
Figur 4: Elektrodplacering och tvåkanaliga ABR-inspelningar: (A) Representativa ABR-inspelningar (överlappade) från samma kläckningsunge (P2) med referenselektroden placerad i halsen (svart spår) eller mastoid (rött spår). Den aktiva elektroden placerades vid skallens mittlinje för båda elektrodinspelningsmontage. Latensen för vågor I och III och amplituden för våg I och III är nästan identiska under båda förhållandena. Latensen för Wave II är tidigare, och amplituden är större för elektroden placerad i nackvävnaden. (B) Tvåkanalsinspelning medan du sekventiellt stimulerar höger och vänster öron. Representativa ABR-inspelningar (överlappade) från samma kläckningsunge (P2) med referenselektroderna placerade i mastoiden i vänster öra (blå spår) och höger öra (röda spår) vid tre olika intensitetsnivåer. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Kompletterande tabell: Kalibreringstabell för kycklingkläckning. Klicka här för att ladda ner denna tabell.

Discussion

Fåglarnas auditiva hjärnstam är väl studerad, och många strukturer är analoga med däggdjurets hörselväg. Hörselnerven ger excitatoriska ingångar till de två första ordningens centrala kärnor, den cochleära kärnan magnocellularis (NM) och angularis (NA). NM skickar en excitatorisk projektion bilateralt till sitt hörselmål, nucleus laminaris (NL)7. NL-projekt till kärnan mesencephalicus lateralis, pars dorsalis (MLd)40,41. NL projicerar också till den överlägsna olivkärnan (SON), som ger återkopplingshämning till NM, NA och NL42. Denna mikrokrets med lägre hörselstam är utsökt bevarad för den funktion den underordnar sig, ljudlokalisering och binaural hörsel33. Fågelns övre hörselhjärnstamregioner har också kärnor som är analoga med däggdjurets laterala lemniscus och underlägsna colliculus i mellanhjärnan. Med tanke på dessa likheter är sammansättningen av aviär ABR upp till den auditiva mellanhjärnan jämförbar med alla ryggradsdjur.

Medan flera fågelarter visar tre positiva toppar inom 6 ms efter stimulansstart, har korrelationen mellan ABR-toppar och centrala hörselstrukturer en viss variation. Våg I kan rimligen antas vara det första neurala svaret från den perifera basilarpapillen och hörselnerven och visar liten variation mellan individer (figur 1C). Efterföljande vågidentifiering är mindre säker och kan skilja sig åt mellan arter. Kuokkanen et al.17 fastställde nyligen att våg III av ladugårdsugglans ABR genereras av NL; därför är det rimligt att hävda att våg II härstammar från NM och NA i den cochleära kärnan20. Ugglan Wave III definierades dock som den positiva toppen som genererades 3 ms efter stimulansstart. Detta motsvarar våg II enligt definitionen i Kläcknings kyckling ABR. I ladugårdsugglan ABR kombinerades vågorna I och II.

Medan den kläckande kycklingen vanligtvis presenterades med tre toppar inom 6 ms, observerades ibland en fjärde topp (t.ex. se figur 1A). Befolkningsdata, större urvalsstorlek och ytterligare experimentella paradigmer skulle behövas för att stödja en fjärde våg, och i vissa fall en femvågig kyckling ABR. Det mest konsekventa fyndet var de tre topprepresentationer som visas här.

Eftersom ABR definieras som ett mått på neural synkronisering kan de viktigaste kärnorna i hörselvägen representera varje positiv topp i ABR. Signalen som passerar från hörselnerven till NM/NA och sedan till NL kan definiera vågor I, II respektive III i kläckande kyckling ABR. Dessutom kan den senare förekommande fjärde toppen av kyckling ABR representera en övre hjärnstam eller midhjärna hörselstruktur. Karakteriseringen av aviära ABR bör också överväga skillnaden mellan precocial och altricial fåglar. Mognaden av hörselsvar varierar mellan arter och påverkas också av andra kritiska egenskaper som rovdjursbeteende och / eller vokalinlärning4. Oavsett är de beskrivna metoderna och teknikerna lätt att tillämpa på en mängd olika fågel- och ryggradsdjur.

