Summary
Этот протокол представляет собой установление глубокой гипотермической остановки кровообращения у крыс, которая может быть применена для исследования синдрома системной воспалительной реакции, ишемии / реперфузионного повреждения, окислительного стресса, нейровоспаления и т. Д.
Abstract
Глубокая гипотермическая остановка кровообращения (DHCA) обычно применяется во время операций по поводу сложных врожденных пороков сердца и дуги аорты. Настоящее исследование направлено на предоставление метода установления DHCA у крыс. Для оценки влияния процесса DHCA на жизненно важные показатели в качестве контроля использовалась модель крыс с нормальным температурным сердечно-легочным шунтированием (CPB) без остановки кровообращения. Как и ожидалось, DHCA привел к значительному снижению температуры тела и среднего артериального давления. Анализ газов крови показал, что DHCA повышает уровень молочной кислоты, но не влияет на рН крови и концентрации гемоглобина, гематокрита, Na+, Cl−, K+ и глюкозы. Кроме того, по сравнению с нормальной температурой CPB у крыс, результаты просвечивающей электронной микроскопии показали умеренное увеличение аутофагосом гиппокампа у крыс DHCA.
Introduction
Глубокая гипотермическая остановка кровообращения (DHCA) используется в кардиохирургии с 1953 года1. DHCA включает в себя снижение температуры ядра пациента до глубоко гипотермических уровней (15-22 ° C) до глобального прерывания притока крови к телу2. Остановка кровообращения может обеспечить относительно бескровное операционное поле. Глубокая гипотермия снижает обмен веществ, особенно в головном мозге и миокарде, что является эффективным методом защиты от ишемии3. DHCA обычно применяется во время операций по поводу сложных врожденных пороков сердца, заболевания дуги аорты и даже опухолей почек или надпочечников с тромбом полой вены 4,5. Таким образом, создание животных моделей DHCA обеспечивает важный ориентир для уточнения процедуры и профилактики осложнений в клинических условиях.
Хотя модели могут быть установлены с собаками6, кроликами7 и другими животными, предпочтительно использовать крыс из-за их работоспособности и низкой стоимости. Модель крыс DHCA была впервые описана в 2006 году Jungwirth et al.8. Установлено, что продолжительность остановки кровообращения оказывает влияние на неврологические исходы. С тех пор модели крыс DHCA были широко исследованы. Было уточнено, что DHCA может провоцировать синдром системной воспалительной реакции (SIRS)9. В последующих исследованиях фармакологи обнаружили, что нейровоспаление, связанное с DHCA, индуцированное SIRS, может быть ослаблено ресвератролом10 и триптолидом11. Наша команда также обнаружила, что нейровоспаление, связанное с DHCA, может быть ослаблено путем ингибирования индуцируемого холодом РНК-связывающего белка12. В сердечно-сосудистой системе супероксиддисмутаза оказывает кардиопротекторное действие на травмы ишемии/реперфузии (I/R) во время DHCA13. Эти результаты расширили понимание патофизиологических процессов, связанных с DHCA, и предложили новые направления для улучшения результатов DHCA. Тем не менее, результаты, касающиеся эндотоксемии, окислительного стресса и аутофагии после DHCA, неубедительны. DHCA использует ту же операционную технологию, что и сердечно-легочное шунтирование (CPB)14, но его стратегия управления отличается, и шаги по генерации DHCA различаются в разных командах 8,9,10,11. Настоящее исследование направлено на предоставление метода установления процедуры DHCA у крыс.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Протоколы прошли институциональную проверку и получили одобрение От Институционального комитета по уходу за животными и их использованию, больница Фувай, Китайская академия медицинских наук (FW-2021-0005). Все экспериментальные процедуры были выполнены в соответствии с Руководством по уходу за лабораторными животными и их использованию, опубликованным Национальными институтами здравоохранения.
ПРИМЕЧАНИЕ: Самцы крыс Sprague-Dawley (вес: 500-600 г, возраст: 12-14 недель) содержались в стандартных лабораторных условиях со свободным доступом к пище и воде. Крысы были случайным образом распределены на две группы (n = 6, каждая группа): группа DHCA и группа CPB нормальной температуры (группа NtCPB).
1. Подготовительные работы
- Стерилизуйте хирургические инструменты (щипцы, ножницы, микрощипы, электрокоагулятор, бритву и др.) перед экспериментом (рисунок 1).
- Обеспечьте доступность расходных материалов, которые включают в себя 2-0 шелка, канюлю 16 Г (эндотрахеальный катетер), канюлю 22 Г, самодельную канюлю 16 Г (многоочаговый внутривенный катетер), инъекционные шприцы, марлю и ленту.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для самодельной канюли 16 г используйте скальпель, чтобы вырезать два или три отверстия диаметром 2 мм на кончике канюли, что поможет сделать венозный дренаж более гладким. - Обеспечить наличие севофлурана, 2% лидокаина, физиологического раствора, гепарина (5 МЕ/мл, 250 МЕ/мл), адреналина (40 мкг/мл), норадреналина (20 мкг/мл), гидроксиэтилового крахмала и бикарбоната.
- Убедитесь, что контуры DHCA содержат резервуар (модифицированный из капельницы Мерфи), роликовый насос, теплообменник, мембранный оксигенатор, соединительные трубки и резервуар для воды (рисунок 2). Подключите схему и смешайте 12 мл гидроксиэтилового крахмала с 1 мл гепарина натрия (250 МЕ) и 1 мл физиологического раствора. Загрунтуйте контур 14 мл грунтовочного раствора с помощью плавно вращающегося роликового насоса (10-40 мл/мин).
ПРИМЕЧАНИЕ: Резервуар переформовывается из устройства для переливания крови с помощью капельницы Мерфи. Венозная приточная часть капельницы остается на уровне 10-15 см, а венозная выходная часть остается на уровне 10 см.
2. Анестезия и канюляция
- Обезболивают крыс 2%-3% севофлураном, а затем проверяют на отсутствие конъюнктивального рефлекса и расслабление мышц после того, как крыса потеряет сознание.
ПРИМЕЧАНИЕ: Конъюнктивальный рефлекс относится к мгновенному закрытию века всякий раз, когда касается роговицы. Используйте ватный тампон, чтобы слегка коснуться роговицы. Когда глубина анестезии достаточна, веки не будут закрываться. - Выполняют эндотрахеальную интубацию канюлей 16 Г после исчезновения конъюнктивального рефлекса и отсутствия мышечного сопротивления. Подключите трубку к вентилятору и установите параметры, нажав кнопки на вентиляторе (дыхательный объем: 1,0-1,2 мл / 100 г, частота сердечных сокращений: 80 ударов в минуту [уд/мин], I:E = 1:1, фракция вдыхаемого кислорода: 60%).
- Подложите под крысу электрическое нагревательное одеяло и зафиксируйте крысу скотчем. Нанесите офтальмологическую мазь на глаза, чтобы предотвратить сухость. Сбрить волосы на левой паховой области, правой шейной области и хвосте бритвой. Затем трижды продезинфицируйте кожу йодом и спиртом.
- Проверьте глубину анестезии, прежде чем переходить к следующим шагам. Если частота дыхания выше, чем установленная вентилятором (80 уд/мин), или если есть мышечная ригидность, то увеличивают выходную концентрацию севофлурана.
ПРИМЕЧАНИЕ: Когда глубина анестезии адекватна, дыхательный ритм должен быть синхронизирован с вентилятором, а мышцы должны быть полностью расслаблены без напряжения. Проверяйте глубину анестезии каждые 30 минут, чтобы убедиться, что крыса не испытывает никакого возвращения сознания на протяжении всей процедуры. - Используйте скальпель, чтобы разрезать кожу в левой паховой области (примерно 1 см) и мягко рассечь мышцы и ткани, чтобы обнажить левую бедренную вену и артерию. Отделите артерию тщательно.
- Каннулировать 22 г внутривенного катетера в левую бедренную артерию. Обжиг артерии и катетера с помощью 2-0 шелка (в области канюляции). Используйте физиологический раствор, содержащий гепарин (5 UI / мл), чтобы промыть канюлю, чтобы избежать свертывания. Подключите катетер к датчику давления для контроля артериального давления.
- Отрежьте кожу хвоста (примерно 1,5 см), а затем с помощью скальпеля перережьте поверхностную фасцию хвостовой артерии, чтобы обнажить хвостовую артерию, которая находится в середине хирургического поля.
- Каннулировать хвостовую артерию внутривенным катетером весом 22 г. Обжиг артерии и катетера с помощью 2-0 шелка (в области канюляции). Используйте физиологический раствор, содержащий гепарин (5 UI / мл), чтобы промыть катетер, чтобы избежать свертывания.
ПРИМЕЧАНИЕ: При канюляции внутривенного катетера левая рука удерживает артерию / вену щипцами, а правая рука прокалывает артерию / вену иглой внутри катетера, а затем вводит канюлю в артерию. - Отрежьте кожу на правой яремной вене (примерно 2 см), а затем отделите мышцу и ткань, чтобы обнажить вену. Вставьте самодельный многоочаговый внутривенный катетер весом 16 г в правую наружную яремную вену и осторожно поместите его в правую нижнюю полую вену или правое предсердие.
ПРИМЕЧАНИЕ: Левая бедренная вена и артерия находятся под поверхностью левой паховой области. Вена толще артерии, а цвет крови артерий ярко-красный. Правая яремная вена находится посередине правого шейного отдела; когда кожа разрезана и мышцы разделены, можно увидеть вену (примерно 0,3-0,4 см шириной). Когда кончик катетера коснется правого предсердия, волна артериального давления будет колебаться. Затем, немного оттянув катетер назад, кончик катетера окажется в верхней полой вене. - Вводят гепарин натрия (500 МЕ/кг) через правую наружную вену. Накройте каждую канюлированную область влажной марлей, чтобы избежать загрязнения.
ПРИМЕЧАНИЕ: Поставьте коробку под операционный стол, чтобы поднять ее примерно на 40 см.
3. Инициация DHCA
- Сначала соедините контур DHCA с катетером в хвостовой артерии и поддерживайте скорость потока насоса на уровне 1-2 мл / мин. Затем соедините резервуар с катетером в правой наружной яремной вене. Убедитесь, что в резервуаре всегда есть уровень крови около 1 см.
- Включите бак для воды и сначала установите температуру воды на уровне 37 °C.
- После того, как артериальное давление стабилизируется, осторожно увеличьте поток насоса до 80-100 мл / кг / мин, чтобы перекачать кровь.
4. Охлаждение
- Установите температуру в помещении около 20 °C. Положите кубики льда в одноразовые перчатки, а затем положите их на голову и бока крысы. Отрегулируйте температуру резервуара в режиме реального времени в соответствии с ректальной температурой крыс.
- Соберите 0,1 мл крови из левой бедренной артерии и поместите ее на газовую машину крови для анализа газов крови. Изменяйте соответствующие параметры вентилятора соответствующим образом в соответствии с результатами анализа газов крови (например, PaCO2).
ПРИМЕЧАНИЕ: Частота сердечных сокращений и кровяное давление могут измениться, и скорость потока насоса должна быть соответствующим образом скорректирована. Градиент температуры между резервуаром для воды и крысой должен быть менее 10 °C. Убедитесь, что температура может быть снижена до 15-20 °C в течение 30 минут. Нормальный диапазон PaCO2 составляет 35-45 мм рт.ст. Если результаты анализа газов крови показывают более низкий PaCO2, можно уменьшить дыхательный объем и наоборот.
5. Глубокая гипотермическая остановка кровообращения
- Когда ректальная температура опустится до 15-20 °C, смените одноразовые перчатки (содержащие лед) для обеспечения поддержания глубокого переохлаждения во время остановки кровообращения.
- Остановите роликовый насос, поддерживайте резервуар в контакте с окружающей средой и медленно сливайте кровь из наружной яремной вены в резервуар.
- Обратите внимание на форму сигнала артериального давления. Когда кровяное давление и частота сердечных сокращений равны 0, остановите дренаж и держите резервуар закрытым. Выключите вентилятор.
ПРИМЕЧАНИЕ: Продолжительность остановки кровообращения варьируется в зависимости от цели эксперимента.
6. Разминка и реперфузия
- Снимите все одноразовые перчатки и увеличьте температуру в помещении до 25 °C. Восстановите вентиляцию мембранного оксигенатора, сохраняя при этом обрезание венозной дренажной трубки. Включите роликовый насос, чтобы убедиться, что кровь в резервуаре медленно возвращается в тело крысы.
- Включите вентилятор. Как только уровень крови в водоеме останется на уровне 1 см, ослабьте дренажную трубку, и медленно сливайте кровь из правого предсердия в водоем.
- Включите нагревательную лампу, грелку и бак для воды. Сначала установите температуру резервуара для воды на 25 °C, а затем своевременно отрегулируйте температуру на выходе в соответствии с ректальной температурой крысы.
ПРИМЕЧАНИЕ: Нагревательная лампа должна быть направлена на крупные кровеносные сосуды в грудной полости крысы, и ее следует держать на определенном расстоянии, чтобы избежать ожога тканей. Обратите внимание на разницу температур между температурой на выходе и ректальной температурой крысы (<10 °C). При необходимости проверяют газ крови, а затем соответствующим образом корректируют параметры вентилятора, вводят бикарбонат, электролиты и т.д. - Снимите нагревательную лампу после того, как ректальная температура вернется к 34 °C.
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг, как продолжение быстрого процесса повторного нагрева, должен быть медленным. На этом этапе параметры оборудования испарителя севофлурана, механического вентилятора и роликового насоса могут быть восстановлены до уровней в начале CPB.
7. Отлучение от КПБ
- Медленно и постепенно уменьшайте расход роликового насоса и регулируйте скорость венозного дренажа до тех пор, пока скорость потока не уменьшится до 1 мл/мин.
ПРИМЕЧАНИЕ: Каждая регулировка расхода должна соблюдаться в течение 3-5 мин. - Поддерживайте контакт резервуара с окружающей средой (снимая крышку резервуара). Настаивают оставшуюся кровь в контуре со скоростью потока 1 мл/мин.
- Остановите мембранную оксигенацию и роликовый насос.
- Усыпить крысу после периода искусственной вентиляции легких под глубоким наркозом.
ПРИМЕЧАНИЕ: Это терминальная процедура. Продолжительность между отлучением от CPB и эвтаназией варьируется в зависимости от различных протоколов исследования. Не забудьте продезинфицировать раны йодом и спиртом, а затем покрыть каждую канюлированную область влажной марлей, чтобы избежать загрязнения перед эвтаназией. Увеличивают выходную концентрацию севофлурана для увеличения глубины анестезии.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Как и контрольная группа, крысы с нормальной температурой CPB (NtCPB) без остановки кровообращения показали стабильное среднее артериальное артериальное давление (MAP) и температуру тела в течение всей процедуры, в то время как MAP крыс DHCA снижался во время остановки сердца (p < 0,01, рисунок 3A). Температура крыс DHCA быстро снижалась во время фазы охлаждения и постепенно восстанавливалась во время фазы согревания. При отлучении крыс от контуров DHCA температура крыс DHCA вернулась к норме (рисунок 3B).
Влияние процесса DHCA на крыс исследовали с помощью анализа газов крови. После контакта цельной крови с грунтующим раствором концентрация гемоглобина (Hb) была выше 6 г/дл в обеих группах (рисунок 4А). При отъеме крыс из контура DHCA концентрация увеличивалась до 9 г/дл из-за вливания оставшейся крови в цепи CPB в крысу. Гематокрит (HCT) показал аналогичную тенденцию к Hb (рисунок 4B). При начале процедуры CPB различия в Hb и HCT, возможно, были связаны с различным весом крыс. Средний вес крыс DHCA составлял 571,1 г ± 7,254 г, в то время как средний вес крыс в группе NtCPB составлял 535,0 г ± 8,317 г (p = 0,075). Хотя различия в концентрации Hb привели бы к различиям в способности крови транспортировать кислород, тенденции изменений в двух группах были одинаковыми, что указывает на то, что DHCA дополнительно не влиял на концентрацию Hb. После DHCA и реперфузии уровень молочной кислоты быстро увеличивался, и это было более выражено в группе DHCA (рисунок 4C). pH снизился после процедуры DHCA, что, скорее всего, было результатом накопления молочной кислоты (рисунок 4D). В течение всего эксперимента концентрации Na+, Cl−, K+ и глюкозы не показывали существенных различий в любой момент времени (рисунок 5). Эти результаты свидетельствуют о том, что DHCA только вызывал повышение молочной кислоты, но не влиял на рН крови и концентрацию гемоглобина, гематокрита, Na+, Cl−, K+ и глюкозы.
