Summary
Nozizeptorneuronen und NK-Zellen interagieren aktiv in einem entzündlichen Kontext. Ein Kokulturansatz ermöglicht es, dieses Zusammenspiel zu untersuchen.
Abstract
Somatosensorische Neuronen haben sich entwickelt, um schädliche Reize zu erkennen und Abwehrreflexe zu aktivieren. Durch den Austausch von Kommunikationsmitteln stimmen Nozizeptorneuronen auch die Abwehrkräfte des Wirts ab, indem sie die Aktivität des Immunsystems steuern. Die Kommunikation zwischen diesen Systemen ist meist adaptiv und hilft, die Homöostase zu schützen, sie kann auch zum Ausbruch chronischer Krankheiten führen oder diese fördern. Beide Systeme haben sich gemeinsam entwickelt, um eine solche lokale Interaktion zu ermöglichen, wie sie in primären und sekundären lymphatischen Geweben und Schleimhäuten zu finden ist. Neuere Studien haben gezeigt, dass Nozizeptoren Fremdantigene, Immunzell-abgeleitete Zytokine und Mikroben direkt erkennen und darauf reagieren.
Die Aktivierung von Nozizeptoren führt nicht nur zu Schmerzüberempfindlichkeit und Juckreiz, sondern senkt auch die Nozizeptor-Feuerschwelle, was zur lokalen Freisetzung von Neuropeptiden führt. Die Peptide, die von den peripheren Terminals von Nozizeptoren produziert und freigesetzt werden, können die Chemotaxis und Polarisation von Lymphozyten blockieren und die Lokalisation, Dauer und Art der Entzündung kontrollieren. Jüngste Erkenntnisse zeigen, dass sensorische Neuronen mit angeborenen Immunzellen über Zell-Zell-Kontakt interagieren, zum Beispiel Gruppen-2D-Rezeptoren (NKG2D) auf natürlichen Killerzellen (NK).
Da NK-Zellen die verwandten Rezeptoren für verschiedene Nozizeptor-produzierte Mediatoren exprimieren, ist es denkbar, dass Nozizeptoren Neuropeptide verwenden, um die Aktivität von NK-Zellen zu steuern. Hier entwickeln wir eine Co-Kulturmethode, um Nozizeptor-Neuron-NK-Zell-Interaktionen in einer Schale zu untersuchen. Mit diesem Ansatz fanden wir heraus, dass lumbale Nozizeptorneuronen die NK-Zellzytokinexpression verringern. Insgesamt könnte eine solche reduktionistische Methode nützlich sein, um zu untersuchen, wie tumorinnervierende Neuronen die Antikrebsfunktion von NK-Zellen steuern und wie NK-Zellen die Eliminierung verletzter Neuronen steuern.
Introduction
Die Zellkörper sensorischer Neuronen stammen aus den dorsalen Wurzelganglien (DRG). Die DRG befinden sich im peripheren Nervensystem (PNS), zwischen dem Rückenhorn des Rückenmarks und den peripheren Nervenendigungen. Die pseudo-unipolare Natur von DRG-Neuronen ermöglicht die Übertragung von Informationen vom peripheren Ast, der das Zielgewebe innerviert, zum zentralen Ast, der die somatosensorische Information zum Rückenmark transportiert1. Unter Verwendung spezialisierter Ionenkanalrezeptoren spüren Neuronen erster Ordnung Bedrohungen durch Krankheitserreger, Allergene und Schadstoffe2, was zum Einstrom von Kationen (Na+, Ca2+) und zur Erzeugung eines Aktionspotentials 3,4,5 führt.
Diese Neuronen senden auch ein antidromisches Aktionspotential in Richtung Peripherie, wo die anfängliche Gefahrenwahrnehmung aufgetreten war, was zur lokalen Freisetzung von Neuropeptidenführt 1,4. Daher dienen die Nozizeptorneuronen als Schutzmechanismus, der den Wirt vor Umweltgefahren 4,5,6,7 warnt.
Um mit Neuronen zweiter Ordnung zu kommunizieren, setzen die Nozizeptoren verschiedene Neurotransmitter (z. B. Glutamat) und Neuropeptide (z. B. Calcitonin-Gen-verwandtes Peptid (CGRP), Substanz P (SP) und vasoaktives intestinales Peptid (VIP)) frei)6,7. Diese Peptide wirken auf Kapillaren und fördern Plasmaextravasation, Ödeme und den lokalen Einstrom und die Modulation von Immunzellen 2,4,7.
Das somatosensorische und das Immunsystem nutzen ein gemeinsames Kommunikationssystem, das aus Zytokinen und Neuropeptiden und ihren jeweiligen verwandten Rezeptoren besteht4. Während diese bidirektionale Kommunikation hilft, vor Gefahren zu schützen und die Homöostase zu erhalten, kann sie auch zur Krankheitspathophysiologie beitragen4.
NK-Zellen werden als angeborene lymphatische Zellen klassifiziert und sind darauf spezialisiert, viral infizierte Zellen zu eliminieren. Die NK-Zellfunktion wird durch ein Gleichgewicht von stimulierenden und inhibitorischen Rezeptoren gesteuert, einschließlich des aktivierenden Rezeptors NKG2D8. Der endogene Ligand von NKG2D, Retinsäure früh induzierbar1 (RAE1), wird von Zellen exprimiert, die Stress ausgesetzt sind, wie Tumorgenese und Infektion 8,9.
Neuere Untersuchungen haben gezeigt, dass periphere Nervenverletzungen sensorische Neuronen dazu bringen, maladaptive Moleküle wie Stathmin 2 (STMN2) und RAE1 zu exprimieren. So wurden über Zell-Zell-Kontakt NKG2D-exprimierende NK-Zellen durch Interaktion mit RAE1-exprimierenden Neuronen aktiviert. Im Gegenzug waren NK-Zellen in der Lage, verletzte Nozizeptorneuronen und stumpfe Schmerzüberempfindlichkeit zu eliminieren, die normalerweise mit Nervenverletzungen einhergeht10. Zusätzlich zur NKG2D-RAE1-Achse exprimieren NK-Zellen die verwandten Rezeptoren für verschiedene Nozizeptor-produzierte Mediatoren. Es ist daher möglich, dass diese Mediatoren die NK-Zellaktivität modulieren. Dieser Artikel stellt eine Kokulturmethode vor, um die Biologie der Neuron-NK-Zellinteraktion des Nozizeptors zu untersuchen. Dieser Ansatz wird dazu beitragen, das Verständnis dafür zu verbessern, wie Nozizeptorneuronen angeborene Immunzellreaktionen auf Verletzungen, Infektionen oder Malignität modulieren.
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Protocol
Die Institutional Animal Care and Use Committees der Université de Montréal (#22053, #22054) genehmigten alle Tierverfahren. Siehe Tabelle 1 für eine Liste der Lösungen und ihrer Zusammensetzung und die Tabelle der Materialien für eine Liste der Materialien , Ausrüstungen und Reagenzien, die in diesem Protokoll verwendet werden.
1. NK-Zellisolierung, -kultur und -stimulation
- Erzeugen Sie Nozizeptorneuron intakt (Wurfgeschwisterkontrolle; TRPV1wt::D TAfl/wt) und ablatierte (TRPV1 cre::D TA fl/wt) Mäuse durch Kreuzung von Lox-Stop-Lox-Diphtherietoxin-Mäusen (DTA fl/fl) mit TRPV1cre/wt-Mäusen.
- Mit CO2 -Inhalation eine naive Wurfgeschwister-Kontrollmaus (TRPV1 wt::D TAfl/wt) einschläfern.
- Sammeln Sie die Milz in einem 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen, das 500 μL sterile phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) enthält.
- Homogenisieren Sie die Milz mit einem Stößel.
- Verdünnen Sie die Zellen mit 1 ml sterilem PBS.
- Filtern Sie die Mischung durch ein 50-μm-Zellsieb in ein 15-ml-konisches Röhrchen.
- Füllen Sie das Volumen (10 ml) mit sterilem PBS auf.
- Sammeln Sie 10 μL und zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer.
- Zentrifugieren Sie die Zellen (500 × g, 5 min) und entfernen Sie den Überstand.
- Resuspendieren Sie die Zellen in einer Konzentration von 108 Zellen / ml in ergänztem RPMI 1640-Medium.
- Befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers, um Milz-NK-Zellen mit einem Maus-NK-Zellisolierungskit magnetisch zu reinigen. Bestätigen Sie die Reinheit der NK-Zellen mittels Durchflusszytometrie11.
- Sammeln Sie 10 μL und zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer.
- Zentrifugieren Sie die Zellen (500 × g, 5 min) und entfernen Sie den Überstand.
- Resuspendieren Sie die NK-Zellen in einem ergänzten RPMI 1640-Kulturmedium (enthält IL-2 und IL-15).
- Kultur 2 × 106 NK-Zellen/ml in einer 96-Well-U-Bodenplatte für 48 h.
2. DRG-Neuronenisolation und -kultur
- 24 h vor dem Ende der NK-Zellstimulation (Schritt 1.15) eine 96-Well-Platte mit 100 μL/Well-Laminin (1 ng/ml) beschichten und 45 min (37 °C) inkubieren.
- Entfernen Sie nach der Inkubation die Lösung und lassen Sie die Vertiefungen in einer Biosicherheitswerkbank an der Luft trocknen.
- Unter Verwendung von CO2 -Inhalation das Nozizeptorneuron intakt einschläfern (Wurfgeschwisterbekämpfung; TRPV1wt::D TAfl/wt) oder abgetragene (TRPV1cre::D TAfl/wt) Mäuse.
HINWEIS: Die CO2 -Inhalation wird der zervikalen Dislokation vorgezogen, da sie eine Störung der mit der DRG verbundenen Spinalnerven vermeidet. - Befestigen Sie die Maus in Bauchlage auf dem Brett, heben Sie die Haut an und schneiden Sie die Haut entlang der Rückensäule. Siehe Perner et al. für ein detailliertes Video12.
- Schneiden Sie das lumbosakrale Gelenk ab und trennen Sie das Kreuzbein mit einer Schere von der Lendenwirbelsäule.
- Trennen Sie die Wirbelsäule, indem Sie die Muskeln und Rippen auf beiden Seiten der Wirbelsäule in kranialer Richtung schneiden, bis die Schädelbasis erreicht ist.
- Schneiden Sie mit einer Schere die Wirbelsäule am Atlanto-Okzipitalgelenk ab.
- Entfernen Sie Muskel- und Fettgewebe aus der Wirbelsäule.
- Stecken und öffnen Sie die Wirbelsäule, um das Rückenmark zu entfernen und Zugang zum DRG zu erhalten. Suchen Sie nach dem DRG in der Foramina intervertebralis, die durch die Rückenwurzel mit dem Rückenmark verbunden ist, aber von den Hirnhäuten getrennt ist.
- Ernten Sie die DRGs in ein 15-ml-konisches Röhrchen, das mit 10 mL eiskalt ergänztem DMEM gefüllt ist.
- Zentrifugieren Sie die Zubereitung (200 × g, 5 min, Raumtemperatur) und entfernen Sie den Überstand.
- Fügen Sie 250 μL PBS mit Kollagenase IV (1 mg/ml) und Dispase II (2,4 U/ml) hinzu.
- Inkubieren Sie das DRG mit Collagenase IV/Dispase II (C/D) Lösung (80 min, 37 °C, leichtes Rühren). Wenn Sie Ganglien von mehreren Mäusen poolen, halten Sie ein Verhältnis von 125 μL C / D-Lösung pro Ganglion ein.
- Um die Enzyme zu inaktivieren, fügen Sie 5 ml ergänztes DMEM-Medium hinzu.
- Zentrifugieren Sie die Lösung (200 × g, 5 min) und entfernen Sie den Überstand vorsichtig mit einer Pipette.
- Um unerwünschten Zellverlust zu vermeiden, lassen Sie ~ 100 μL des Überstandes.
- Fügen Sie 1 ml des ergänzten DMEM-Mediums hinzu.
- Mit einer Pipettenpistole und drei Glaspasteurpipetten abnehmender Größe das DRG vorsichtig zu einem einzelligen Präparat trituieren (~ 10 nach oben / unten pro Pasteur-Pipettengröße).
- In einer Biosicherheitswerkbank Rinderserumalbumin (BSA) in sterilem PBS auf eine Endkonzentration von 15% verdünnen. 1 ml Aliquots bei −20 °C lagern.
- Erstellen Sie einen BSA-Gradienten in einem konischen 15-ml-Röhrchen, indem Sie 2 ml steriles PBS hinzufügen und langsam 1 ml 15% BSA-Lösung auf den Boden des Röhrchens dosieren. Vermeiden Sie eine Unterbrechung des Farbverlaufs, indem Sie die Pipette vorsichtig entfernen.
- Mit einer P200-Pipette pipetten Sie die geriebene Gangliensuspension (die die Neuronen enthält) langsam auf die Seite der Röhre in den Farbverlauf.
- Zentrifugieren Sie den neuronenhaltigen BSA-Gradienten (200 × g, 12 min, Raumtemperatur). Stellen Sie die Beschleunigung und Verzögerung der Zentrifuge auf die Mindestgeschwindigkeit ein.
HINWEIS: Nach der Zentrifugation befinden sich die Neuronen am Boden der Röhre, während die Zelltrümmer im BSA-Gradienten eingeschlossen werden. - Entfernen Sie vorsichtig den gesamten Überstand mit einer Pipette.
- Resuspendieren Sie die Zellen in 500 μL Neurobasal.
- Platte 104 Neuronen pro Vertiefung (200 μL neurobasal/Well) in einer Laminin-beschichteten, flachen 96-Well-Platte.
HINWEIS: Im Durchschnitt wird ein Forscher in der Lage sein, ~ 8 Brunnen pro Maus zu füllen. - Kultur der Neuronen (37 °C, über Nacht), um eine Anhaftung zu ermöglichen.
3. Kokultur und Durchflusszytometrie
- Entfernen Sie langsam das Neurobasal aus der Neuronenkultur.
- Nach 48-stündiger Stimulation mit IL-2 und IL-15 (siehe Schritte 1.14-1.15) werden die NK-Zellen resuspendiert und 105 NK-Zellen/Vertiefung in die Neuronenkultur gegeben (96-Well-Flachbodenplatte).
HINWEIS: Im Durchschnitt wird der Ermittler in der Lage sein, ~ 6 Brunnen pro Maus zu füllen. - Co-Kultur der Zellen in ergänztem neurobasalem MX (37 °C, 48 h).
- Die Zellen einsammeln, mit PBS waschen (3x) und zentrifugieren (500 × g, 5 min, 4 °C).
- Verwerfen Sie den Überstand und färben Sie die Zellen mit Viability Dye eFlour-780 (1:1.000, 15 min, 4 °C).
- Die Zellen einsammeln, mit PBS waschen (3x) und zentrifugieren (500 × g, 5 min, 4 °C).
- Blockieren Sie unspezifische Stellen auf den Zellen mit CD16/32 (1:100, 15 min, 4 °C).
- Die Zellen einsammeln, mit PBS waschen (3x) und zentrifugieren (500 × g, 5 min, 4 °C).
- Färbung (15 min, 4 °C) der Zellen mit BV421 Anti-NK-1.1 (1:100), Fluorescein-Isothiocyanat (FITC), Anti-NKp46 (1:100) und Phycoerythrin (PE) Anti-GM-CSF (1:100).
- Die Zellen einsammeln, mit PBS waschen (3x) und zentrifugieren (500 × g, 5 min, 4 °C).
- Verwerfen Sie den Überstand, resuspendieren Sie die Zellen im FACS-Puffer (500 μL) und immunphänotypisieren Sie die NK-Zellen durch Durchflusszytometrie11. Siehe Abbildung 1A für die Gating-Strategie.
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Representative Results
NK-Zellen wurden magnetisch aus Splenozyten der Wurfgeschwisterkontrolle (TRPV1 wt::D TAfl/wt) Mäuse gereinigt und mit IL-2 und IL-15 stimuliert (48 h). Die NK-Zellen wurden dann allein kultiviert oder mit DRG-Neuronen co-kultiviert, die aus intakten Nozizeptorneuronen gewonnen wurden (Wurfgeschwisterkontrolle; TRPV1wt::D TAfl/wt) oder abgetragene (TRPV1cre::D TAfl/wt) Mäuse. Die Zellen wurden dann dem TRPV1-Agonisten Capsaicin (1 μM) oder seinem Vehikel ausgesetzt. Nach 24 Stunden Kokultur wurden die NK-Zellen FACS-gereinigt und ihre Aktivierungsniveaus mittels Durchflusszytometrie immunphänotypisiert (Abbildung 1A).
Wenn sie allein kultiviert wurden, exprimierten NK-Zellen basale Konzentrationen von GM-CSF und NKp46. Bei Co-Kultivierung mit DRG-Neuronen, die von intakten Nozizeptormäusen (TRPV1 wt::D TAfl/wt) geerntet wurden, verringerte die Capsaicin-Stimulation die NK-Zellexpression von GM-CSF. Capsaicin hatte keinen Einfluss auf die NK-Zellaktivierung, wenn es zusammen mit DRG-Neuronen kultiviert wurde, die von Nozizeptor-ablatierten (TRPV1cre::D TAfl/wt) Mäusen geerntet wurden (Abbildung 1A,B). Es ist erwähnenswert, dass die TRPV1-cre-vermittelte Zellablation unter Verwendung von Diphtherietoxin A (DTA) alle TRPV1+-Neuronen, peptiderge und nicht-peptiderge (MrgD+-Zellen), eliminiert13,14.
Abbildung 1: TRPV1+ Neuronen steuern die Aktivierung von NK-Zellen. NK-Zellen wurden aus Wurfgeschwister-Mäusen (TRPV1 wt::D TAfl/wt) magnetisch gereinigt und mit IL-2 und IL-15 stimuliert (48 h). Die NK-Zellen wurden dann allein kultiviert oder mit DRG-Neuronen co-kultiviert, die aus intakten Nozizeptorneuronen gewonnen wurden (Wurfgeschwisterkontrolle; TRPV1wt::D TAfl/wt) oder abgetragene (TRPV1cre::D TAfl/wt) Mäuse. Die Zellen wurden dann dem TRPV1-Agonisten Capsaicin (1 μM) oder seinem Vehikel ausgesetzt. Nach 24 Stunden Kokultur wurden die NK-Zellen FACS-gereinigt und ihre Aktivierungsniveaus mittels Durchflusszytometrie (A) immunphänotypisiert. Wenn sie allein kultiviert wurden, exprimierten NK-Zellen basale Spiegel von GM-CSF und NKp46. Die GM-CSF-Expression nahm ab, wenn NK-Zellen mit DRG-Neuronen co-kultiviert wurden, die von intakten (TRPV1 wt::D TAfl/wt) Mäusen geerntet und mit Capsaicin (A,B) stimuliert wurden. Der Spiegel von NKp46 war nicht beeinflusst (A,B). Capsaicin hatte keinen Einfluss auf die NK-Zellaktivierung, wenn es zusammen mit DRG-Neuronen kultiviert wurde, die von Nozizeptor-ablatierten (TRPV1cre::D TAfl/wt) Mäusen (A,B) gewonnen wurden. Repräsentative FACS-Diagramme werden gezeigt (A). Die Daten werden als Mittelwert ± S.E.M. (B) dargestellt. Das Experiment wurde dreimal wiederholt, und es wurden ähnliche Schlussfolgerungen gezogen. Anzahl der getesteten Tiere wird angezeigt; n = 5 biologische Replikate/Gruppe (B). P-Werte sind in der Abbildung dargestellt und werden durch Einweg-ANOVA post-hoc Bonferroni (B) bestimmt. Abkürzungen: TRPV1 = transient receptor potential cation channel subfamily V member 1; NK = natürlicher Killer; DTA = Diphtherietoxin A; DRG = dorsales Wurzelganglion; FACS = fluoreszenzaktivierte Zellsortierung; GM-CSF = Granulozyten-Makrophagen-Kolonie-stimulierender Faktor; Veh = Fahrzeug; Cap = Capsaicin. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
| Lösung | Zusammensetzung | ||
| Kollagenase/Dispase (C/D) | Steriles PBS ergänzt mit Kollagenase (1 mg/ml) und Dispase II (2,4 U/ml) | ||
| DMEM | Steriles DMEM ergänzt mit FBS (10%), Penicillin (100 I.E.) und Streptomycin (100 μg/ml) | ||
| Ergänzt RPMI 1640 | Steriles RMPI 1640 ergänzt mit Penicillin (100 I.E.), Streptomycin (100 μg/ml), fetalem Rinderserum (10%), L-Glutamin (300 ng/ml), rekombinantem IL-2 (200 U/ml) und rekombinantem IL-15 (10 ng/ml) | ||
| Neurobasal | Steriles Neurobasal ergänzt mit Penicillin (100 I.E.), Streptomycin (100 μg/ml), L-Glutamin (200 μM), B-27 (2%), NGF (50 ng/ml) und GDNF (2 ng/ml) | ||
| Neurobasal MX | Steriles Neurobasal ergänzt mit Penicillin (100 I.E.), Streptomycin (100 μg/ml), L-Glutamin (200 μM), B-27 (2%), NGF (50 ng/ml), GDNF (2 ng/ml), rekombinantem IL-2 (200 U/ml) und rekombinantem IL-15 (10 ng/ml) | ||
| FACS-Sortierpuffer | Steriles PBS ergänzt mit FBS (2%) und EDTA (1 mM) | ||
Tabelle 1: Liste der in diesem Protokoll verwendeten Lösungen und Medien. Abkürzungen: NGF = Nervenwachstumsfaktor; GDNF = glial cell-derived neurotrophic factor; FBS = fetales Rinderserum; PBS = phosphatgepufferte Kochsalzlösung.
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Discussion
Davies et al.11 fanden heraus, dass verletzte Neuronen RAE1 hochregulieren. Über Zell-Zell-Kontakt konnten NKG2D-exprimierende NK-Zellen dann RAE1+ -Neuronen identifizieren und eliminieren, was wiederum chronische Schmerzen begrenzt11. Angesichts der Tatsache, dass NK-Zellen auch verschiedene Neuropeptidrezeptoren exprimieren und dass diese Neuropeptide für ihre immunmodulatorischen Fähigkeiten bekannt sind, erscheint es immer wichtiger, die Interaktion zwischen NK-Zellen und Nozizeptorneuronen in vitro zu untersuchen. Hier haben wir ein einfaches Kokulturprotokoll entwickelt, mit dem Forscher untersuchen können, wie Neuronen die Funktion von NK-Zellen kontrollieren und umgekehrt, wie NK-Zellen die Funktion von DRG-Neuronen modulieren können. Die Durchflusszytometrie wurde verwendet, um zu immunphänotypisieren, wie Neuronen die NK-Zellaktivierung modulieren. Alternativ könnten Forscher qPCR oder RNA-Sequenzierung verwenden, um Transkriptveränderungen in FACS-gereinigten Zellen zu messen oder die Sekretion von sezernierten Faktoren wie Zytokinen oder Neuropeptiden mit ELISAs zu analysieren. Rohdaten sind auf www.talbotlab.com hinterlegt und frei verfügbar.
Hier fanden wir heraus, dass TRPV1+ Nozizeptorneuronen, sekundär zur Wirkung von Capsaicin, die NK-Zellaktivierung (GM-CSF-Expression) blockieren. Während Capsaicin, das in einer hohen Konzentration verwendet wird, die NK-Zellfunktionen beeinträchtigen kann14, schlossen wir diese Möglichkeit experimentell aus, da die NK-Zellaktivität nicht durch Capsaicin-Exposition (1 μM) in Abwesenheit peptiderger Neuronen beeinflusst wurde (TRPV1cre::D TAfl/wt). Da Capsaicin zu Kalziumeinstrom und deren anschließender Freisetzung in Neuropeptiden führt, deuten diese Daten darauf hin, dass die NK-Zellaktivierung daher wahrscheinlich sekundär zur Wirkung löslicher Faktoren ist, die von Neuronen freigesetzt werden. Daher war ein solcher Kokulturansatz nützlich, um zu untersuchen, wie die Freisetzung von Neuropeptiden die NK-Zellfunktion modulieren kann. Zusätzlich zu den löslichen Faktoren werden wahrscheinlich auch die lokalen Zell-Zell-Interaktionen zwischen den beiden Zelltypen ihre Funktionen modulieren, was experimentell getestet werden sollte (z. B. Vergleich des Einflusses des konditionierten Mediums mit dem der Kokultur).
Insgesamt deutet ein solches Zusammenspiel darauf hin, dass innerhalb der Mikroumgebung des Gewebes die NK-Zellfunktion wahrscheinlich durch Nozizeptor-Neuronenterminals abgestimmt wird. Diese Daten unterstreichen, wie wichtig es ist, Entzündungsreaktionen ganzheitlich zu bewerten, indem gleichzeitig die Rolle von Neuronen und angeborenen Immunzellen (dh NK-Zellen) untersucht wird. Zum Beispiel spielt NK-Zell-Neuron-Übersprechen wahrscheinlich eine wichtige biologische Rolle in Kontexten, die von Nervenverletzungen, Gewebeverletzungen, bakteriellen oder viralen Infektionen bis hin zu Malignomen reichen. Zukünftige Arbeiten, einschließlich der Verwendung dieser Kokulturmethode, sind erforderlich, um die Auswirkungen des Wechselspiels von Neuron-NK-Zellen auf Gesundheit und Krankheit zu bewerten.
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Disclosures
Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde vom New Frontiers in Research Fund (NFRFE201901326), den Canadian Institutes of Health Research (162211, 461274, 461275), der Canadian Foundation for Innovation (37439), dem Canada Research Chair Program (950-231859), dem Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (RGPIN-2019-06824) und dem Fonds de Recherche du Québec Nature et technologies (253380) unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anti-mouse CD16/32 | Jackson Laboratory | Cat no: 017769 | |
| B-27 | Jackson Laboratory | Cat no: 009669 | |
| Bovine Serum Albumin (BSA) culture grade | World Precision Instruments | Cat no: 504167 | |
| BV421 anti-mouse NK-1.1 | Fisher Scientific | Cat no: 12430112 | |
| Cell strainer (50 μm) | Fisher Scientific | Cat no: A3160702 | |
| Collagenase IV | Fisher Scientific | Cat no: 15140148 | |
| Diphteria toxinfl/fl | Fisher Scientific | Cat no: SH3057402 | |
| Dispase II | Fisher Scientific | Cat no: 13-678-20B | |
| Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) | Fisher Scientific | Cat no: 07-200-95 | |
| EasySep Mouse NK Cell Isolation Kit | Sigma | Cat no: CLS2595 | |
| Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) | Sigma | Cat no: C0130 | |
| FACSAria III | Sigma | Cat no: 04942078001 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Sigma | Cat no: 806552 | |
| FITC anti-mouse NKp46 | Sigma | Cat no: L2020 | |
| Flat bottom 96-well plate | Sigma | Cat no: 03690 | |
| Glass Pasteur pipette | Sigma | Cat no: 470236-274 | |
| Glial cell line-derived neurotrophic factor (GDNF) | VWR | Cat no: 02-0131 | |
| Laminin | Cedarlane | Cat no: 03-50/31 | |
| L-Glutamine | Gibco | Cat no: A14867-01 | |
| Mouse recombinant IL-15 | Gibco | Cat no: 22400-089 | |
| Mouse recombinant IL-2 | Gibco | Cat no: 21103-049 | |
| Nerve Growth Factor (NGF) | Life Technologies | Cat no: 13257-019 | |
| Neurobasal media | PeproTech | Cat no: 450-51-10 | |
| PE anti-mouse GM-CSF | PeproTech | Cat no: 212-12 | |
| Penicillin and Streptomycin | PeproTech | Cat no: 210-15 | |
| Pestles | Stem Cell Technology | Cat no: 19855 | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Biolegend | Cat no: 108732 | Clone PK136 |
| RPMI 1640 media | Biolegend | Cat no: 137606 | Clone 29A1.4 |
| TRPV1Cre | Biolegend | Cat no: 505406 | Clone MP1-22E9 |
| Tweezers and dissection tools. | Biolegend | Cat no: 65-0865-14 | |
| U-Shaped-bottom 96-well plate | Biolegend | Cat no: 101319 | |
| Viability Dye eFlour-780 | Becton Dickinson |
References
- Berta, T., Qadri, Y., Tan, P. H., Ji, R. R. Targeting dorsal root ganglia and primary sensory neurons for the treatment of chronic pain. Expert Opinion on Therapeutic Targets. 21 (7), 695-703 (2017).
- Baral, P., et al. Nociceptor sensory neurons suppress neutrophil and gammadelta T cell responses in bacterial lung infections and lethal pneumonia. Nature Medicine. 24, 417-426 (2018).
- Binshtok, A. M., et al.
- Chesne, J., Cardoso, V., Veiga-Fernandes, H.
- Samad, T. A., et al. Interleukin-1beta-mediated induction of Cox-2 in the CNS contributes to inflammatory pain hypersensitivity. Nature. 410 (6827), 471-475 (2001).
- Godinho-Silva, C., et al. Light-entrained and brain-tuned circadian circuits regulate ILC3s and gut homeostasis. Nature. 574, 254-258 (2019).
- Talbot, J., et al. Feeding-dependent VIP neuron-ILC3 circuit regulates the intestinal barrier. Nature. 579, 575-580 (2020).
- Raulet, D. H., Gasser, S., Gowen, B. G., Deng, W., Jung, H. Regulation of ligands for the NKG2D activating receptor. Annual Review of Immunology. 31, 413-441 (2013).
- Vivier, E., et al. Innate or adaptive immunity? The example of natural killer cells. Science. 331, 44-49 (2011).
- Davies, A. J., et al. Natural Killer Cells Degenerate Intact Sensory Afferents following Nerve Injury. Cell. 176, 716-728 (2019).
- Perner, C., Sokol, C. L. Protocol for dissection and culture of murine dorsal root ganglia neurons to study neuropeptide release. STAR Protocols. 2, 100333 (2021).
- Goswami, S. C., et al. Molecular signatures of mouse TRPV1-lineage neurons revealed by RNA-Seq transcriptome analysis. Journal of Pain. 15, 1338-1359 (2014).
- Mishra, S. K., Tisel, S. M., Orestes, P., Bhangoo, S. K., Hoon, M. A. TRPV1-lineage neurons are required for thermal sensation. EMBO J. 30, 582-593 (2011).
- Kim, H. S., et al. Attenuation of natural killer cell functions by capsaicin through a direct and TRPV1-independent mechanism. Carcinogenesis. 35, 1652-1660 (2014).