Vikten av att bibehålla djurens kroppstemperatur illustreras i figur 2. När den inre kroppstemperaturen minskade ökade latensen för ABR-svar för samma stimulansintensitetsnivå. Detta är mer uttalat när kroppstemperaturen sjunker under 32 °C36,37. Den ungefär 1 ms latensökningen i ABR är mindre än vad som tidigare rapporterats i kyckling23. Katayama23 använde dock en 12 dagar gammal kläckning som kyldes och därefter värmdes under en 4-timmarsperiod. Uppgifterna i figur 2 registrerades under kylningsprocessen under en 20-minuters period. För att få bästa möjliga kvalitet och mest konsekventa registreringar måste djurets kroppstemperatur bibehållas och alla registreringar bör göras vid samma fysiologiska temperatur bland djuren.

Effekten av ålder på ABR är liten men viktig att tänka på. Även om endast latensen för vågor I och II i ABR var signifikant annorlunda, beror detta delvis på att endast tre unga kläckningar användes i figur 3; de andra tre presenterades inte med tre identifierbara ABR-toppar. ABR-amplitud och tröskelförskjutningar kan också vara uppenbara om man använder stora urvalsstorlekar eller jämför frekvensspecifika ABR. Denna åldersrelaterade effekt kan orsakas av vätska i kycklingens mellanörat. Sådana ledande förändringar leder till en markant ökning av ABR-trösklarna för både mänskliga och andra däggdjursmodeller38,39.

Med hjälp av två olika inspelningsmontage observerades liknande svar (figur 4A). Medan det vanligaste montaget placerar referenselektroden bakom det stimulusmottagande örat, kan det vara användbart att ha referenselektroden i nackvävnaden om det finns kirurgiska ingrepp som åtföljer ABR. Om tvåkanaliga ABR-inspelningar används bör referenselektroderna dock placeras separat och symmetriskt, vilket är svårt om referenselektroden placeras i nacken. Mastoidpositionen för referenselektroden rekommenderas för att standardisera så många aspekter av inspelningen som möjligt. Tvåkanals ABR-inspelning är ett effektivt verktyg som kräver lite extra förberedelse och resulterar i liknande svar mellan öronen. Mindre amplitudskillnader berodde sannolikt på hörlurarnas placering. Tvåkanalsinspelning möjliggör enkel jämförelse mellan ett experimentellt manipulerat öra eller hjärnhalva kontra en kontroll. Den här inställningen skulle också krävas för att testa binaurala ABR: er. Framtida experiment med kyckling ABR kan hänvisa till tidigare litteratur om inspelningskonfigurationer och montage34.

Denna metod har flera begränsningar. Som nämnts i steg 5.1 kan dålig spekulumplacering leda till en 40 dBSPL-förändring som svar. Detta kan orsaka en felaktig tolkning av ett manipulerat eller modifierat djur. Följande försiktighetsåtgärder rekommenderas: skaffa ett stort urval av kontrolldata innan du förvärvar ABR för manipulerade eller muterade modeller. Minska inte stimulansintensiteten med mer än 20 dBSPL mellan inspelningarna. Om amplituden eller latensen skiftar mer än förväntat, kontrollera djurets och spekulumpositionen. Upprepa den ABR-stimulansen för att observera förändringar. Om spekulumet har rört sig, förvärva tidigare tester igen. En annan begränsning är kalibreringen av ABR. Utan korrekt kalibrering för att registrera ljudtrycksnivån är intensiteten som presenteras för djuret okänd. När du mäter ljudutgången, använd samma spekulum som vid experimentell inspelning och en liten mikrofon inuti ett hålrum som approximerar djurets hörselgångslängd (~ 5 mm). Mät samma tonfrekvenser som används i experiment, eftersom kalibreringar är frekvensspecifika. Manualen för både hårdvaru- och mjukvarusystem kan komma med anvisningar för kalibrering. Det finns också ytterligare filter som linjärfas och minsta fasfilter, vilket kan förbättra klick- och ton burst ABR43. Dessa filter användes inte i den aktuella studien. Ytterligare överväganden, som uppgångs- och falltiden för ett tonsprängt spektralkuvert som förändras som en funktion av frekvensen eller ändrar stignings- och falltiden för klickstimuli undersöktes inte heller. Det här är bra framtida undersökningar när tillförlitliga och konsekventa ABR kan förvärvas.

