Summary
Denne artikkelen beskriver hvordan du utfører in vivo (ved hjelp av overflate- og nåleelektrodearrayer) og ex vivo (ved hjelp av en dielektrisk celle) elektrisk impedansmyografi på gnagermuskelen. Det vil demonstrere teknikken hos både mus og rotter og detaljere modifikasjonene som er tilgjengelige (dvs. overvektige dyr, valper).
Abstract
Elektrisk impedans myografi (EIM) er en praktisk teknikk som kan brukes i prekliniske og kliniske studier for å vurdere muskelvev helse og sykdom. EIM oppnås ved å påføre en lavintensitet, retningsfokusert, elektrisk strøm til en muskel av interesse over en rekke frekvenser (dvs. fra 1 kHz til 10 MHz) og registrere de resulterende spenningene. Fra disse oppnås flere standardimpedanskomponenter, inkludert reaktans, motstand og fase. Ved utførelse av ex vivo-målinger på skåret muskel kan vevets iboende passive elektriske egenskaper, nemlig ledningsevne og relativ permittivitet, også beregnes. EIM har blitt brukt mye hos dyr og mennesker for å diagnostisere og spore muskelendringer i en rekke sykdommer, i forhold til enkel disuse atrofi, eller som et mål for terapeutisk intervensjon. Klinisk tilbyr EIM potensialet til å spore sykdomsprogresjon over tid og å vurdere effekten av terapeutiske inngrep, og dermed gi muligheten til å forkorte varigheten av kliniske studier og redusere kravene til prøvestørrelse. Fordi det kan utføres ikke-invasivt eller minimalt invasivt i levende dyremodeller så vel som mennesker, tilbyr EIM potensialet til å tjene som et nytt translasjonsverktøy som muliggjør både preklinisk og klinisk utvikling. Denne artikkelen gir trinnvise instruksjoner om hvordan du utfører in vivo og ex vivo EIM-målinger hos mus og rotter, inkludert tilnærminger for å tilpasse teknikkene til spesifikke forhold, for eksempel for bruk hos valper eller overvektige dyr.
Introduction
Elektrisk impedansmyografi (EIM) gir en kraftig metode for å vurdere muskeltilstand, som potensielt muliggjør diagnostisering av nevromuskulære lidelser, sporing av sykdomsprogresjon og vurdering av respons på terapi 1,2,3. Det kan brukes analogt til dyresykdomsmodeller og mennesker, noe som muliggjør relativt sømløs oversettelse fra prekliniske til kliniske studier. EIM-målinger oppnås enkelt ved hjelp av fire lineært plasserte elektroder, med de to ytre som påfører en smertefri, svak elektrisk strøm over en rekke frekvenser (vanligvis mellom 1 kHz og ca. 2 MHz), og de to indre registrerer de resulterende spenningene1. Fra disse spenningene kan impedansegenskapene til vevet oppnås, inkludert motstanden (R), et mål på hvor vanskelig det er for strøm å passere gjennom vevet, og reaktansen (X) eller "ladningsevnen" til vevet, et mål relatert til vevets evne til å lagre ladning (kapasitans). Fra reaktansen og motstanden beregnes fasevinkelen (θ) via følgende ligning: 
, som gir et enkelt summativt impedansmål. Slike målinger kan oppnås ved bruk av en hvilken som helst multifrekvent bioimpedansanordning. Siden myofibre i hovedsak er lange sylindere, er muskelvev også svært anisotropt, med strøm som flyter lettere langs fibre enn over dem 4,5. Dermed utføres EIM ofte i to retninger: med matrisen plassert langs fibrene slik at strømmen går parallelt med dem, og over muskelen slik at strømmen strømmer vinkelrett på dem. I tillegg, i ex vivo-målinger, hvor et kjent volum vev måles i en impedansmålingscelle, kan muskelens iboende elektriske egenskaper (dvs. ledningsevnen og relativ permittivitet) utledes6.
Begrepet "nevromuskulære lidelser" definerer et bredt spekter av primære og sekundære sykdommer som fører til strukturell muskelendring og dysfunksjon. Dette inkluderer amyotrofisk lateralsklerose og ulike former for muskeldystrofi, samt enklere endringer relatert til aldring (f.eks. Sarkopi), ubruksatrofi (f.eks. På grunn av langvarig bedrest eller mikrogravitasjon) eller til og med skade7. Mens årsakene er rikelig og kan stamme fra motorneuronet, nerver, nevromuskulære veikryss eller selve muskelen, kan EIM brukes til å oppdage tidlige endringer i muskelen på grunn av mange av disse prosessene og for å spore progresjon eller respons på terapi. For eksempel, hos pasienter med Duchenne muskeldystrofi (DMD), har EIM vist seg å oppdage sykdomsprogresjon og respons på kortikosteroider8. Nylig arbeid har også vist at EIM er følsom for varierende brukstilstander, inkludert fraksjonell tyngdekraft9, som det ville bli opplevd på månen eller Mars, og effekten av aldring10,11. Til slutt, ved å bruke prediktive og maskinlæringsalgoritmer til datasettet oppnådd med hver måling (multifrekvens og retningsavhengige data), blir det mulig å utlede histologiske aspekter av vevet, inkludert myofiberstørrelse 12,13, inflammatoriske forandringer og ødem14, og bindevev og fettinnhold 15,16.
