Summary
Ce protocole présente l’établissement d’un arrêt circulatoire hypothermique profond chez le rat, qui peut être appliqué pour étudier le syndrome de réponse inflammatoire systémique, les lésions d’ischémie / reperfusion, le stress oxydatif, la neuroinflammation, etc.
Abstract
L’arrêt circulatoire hypothermique profond (DHCA) est couramment appliqué lors des chirurgies pour les cardiopathies congénitales complexes et la maladie de l’arc aortique. La présente étude vise à fournir une méthode pour établir le DHCA chez le rat. Pour évaluer l’impact du processus DHCA sur les signes vitaux, un modèle de rat-pontage cardiopulmonaire (CPB) à température normale sans arrêt circulatoire a été utilisé comme témoin. Comme prévu, le DHCA a entraîné une diminution significative de la température corporelle et de la pression artérielle moyenne. L’analyse des gaz du sang a indiqué que le DHCA augmentait les niveaux d’acide lactique mais n’influençait pas le pH sanguin et les concentrations d’hémoglobine, d’hématocrite, de Na+, de Cl−, de K+ et de glucose. De plus, par rapport aux rats CPB à température normale, les résultats de la microscopie électronique à transmission ont montré une légère augmentation des autophagosomes hippocampiques chez les rats DHCA.
Introduction
L’arrêt circulatoire hypothermique profond (DHCA) est utilisé en chirurgie cardiaque depuis 19531. La DHCA consiste à réduire la température centrale du patient à des niveaux profondément hypothermiques (15-22 °C) avant d’interrompre globalement le flux sanguin vers le corps2. L’arrêt circulatoire peut fournir un champ opératoire relativement sans effusion de sang. L’hypothermie profonde diminue le métabolisme, en particulier dans le cerveau et le myocarde, ce qui est une méthode efficace de protection contre l’ischémie3. Le DHCA est couramment appliqué lors de chirurgies pour les cardiopathies congénitales complexes, les maladies de l’arc aortique et même les tumeurs rénales ou surrénales avec un thrombus de veine cave 4,5. Par conséquent, l’établissement de modèles animaux DHCA fournit une référence importante pour le raffinement de la procédure et la prévention des complications en milieu clinique.
Bien que des modèles puissent être établis avec des chiens6, des lapins7 et d’autres animaux, il est préférable d’utiliser des rats en raison de leur opérabilité et de leur faible coût. Le modèle de rat DHCA a été décrit pour la première fois en 2006 par Jungwirth et al.8. Il a été constaté que la durée de l’arrêt circulatoire avait un impact sur les résultats neurologiques. Depuis lors, les modèles de rats DHCA ont été largement étudiés. Il a été précisé que le DHCA pourrait provoquer un syndrome de réponse inflammatoire systémique (SIRS)9. Dans des études ultérieures, les pharmacologues ont constaté que la neuroinflammation liée au DHCA induite par SIRS pouvait être atténuée par le resvératrol10 et le triptolide11. Notre équipe a également constaté que la neuroinflammation liée au DHCA pouvait être atténuée en inhibant la protéine de liaison à l’ARN inductible par le froid12. Dans le système cardiovasculaire, la superoxyde dismutase a un effet cardioprotecteur sur les lésions d’ischémie / reperfusion (I / R) pendant DHCA13. Ces résultats ont élargi la compréhension des processus physiopathologiques liés à la DHCA et ont offert de nouvelles orientations pour améliorer les résultats de la DHCA. Cependant, les résultats concernant l’endotoxémie, le stress oxydatif et l’autophagie après DHCA ne sont pas concluants. DHCA utilise la même technologie opérationnelle que le bypass cardiopulmonaire (CPB)14, mais sa stratégie de gestion est différente et les étapes pour générer DHCA diffèrent selon les différentes équipes 8,9,10,11. La présente étude vise à fournir une méthode pour établir la procédure DHCA chez le rat.