Jämförelsen av kläckningskyllan med andra fågelmodeller är lovande. Undulater och östra skrikugglor visar också tre positiva mikrovolttoppar inom de första 6 ms av ABR13,22. Hos olika arter av hackspettar ses också tre toppar, men deras latens är senare i tiden. Dessutom är intervallet för bästa frekvenskänslighet hos hackspettar mellan 1500 och 4000 Hz, vilket är något högre än kycklingens bästa tröskel vid 1000 Hz. Hos den vuxna kycklingen är den bästa känsligheten vid 2000 Hz35, så det kan bli förbättrad hörsel av höga frekvenser när kycklingkläckningar utvecklas till vuxna. Den utvecklingen kommer att skilja sig åt mellan fågelarter, med hänsyn till djurets altriciala eller precocious utveckling4.

De experimentella metoder som beskrivs här kan hjälpa till att bestämma vilka faktorer som leder till nackdelar eller förändringar i hörselsvar och trösklar, samt studier i olika stadier av embryonal utveckling. Genetisk manipulation, åldrande och bullerexponering är alla kända manipulationer hos djur och andra fågelmodeller 24,25,44,45. Dessa metoder bör utvidgas till kycklingmodellen nu när tekniker som in-ovo elektroporering möjliggör uttryck av proteiner som är fokalt och tidsmässigt styrda på ena sidan av den auditiva hjärnstammen12,46. Detta möjliggör direkt jämförelse av ABR från det genetiskt manipulerade örat till det kontralaterala kontrollörat med hjälp av ett tvåkanals inspelningsparadigm.

Sammantaget är ABR för kläckande kycklingar en användbar forskningsmetod, nästan identisk med mått på hörselfunktion i mänskliga och andra däggdjursmodeller. Det är också en icke-invasiv, in vivo-metod . Bortsett från anestesiinjektion och subdermal elektrodplacering på några millimeter krävs ingen annan fysisk manipulation. En kläckning kan teoretiskt testas flera gånger under en utvecklingstid på dagar eller veckor om den hålls i en lämplig miljö. Detta protokoll beskriver inte bara de nödvändiga stegen och inspelningsparametrarna för den kläckande kycklingen ABR, men det föreslår egenskaper hos en aviär ABR som kan informera ytterligare testning av auditiv hjärnstamsfunktion.

Disclosures

Författarna har inget att avslöja.

Acknowledgments

Detta arbete stöds av NIH/NIDCD R01 DC017167

Materials

Name Company Catalog Number Comments
1/8 inch B&K Microphone Brüel & Kjær 4138 Type 4138-A-015 also works
Auditory Evoked Potential Universal Smart Box Intelligent Hearing Systems M011110
Custom Sound Isolation Chamber GK Soundbooth Inc N/A Custom built
DC Power Supply CSI/Speco PSV-5
ER3 Insert Earphone Intelligent Hearing Systems M015302 Used as sound transducer
Euthasol Virbac 710101 Controlled Substance; euthanasia solution
Insulin Syringe (29 G) Comfort Point 26028
Ketamine Covetrus 11695-0703-1 Controlled Substance
Power Supply Powervar 93051-55R
Rectal Probe YSI 401 (10-09010) Any 400 series probe will work with the YSI temperatuer monitor
Subdermal needles Rhythmlink RLSND107-1.5
Temperature Monitor YSI 73ATA 7651 Works with any 400 series rectal probe
Xylazine Anased 59399-110-20 Used with ketamine and water for anesthetic