Flere andre ikke-invasive eller minimalt invasive metoder brukes også til å evaluere muskelhelsen hos mennesker og dyr, inkludert nålelektromyografi17 og bildebehandlingsteknologier som magnetisk resonansavbildning, datastyrt tomografi og ultralyd18,19. EIM demonstrerer imidlertid forskjellige fordeler sammenlignet med disse teknologiene. For eksempel registrerer elektromyografi bare de aktive elektriske egenskapene til myofibermembranene og ikke de passive egenskapene, og kan dermed ikke gi en sann vurdering av muskelsammensetning eller struktur. I en viss henseende er bildebehandlingsmetoder nærmere knyttet til EIM, da de også gir informasjon om strukturen og sammensetningen av vev. Men på en eller annen måte gir de for mye data, noe som krever detaljert bildesegmentering og ekspertanalyse i stedet for bare å gi en kvantitativ utgang. Dessuten, gitt deres kompleksitet, blir bildebehandlingsteknikker også sterkt påvirket av detaljene i både maskinvaren og programvaren som brukes, og krever ideelt sett bruk av identiske systemer slik at datasett kan sammenlignes. I motsetning til dette betyr det faktum at EIM er mye enklere at det er mindre påvirket av disse tekniske problemene og ikke krever noen form for bildebehandling eller ekspertanalyse.
Følgende protokoll demonstrerer hvordan man utfører in vivo EIM hos rotter og mus, ved bruk av både ikke-invasive (overflatearray) og minimalt invasive (subdermal needle array) teknikker, samt ex vivo EIM på nyskåret muskel.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle metoder beskrevet her er godkjent av Institutional Animal Care and Use Committee of Beth Israel Deaconess Medical Center under protokollnummer (031-2019; 025-2019). Bruk riktig PPE-utstyr for å håndtere dyr og følg IACUC-retningslinjene for alt dyrearbeid.
1. In vivo overflate EIM
- Plasser dyret i en anestesiboks for å indusere anestesi.
MERK: For rotter ble 1,5 %-3,5 % isofluran og 2 O 2 L·min-1 brukt, og for mus ble 2 % isofluran og 1 O2 L·min-1 brukt. - Når den er fullstendig bedøvet, som indikert ved fravær av respons etter klemming av dyrets fot, plasser musen på benken i utsatt stilling og bruk nesekjeglen til å opprettholde anestesi ved bruk av 1,5% isofluran og en oksygenstrøm på 1 l · min-1.
- Plasser dyrets ben som skal analyseres i en 45 ° vinkel med hofteleddet (kneet utvidet) og fest foten med medisinsk tape.
- Bruk en hårklipper til å trimme pelsen som ligger over gastrocnemius-muskelen.
- Påfør et tykt lag med hårfjerningskrem over dyrets hud og la det sitte i 1 min. Bruk deretter saltvannsmettet gasbind for å fjerne depileringsmiddelet. Gjenta denne prosessen opptil tre ganger til all pelsen som ligger over gastrocnemius-muskelen er fjernet.
MERK: Legg en gasbind dynket i saltvann over huden når målinger ikke blir anskaffet for å forhindre dehydrering av huden. - Koble overflatematrisen (figur 1) til EIM-enheten og la elektrodene hvile på et stykke gasbind gjennomvåt i saltoppløsning.
- Plasser overflaten array direkte på huden over gastrocnemius muskelen, orientert i lengderetningen til muskelfibrene.
- Etter å ha sjekket for passende kontakt, som indikeres av alle stolpene som vises grønt på programvaren som viser stabiliteten til 50 kHz motstand, reaktans og faseverdier, må du skaffe EIM-målingene.
MERK: Kurver bør kontrolleres i sanntid for å sikre riktig datainnsamling. - Roter overflatematrisen 90° og plasser den på huden over gastrocnemius for å oppnå tverrgående målinger (sjekk for grønne striper som indikerer stabiliteten).
- Gjenta trinn 1,7, 1,8 og 1,9 for å få totalt fire målinger per muskel: to langsgående og to på tvers.