Аутофагия — это процесс, при котором эукариотические клетки используют лизосомы для деградации своих цитоплазматических белков и поврежденных органелл15. При физиологических и некоторых патологических состояниях мягкий уровень аутофагии необходим для поддержания клеточного гомеостаза. Однако чрезмерная аутофагия может привести к метаболическому стрессу, деградации клеточных компонентов и даже гибели клеток16. Чтобы оценить влияние DHCA на нейронную аутофагию, мы использовали просвечивающую электронную микроскопию и, что удивительно, обнаружили увеличенное количество аутофагосом в гиппокампе крыс DHCA (рисунок 6). Основываясь на двунаправленных функциях аутофагосом, вопрос о том, играют ли повышенные аутофагосомы нейропротекторную и компенсаторную или патологическую роль во время DHCA, все еще нуждается в дальнейших исследованиях.
Рисунок 1: Хирургические инструменты, используемые в модели DHCA. (a) Йод, (b) инъекционные шприцы, (c) клейкая лента, (d) влажная марля, (e) щипцы, (f) ножницы, (g,h) микрощипцы, (i) электрокоагулятор, (j) бритва и (k) шелк. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Схема сердечно-легочного шунтирования модели крысы DHCA. (A) a: Мембранный оксигенатор; b: Теплообменник; c: Водохранилище; d1: Трубка, крепящая роликовый насос (наружный диаметр [OD), 6 мм; внутренний диаметр [ID], 4 мм; длина, 15 см); d2: Трубка, соединяющая теплообменник и мембранный оксигенатор (OD, 6 мм; ID 4 мм; длина, 8 см); d3: Выходная линия артерии (OD, 2,5 мм; ID, 1,5мм; длина, 20 см). (B) a: Водохранилище; b: Мембранный оксигенатор; c: Теплообменник; d: Роликовый насос. Желтая стрелка показывает направление кровотока. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Жизненно важные показатели крыс DHCA и крыс с нормальной температурой CPB. (A) Давление в средней артерии и (B) ректальная температура постоянно контролировались на протяжении всей процедуры. Данные представлены в виде среднего ± стандартной погрешности среднего значения (SEM), n = 6 на группу. DHCA = 30 мин. Различия между двумя группами в каждый момент времени сравнивались с использованием непарного t-теста Student. Сокращения: DHCA = остановка глубокого гипотермического кровообращения; NtCPB = нормальная температура сердечно-легочного шунтирования; MAP = среднее артериальное артериальное давление. * p < 0,05, ** p < 0,01, *** p < 0,001; p > 0,05 не показано. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: рН и концентрации гемоглобина, гематокрита и молочной кислоты у крыс. Образцы крови артерий для анализа (А) гемоглобина, (В) гематокрита, (С) молочной кислоты, (D) и рН были собраны через бедренную артерию в трех временных точках: инициирование CPB, до DHCA, и отлучение от CPB. DHCA = 30 мин. Данные представлены в виде среднего ± SEM, n = 6 на группу. Разница между двумя группами в каждый момент времени сравнивалась с использованием непарного t-теста Студента. Сокращения: DHCA = остановка глубокого гипотермического кровообращения; NtCPB = нормальная температура сердечно-легочного шунтирования; Hb = гемоглобин; Hct = гематокрит; Lac = молочная кислота. * p < 0,05. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Концентрация Na+, Cl−, K+ и глюкозы у крыс. Образцы крови артерий для анализа (A) Na+, (B) Cl−, (C) K+ и (D) глюкозы были собраны через бедренную артерию в трех временных точках: инициирование CPB, до DHCA, и отлучение от CPB. DHCA = 30 мин. Данные представлены в виде среднего ± SEM, n = 6 на группу. Различия между двумя группами в каждый момент времени сравнивались с использованием непарного t-теста Student. Сокращения: DHCA = остановка глубокого гипотермического кровообращения; NtCPB = нормальная температура сердечно-легочного шунтирования; Glu = глюкоза. p > 0,05 не показано. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Аутофагосомы в гиппокампе крыс. Крысы были усыплены через 30 минут после отлучения от цепи CPB, и гиппокампы были собраны немедленно. Затем гиппокампы были зафиксированы в глутаральдегиде для дальнейшей просвечивающей электронной микроскопии для исследования экспрессии аутофагосом в гиппокампах крыс (A) NtCPB и (B) DHCA крыс. DHCA = 30 мин. Шкала стержней: 1 мкм и 250 нм. Стрелки указывают на аутофагосомы. Сокращения: DHCA = остановка глубокого гипотермического кровообращения; NtCPB = нормальная температура сердечно-легочного шунтирования. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Каннуляция является наиболее фундаментальной процедурой для установления DHCA у крыс. Перед канюляцией замачивание артерии 0,5 мл 2% лидокаина облегчит канюляцию. После каннуляции необходима гепаринизация 500 МЕ/кг гепарина через наружную яремную вену, чтобы избежать образования микротромбов17. Мы неоднократно обнаруживали, что эта доза гепарина может достичь цели активированного времени свертывания (ACT) >480 с. Период согревания является самой сложной частью. Потребовалось более 60 минут, чтобы температура поднялась с 18 ° C до 34 ° C в нашем эксперименте, в то время как период нагревания можно было сделать за 30 минут или 40 минут в некоторых других экспериментах18,19. Linardi et al. сообщили, что более высокая скорость нагревания (45 мин) увеличивает воспалительную реакцию и может влиять на отек мозга после DHCA20. Между тем, руководящие принципы Общества торакальных хирургов, Общества сердечно-сосудистых анестезиологов и Американского общества экстракорпоральных технологий указывают, что градиенты температуры во время охлаждения или согревания не должны превышать 10 ° C, чтобы избежать образования газообразных эмболов и выделения газов, соответственно21.
Во время периода согревания сердце может испытывать трудности с повторным биением из-за низкой доставки кислорода или ацидоза, накопленного во время остановки сердца. Кроме того, сердце может не реагировать на 10-20 мкг адреналина. В этот момент следует увеличить расход насоса и обеспечить достаточное перфузионное давление. Если рефрактерная гипотензия все еще присутствует при определении достаточного объема крови, норадреналин (4 мкг за раз) можно вводить для сужения периферических сосудов, улучшения диастолического давления и, таким образом, улучшения коронарной перфузии22.
Есть некоторые ограничения нашего эксперимента. Торакотомия не проводилась, поэтому ноцицептивный раздражитель отличался от такового у клинических пациентов. Во-вторых, кардиоплегический раствор не применялся при кардиоплегии. В нашем эксперименте остановка сердца была вызвана переохлаждением и гипотонией. Существующий метод уменьшает ущерб от торакотомии, то есть его можно использовать для исследования влияния переохлаждения и ишемии на органы.
Эта модель может быть применена для исследования патофизиологических механизмов и фармакологических методов лечения DHCA-индуцированных SIRS, повреждения I / R, окислительного стресса, нейровоспаления, нейроповеденческих изменений и т. Д.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Авторы благодарят Лян Чжана за помощь в сборе видеоданных во время эксперимента. Это исследование было поддержано Национальным фондом естественных наук Китая (номер гранта: 82070479) и Фондами фундаментальных исследований для центральных университетов (номер гранта: 3332022128).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Heat Exchanger | Xi’an Xijing Medical Appliance Co., Ltd | Animal-M | |
| Membrane Oxygenator | Dongguan Kewei Medical Instrument Co., Ltd. | Micro-M | |
| Monitor | Chengdu Techman Co., Ltd | BL-420s | |
| Roller Pump | Changzhou Prefluid Technology Co.,Ltd | BL100 | |
| SD Rat | HFK Bioscience Co.,Ltd. | / | |
| Sevoflurane | Maruishi Pharmaceutical Co. Ltd | H20150020 | |
| Shaver | Hangzhou Huayuan Pet Products Co.,Ltd. | / | |
| Vaporizer | SPACECABS | / | |
| Ventilator | Shanghai Alcott Biotech Co., Ltd | ALC-V8S | |
| Water Tank | Maquet Critical Care AB | Jostra HCU20-600 |
References
- Lewis, F. J., Taufic, M. Closure of atrial septal defects with the aid of hypothermia; experimental accomplishments and the report of one successful case. Surgery. 33 (1), 52-59 (1953).
- Miler, R. D., et al. Miller's Anesthesia., eighth edition. , Saunders. Philadephia, US. (2015).