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wever, E. G., Bray, C. W. Action currents in the auditory nerve in response to acoustical stimulation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 16 (5), 344-350 (1930).
  2. Jewett, D. L., Williston, J. S. Auditory-evoked far fields averaged from the scalp of humans. Brain. 94 (4), 681-696 (1971).
  3. Corwin, J. T., Bullock, T. H., Schweitzer, J. The auditory brain stem response in five vertebrate classes. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 54 (6), 629-641 (1982).
  4. Carey, C. Avian Growth and Development. Evolution within the Altricial Precocial Spectrum. , Oxford University Press. Oxford. (1998).
  5. Kraemer, A., Baxter, C., Hendrix, A., Carr, C. E. Development of auditory sensitivity in the barn owl. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology, Sensory, Neural and Behavioral Physiology. 203 (10), 843-853 (2017).
  6. Rebillard, G., Rubel, E. W. Electrophysiological study of the maturation of auditory responses from the inner ear of the chick. Brain Research. 229 (1), 15-23 (1981).
  7. Parks, T. N., Rubel, E. W. Organization and development of brain stem auditory nuclei of the chicken: organization of projections from n. magnocellularis to n. laminaris. Journal of Comparative Neurology. 164 (4), 435-448 (1975).
  8. Hong, H., Rollman, L., Feinstein, B., Sanchez, J. T. Developmental profile of ion channel specializations in the avian nucleus magnocellularis. Frontiers in Cellular Neuroscience. 10, 80 (2016).
  9. Leao, R. M. The ion channels and synapses responsible for the physiological diversity of mammalian lower brainstem auditory neurons. Hearing Research. 376, 33-46 (2019).
  10. Oline, S. N., Ashida, G., Burger, R. M. Tonotopic optimization for temporal processing in the cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 36 (32), 8500-8515 (2016).
  11. Kopp-Scheinpflug, C. Your genes decide what you are listening to. Channels. 11 (5), 355-356 (2017).
  12. Sid, H., Schusser, B. Applications of gene editing in chickens: A new era is on the horizon. Frontiers in Genetics. 9, 456 (2018).
  13. Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J., Gleich, O. Auditory brainstem responses in adult budgerigars (Melopsittacus undulatus). The Journal of the Acoustical Society of America. 112 (3), Pt 1 999-1008 (2002).
  14. Lohr, B., Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J. Auditory brainstem responses and auditory thresholds in woodpeckers. The Journal of the Acoustical Society of America. 133 (1), 337-342 (2013).
  15. Counter, S. A. Brain-stem evoked potentials and noise effects in seagulls. Comparative Biochemistry and Physiology. A, Comparative Physiology. 81 (4), 837-845 (1985).
  16. Crowell, S. E., et al. A comparison of auditory brainstem responses across diving bird species. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology, Sensory, Neural and Behavioral Physiology. 201 (8), 803-815 (2015).
  17. Noirot, I. C., Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J. Masked auditory thresholds in three species of birds, as measured by the auditory brainstem response (L). Journal of the Acoustical Society of America. 129 (6), 3445-3448 (2011).
  18. McGee, J., et al. Auditory performance in bald eagles and red-tailed hawks: a comparative study of hearing in diurnal raptors. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology, Sensory, Neural and Behavioral Physiology. 205 (6), 793-811 (2019).
  19. Brittan-Powell, E. F., Dooling, R. J., Ryals, B., Gleich, O. Electrophysiological and morphological development of the inner ear in Belgian Waterslager canaries. Hearing Research. 269 (1-2), 56-69 (2010).
  20. Kuokkanen, P. T., Kraemer, A., Kempter, R., Koppl, C., Carr, C. E. Auditory brainstem response wave iii is correlated with extracellular field potentials from nucleus laminaris of the barn owl. Acta Acustica United with Acustica. The Journal of the European Acoustics Association (EEIG). 104 (5), 874-877 (2018).
  21. Beatini, J. R., Proudfoot, G. A., Gall, M. D. Frequency sensitivity in Northern saw-whet owls (Aegolius acadicus). Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology Sensory Neural and Behavioral Physiology. 204 (2), 145-154 (2018).
  22. Brittan-Powell, E. F., Lohr, B., Hahn, D. C., Dooling, R. J. Auditory brainstem responses in the Eastern Screech Owl: an estimate of auditory thresholds. The Journal of the Acoustical Society of America. 118 (1), 314-321 (2005).
  23. Katayama, A. Postnatal development of auditory function in the chicken revealed by auditory brainstem responses (ABRs). Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 62 (5), 388-398 (1985).
  24. Durham, D., Park, D. L., Girod, D. A. Breed differences in cochlear integrity in adult, commercially raised chickens. Hearing Research. 166 (1-2), 82-95 (2002).
