Summary
Nociceptor-nevroner og NK-celler samhandler aktivt i en inflammatorisk sammenheng. En samkulturell tilnærming gjør det mulig å studere dette samspillet.
Abstract
Somatosensoriske nevroner har utviklet seg for å oppdage skadelige stimuli og aktivere defensive reflekser. Ved å dele kommunikasjonsmidler, justerer nociceptor-nevroner også vertsforsvaret ved å kontrollere immunsystemets aktivitet. Kommunikasjonen mellom disse systemene er for det meste adaptiv, og bidrar til å beskytte homeostase, det kan også føre til eller fremme utbruddet av kroniske sykdommer. Begge systemene utviklet seg for å tillate slik lokal interaksjon, som finnes i primær og sekundær lymfoid vev og slimhinner. Nylige studier har vist at nociceptorer direkte oppdager og reagerer på fremmede antigener, immuncelleavledede cytokiner og mikrober.
Nociceptoraktivering resulterer ikke bare i smerteoverfølsomhet og kløe, men senker nociceptorens avfyringsterskel, noe som fører til lokal frigjøring av neuropeptider. Peptidene som produseres av og frigjøres fra de perifere terminalene til nociceptorer, kan blokkere kjemotaksen og polarisasjonen av lymfocytter, kontrollere lokalisering, varighet og type betennelse. Nylig bevis viser at sensoriske nevroner samhandler med medfødte immunceller via celle-cellekontakt, for eksempel engasjerende gruppe 2D (NKG2D) reseptorer på naturlige morderceller (NK).
Gitt at NK-celler uttrykker de kognate reseptorene for forskjellige nociceptor-produserte mediatorer, kan det tenkes at nociceptorer bruker neuropeptider for å kontrollere aktiviteten til NK-celler. Her utarbeider vi en samkulturmetode for å studere nociceptor neuron-NK-celleinteraksjoner i en tallerken. Ved hjelp av denne tilnærmingen fant vi at lumbale nociceptor-nevroner reduserer NK-cellecytokinuttrykk. Samlet sett kan en slik reduksjonistisk metode være nyttig for å studere hvordan tumor-innerverende nevroner kontrollerer anticancerfunksjonen til NK-celler og hvordan NK-celler kontrollerer eliminering av skadede nevroner.
Introduction
Cellelegemene til sensoriske nevroner stammer fra dorsale rotganglier (DRG). DRG er lokalisert i det perifere nervesystemet (PNS), mellom ryggmargens dorsale horn og perifere nerveterminaler. Den pseudo-unipolare naturen til DRG-nevroner tillater overføring av informasjon fra den perifere grenen, som innerverer målvevet, til den sentrale grenen, som bærer den somatosensoriske informasjonen til ryggmargen1. Ved hjelp av spesialiserte ionkanalreseptorer registrerer førsteordens nevroner trusler fra patogener, allergener og forurensninger 2, noe som fører til tilstrømning av kationer (Na +, Ca2 +) og generering av et handlingspotensial 3,4,5.
Disse nevronene sender også antidromisk virkningspotensial mot periferien, hvor den første fareføleren hadde skjedd, noe som fører til lokal frigjøring av neuropeptider 1,4. Derfor tjener nociceptorneuronene som en beskyttende mekanisme, og varsler verten om miljøfare 4,5,6,7.
For å kommunisere med andreordens nevroner frigjør nociceptorene forskjellige nevrotransmittere (f.eks. Glutamat) og neuropeptider (f.eks. Kalsitonin-genrelatert peptid (CGRP), substans P (SP) og vasoaktivt intestinalt peptid (VIP))6,7. Disse peptidene virker på kapillærene og fremmer plasma ekstravasasjon, ødem og lokal tilstrømning og modulering av immunceller 2,4,7.
De somatosensoriske og immunsystemene benytter et felles kommunikasjonssystem sammensatt av cytokiner og neuropeptider, og deres respektive kognate reseptorer4. Mens denne toveiskommunikasjonen bidrar til å beskytte mot fare og bevare homeostase, kan den også bidra til sykdomspatofysiologi4.
NK-celler er klassifisert som medfødte lymfoide celler og er spesialisert for å eliminere viralt infiserte celler. NK-cellefunksjonen styres av en balanse mellom stimulerende og hemmende reseptorer, inkludert aktiveringsreseptoren NKG2D8. Den endogene liganden til NKG2D, retinsyre tidlig induserbar1 (RAE1), uttrykkes av celler som gjennomgår stress som tumorigenese og infeksjon 8,9.
Nylige undersøkelser har vist at perifer nerveskade driver sensoriske nevroner for å uttrykke maladaptive molekyler som stathmin 2 (STMN2) og RAE1. Således, via celle-cellekontakt, ble NKG2D-uttrykkende NK-celler aktivert ved interaksjon med RAE1-uttrykkende nevroner. I sin tur var NK-celler i stand til å eliminere skadede nociceptorneuroner og stump smerteoverfølsomhet som normalt er forbundet med nerveskade10. I tillegg til NKG2D-RAE1-aksen uttrykker NK-celler de kognate reseptorene for forskjellige nociceptor-produserte mediatorer. Det er derfor mulig at disse mediatorene modulerer NK-celleaktivitet. Denne artikkelen presenterer en samkulturmetode for å undersøke biologien til nociceptor-nevron-NK-celleinteraksjonen. Denne tilnærmingen vil bidra til å fremme forståelsen av hvordan nociceptor-nevroner modulerer medfødte immuncelleresponser mot skade, infeksjon eller malignitet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De institusjonelle dyrepleie- og brukskomiteene ved Université de Montréal (# 22053, # 22054) godkjente alle dyreprosedyrer. Se tabell 1 for en liste over løsninger og deres sammensetning og materialtabellen for en liste over materialer, utstyr og reagenser som brukes i denne protokollen.
1. NK-celleisolasjon, kultur og stimulering
- Generer nociceptor neuron intakt (littermate kontroll; TRPV1wt::D TA fl/wt) og ablerte (TRPV1 cre::D TA fl/wt) mus ved å krysse lox-stop-lox-difteritoksinet mus (DTA fl/fl) med TRPV1cre/wt mus.
- Ved hjelp av CO 2-inhalasjon avliver du en naive littermate control (TRPV1 wt::D TAfl/wt)-mus.
- Samle milten i et 1,5 ml mikrosentrifugerør inneholdende 500 μL sterilt fosfatbufret saltvann (PBS).
- Homogeniser milten ved hjelp av en pestle.
- Fortynn cellene med 1 ml steril PBS.
- Filtrer blandingen gjennom en 50 μm cellesil i et 15 ml konisk rør.
- Fyll opp volumet (10 ml) med steril PBS.
- Samle 10 μL og telle cellene ved hjelp av et hemocytometer.
- Sentrifuge cellene (500 × g, 5 min) og fjern supernatanten.
- Resuspender cellene i en konsentrasjon på 108 celler / ml i supplert RPMI 1640 medium.
- Følg produsentens instruksjoner for å magnetisk rense milten NK-celler ved hjelp av et mus NK-celleisolasjonssett. Bekreft NK-cellens renhet ved hjelp av flowcytometri11.
- Samle 10 μL og telle cellene ved hjelp av et hemocytometer.
- Sentrifuge cellene (500 × g, 5 min) og fjern supernatanten.
- Resuspender NK-cellene i supplert RPMI 1640 kulturmedium (inneholdende IL-2 og IL-15).
- Kultur 2 × 106 NK-celler/ml i en 96-brønns U-bunnplate i 48 timer.
2. DRG-nevronisolasjon og kultur
- Ved 24 timer før slutten av NK-cellestimuleringen (trinn 1,15), belegg en 96-brønnsplate med 100 μL / brønn laminin (1 ng / ml) og inkuber i 45 minutter (37 ° C).
- Etter inkubering, fjern løsningen og la brønnene lufttørke i et biosikkerhetsskap.
- Ved bruk av CO2 inhalasjon, avlive nociceptor neuron intakt (kullmatkontroll; TRPV1wt::D TA fl/wt) eller ablerte (TRPV1cre::D TAfl/wt) mus.
MERK: CO2 inhalasjon foretrekkes fremfor cervikal dislokasjon, da det unngår å forstyrre spinalnervene forbundet med DRG. - Fest musen på brettet i utsatt stilling, løft huden og snitt huden langs dorsalsøylen. Se Perner og medarbeidere for en detaljert video12.
- Klipp av lumbosakralleddet og skille sakrummet fra lumbale ryggraden med saks.
- Skill ryggraden ved å kutte musklene og ribbeina på begge sider av ryggraden i kranial retning til bunnen av skallen er nådd.
- Bruk saks, kutt av ryggraden ved atlanto-occipital leddet.