- Gocoł, R., et al. The role of deep hypothermia in cardiac surgery. International Journal of Environmental Research and Public Health. 18 (13), 7061 (2021).
- Zhu, P., et al. The role of deep hypothermic circulatory arrest in surgery for renal or adrenal tumor with vena cava thrombus: A single-institution experience. Journal of Cardiothoracic Surgery. 13 (1), 85 (2018).
- Poon, S. S., Estrera, A., Oo, A., Field, M. Is moderate hypothermic circulatory arrest with selective antegrade cerebral perfusion superior to deep hypothermic circulatory arrest in elective aortic arch surgery. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 23 (3), 462-468 (2016).
- Giuliano, K., et al. Inflammatory profile in a canine model of hypothermic circulatory arrest. Journal of Surgical Research. 264, 260-273 (2021).
- Wang, Q., et al. Hyperoxia management during deep hypothermia for cerebral protection in circulatory arrest rabbit model. ASAIO Journal. 58 (4), 330-336 (2012).
- Jungwirth, B., et al. Neurologic outcome after cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest in rats: Description of a new model. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 131 (4), 805-812 (2006).
- Engels, M., et al. A cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest rat model for the investigation of the systemic inflammation response and induced organ damage. Journal of Inflammation. 11, 26 (2014).
- Chen, Q., Sun, K. P., Huang, J. S., Wang, Z. C., Hong, Z. N. Resveratrol attenuates neuroinflammation after deep hypothermia with circulatory arrest in rats. Brain Research Bulletin. 155, 145-154 (2020).
- Chen, Q., Lei, Y. Q., Liu, J. F., Wang, Z. C., Cao, H. Triptolide improves neurobehavioral functions, inflammation, and oxidative stress in rats under deep hypothermic circulatory arrest. Aging. 13 (2), 3031-3044 (2021).
- Liu, M., et al. A novel target to reduce microglial inflammation and neuronal damage after deep hypothermic circulatory arrest. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 159 (6), 2431-2444 (2020).
- Pinto, A., et al. The extracellular isoform of superoxide dismutase has a significant impact on cardiovascular ischaemia and reperfusion injury during cardiopulmonary bypass. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 50 (6), 1035-1044 (2016).
- Hirao, S., Masumoto, H., Itonaga, T., Minatoya, K. A recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in rats. Journal of Visualized Experiments. (133), e56986 (2018).
- Ha, J. Y., Kim, J. S., Kim, S. E., Son, J. H. Simultaneous activation of mitophagy and autophagy by staurosporine protects against dopaminergic neuronal cell death. Neuroscience Letters. 561, 101-106 (2014).
- Yamamoto, A., Yue, Z. Autophagy and its normal and pathogenic states in the brain. Annual Review of Neuroscience. 37, 55-78 (2014).
- You, X. M., et al. Rat cardiopulmonary bypass model: Application of a miniature extracorporeal circuit composed of asanguinous prime. Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (1), 60-65 (2005).
- Chen, Q., Lei, Y. Q., Liu, J. F., Wang, Z. C., Cao, H. Beneficial effects of chlorogenic acid treatment on neuroinflammation after deep hypothermic circulatory arrest may be mediated through CYLD/NF-κB signaling. Brain Research. 1767, 147572 (2021).
- Li, Y. A., et al. Differential expression profiles of circular RNAs in the rat hippocampus after deep hypothermic circulatory arrest. Artificial Organs. 45 (8), 866-880 (2021).
- Linardi, D., et al. Slow versus fast rewarming after hypothermic circulatory arrest: effects on neuroinflammation and cerebral oedema. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 58 (4), 792-780 (2020).
- Engelman, R., et al. The Society of Thoracic Surgeons, The Society of Cardiovascular Anesthesiologists, and The American Society of ExtraCorporeal Technology: Clinical practice guidelines for cardiopulmonary bypass--Temperature management during cardiopulmonary bypass. Annals of Thoracic Surgery. 100 (2), 748-757 (2015).
- Jenke, A., et al. AdipoRon attenuates inflammation and impairment of cardiac function associated with cardiopulmonary bypass-induced systemic inflammatory response syndrome. Journal of the American Heart Association. 10 (6), 018097 (2021).