  25. Kaiser, C. L., Girod, D. A., Durham, D. Breed-dependent susceptibility to acute sound exposure in young chickens. Hearing Research. 203 (1-2), 101-111 (2005).
  26. Hamdy, A. M., Vander Hel, W., Henken, A. M., Galal, A. G., Abd-Elmoty, A. K. Effects of air humidity during incubation and age after hatch on heat tolerance of neonatal male and female chicks. Poultry Science. 70 (7), 1499-1506 (1991).
  27. Bruzual, J. J., Peak, S. D., Brake, J., Peebles, E. D. Effects of relative humidity during the last five days of incubation and brooding temperature on performance of broiler chicks from young broiler breeders. Poultry Science. 79 (10), 1385-1391 (2000).
  28. vander Pol, C. W., van Roovert-Reijrink, I. A. M., Maatjens, C. M., vanden Brand, H., Molenaar, R. Effect of relative humidity during incubation at a set eggshell temperature and brooding temperature posthatch on embryonic mortality and chick quality. Poultry Science. 92 (8), 2145-2155 (2013).
  29. Buhr, R. J. Incubation relative humidity effects on allantoic fluid volume and hatchability. Poultry Science. 74 (5), 874-884 (1995).
  30. Galli, R., et al. Sexing of chicken eggs by fluorescence and Raman spectroscopy through the shell membrane. PLoS One. 13 (2), 0192554 (2018).
  31. Otsuka, M., Miyashita, O., Shibata, M., Sato, F., Naito, M. A novel method for sexing day-old chicks using endoscope system. Poultry Science. 95 (11), 2685-2689 (2016).
  32. Kaiser, A. The ontogeny of homeothermic regulation in post-hatching chicks: its influence on the development of hearing. Comparative Biochemistry and Physiology. A, Comparative Physiology. 103 (1), 105-111 (1992).
  33. Kuba, H., Yamada, R., Ohmori, H. Evaluation of the limiting acuity of coincidence detection in nucleus laminaris of the chicken. The Journal of Physiology. 552, Pt 2 611-620 (2003).
  34. Shaheen, L. A., Valero, M. D., Liberman, M. C. Towards a diagnosis of cochlear neuropathy with envelope following responses. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 16 (6), 727-745 (2015).
  35. Hill, E. M., Koay, G., Heffner, R. S., Heffner, H. E. Audiogram of the chicken (Gallus gallus domesticus) from 2 Hz to 9 kHz. Journal of Comparative Physiology. A, Neuroethology Sensory Neural and Behavioral Physiology. 200 (10), 863-870 (2014).
  36. Rossi, G. T., Britt, R. H. Effects of hypothermia on the cat brainstem auditory evoked response. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 57 (2), 143-155 (1984).
  37. Doyle, W. J., Fria, T. J. The effects of hypothermia on the latencies of the auditory brainstem response (ABR) in the rhesus monkey. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 60 (3), 258-266 (1985).
  38. Guan, X., Gan, R. Z. Effect of middle ear fluid on sound transmission and auditory brainstem response in guinea pigs. Hearing Research. 277 (1-2), 96-106 (2011).
  39. Ravicz, M. E., Rosowski, J. J., Merchant, S. N. Mechanisms of hearing loss resulting from middle-ear fluid. Hearing Research. 195 (1-2), 103-130 (2004).
  40. Wang, Y., Zorio, D. A. R., Karten, H. J. Heterogeneous organization and connectivity of the chicken auditory thalamus (Gallus gallus). Journal of Comparative Neurology. 525 (14), 3044-3071 (2017).
  41. Wang, Y., Karten, H. J. Three subdivisions of the auditory midbrain in chicks (Gallus gallus) identified by their afferent and commissural projections. Journal of Comparative Neurology. 518 (8), 1199-1219 (2010).
  42. Fukui, I., Burger, R. M., Ohmori, H., Rubel, E. W. GABAergic inhibition sharpens the frequency tuning and enhances phase locking in chicken nucleus magnocellularis neurons. Journal of Neuroscience. 30 (36), 12075-12083 (2010).
  43. Beutelmann, R., Laumen, G., Tollin, D., Klump, G. M. Amplitude and phase equalization of stimuli for click evoked auditory brainstem responses. The Journal of the Acoustical Society of America. 137 (1), 71-77 (2015).
  44. Liberman, M. C. Noise-induced and age-related hearing loss: new perspectives and potential therapies. F1000Research. 6, 927 (2017).
  45. Efrati, A., Gutfreund, Y. Early life exposure to noise alters the representation of auditory localization cues in the auditory space map of the barn owl. Journal of Neurophysiology. 105 (5), 2522-2535 (2011).
  46. Lu, T., Cohen, A. L., Sanchez, J. T. In ovo electroporation in the chicken auditory brainstem. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (124), e55628 (2017).

Tags

Neurovetenskap Utgåva 182 auditiv hjärnstamsrespons ABR hörseltröskel central auditiv bearbetning elektrofysiologi hörselväg kyckling
Utvärdering av auditiv hjärnstamsrespons hos kycklingkläckningar
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Ordiway, G., McDonnell, M., Mohan,… More

Ordiway, G., McDonnell, M., Mohan, S., Sanchez, J. T. Evaluation of Auditory Brainstem Response in Chicken Hatchlings. J. Vis. Exp. (182), e63477, doi:10.3791/63477 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter