Summary
Ensemble force spectroscopy (EFS) is een robuuste techniek voor mechanische ontvouwing en real-time detectie van een ensemble set van biomoleculaire structuren in biofysische en biosensing velden.
Abstract
Single-molecule technieken op basis van fluorescentie en mechanochemische principes bieden superieure gevoeligheid in biologische detectie. Vanwege het gebrek aan hoge doorvoermogelijkheden is de toepassing van deze technieken echter beperkt in de biofysica. Ensemblekrachtspectroscopie (EFS) heeft een hoge doorvoer aangetoond bij het onderzoek van een enorme reeks moleculaire structuren door mechanochemische studies van individuele moleculen om te zetten in die van moleculaire ensembles. In dit protocol werden de secundaire DNA-structuren (i-motieven) ontvouwd in de schuifstroom tussen de rotor en stator van een homogenisatorpunt met schuifsnelheden tot 77796/s. De effecten van stroomsnelheden en moleculaire groottes op de schuifkrachten die het i-motief ervaart, werden aangetoond. De EFS-techniek onthulde ook de bindingsaffiniteit tussen DNA i-motieven en liganden. Bovendien hebben we een klikchemiereactie aangetoond die kan worden geactiveerd door schuifkracht (d.w.z. mechano-klikchemie). Deze resultaten stellen de effectiviteit vast van het gebruik van schuifkracht om de conformatie van moleculaire structuren te regelen.
Introduction
In single-molecule force spectroscopy1 (SMFS) zijn de mechanische eigenschappen van individuele moleculaire structuren bestudeerd door geavanceerde instrumenten zoals de atoomkrachtmicroscoop, optische pincetten en magnetisch pincetten 2,3,4. Beperkt door dezelfde directionaliteitseis van de moleculen in de krachtgenererende/detecterende opstellingen of het kleine gezichtsveld in een magnetisch pincet en de miniatuurcentrifugekrachtmicroscoop (MCF)5,6,7,8, kan slechts een beperkt aantal moleculen tegelijkertijd worden onderzocht met behulp van SMFS. De lage doorvoer van SMFS verhindert de brede toepassing ervan in het moleculaire herkenningsveld, wat de betrokkenheid van een grote set moleculen vereist.
Shear flow biedt een mogelijke oplossing om krachten toe te passen op een enorme set moleculen9. In een vloeistofstroom in een kanaal geldt: hoe dichter bij het kanaaloppervlak, hoe langzamer de stroomsnelheid10. Zo'n stroomsnelheidsgradiënt veroorzaakt schuifspanning die evenwijdig is aan het grensvlak. Wanneer een molecuul in deze afschuifstroom wordt geplaatst, heroriënteert het molecuul zich zodat de lange as uitlijnt met de stroomrichting, omdat de schuifkracht wordt uitgeoefend op de lange as11. Als gevolg van deze heroriëntatie wordt verwacht dat alle moleculen van hetzelfde type (grootte en lengte van de handgrepen) in dezelfde richting uitlijnen terwijl ze dezelfde schuifkracht ervaren.
Dit werk beschrijft een protocol om zo'n schuifstroom te gebruiken om schuifkracht uit te oefenen op een massieve set moleculaire structuren, zoals geïllustreerd door het DNA i-motief. In dit protocol wordt een schuifstroom gegenereerd tussen de rotor en de stator in een homogenisatorpunt. De huidige studie wees uit dat de gevouwen DNA i-motiefstructuur kon worden ontvouwd door schuifsnelheden van 9724-97245 s−1. Bovendien werd een dissociatieconstante van 36 μM gevonden tussen het L2H2-4OTD-ligand en het i-motief. Deze waarde komt overeen met die van 31 μM gemeten door de gelverschuivingstest12. Verder wordt de huidige techniek gebruikt om het i-motief te ontvouwen, dat het gechelateerde koper (I) kan blootstellen om een klikreactie te katalyseren. Dit protocol maakt het dus mogelijk om een grote set i-motiefstructuren met goedkope instrumenten in een redelijke tijd (korter dan 30 minuten) uit te vouwen. Aangezien de schuifkrachttechniek de doorvoer van de krachtspectroscopie drastisch verhoogt, noemen we deze techniek ensemblekrachtspectroscopie (EFS). Dit protocol heeft tot doel experimentele richtlijnen te geven om de toepassing van dit efs op basis van schuifkracht te vergemakkelijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
OPMERKING: Alle buffers en de chemische reagentia die in dit protocol worden gebruikt, worden vermeld in de tabel Materialen.
1. Voorbereiding van de schuifkrachtmicroscoop
OPMERKING: De schuifkrachtmicroscoop bestaat uit twee delen, een reactie-eenheid (homogenisator) en een detectie-eenheid (fluorescentiemicroscoop). De vergroting van het oculair is 10x en de vergroting van de objectieflens (lucht) is 4x.
- Monteer de homogenisator en de microscoop op een montagetafel. Draag een bril en zet de fluorescentiemicroscoop aan en pas vervolgens de homogenisator aan om ervoor te zorgen dat de excitatielichtstraal van een geschikte golflengte (hier werd 488 nm gebruikt) door het midden van de dispergeerpunt van de homogenisator gaat.
- Bereid een reactiekamer met platte bodem voor die 5 cm hoog is en 1,5 cm2 x 1,5 cm2 in doorsnede. Om de achtergrond te verminderen, moet u ervoor zorgen dat het geselecteerde kamermateriaal niet fluoresceert, zoals een bril (sommige kunststoffen hebben fluorescentie).
- Kies een geschikte homogenisatordisperseerpunt die de gewenste schuifkracht kan leveren.
OPMERKING: De afschuifsnelheid is afhankelijk van de afstand tussen de rotor en de stator bij een vaste roterende snelheid11 volgens de volgende vergelijking:
waarbij μ de dynamische viscositeit van water bij 20 °C is; D is de binnendiameter van de stator; d is de buitendiameter van de rotor en V is de schuifsnelheid (toerental/s). - Klem de reactiekamer op het monsterstadium van de fluorescentiemicroscoop en pas vervolgens de kamer aan om de dispergeerpunt van de homogenisator vast te houden (figuur 1). Zorg ervoor dat de dispergeerpunt zich iets boven (~ 1 mm) het onderste oppervlak van de reactiekamer bevindt.
- Pas de verticale positie van de homogenisator en de kamer samen aan om ervoor te zorgen dat de focus van de microscoop op het oppervlak van de dispergeerpunt ligt. Pas vervolgens de horizontale positie van de dispergeerpunt aan om ervoor te zorgen dat het detectiegebied (gezichtsveld) is ingesteld tussen de rotor en de stator (figuur 1).
- Schakel de fluorescentiekanalen in volgens de fluorescerende kleurstof die in het experiment is gebruikt.
- Gebruik vóór het high-speed shearing experiment gedeïoniseerd (DI) water om het afschuiven te testen met een lage schuifsnelheid (bijv. 2.000 rpm) om ervoor te zorgen dat de dispergeerpunt op de juiste manier kan werken zonder de reactiekamer aan te raken.
2. I-motieven ontvouwen met en zonder liganden
- Bereid een menselijk telomerisch i-motief-DNA (Tabel van Materialen) gelabeld met respectievelijk een kleurstof en een quencher aan de twee uiteinden in DI-water, zoals beschreven in Hu et al.11.
OPMERKING: i-motief met volgorde: 5'-TAA CCC TAA CCC TAA CCC TAA CCC TAA. - Verdun het DNA tot 5 μM in de 30 mM MES-buffer bij pH 5,5 of pH 7,4. Voeg aan de DNA-oplossing ligand L2H2-4OTD toe, dat werd gesynthetiseerd volgens Abraham Punnoose et al.13, in een concentratiebereik van 0-60 μM. Meng de oplossing voorzichtig gedurende 10 minuten om de i-motiefstructuren zonder licht te vouwen.
- Controleer en minimaliseer de achtergrondfluorescentie-intensiteit van de reactiekamer die is gevuld met gedeïoniseerd DI-water met behulp van de fluorescerende microscoop zonder afschuiving. Een eenvoudige manier om de achtergrondfluorescentie te minimaliseren, is door de reactiekamer te wassen met DI-water. De achtergrondfluorescentiewaarde moet later in de data-analyses worden afgetrokken.
OPMERKING: Strooilicht moet vanaf deze stap worden vermeden. - Stel de parameters van de CCD-camera in met behulp van de software. De aanbevolen parameters zijn als volgt: belichtingstijd = 0,5 s, CCD-gevoeligheid = 1600 en opnametijd = 20 min.
- Voeg met behulp van een lange pipet de DNA-oplossing toe aan de lege en schone reactiekamer. Bedek de reactiekamer met een zwarte doos. Start vervolgens de homogenisator om af te scheren met een geselecteerde schuifsnelheid variërend van 9.724 s−1 tot 97.245 s−1 (geselecteerd met behulp van de software die is gekoppeld aan de homogenisator) gedurende 20 minuten met de CCD-camera ingeschakeld om de gegevens vast te leggen.
- Verwijder na het experiment de kamer en was deze met DI-water.
3. Schuifkracht-bediende klikreactie
- Bereid i-motief DNA in DI water. Incubeer 10 μM i-motief DNA in 300 μL van 30 mM Tris buffer (pH 7,4) aangevuld met 150 μM CuCl en 300 μM ascorbinezuur gedurende 10 minuten om de i-motiefstructuren te vouwen (alle concentraties zijn eindconcentraties in de oplossing).
OPMERKING: CuCl is de katalysator van de klikreactie. Ascorbinezuur voorkomt koper (I) oxidatie. - Ultrafiltreer de oplossing met een ultrafiltratieapparaat met een centrifugale kracht van 14.300 x g. Vul de oplossing aan tot ~500 μL met 30 mM Tris-buffer (pH 7,4) aangevuld met 300 μM ascorbinezuur na elke filtratie.
- Herhaal de filtratie 3x.
- Verzamel de restoplossing en maak een eindvolume van 300 μL door 30 mM Tris (pH 7,4) toe te voegen, aangevuld met 300 μM ascorbinezuur samen met 20 μM Calfluor 488 azide, 20 μM HPG en 10 μM TBTA. Zodra de reagentia zijn toegevoegd, verplaatst u de oplossing naar de donkere kamer.
OPMERKING: Licht moet na deze stap worden vermeden. - Controleer en minimaliseer de achtergrondfluorescentie-intensiteit van de reactiekamer gevuld met DI-water met behulp van de microscoop vóór de afschuifexperimenten. Een eenvoudige manier om de achtergrondfluorescentie te minimaliseren, is door de reactiekamer te wassen met DI-water.
- Voeg de DNA-oplossing met een lange pipet toe aan de lege reactiekamer en start vervolgens het afschuiven van de homogenisator met een afschuifsnelheid van 63.209 s−1 gedurende 20 minuten met de CCD-camera ingeschakeld.
- Verwijder na het experiment de kamer en was deze met DI-water.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Figuur 1 schetst de mechanische ontvouwing en real-time detectie van ensemblemoleculen in EFS. In figuur 1B werd waargenomen dat de fluorescentie-intensiteit van i-motif DNA toenam met de schuifsnelheid variërend van 9.724 s−1 tot 97.245 s−1 in een pH 5,5 MES-buffer. Als controle werd de fluorescentie-intensiteit niet verhoogd wanneer hetzelfde i-motief-DNA werd geschoren met een snelheid van 63.209 s−1 in een pH 7,4 MES-buffer. Dit komt omdat het i-motief niet vouwt bij pH 7,414. In het vorige werk ontdekten we dat hoe hoger de schuifsnelheid, hoe meer de ontvouwing van het i-motief11. Op basis van het ontvouwen van het i-motief in het optische pincet11, hebben we de schuifkracht versus de schuifsnelheid gekalibreerd zoals weergegeven in figuur 1C, die aangaf dat tot 41 pN kon worden toegepast op het FRET-paar met het label i-motief met een schuifsnelheid van 77.796 s−1. In figuur 2B werd de ligand (L2H2-4OTD) binding aan de DNA i-motiefmoleculen die aan de schuifstroom werden onderworpen geëvalueerd, waaruit bleek dat de toename van de fluorescentie-intensiteit minder duidelijk werd met een toenemende L2H2-4OTD-concentratie (0-60 μM). Uit de bindingscurve (d.w.z. een grafiek van de gebonden fracties van het ligand versus de vrije ligandconcentratie) in figuur 2C werd een dissociatieconstante (Kd) van 36 μM bepaald voor de interactie tussen het L2H2-4OTD-ligand en het i-motief11. Als praktische toepassing van schuifkracht voor chemische reacties toont figuur 3 een mechano-klikreactie die kan worden geactiveerd door de schuifstroom. In figuur 3B werd het Cu(I) chelaatvorm i-motief uitgevouwen met de 63.209 s−1 schuifsnelheid, en het vrijgekomen koper (I) veroorzaakte de fluorogene klikreactie zoals weergegeven in figuur 3A, resulterend in een verhoogde fluorescentie-intensiteit in de loop van de tijd (figuur 3C).
Figuur 1: Ontvouwen van de i-motief DNA-structuur door afschuifstroom in de EFS. (A) Schematische weergave van de ontvouwing van een i-motief DNA-structuur gelabeld met een FRET-paar (Cy5 en quencher) door de schuifstroom gegenereerd in een benchtop homogenisator. Linker inzet: het lichtbruin geeft de stator aan en het donkerbruin geeft de rotor aan. Rechter inzet: de gestippelde cyaancirkel tussen de rotor en stator geeft de bufferstroom onder afschuifomstandigheden aan. De donkerbruine cirkelvormige pijl geeft de richting van de rotor aan. De cyaanpijlen in de ingezoomde weergave van de rechter inzet geven de bufferstroom onder schuintrekken aan. De lengte van elke pijl geeft de snelheid van een bepaalde stroomstroom weer (langere pijlen geven hogere snelheden aan). (B) De procentuele verandering in de fluorescentie-intensiteit in real-time sensing is te wijten aan het uitvouwen van het i-motief bij verschillende schuifsnelheden van 9.724 s−1 tot 97.245 s−1. Vaste curven geven de exponentiële aanpassing aan. De fluorescentie-intensiteit wordt genormaliseerd ten opzichte van de maximale waarde die in het experiment is waargenomen. (C) Diagram van de schuifsnelheid versus de schuifkracht voor het i-motief weergegeven in (A). De rode lijn geeft een lineaire fitting weer (R2 = 1,00). Dit cijfer is aangepast van Hu et al.11. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Ontvouwen van i-motieven gebonden met liganden. (A) Schematische weergave van het i-motief gelabeld met een FRET-paar (Cy5 en quencher) gebonden met het L2H2-4OTD ligand13. (B) De verminderde fluorescentie-intensiteit van het i-motief met toenemende concentraties van het L2H2-4OTD-ligand (roze: 0 μM, groen: 6 μM, cyaan: 30 μM, grijs: 36 μM, zwart: 45 μM en lichtbruin: 60 μM). De fluorescentie-intensiteit wordt genormaliseerd ten opzichte van de maximale waarde die in het experiment is waargenomen. (C) Bindingscurve van het i-motief bij verschillende vrije L2H2-4OTD-concentraties. Dit cijfer is aangepast van Hu et al.11. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Mechano-klikreacties. (A) Fluorogene klikreactie tussen Calfluor 488 en HPG. De verbinding in het groen is het fluorescerende reactieproduct. (B) De i-motief DNA-structuur gecheleerd met koper (I) bij pH 7,4 werd gefilterd om ongebonden koper (I) in de oplossing te verwijderen. Het koperen (I) gechelateerde i-motief werd ontvouwd door schuifstroom in EFS. Het vrijgekomen koper (I) katalyseerde de fluorogene klikreactie, die werd getoond in de capillaire buizen (rechtsonder). (C) Procentuele toename van de fluorescentie-intensiteit van de klikreactie met een schuifsnelheid van 63.209 s−1 gedurende 20 minuten. De donkere curve geeft de aanpassing aan van de fluorescentie-intensiteit van een controleklikreactie zonder DNA. De groene curve vertegenwoordigt de exponentiële aanpassing. De fluorescentie-intensiteit wordt genormaliseerd ten opzichte van de maximale waarde die in het experiment is waargenomen. Dit cijfer is aangepast van Hu et al.11. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Het protocol dat in dit manuscript wordt beschreven, maakt real-time onderzoek mogelijk van de ontvouwing van een ensembleset van biomoleculaire structuren door schuifkracht. De hier gepresenteerde resultaten onderstrepen dat DNA i-motiefstructuren kunnen worden ontvouwd door schuifkracht. Het ontvouwen van het ligandgebonden i-motief en de schuifkracht-aangedreven klikreacties waren proof-of-concept toepassingen voor deze ensemblekrachtspectroscopiemethode.
Figuur 1 toont de instrumentopstelling. De tip van de homogenisatorgenerator en de reactiekamer mogen niet met elkaar in contact komen, wat van cruciaal belang is om een stabiele schuifstroom tussen de rotor en de stator mogelijk te maken zonder bubbelvorming. Voor de commerciële homogenisatortip is het beter om er een te kiezen met een luchtgat om de vorming van bellen te verminderen. Bovendien mag de grootte van de reactiekamer niet te groot zijn, omdat een grote kamer meer monsteroplossing vereist. Integendeel, een bepaalde hoogte van de knipkamer is vereist om het hoofdlichaam van de homogenisatorpunt te bedekken. Om systematische fouten te verminderen, wordt voorgesteld om dezelfde uitlijning in de opstelling te behouden om alle relevante experimenten uit te voeren. Het is belangrijk om erop te wijzen dat DNA de integriteit behoudt, zoals blijkt uit gel-elektroforese na het scheren11.
Vanaf figuur 1B nam de verzadigingsfluorescentie toe met de schuifsnelheid variërend van 9724 s−1 tot 97245 s−1. Na het uitzetten van de plateaufluorescentie-intensiteit versus afschuifsnelheid, nam de fluorescentie-intensiteit niet meer toe bij de schuifsnelheid boven 97245 s−1, wat suggereert dat de bijbehorende schuifkracht geleverd door de schuifsnelheid (97245 s−1) al hoger was dan de vereiste kracht om het i-motief te ontvouwen. Daarom werd de plateaufluorescentie-intensiteit bij 97245 s−1 als referentiepunt genomen (d.w.z. overeenkomend met 100% ontvouwen) om het percentage uitgevouwen i-motief bij elke schuifsnelheid11 te berekenen. Figuur 1C toont de schuifkracht die op het telomerische i-motief wordt gegenereerd met een bepaalde schuifsnelheid. Om de relatie tussen de schuifkracht en de schuifsnelheid vast te stellen, werd mechanische ontvouwing van dezelfde telomerische i-motiefstructuur uitgevoerd in een optisch pincet en werd een cumulatieve plot van het ontvouwende percentage van het i-motief versus de kracht uitgezet op basis van het histogram van de ontvouwende kracht van het i-motief in de experimenten met het optische pincet11 . Voor verschillende DNA-structuren wordt krachtkalibratie met behulp van een optisch pincet aanbevolen. Op basis van de veronderstelling dat de percentages van uitgevouwen i-motief gelijkwaardig zijn tussen op laserpinceten gebaseerde mechanische ontvouwing en op schuifkracht gebaseerde ontvouwen bij een bepaalde kracht (d.w.z. gezien het feit dat de richting van de kracht die door het i-motief wordt ervaren vergelijkbaar is in deze twee methoden, die langs de uitgerekte as van de twee DNA-handgrepen [overhangen] ligt), hebben we de schuifkracht versus de schuifsnelheid gekalibreerd.
Hoewel de homogenisatorinstrumenten gemakkelijk toegankelijk zijn in elk laboratorium, zijn er een paar belangrijke stappen die met zorg moeten worden uitgevoerd. Ten eerste, om nauwkeurige fluorescentiewaarden te detecteren, moet het pad van het licht worden ingesteld tussen de rotor en de stator. Ten tweede is het bij het uitvoeren van de schuifexperimenten volgens de stappen van dit protocol belangrijk om de fluorescentie vóór het experiment te controleren. Het is noodzakelijk om de hoge achtergrondfluorescentie-intensiteit te verminderen door de hele opstelling goed te reinigen, met name de homogenisatorpunt en de reactiekamer. Het experiment moet worden uitgevoerd in een donkere kamer om strooilicht verder te verminderen.
Een van de belangrijkste voordelen van de EFS-techniek is de flexibiliteit en veelzijdigheid voor het mechanisch ontvouwen van een ensembleset van biomoleculaire structuren, waaronder eiwit-, RNA- en DNA-structuren. Traditioneel vereisen ensemble mechanische ontvouwende experimenten complexe experimentele opstellingen. Het voordeel van EFS is dat het de complexiteit in het instrumentontwerp vermindert, met veel lagere kosten. Hoewel EFS experimenten met een hoge doorvoer in een kortere tijd kan uitvoeren in vergelijking met technieken met één molecuul, zijn er enkele beperkingen, waaronder het feit dat de krachtgrootte wordt bepaald door de grootte van de moleculaire structuur. Bovendien is fluorescerende etikettering van het gedetecteerde molecuul vereist. Om grotere schuifkrachten te bereiken, kan de bevestiging van afschuifgrepen aan het molecuul van belang noodzakelijk worden. Voor toekomstige toepassingen kan het efs op basis van afschuifkracht mogelijk worden gebruikt om verschillende mechanochemische verschijnselen te bestuderen waarbij chemische reacties, zoals analytherkenningen15 en de polymerisatie van synthetische polymeren, worden beïnvloed door mechanische krachten.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen belangenconflicten.
Acknowledgments
Dit onderzoekswerk werd ondersteund door de National Science Foundation [CBET-1904921] en de National Institutes of Health [NIH R01CA236350] aan H.M.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3K MWCO Amicon | Millipore Sigma | ufc900324 | |
| Ascorbic acid | VWR | VWRC0143-100G | |
| Calfluor 488 azide | Click Chemistry Tools | 1369-1 | |
| CuCl | Thermo | ACRO270525000 | |
| Dispersion tip | Switzerland | PT-DA07/2EC-B101 | |
| DNA oligos | IDT | ||
| Dye | IDT | /5Cy5/ | |
| Fluorescence microscope | Janpan | Nikon TE2000-U | |
| Homogenizer | Switzerland | PT 3100D | |
| HPG | Santa Cruz Biotechnology | cs-295271 | |
| KCl | VWR | VWRC26760.295 | |
| MES | VWR | VWRCE169-500G | |
| Quencher | IDT | /3IAbRQSp/ | |
| TBTA | Tokyo Chemical Industry | T2993 | |
| Tris | VWR | VWRCE133-100G |
References
- Neuman, K. C., Nagy, A. Single-molecule force spectroscopy: Optical tweezers, magnetic tweezers and atomic force microscopy. Nature Methods. 5 (6), 491-505 (2008).
- Woodside, M. T., et al. Nanomechanical measurements of the sequence-dependent folding landscapes of single nucleic acid hairpins. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (16), 6190-6195 (2006).
- Grandbois, M., Beyer, M., Rief, M., Clausen-Schaumann, H., Gaub, H. E. How strong is a covalent bond. Science. 283 (5408), 1727-1730 (1999).
- Strick, T. R., Allemand, J. F., Bensimon, D., Croquette, V.
- Yang, D., Ward, A., Halvorsen, K., Wong, W. P. Multiplexed single-molecule force spectroscopy using a centrifuge. Nature Communications. 7, 11026 (2016).
- Su, H., et al. Light-responsive polymer particles as force clamps for the mechanical unfolding of target molecules. Nano Letters. 18 (4), 2630-2636 (2018).
- Kirkness, M. W. H., Forde, N. R. Single-molecule assay for proteolytic susceptibility: Force-induced collagen destabilization. Biophysical Journal. 114 (3), 570-576 (2018).
- Astumian, R. D. Thermodynamics and kinetics of molecular motors. Biophysical Journal. 98 (11), 2401-2409 (2010).
- Bekard, I. B., Asimakis, P., Bertolini, J., Dunstan, D. E. The effects of shear flow on protein structure and function. Biopolymers. 95 (11), 733-745 (2011).
- Chistiakov, D. A., Orekhov, A. N., Bobryshev, Y. V. Effects of shear stress on endothelial cells: go with the flow. Acta Physiologica. 219 (2), 382-408 (2017).
- Hu, C., Jonchhe, S., Pokhrel, P., Karna, D., Mao, H. Mechanical unfolding of ensemble biomolecular structures by shear force. Chemical Science. 12 (30), 10159-10164 (2021).
- Sedghi Masoud, S., et al. Analysis of interactions between telomeric i-motif DNA and a cyclic tetraoxazole compound. ChemBioChem. 19 (21), 2268-2272 (2018).
- Abraham Punnoose, J., et al. Adaptive and specific recognition of telomeric G-quadruplexes via polyvalency induced unstacking of binding units. Journal of the American Chemical Society. 139 (22), 7476-7484 (2017).
- Dhakal, S., et al. Coexistence of an ILPR i-motif and a partially folded structure with comparable mechanical stability revealed at the single-molecule level. Journal of the American Chemical Society. 132 (26), 8991-8997 (2010).
- Hu, C., Tahir, R., Mao, H.