MERK: Ikke bruk et hårfjerningsmiddel mer enn én gang (dvs. opptil tre påføringer i samme tilfelle) annenhver uke for å forhindre overdreven hudirritasjon og skade. Det er viktig å utføre målingene innen ca. 5-10 minutter etter fjerning av hårfjerningskremen, siden utviklingen av lokalisert hudødem indusert av hårfjerningsmiddelet kan påvirke de innsamlede impedansdataene. Dyrs restitusjon skjer umiddelbart etter seponering av isofluranbedøvelse, og prosedyren krever ikke smertestillende behandling.
2. In vivo nål array EIM
- Bedøv dyret og forbered benet ved hjelp av samme prosedyre som beskrevet i trinn 1.1-1.4. Det er imidlertid ikke nødvendig å bruke et hårfjerningsmiddel når du utfører in vivo EIM ved hjelp av en nålarray.
- Koble nålearrayet (figur 2A-F) til EIM-enheten og la det hvile i en veiebåt som inneholder saltoppløsning. Kontroller tilkobling og signalstabilitet (angitt med grønne stolper).
- Desinfiser huden og nålene med alkohol. Plasser nålen i lengdeposisjon i forhold til myofibrene og trykk den godt inn i huden til alle nålene trenger inn i huden og den underliggende muskelen opp til plastbeskyttelsen på arrayet. Innhent data.
- Fjern matrisen forsiktig og sett den inn igjen gjennom huden og inn i muskelen i en 90 ° vinkel i forhold til den første målingen, i tverrretningen. Innhent data.
MERK: Ved bruk av nålearrayer skal målinger bare innhentes én gang i hver retning for å redusere virkningen av nåleelektrodene på hud og muskelvev. Hvis blødning oppstår, tørk forsiktig blodet bort før du utfører den andre målingen. Dyrs restitusjon skjer umiddelbart etter seponering av isofluranbedøvelse, og prosedyren krever ikke smertestillende behandling.
3. Ex vivo EIM
- Forbered ex vivo dielektrisk celle (figur 2G, H), tilsett saltoppløsning til kammeret, og koble cellen til EIM-enheten for å oppnå referanseverdiene.
MERK: Fase- og reaktansverdiene til saltvann skal forbli konstante ved eller nær null, og motstandsverdiene til saltvann skal forbli konstante ved ca. 100 ± 25 Ω over frekvensområdet fra 1 kHz til 1 MHz. - Avliving dyret i henhold til respektive IACUC retningslinjer.
- Bruk en saks til å kutte huden nær akillessenen. Bruk pinsett, trekk huden i en oppadgående bevegelse for å avsløre de underliggende musklene og fascia. Disseker forsiktig ut biceps femoris som ligger over gastrocnemiusmuskelen og deler isjiasnerven.
- Klipp akillessenen for å frigjøre den distale enden av gastrocnemius og soleus muskler og trekk forsiktig senen oppover mens du bruker saks for å fjerne eventuelle vedlegg. Når alle vedlegg er fjernet, bruk saks for å kutte rostralenden av soleusmuskelen og fjern den.
- Bruk saks til å dissekere hodene til gastrocnemius-muskelen rundt patellaen.
MERK: Etter fjerning av gastrocnemius muskelen, er det viktig å huske den opprinnelige orienteringen av myofibrene. - Plasser gastrocnemius muskelen på et ark med tannvoks og seksjon den ved hjelp av et barberblad og en linjal for å oppnå en 10 mm x 10 mm seksjon fra midten av gastrocnemius muskelen.
MERK: Den dielektriske cellestørrelsen kan tilpasses. For rotter ble det brukt en 10 mm x 10 mm celle og for mus ble det brukt en 5 mm x 5 mm celle. - Bruk pinsett, plasser gastrocnemius forsiktig i de dielektriske cellene, og sørg for at fibrene er orientert i lengderetningen (dvs. kaudal, og rostrale ekstremiteter skal berøre elektrodene). Forsikre deg om at muskelen er i full kontakt med metallelektrodene.
- Fest den øverste delen av den dielektriske cellen og sett inn to monopolære nåler (26 G) i de to hullene. Koble ledningene fra EIM-enheten til ex vivo-cellen i følgende rekkefølge: (1: I +, 2: V +, 3: V-, 4: I-, hvor jeg representerer strømelektrodene og V representerer spenningselektrodene). Oppnå langsgående måling.
- Åpne den dielektriske cellen og reorienter muskelen i tverrretningen ved å rotere den 90 °. Fest toppen av den dielektriske cellen igjen. Skaff tverrmålingen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
EIM kan oppnås under mange forhold, inkludert overflate in vivo arrays (figur 1), nål in vivo arrays (figur 2A-F) og ex vivo dielektriske celler (figur 2G, H).
EIM gir et nesten øyeblikkelig øyeblikksbilde av muskeltilstanden basert på de målte impedansverdiene. Målinger oppnås raskt og resulterer i en enkel utdatafil som ikke krever noen spesiell programvare (figur 3A). Faktisk vil enhver multifrekvensimpedansenhet som gir data for individuelle frekvenser, kunne produsere en standard .csv utgang som kan åpnes uavhengig. Systemet beskrevet i denne protokollen gir også navnet og betingelsene for eksperimentet, med verdier av fase, reaktans og motstand for hvert forsøk ved hver målt frekvens i utdatafilen. For å sikre reproduserbarhet oppnås og gjennomsnittsberegnes vanligvis to studier med longitudinelle (studie 1 og 3) og tverrgående (studie 2 og 4) verdier som brukes i alle påfølgende analyser.
Når de vises som en funksjon av frekvens, resulterer EIM-verdier i standardkurver som kan analyseres for å oppdage falske eller artefaktforurensede data. Slike uregelmessigheter er vanligvis relatert til kontaktproblemer på overflatemålinger, noe som resulterer i ekstreme verdier observert ved lave frekvenser (vanligvis store positive eller negative verdier). Representative kurver vises for måling av fase (figur 3B), reaktans (figur 3C) og motstand (figur 3D) for lengdemålinger (blå sirkler) og tverrgående (grå firkanter). En graf som viser reaktansen som en funksjon av motstand (Cole-Cole plot) i både langsgående og tverrgående retninger vises også (figur 3E). Dette trinnet er kritisk, da det er en del av datakontrollen, noe som gjør det enkelt å oppdage falske eller artefaktforurensede data. Hvis det oppdages overdreven artefakt (vanligvis på grunn av dårlig kontakt mellom overflateoppstillingen og huden), kan flere prosedyrer følges for å forbedre kontakten. Disse inkluderer påføring av en ekstra påføring av hårfjerningskrem, fukting av huden i ca. 1 min med en saltvann gjennomvåt gasbind, eller påføring av forsiktig trykk på elektrodearrayet. Vanligvis vil den enkle prosessen med å gjenta målingen flere ganger også bidra til å løse dette.
EIM-målinger gjenspeiler muskelvevets respons på elektrisk strøm over et bredt spekter av frekvenser, hver rettet mot forskjellige strukturer. For eksempel trenger ikke lave frekvenser (dvs. 5 kHz) inn i myofibermembranen, og gir dermed en analyse av de ekstracellulære funksjonene som kan brukes til å oppdage betennelse og nøytrofil infiltrasjon14. I motsetning til dette kan høye frekvenser (>1 MHz) trenge inn i cellemembraner og derfor forhøre både intracellulære og ekstracellulære rom og har blitt brukt til å skille muskelfiber type1.
Figur 1: 3D-printet overflatematrise. Fotografier av en overflategruppe som ble 3D-printet for å oppnå overflateimpedansmålinger (både langsgående og tverrgående) hos mus in vivo. (A) Et fotografi som viser overflatematrisen som er koblet til innsamlingsenheten. (B) Et nærbilde av overflatematrisen som viser hjulet som brukes til å dreie matrisen til 90° for å oppnå både langsgående og tverrgående målinger. (C) Et nærbilde av overflateelektrodene. Overflateelektrodene har følgende egenskaper: elektroder bredde = 0,5 mm, ytre elektroder lengde = 4 mm, indre elektroder lengde = 3 mm, og avstand mellom elektroder = 1 mm. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Andre arrays som kan brukes til å imøtekomme spesifikke eksperimentelle design. Fotografier av: (A) en nålgruppe som brukes til rotter og belagt (ved bruk av ikke-metallisk neglelakk) for å redusere bidraget av subkutant fett (2 mm plass, 4 mm dypt, 2 mm belegg); (B) en nålgruppe med 2 mm avstand og 4 mm dybde; (C) en nålgruppe med 2 mm avstand og 3 mm dybde; (D) en nålgruppe med 2 mm avstand og 2 mm dybde; (E) en nålgruppe for mindre dyr og valper med 1 mm avstand og 2 mm dybde; (F) en nålgruppe med 1 mm avstand og 1 mm dybde; (G) en ex vivo dielektrisk celle skreddersydd for voksne musemuskler (5 mm x 5 mm); og (H) en ex vivo dielektrisk celle skreddersydd for rottemuskler (10 mm x 10 mm). Modifikasjoner (resultater som ikke presenteres her) for å oppnå målinger på overvektige dyr (dvs. ob / ob eller db / db mus) kan utføres ved å øke nållengden, legge til ikke-ledende belegg og øke / redusere nålavstanden. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3: Datautgang og representative kurver oppnådd hos mus med in vivo overflate EIM i lengderetningen (blå) og tverrgående (grå). (A) Utdatafil i .csv format oppnådd etter oppkjøpet av to langsgående (målinger 1 og 3, farget i blått) og to tverrgående (mål 2 og 4, farget i grått) EIM-målinger in vivo . Verdiene er angitt for hver frekvens (kolonne A). Analyser utføres deretter ved hjelp av gjennomsnittsverdien av henholdsvis langsgående og tverrgående målinger. Informasjon som finnes i cellene A1:B4, fylles ut automatisk av programvaren, i henhold til etikettene som ble valgt under EIM-anskaffelsen. Representative kurver for både langsgående (blå sirkler) og tverrgående (grå firkanter) verdier av fase (B), reaktans (C) og motstand (D) som funksjon av frekvens. I samsvar med standard praksis i impedansfeltet er x-aksen indikert ved hjelp av en logaritmisk skala. (E) Representative reaktanskurver som en funksjon av motstand for både langsgående og tverrgående målinger. LP: langsgående fase; TP: tverrfase; LX: langsgående reaktans; TX: tverrgående reaktans; LR: langsgående motstand; og TR: tverrgående motstand. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne artikkelen gir de grunnleggende metodene for å utføre EIM hos gnagere, både in vivo og ex vivo. For å oppnå pålitelige målinger er det viktig å utføre en rekke trinn. Først må man riktig identifisere muskelen av interesse, da hver muskel vil ha forskjellige responser på sykdommer, behandling og patologi. Man må være oppmerksom på at dataene som er oppnådd på en muskel (f.eks. Gastrocnemius) ikke vil gi samme informasjon som på en annen muskel (f.eks. Tibialis anterior). For det andre må man nøye velge den beste elektrodematrisen for å utføre impedansmålingene. Mens hver matrisetype har både fordeler og ulemper, er det viktig å velge en matrise som passer til eksperimentell design mens man tar hensyn til sykdomsprogresjon og effekten på anatomi (f.eks. Alvorlig atrofi). Til slutt tillater EIM etterforskere å samle inn en utrolig mengde data på få sekunder, men kvalitetskontroll må utføres riktig for å sikre fravær av gjenstander.
EIM-systemet er svært tilpassbart på flere nivåer. Selv om systemet som brukes her, er designet for klinisk og preklinisk datainnsamling, kan ethvert målesystem for multifrekvensimpedans brukes til dette formålet, så lenge det gir individuelle frekvensdata. Vanligvis gir impedanssystemer en standard .csv fil som utgang. På samme måte kan ytterligere modifikasjoner gjøres angående arrays, da alt som virkelig kreves er fire elektroder plassert i en linje. For eksempel, i denne protokollen, har en rekke skreddersydde elektroder blitt brukt til å oppfylle krav, men arrays kan skreddersys til individuelle behov ved hjelp av enkle (f.eks epoksy lim, subdermal nåler) eller komplekse (f.eks 3D-skrivere) verktøy. Alternativt kan de fire elektrodene kombineres til en enkelt nål, som tidligere beskrevet20. I vårt laboratorium har arrays blitt utviklet for valper ved å redusere avstanden mellom elektroder for å sikre at små muskler kunne måles i både langsgående og tverrgående retninger. Ved arbeid med overvektige dyr, som har et betydelig større lag av subkutant fett, anbefales bruk av delvis belagte nåleelektroder. Dette muliggjør et større bidrag fra muskelvevet til impedansmålingen samtidig som fettvevets bidrag reduseres21.
Mens nålmetoder og overflatemetoder kan brukes hos både rotter og mus, som beskrevet og demonstrert, anbefales det generelt å bruke nålmålingene hos rotter, da disse er raskere siden de ikke krever innsats for å forberede huden. I tillegg betyr deres større størrelse at nåleelektrodene bare minimalt skader muskelen. Hos mus, gitt deres lille størrelse, anbefales overflatemålinger for å unngå muskelskade og gitt at hudforberedelsen er relativt enkel og rask.
Hver EIM-teknikk har sitt eget sett med begrensninger. En viktig begrensning er at elektrodearrayer ikke er lett tilgjengelige gjennom leverandører, og i stedet krever tilpasset generering i laboratoriet. For å hjelpe nye etterforskere inkluderer denne protokollen målinger for flere arrays (både håndlaget og 3D-trykt), og forfatterne vil gi tilpassede arrays eller gjøre de relaterte CAD-filene tilgjengelige på forespørsel. Som tidligere nevnt er datakvalitet kritisk, og ytterligere problemer kan forstyrre datakvaliteten for hver av måletypene (f.eks. overflate, nål og ex vivo). For gode overflatedata er det nødvendig å fjerne håret helt, og sannsynligvis stratum corneum i huden også, for å få de beste resultatene med minimal kontaktartefakt. Imidlertid betyr bruken av hårfjerningsmiddelet også at huden sakte vil bli edematøs over tid, så det er nødvendig å raskt fullføre impedansmålingene etter hårfjerning. Å vente 10 minutter eller lenger kan gi signifikant forskjellige verdier sammenlignet med å utføre målingene innen et minutt eller to etter hårfjerning. Nålarray-målinger hos enten rotter eller mus vil vanligvis indusere minst en liten mengde blødning, noe som kan påvirke avlesningene hvis det blir til et større hematom rundt de innsatte nålene. Til slutt krever ex vivo-målinger spesiell forsiktighet for å sikre at muskelfibrene i den dielektriske cellen er nøyaktig justert med hensyn til metallplatene. Til slutt, i små eller syke mus, kan det være umulig å oppnå tverrgående målinger, gitt den lille størrelsen på musklene. Men som nevnt ovenfor er det fortsatt mulig å designe tilpassede 4-elektrodearrayer som kan være tilstrekkelig små til å ta langsgående målinger innenfor selv de minste musklene.
Dataanalyse kan holdes ganske enkelt - for eksempel ved å måle en enkelt utgang (f.eks. Fase) ved en enkelt frekvens (f.eks. 50 kHz) i en enkelt retning (f.eks. Langsgående) - eller ganske kompleks, ved å inkorporere alle impedansparametere over hele frekvensspekteret i både langsgående og tverrgående retninger. Når enkeltfrekvensimpedansverdier brukes, er de vanligvis i området 30-100 kHz, siden muskler har en tendens til å være mest reaktive (dvs. den er mest "ladbar") i dette frekvensområdet. Imidlertid har kondenserte eller kollapsede parametere, som forsøker å fange formen på frekvensspekteret, også blitt brukt. Disse verdiene har inkludert skråninger av lineære anfall av motstand, reaktans og fasedata22 og 2-frekvensforhold23. Alternativt kan Cole-Cole-parametere beregnes ut fra impedansdata, inkludert R0 (bestemmelse av motstanden ved null frekvens), Rinf (bestemmelse av motstanden ved uendelig frekvens) og fc (senterfrekvens) 24,25,26,27. Endelig kan maskinlæring brukes til å analysere alle dataene samtidig og forbedre prediktive modeller, både for regresjon12,13,15,16 og klassifisering.
Til tross for disse begrensningene er EIM et kraftig og relativt enkelt verktøy for å vurdere flere aspekter av muskelhelse. Mens fokuset i dette manuskriptet er på en enkelt muskel (gastrocnemius), er det ingenting som utelukker bruk av EIM på andre overfladiske muskler (f.eks. quadriceps eller biceps brachii) ved hjelp av overflateelektroder eller dypere muskler ved hjelp av nålelektrodearrayet. Hos mennesker har teknikken faktisk blitt brukt i et bredt spekter av muskler, inkludert både øvre og nedre ekstremitetsmuskler8,28, samt aksiale muskler (f.eks. paraspinale muskler og magemuskler)29,30.
Det er vist at EIM gir pålitelige mål på sykdomsprogresjon, remisjon av atrofi og behandling over tid. Enkeltfrekvensdata kan være helt tilstrekkelig til å vurdere sykdomsstatus over tid31; Likevel er verdien av multifrekvensdata at det fortsatt kan bidra til å vurdere kvaliteten på målingen, som beskrevet ovenfor. Enkeltfrekvensdata isolert sett kan være vesentlig forurenset av kontaktartefakter, og dette ville ikke være tydelig uten å gjennomgå hele impedansspekteret. I kliniske studier kan overflate-EIM brukes ofte for å oppnå smertefrie målinger, noe som gjør det til et enkelt verktøy å bruke32. Denne overfloden av data kan være avgjørende for mer sensitiv sporing av sykdomsprogresjon. Videre kan tillegg av EIM til kliniske protokoller redusere antall deltakere som kreves under en klinisk studiebetydelig 28,31.
EIM finner økende anvendelse i vurderingen av en rekke nevromuskulære forhold hos mennesker. Følgelig bidrar evnen til å utføre teknikken effektivt hos gnagere til å utvide den potensielle praktiske verdien av teknologien, samtidig som vi forbedrer vår forståelse av forholdet mellom ulike EIM-utganger og underliggende histologi. Teknikken er generelt enkel å bruke, og sammen med de nyttige kvantitative dataene den gir, fortjener den å bli inkludert i standard armamentarium av verktøy for vurdering av nerve- og muskelforstyrrelser i gnagersykdomsmodeller.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
S. B. Rutkove har egenkapital i, og fungerer som konsulent og vitenskapelig rådgiver for, Myolex, Inc., et selskap som designer impedansenheter for klinisk og forskningsbruk, og mView-systemet som brukes her. Han er også medlem av selskapets styre. Selskapet har også mulighet til å lisensiere patentert impedansteknologi som S. B. Rutkove er navngitt som oppfinner av. De andre forfatterne har ingen andre relevante tilknytninger eller økonomisk engasjement i noen organisasjon eller enhet med økonomisk interesse i eller økonomisk konflikt med emnet eller materialet som er omtalt i manuskriptet bortsett fra de som er avslørt.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av Charley's Fund og NIH R01NS055099.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3D Printer | Formlabs Inc. | Form 2 Desktop | 3D printer |
| 3D Printer | Shenzhen Creality 3D Technology Co. LTD | Creality Ender 3 V2 | 3D printer |
| 3M Micropore surgical tape | Fisher | 19-027761 and 19-061655 | models 1530-0 and 1530-1 |
| 3M TRANSPORE surgical tape | Fisher | 18-999-380 and 18-999-381 | models 1527-0 and 1527-1 |
| Connector header vertical 10 POS 1 mm spacing | Digi-Key (Sullins connector solution) | S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK) | Plastic spacer 1 mm holes for the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
| Cotton-tipped applicators | Fisher | 22-363-172 | |
| Dental Wax | Fisher | NC9377103 | |
| Depilatory agent | NAIR | NA | hair remover lotion with softening baby oil |
| Dumont #7b Forceps | Fine Science Tools | No. 11270-20 | Used for dissection, Style: #7b, Tip Shape: Curved, Tips: Standard, Tip Dimensions: 0.17 mm x 0.1 mm, Alloy/Material: Inox, Length: 11 cm |
| Electronic Digital Caliper | Fisher | 14-648-17 | Used to measure out the dimensions of the Gastrocnemius muscle |
| Epoxy adhesive dual cartridge 4 min work life | Devcon | series 14265, model 2217 | Glue used in the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
| Ex vivo dielectric impedance cell | Custom | NA | Dielectric cells were 3D printed in the Rutkove laboratory |
| Graefe Forceps | Fine Science Tools | No. 11051-10 | Used for muscle to place and adjust, Length: 10 cm, Tip Shape: Curved, Tips: Serrated, Tip Width: 0.8 mm, Tip Dimensions: 0.8 mm x 0.7 mm, Alloy/Material |
| Hair clipper | Amazon | NA | Wahl professional animal BravMini+ |
| Impedance Animal Device | Myolex | EIM1103 | mView system - investigational electrical impedance myography device for use in animal research |
| In vivo needle arrays | Custom | NA | Custom arrays using 27 G subdermal needles from Ambu. The construction was finalized using a 3D printer in the Rutkove laboratory |
| In vivo surface array | Custom | NA | The in vivo surface array was printed and assembled in the Rutkove laboratory |
| Isoflurane | Patterson Veterinary Supplies | 07-893-8441 (NDC: 46066-755-04) | Pivetal - 250 mL bottle |
| Non-woven gauze | Fisher | 22-028-559 | 2 x 2 inch |
| Polystyrene Weighing Dishes | Fisher | S67090A | Dimensions (L x W x H): 88.9 mm x 88.9 mm x 25.4 mm |
| Razor Blades | Fisher | 12-640 | Used to cut muscle to right dimensions, Single-edge carbon steel blades |
| Student Fine Scissors | Fine Science Tools | No. 91460-11 | Used for dissection, Tips: Sharp-Sharp, Alloy/Material: Student Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight, Cutting Edge: 20 mm, Length: 11.5 cm, Feature: Student Quality |
| Subdermal needles 27 G Neuroline | Ambu | 745 12-50/24 | Needles used in the rat in vivo array displayed in Figure 2A |
| Surgical Scissors - Sharp | Fine Science Tools | No. 14002-13 | Used to cut skin, Tips: Sharp-Sharp, Alloy/Material: Stainless Steel, Serrated: No, Tip Shape: Straight, Cutting Edge: 42 mm, Length: 13 cm |
| TECA ELITE monopolar needle electrodes | Natus | 902-DMG50-S | 0.46 mm diameter (26 G). Blue hub |
| Teknova 0.9% saline solution | Fisher | S5815 | 1000 mL sterile |
References
- Rutkove, S. B., Sanchez, B. Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405 (2019).
- Rutkove, S. B. Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions. Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).
- Sanchez, B., Rutkove, S. B. Present uses, future applications, and technical underpinnings of electrical impedance myography. Current Neurology and Neuroscience Reports. 17 (11), 86 (2017).
- Garmirian, L. P., Chin, A. B., Rutkove, S. B. Discriminating neurogenic from myopathic disease via measurement of muscle anisotropy. Muscle & Nerve. 39 (1), 16-24 (2009).
- Rutkove, S. B., et al. Loss of electrical anisotropy is an unrecognized feature of dystrophic muscle that may serve as a convenient index of disease status. Clinical Neurophysiology. 127 (12), 3546-3551 (2016).
- Wang, L. L., et al. Assessment of alterations in the electrical impedance of muscle after experimental nerve injury via finite-element analysis. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (6), 1585-1591 (2011).
- Katirji, B., Ruff, R. L., Kaminski, H. J. Neuromuscular Disorders in Clinical Practice. , Springer New York. New York, NY. (2014).
- Rutkove, S. B., et al. Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy. Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).
- Semple, C., et al. Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs. Frontiers in Physiology. 11, 557796 (2020).
- Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle. Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).
- Clark, B. C., Rutkove, S., Lupton, E. C., Padilla, C. J., Arnold, W. D. Potential utility of electrical impedance myography in evaluating age-related skeletal muscle function deficits. Frontiers in Physiology. 12, 666964 (2021).
- Kapur, K., et al. Predicting myofiber size with electrical impedance myography: A study in immature mice. Muscle and Nerve. 58 (1), 106-113 (2018).
- Kapur, K., Nagy, J. A., Taylor, R. S., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Estimating myofiber size with electrical impedance myography: a study in amyotrophic lateral sclerosis mice. Muscle and Nerve. 58 (5), 713-717 (2018).
- Mortreux, M., Semple, C., Riveros, D., Nagy, J. A., Rutkove, S. B. Electrical impedance myography for the detection of muscle inflammation induced by λ-carrageenan. PLoS ONE. 14 (10), 0223265 (2019).
- Pandeya, S. R., et al. Predicting myofiber cross-sectional area and triglyceride content with electrical impedance myography: A study in db/db mice. Muscle and Nerve. 63 (1), 127-140 (2021).
- Pandeya, S. R., et al. Estimating myofiber cross-sectional area and connective tissue deposition with electrical impedance myography: A study in D2-mdx mice. Muscle & Nerve. 63 (6), 941-950 (2021).
- Stålberg, E., et al. Standards for quantification of EMG and neurography. Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1688-1729 (2019).
- Theodorou, D. J., Theodorou, S. J., Kakitsubata, Y. Skeletal muscle disease: Patterns of MRI appearances. British Journal of Radiology. 85 (1020), 1298-1308 (2012).
- Simon, N. G., Noto, Y., Zaidman, C. M. Skeletal muscle imaging in neuromuscular disease. Journal of Clinical Neuroscience. 33, 1-10 (2016).
- Kwon, H., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance myography needle electrodes. Physiological Measurement. 38 (9), 1748-1765 (2017).
- Kwon, H., Di Cristina, J. F., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance-electromyography needle electrodes. Physiological Measurement. 39 (5), 055005 (2018).
- Rutkove, S. B., et al. Characterizing spinal muscular atrophy with electrical impedance myography. Muscle and Nerve. 42 (6), 915-921 (2010).
- Schwartz, S., et al. Optimizing electrical impedance myography measurements by using a multifrequency ratio: A study in Duchenne muscular dystrophy. Clinical Neurophysiology. 126 (1), 202-208 (2015).
- Li, J., Pacheck, A., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Single and modeled multifrequency electrical impedance myography parameters and their relationship to force production in the ALS SOD1G93A mouse. Amyotrophic Lateral Sclerosis and Frontotemporal Degeneration. 17 (5-6), 397-403 (2016).
- Hu, N., et al. Antisense oligonucleotide and adjuvant exercise therapy reverse fatigue in old mice with myotonic dystrophy. Molecular Therapy - Nucleic Acids. 23, 393-405 (2021).
- Sanchez, B., et al. Non-invasive assessment of muscle injury in healthy and dystrophic animals with electrical impedance myography. Muscle & Nerve. 56 (6), 85-94 (2017).
- Sanchez, B., Li, J., Bragos, R., Rutkove, S. B. Differentiation of the intracellular structure of slow- versus fast-twitch muscle fibers through evaluation of the dielectric properties of tissue. Physics in Medicine and Biology. 59 (10), 2369-2380 (2014).
- Shefner, J. M., et al. Assessing ALS progression with a dedicated electrical impedance myography system. Amyotrophic Lateral Sclerosis & Frontotemporal Degeneration. 19 (7-8), 555-561 (2018).
- Lungu, C., et al. Quantifying muscle asymmetries in cervical dystonia with electrical impedance: a preliminary assessment. Clinical Neurophysiology. 122 (5), 1027-1031 (2011).
- Wang, Y., et al. Electrical impedance myography for assessing paraspinal muscles of patients with low back pain. Journal of Electrical Bioimpedance. 10 (1), 103-109 (2019).
- Leitner, M. L., et al. Electrical impedance myography for reducing sample size in Duchenne muscular dystrophy trials. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (1), 4-14 (2020).
- Rutkove, S. B., et al. Improved ALS clinical trials through frequent at-home self-assessment: a proof of concept study. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (7), 1148-1157 (2020).