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Protocol
Les protocoles ont fait l’objet d’un examen institutionnel et ont reçu l’approbation du Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux, Hôpital Fuwai, Académie chinoise des sciences médicales (FW-2021-0005). Toutes les procédures expérimentales ont été effectuées conformément au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire publié par les National Institutes of Health.
REMARQUE : Les rats Sprague-Dawley mâles (poids : 500-600 g, âge : 12-14 semaines) ont été gardés dans des conditions de laboratoire standard avec un accès libre à la nourriture et à l’eau. Les rats ont été répartis au hasard en deux groupes (n = 6, chaque groupe): le groupe DHCA et le groupe CPB à température normale (groupe NtCPB).
1. Travaux préparatoires
- Stériliser les instruments chirurgicaux (pinces, ciseaux, micro-pinces, électrocoagulateur, rasoir, etc.) avant l’expérience (Figure 1).
- Assurez-vous de la disponibilité des consommables, qui comprennent de la soie 2-0, une canule de 16 G (cathéter endotrachéal), une canule de 22 G, une canule maison de 16 G (cathéter intraveineux à orifices multiples), des seringues d’injection, de la gaze et du ruban adhésif.
NOTE: Pour la canule maison de 16 G, utilisez un scalpel pour couper deux ou trois orifices de 2 mm de diamètre à l’extrémité de la canule, ce qui aidera à rendre le drainage veineux plus lisse. - Assurer la disponibilité du sévoflurane, de la lidocaïne à 2 %, de la solution saline, de l’héparine (5 UI/mL, 250 UI/mL), de l’épinéphrine (40 μg/mL), de la noradrénaline (20 μg/mL), de l’hydroxyéthylamidon et du bicarbonate.
- Assurez-vous que les circuits DHCA contiennent un réservoir (modifié à partir du compte-gouttes de Murphy), une pompe à rouleaux, un échangeur de chaleur, un oxygénateur à membrane, des tubes de raccordement et un réservoir d’eau (Figure 2). Connectez le circuit et mélangez 12 mL d’hydroxyéthylamidon avec 1 mL d’héparine sodique (250 UI) et 1 mL de solution saline. Amorcez le circuit avec 14 mL de solution d’amorçage avec la pompe à rouleaux tournant doucement (10-40 mL/min).
REMARQUE: Le réservoir est remoulé à partir d’un dispositif de transfusion sanguine avec le compte-gouttes de Murphy. La partie veineuse entrante du compte-gouttes reste à 10-15 cm et la partie de sortie veineuse reste à 10 cm.
2. Anesthésie et canulation
- Anesthésiez les rats avec 2% à 3% de sévoflurane, puis testez l’absence de réflexe conjonctival et de relaxation musculaire après que le rat ait perdu conscience.
REMARQUE: Le réflexe conjonctival fait référence à la fermeture instantanée de la paupière chaque fois que la cornée est touchée. Utilisez un coton-tige pour toucher légèrement la cornée. Lorsque la profondeur de l’anesthésie est suffisante, les paupières ne se ferment pas. - Effectuer une intubation endotrachéale avec une canule de 16 G après la disparition du réflexe conjonctival et l’absence de résistance musculaire. Connectez le tube à un ventilateur et réglez les paramètres en cliquant sur les boutons du ventilateur (volume courant : 1,0-1,2 mL/100 g, fréquence cardiaque : 80 battements par minute [bpm], I:E = 1:1, fraction d’oxygène inspirée : 60 %).
- Mettez une couverture chauffante électrique sous le rat et fixez le rat avec du ruban adhésif. Appliquez une pommade ophtalmique sur les yeux pour prévenir la sécheresse. Rasez les poils de la région inguinale gauche, de la région cervicale droite et de la queue avec un rasoir. Ensuite, désinfectez la peau trois fois avec de l’iode et de l’alcool.
- Vérifiez la profondeur de l’anesthésie avant de passer aux étapes suivantes. Si la fréquence respiratoire est supérieure à celle fixée par le ventilateur (80 bpm), ou s’il y a rigidité musculaire, augmentez la concentration de sortie de sévoflurane.
REMARQUE: Lorsque la profondeur de l’anesthésie est adéquate, le rythme respiratoire doit être synchronisé avec le ventilateur et les muscles doivent être complètement détendus sans tension. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie toutes les 30 minutes pour vous assurer que le rat ne connaît aucun retour de conscience tout au long de la procédure. - Utilisez un scalpel pour couper la peau au niveau de la région inguinale gauche (environ 1 cm) et disséquez doucement le muscle et le tissu pour exposer la veine fémorale gauche et l’artère. Séparez soigneusement l’artère.
- Canuler un cathéter intraveineux de 22 G dans l’artère fémorale gauche. Liférer l’artère et le cathéter avec une soie 2-0 (à la région de la canulation). Utilisez de l’héparine contenant une solution saline (5 UI/mL) pour rincer la canule afin d’éviter la coagulation. Connectez le cathéter au capteur de pression pour surveiller la pression artérielle.
- Coupez la peau de la queue (environ 1,5 cm), puis utilisez un scalpel pour couper le fascia superficiel de l’artère de la queue afin d’exposer l’artère de la queue, qui se trouve au milieu du champ chirurgical.
- Canuler l’artère de la queue avec un cathéter intraveineux de 22 G. Liférer l’artère et le cathéter avec une soie 2-0 (à la région de la canulation). Utilisez de l’héparine contenant une solution saline (5 UI/mL) pour rincer le cathéter afin d’éviter la coagulation.
REMARQUE: Lors de la canulation du cathéter intraveineux, la main gauche tient l’artère / veine avec une pince, et la main droite perce l’artère / veine avec l’aiguille à l’intérieur du cathéter, puis insère la canule dans l’artère. - Coupez la peau sur la veine jugulaire droite (environ 2 cm), puis séparez le muscle et le tissu pour exposer la veine. Insérez un cathéter intraveineux multi-orifice maison de 16 G dans la veine jugulaire externe droite et placez-le soigneusement dans la veine cave inférieure droite ou dans l’oreillette droite.
REMARQUE: La veine fémorale gauche et l’artère sont sous la surface de la région inguinale gauche. La veine est plus épaisse que l’artère et la couleur du sang des artères est rouge vif. La veine jugulaire droite se trouve au milieu de la région cervicale droite; Lorsque la peau est coupée et que les muscles sont séparés, la veine peut être vue (environ 0,3-0,4 cm de large). Lorsque l’extrémité du cathéter touche l’oreillette droite, la vague de pression artérielle fluctue. Ensuite, après avoir tiré un peu le cathéter vers l’arrière, l’extrémité du cathéter sera dans la veine cave supérieure. - Administrer de l’héparine sodique (500 UI/kg) par la veine externe droite. Couvrir chaque région canulée avec de la gaze humide pour éviter toute contamination.
REMARQUE: Placez une boîte sous la table d’opération pour l’élever d’environ 40 cm.
3. Initiation de la DHCA
- Connectez d’abord le circuit DHCA au cathéter dans l’artère de la queue et maintenez le débit de la pompe à 1-2 ml / min. Ensuite, connectez le réservoir avec le cathéter dans la veine jugulaire externe droite. Assurez-vous qu’il y a toujours un taux sanguin d’environ 1 cm dans le réservoir.
- Allumez le réservoir d’eau et réglez d’abord la température de l’eau à 37 °C.
- Une fois que la pression artérielle est stable, augmentez doucement le débit de la pompe jusqu’à 80-100 ml / kg / min pour pomper le sang.
4. Refroidissement
- Réglez la température ambiante à environ 20 °C. Mettez des glaçons dans des gants jetables, puis placez-les sur la tête et les côtés du rat. Ajustez la température du réservoir en temps réel en fonction de la température rectale des rats.
- Prélever 0,1 mL de sang dans l’artère fémorale gauche et le placer sur l’appareil à gaz sanguin pour l’analyse des gaz du sang. Modifier les paramètres pertinents du ventilateur de manière appropriée en fonction des résultats de l’analyse des gaz du sang (p. ex., PaCO2).
REMARQUE: La fréquence cardiaque et la pression artérielle peuvent changer, et le débit de la pompe doit être ajusté en conséquence. Le gradient de température entre le réservoir d’eau et le rat doit être inférieur à 10 °C. Assurez-vous que la température peut être réduite à 15-20 ° C en 30 minutes. La plage normale de PaCO2 est de 35-45 mmHg. Si les résultats des gaz du sang montrent un PaCO2 inférieur, on peut diminuer le volume courant et vice versa.
5. Arrêt circulatoire hypothermique profond
- Lorsque la température rectale descend à 15-20 °C, changez les gants jetables (contenant de la glace) pour assurer le maintien d’une hypothermie profonde pendant l’arrêt circulatoire.
- Arrêtez la pompe à rouleaux, maintenez le réservoir en contact avec l’environnement et drainez lentement le sang de la veine jugulaire externe vers le réservoir.
- Faites attention à la forme d’onde de pression artérielle. Lorsque la pression artérielle et le rythme cardiaque sont de 0, arrêtez le drainage et maintenez le réservoir fermé. Éteignez le ventilateur.
NOTE: La durée de l’arrêt circulatoire varie selon le but de l’expérience.
6. Échauffement et reperfusion
- Retirez tous les gants jetables et augmentez la température ambiante à 25 °C. Rétablir la ventilation de l’oxygénateur à membrane tout en maintenant la coupure du tube de drainage veineux. Allumez la pompe à rouleaux pour vous assurer que le sang dans le réservoir retourne lentement dans le corps du rat.
- Allumez le ventilateur. Une fois que le taux sanguin dans le réservoir reste à 1 cm, desserrez le tube de drainage et drainez lentement le sang de l’oreillette droite vers le réservoir.
- Allumez la lampe chauffante, le coussin chauffant et le réservoir d’eau. Réglez d’abord la température du réservoir d’eau à 25 °C, puis ajustez sa température de sortie en temps opportun en fonction de la température rectale du rat.
REMARQUE: La lampe chauffante doit être dirigée vers les gros vaisseaux sanguins de la cavité thoracique du rat et doit être maintenue à une certaine distance pour éviter de brûler les tissus. Faites attention à la différence de température entre la température de sortie et la température rectale du rat (<10 °C). Si nécessaire, testez les gaz du sang, puis ajustez les paramètres du ventilateur en conséquence, et administrez du bicarbonate, des électrolytes, etc. - Retirez la lampe chauffante lorsque la température rectale revient à 34 °C.
REMARQUE: Cette étape, en tant que continuation du processus de réchauffement rapide, devrait être lente. À ce stade, les paramètres d’équipement du vaporisateur de sévoflurane, du ventilateur mécanique et de la pompe à rouleaux peuvent être rétablis aux niveaux au début du CPB.
7. Sevrage de la CPB
- Réduisez lentement et graduellement le débit de la pompe à rouleaux et ajustez la vitesse de drainage veineux jusqu’à ce que le débit soit réduit à 1 mL/min.
NOTE: Chaque réglage du débit doit être observé pendant 3-5 min. - Gardez le réservoir en contact avec l’environnement (en enlevant le bouchon du réservoir). Injecter le sang restant dans le circuit avec un débit de 1 mL/min.
- Arrêtez l’oxygénation de la membrane et la pompe à rouleaux.
- Euthanasier le rat après une période de ventilation mécanique sous anesthésie profonde.
Remarque : Il s’agit d’une procédure terminale. La durée entre le sevrage de la CPB et l’euthanasie varie selon les différents protocoles d’étude. N’oubliez pas de désinfecter les plaies avec de l’iode et de l’alcool, puis de couvrir chaque région canulée avec de la gaze humide pour éviter la contamination avant l’euthanasie. Augmenter la concentration de sortie de sévoflurane pour augmenter la profondeur de l’anesthésie.
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Representative Results
En tant que groupe témoin, les rats CPB (NtCPB) à température normale sans arrêt circulatoire ont montré une pression artérielle moyenne (MAP) et une température corporelle stables pendant toute la procédure, tandis que la MAP des rats DHCA a diminué pendant l’arrêt cardiaque (p < 0,01, Figure 3A). La température des rats DHCA a chuté rapidement pendant la phase de refroidissement et s’est rétablie progressivement pendant la phase de réchauffement. Lors du sevrage des rats des circuits DHCA, la température des rats DHCA est revenue à la normale (figure 3B).
L’effet du procédé DHCA sur les rats a été étudié par analyse des gaz du sang. Après le contact du sang total avec la solution d’amorçage, la concentration d’hémoglobine (Hb) était supérieure à 6 g/dL dans les deux groupes (Figure 4A). Lors du sevrage des rats du circuit DHCA, la concentration a augmenté à 9 g / dL en raison de la perfusion du sang restant dans le circuit CPB dans le rat. L’hématocrite (HCT) a montré une tendance similaire à l’Hb (Figure 4B). Au début de la procédure CPB, les différences entre Hb et HCT peuvent être dues aux poids différents des rats. Le poids moyen des rats DHCA était de 571,1 g ± 7,254 g, tandis que le poids moyen des rats du groupe NtCPB était de 535,0 g ± 8,317 g (p = 0,075). Bien que les différences dans la concentration d’Hb entraîneraient des différences dans la capacité du sang à transporter l’oxygène, les tendances de changement des deux groupes étaient les mêmes, ce qui indique que le DHCA n’a pas également influencé la concentration d’Hb. Après DHCA et reperfusion, le niveau d’acide lactique a augmenté rapidement, et cela était plus prononcé dans le groupe DHCA (Figure 4C). Le pH a diminué après la procédure DHCA, ce qui était très probablement le résultat de l’accumulation d’acide lactique (Figure 4D). Pendant toute l’expérience, les concentrations de Na+, Cl−, K+ et de glucose n’ont montré aucune différence significative à aucun moment (Figure 5). Ces résultats suggèrent que le DHCA n’a provoqué qu’une augmentation de l’acide lactique, mais n’a pas influencé le pH sanguin et la concentration d’hémoglobine, d’hématocrite, de Na+, de Cl−, de K+ et de glucose.
L’autophagie est un processus dans lequel les cellules eucaryotes utilisent des lysosomes pour dégrader leurs protéines cytoplasmiques et leurs organites endommagés15. Dans les conditions physiologiques et certaines pathologiques, un léger niveau d’autophagie est essentiel pour le maintien de l’homéostasie cellulaire. Cependant, une autophagie excessive peut entraîner un stress métabolique, la dégradation des composants cellulaires et même la mort cellulaire16. Afin d’évaluer l’impact de la DHCA sur l’autophagie neuronale, nous avons utilisé la microscopie électronique à transmission et, étonnamment, trouvé un nombre accru d’autophagosomes dans l’hippocampe des rats DHCA (Figure 6). Sur la base des fonctions bidirectionnelles des autophagosomes, la question de savoir si les autophagosomes accrus jouent un rôle neuroprotecteur et compensatoire ou pathologique au cours de la DHCA nécessite encore des recherches supplémentaires.
Figure 1 : Instruments chirurgicaux utilisés dans le modèle DHCA. a) iode, b) seringues d’injection, c) ruban adhésif, d) gaze humide, e) pinces, f) ciseaux, g, h) micro-pinces, i) électrocoagulateur, j) rasoir et k) soie. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Circuit de dérivation cardiopulmonaire du modèle DHCA chez le rat. (A) a: oxygénateur à membrane; b: Échangeur de chaleur; c: Réservoir; d1: Le tube de fixation de la pompe à rouleaux (diamètre extérieur [OD), 6 mm; diamètre intérieur [ID], 4 mm; longueur, 15 cm); d2: Le tube reliant l’échangeur de chaleur et l’oxygénateur à membrane (OD, 6 mm; ID 4 mm; longueur, 8 cm); d3: Ligne de sortie de l’artère (OD, 2,5 mm; ID, 1,5 mm; longueur, 20 cm). b) a: réservoir; b: Oxygénateur à membrane; c: Échangeur de chaleur; d: Pompe à rouleaux. La flèche jaune indique la direction du flux sanguin. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Signes vitaux des rats DHCA et des rats CPB à température normale. (A) La pression artérielle moyenne et (B) la température rectale ont été surveillées en permanence tout au long de la procédure. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± d’erreur-type de la moyenne (MEB), n = 6 par groupe. DHCA = 30 min. Les différences entre les deux groupes à chaque point temporel ont été comparées à l’aide d’un test t de Student non apparié. Abréviations : DHCA = arrêt circulatoire hypothermique profond; NtCPB = pontage cardiopulmonaire à température normale; MAP = pression artérielle moyenne. * p < 0,05, ** p < 0,01, *** p < 0,001; p > 0,05 non représenté. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Le pH et les concentrations d’hémoglobine, d’hématocrite et d’acide lactique chez le rat. Des échantillons de sang d’artère pour l’analyse de (A) l’hémoglobine, (B) l’hématocrite, (C) l’acide lactique, (D) et le pH ont été prélevés via l’artère fémorale à trois moments : l’initiation de la CPB, avant la DHCA, et le sevrage de la CPB. DHCA = 30 min. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM, n = 6 par groupe. La différence entre les deux groupes à chaque point temporel a été comparée à l’aide d’un test t de Student non apparié. Abréviations : DHCA = arrêt circulatoire hypothermique profond; NtCPB = pontage cardiopulmonaire à température normale; Hb = hémoglobine; Hct = hématocrite; Lac = acide lactique. * p < 0,05. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Concentration de Na+, Cl−, K+ et de glucose chez le rat. Des échantillons de sang d’artère pour l’analyse du glucose (A) Na+, (B) Cl−, (C) K+ et (D) ont été prélevés via l’artère fémorale à trois moments : l’initiation du CPB, avant le DHCA, et le sevrage du CPB. DHCA = 30 min. Les données sont présentées sous forme de moyenne ± SEM, n = 6 par groupe. Les différences entre les deux groupes à chaque point temporel ont été comparées à l’aide d’un test t de Student non apparié. Abréviations : DHCA = arrêt circulatoire hypothermique profond; NtCPB = pontage cardiopulmonaire à température normale; Glu = glucose. p > 0,05 non représenté. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Autophagosomes dans l’hippocampe de rats. Les rats ont été euthanasiés 30 minutes après le sevrage du circuit CPB, et les hippocampes ont été récoltés immédiatement. Ensuite, les hippocampes ont été fixés dans du glutaraldéhyde pour une microscopie électronique à transmission ultérieure afin d’étudier l’expression des autophagosomes dans l’hippocampe de (A) rats NtCPB et (B) rats DHCA. DHCA = 30 min. Barres d’échelle : 1 μm et 250 nm. Les flèches pointent vers des autophagosomes. Abréviations : DHCA = arrêt circulatoire hypothermique profond; NtCPB = pontage cardiopulmonaire à température normale. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
La canulation est la procédure la plus fondamentale pour établir le DHCA chez le rat. Avant la canulation, tremper l’artère avec 0,5 mL de lidocaïne à 2 % facilitera la canulation. Après canulation, une héparinisation avec 500 UI/kg d’héparine via la veine jugulaire externe est nécessaire pour éviter la formation de microthrombus17. Nous avons constaté à plusieurs reprises que cette dose d’héparine peut atteindre l’objectif d’un temps de coagulation activé (ACT) >480 s. La période de réchauffement est la partie la plus difficile. Il a fallu plus de 60 minutes pour que la température passe de 18 °C à 34 °C dans notre expérience, alors que la période de réchauffement pouvait être faite en 30 minutes ou 40 minutes dans d’autres expériences18,19. Linardi et al. ont rapporté qu’un taux de réchauffement plus élevé (45 min) augmentait la réponse inflammatoire et pouvait influencer l’œdème cérébral après DHCA20. Pendant ce temps, les directives de la Society of Thoracic Surgeons, de la Society of Cardiovascular Anesthesiologists et de l’American Society of Extracorporeal Technology indiquent que les gradients de température pendant le refroidissement ou le réchauffage ne doivent pas dépasser 10 ° C pour éviter la génération d’emboles gazeuses et de dégazage, respectivement21.
Pendant la période de réchauffement, le cœur peut avoir de la difficulté à battre à nouveau en raison du faible apport d’oxygène ou de l’acidose accumulée lors d’un arrêt cardiaque. De plus, le cœur peut ne pas répondre à 10-20 μg d’épinéphrine. À ce stade, le débit de la pompe doit être augmenté et une pression de perfusion suffisante doit être assurée. Si l’hypotension réfractaire est toujours présente lorsqu’un volume sanguin suffisant est déterminé, la noradrénaline (4 μg par fois) peut être administrée pour resserrer les vaisseaux périphériques, améliorer la pression diastolique et, ainsi, améliorer la perfusion coronaire22.
Il y a certaines limites à notre expérience. La thoracotomie n’a pas été pratiquée, de sorte que le stimulus nociceptif était différent de celui des patients cliniques. Deuxièmement, la solution cardioplégique n’a pas été utilisée pour la cardioplégie. Dans notre expérience, l’arrêt cardiaque a été induit par l’hypothermie et l’hypotension. La méthode existante réduit les dommages causés par la thoracotomie, ce qui signifie qu’elle peut être utilisée pour étudier l’influence de l’hypothermie et de l’ischémie sur les organes.
Ce modèle peut être appliqué pour étudier les mécanismes physiopathologiques et les traitements pharmacologiques des SIRS induites par la DHCA, des lésions I/R, du stress oxydatif, de la neuroinflammation, des changements neurocomportementaux, etc.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Les auteurs remercient Liang Zhang d’avoir aidé à collecter les données vidéo pendant l’expérience. Cette étude a été financée par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (numéro de subvention : 82070479) et le Fonds de recherche fondamentale pour les universités centrales (numéro de subvention : 3332022128).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Heat Exchanger | Xi’an Xijing Medical Appliance Co., Ltd | Animal-M | |
| Membrane Oxygenator | Dongguan Kewei Medical Instrument Co., Ltd. | Micro-M | |
| Monitor | Chengdu Techman Co., Ltd | BL-420s | |
| Roller Pump | Changzhou Prefluid Technology Co.,Ltd | BL100 | |
| SD Rat | HFK Bioscience Co.,Ltd. | / | |
| Sevoflurane | Maruishi Pharmaceutical Co. Ltd | H20150020 | |
| Shaver | Hangzhou Huayuan Pet Products Co.,Ltd. | / | |
| Vaporizer | SPACECABS | / | |
| Ventilator | Shanghai Alcott Biotech Co., Ltd | ALC-V8S | |
| Water Tank | Maquet Critical Care AB | Jostra HCU20-600 |
References
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