- Fjern muskler og fettvev fra ryggraden.
- Pin og åpne vertebral kolonnen for å fjerne ryggmargen og få tilgang til DRG. Se etter DRG i intervertebral foramina koblet til ryggmargen gjennom dorsalroten, men skilt fra meningene.
- Høst DRG-ene i et 15 ml konisk rør fylt med 10 ml iskald supplert DMEM.
- Sentrifuge preparatet (200 × g, 5 min, romtemperatur) og fjern supernatanten.
- Tilsett 250 μL PBS inneholdende kollagenase IV (1 mg/ml) og dispase II (2,4 U/ml).
- Inkuber DRG med Collagenase IV/Dispase II (C/D)-oppløsning (80 min, 37 °C, mild omrøring). Når du samler ganglia fra flere mus, opprettholder du et forhold på 125 μL C / D-løsning per ganglion.
- For å inaktivere enzymene, tilsett 5 ml supplert DMEM-medium.
- Sentrifuge oppløsningen (200 × g, 5 min) og fjern supernatanten forsiktig ved hjelp av en pipette.
- For å unngå uønsket celletap, la ~ 100 μL av supernatanten.
- Tilsett 1 ml supplert DMEM-medium.
- Ved hjelp av en pipettepistol og tre glass Pasteur-pipetter av avtagende størrelser, triturerer du forsiktig (~ 10 opp / ned per Pasteur-pipettestørrelse) DRG til et encellet preparat.
- I et biosikkerhetsskap fortynnes bovint serumalbumin (BSA) i steril PBS til en endelig konsentrasjon på 15%. Oppbevar 1 ml aliquots ved -20 °C.
- Lag en BSA-gradient i et 15 ml konisk rør ved å tilsette 2 ml steril PBS og sakte dispensere 1 ml 15% BSA-løsning i bunnen av røret. Unngå å forstyrre gradienten ved å fjerne pipetten forsiktig.
- Ved hjelp av en P200-pipette pipetter du sakte den triturerte gangliasuspensjonen (som inneholder nevronene) på siden av røret inn i gradienten.
- Sentrifuge den nevronholdige BSA-gradienten (200 × g, 12 min, romtemperatur). Sett akselerasjonen og retardasjonen av sentrifugen til minimumshastigheten.
MERK: Etter sentrifugering vil nevronene være i bunnen av røret mens celleavfallet blir fanget i BSA-gradienten. - Fjern forsiktig all supernatanten ved hjelp av en pipette.
- Resuspender cellene i 500 μL neurobasal.
- Plate 104 nevroner per brønn (200 μL nevrobasal/brønn) i en lamininbelagt, flatbunnet 96-brønnsplate.
MERK: I gjennomsnitt vil en etterforsker kunne fylle ~ 8 brønner per mus. - Dyrk nevronene (37 °C, over natten) for å tillate tilknytning.
3. Kokultur og flowcytometri
- Fjern sakte neurobasal fra nevronkulturen.
- Etter 48 timers stimulering med IL-2 og IL-15 (se trinn 1.14-1.15), resuspendere NK-cellene og tilsett 105 NK-celler/brønn til nevronkulturen (96-brønns flat bunnplate).
MERK: I gjennomsnitt vil etterforskeren kunne fylle ~ 6 brønner per mus. - Kokultur av cellene i supplert nevrobasal MX (37 °C, 48 timer).
- Samle cellene, vask med PBS (3x) og sentrifuge (500 × g, 5 min, 4 °C).
- Kast supernatanten og flekker cellene med Viability Dye eFlour-780 (1: 1,000, 15 min, 4 ° C).
- Samle cellene, vask med PBS (3x) og sentrifuge (500 × g, 5 min, 4 °C).
- Blokker uspesifikke steder på cellene med CD16/32 (1:100, 15 min, 4 °C).
- Samle cellene, vask med PBS (3x) og sentrifuge (500 × g, 5 min, 4 °C).
- Flekk (15 min, 4 °C) cellene med BV421 anti-NK-1.1 (1:100), fluoresceinisotiocyanat (FITC) anti-NKp46 (1:100) og fykoerytrin (PE) anti-GM-CSF (1:100).
- Samle cellene, vask med PBS (3x) og sentrifuge (500 × g, 5 min, 4 °C).
- Kast supernatanten, resuspender cellene i FACS-buffer (500 μL) og immunfenotype NK-cellene ved flowcytometri11. Se figur 1A for gatingstrategien.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
NK-celler ble magnetisk renset fra littermate control (TRPV1 wt::D TAfl/wt) mus splenocytter og stimulert (48 timer) med IL-2 og IL-15. NK-cellene ble deretter dyrket alene eller samdyrket med DRG-nevroner høstet fra nociceptornevron intakt (littermate kontroll; TRPV1wt::D TA fl/wt) eller ablerte (TRPV1cre::D TAfl/wt) mus. Cellene ble deretter utsatt for TRPV1-agonisten capsaicin (1 μM) eller dets kjøretøy. Etter 24 timers kokultur ble NK-cellene FACS-renset og aktiveringsnivåene immunfenotypet ved hjelp av flowcytometri (figur 1A).
Når de ble dyrket alene, uttrykte NK-celler basale nivåer av GM-CSF og NKp46. Når de ble dyrket sammen med DRG-nevroner høstet fra nociceptor intakt (TRPV1 wt: :D TAfl / wt) mus, reduserte capsaicinstimulering NK-cellers ekspresjon av GM-CSF. Capsaicin hadde ingen innvirkning på NK-celleaktivering når det ble dyrket sammen med DRG-nevroner høstet fra nociceptor ablat (TRPV1cre: :D TAfl / wt) mus (figur 1A, B). Det er verdt å merke seg at TRPV1cre-mediert celleablasjon ved bruk av difteritoksin A (DTA) vil eliminere alle TRPV1+-nevroner, både peptiderge og ikke-peptiderge (MrgD+-celler)13,14.
Figur 1: TRPV1+-nevroner styrer NK-celleaktivering. NK-celler ble magnetisk renset fra littermate kontroll (TRPV1 wt: :D TAfl / wt) mus splenocytter og stimulert (48 timer) med IL-2 og IL-15. NK-cellene ble deretter dyrket alene eller samdyrket med DRG-nevroner høstet fra nociceptornevron intakt (littermate kontroll; TRPV1wt::D TA fl/wt) eller ablerte (TRPV1cre::D TAfl/wt) mus. Cellene ble deretter utsatt for TRPV1-agonisten capsaicin (1 μM) eller dets kjøretøy. Etter 24 timers kokultur ble NK-cellene FACS-renset og aktiveringsnivåene immunfenotypet ved hjelp av flowcytometri (A). Når de ble dyrket alene, uttrykte NK-celler basale nivåer av GM-CSF og NKp46. GM-CSF-ekspresjonen avtok når NK-celler ble dyrket sammen med DRG-nevroner høstet fra nociceptor intakte (TRPV1 wt::D TAfl/wt) mus og stimulert med capsaicin (A,B). Nivået på NKp46 var upåvirket (A,B). Capsaicin hadde ingen innvirkning på NK-celleaktivering når det ble dyrket sammen med DRG-nevroner høstet fra nociceptor ablat (TRPV1cre: :D TAfl / wt) mus (A, B). Representativt FACS-plott vises (A). Data er presentert som gjennomsnitt ± S.E.M (B). Forsøket ble gjentatt tre ganger og lignende konklusjoner ble oppnådd. Antall dyr som testes er vist; n = 5 biologiske replikasjoner/gruppe (B). P-verdier er vist i figuren og bestemt av enveis ANOVA post-hoc Bonferroni (B). Forkortelser: TRPV1 = forbigående reseptorpotensial kationkanal underfamilie V medlem 1; NK = naturlig morder; DTA = difteritoksin A; DRG = dorsal rot ganglion; FACS = fluorescensaktivert cellesortering; GM-CSF = granulocytt-makrofag kolonistimulerende faktor; Veh = kjøretøy; Cap = capsaicin. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
| Løsning | Komposisjon | ||
| Kollagenase/dispase (C/D) | Steril PBS supplert med kollagenase (1 mg/ml) og Dispase II (2,4 U/ml) | ||
| DMEM | Steril DMEM supplert med FBS (10%), penicillin (100 I.U.) og streptomycin (100 μg / ml) | ||
| Supplert RPMI 1640 | Steril RMPI 1640 supplert med penicillin (100 I.U.), streptomycin (100 μg/ml), fosterbovint serum (10 %), L-glutamin (300 ng/ml), muserekombinant IL-2 (200 U/ml) og musrekombinant IL-15 (10 ng/ml) | ||
| Nevrobasal | Steril neurobasal supplert med penicillin (100 IE), streptomycin (100 μg / ml), L-glutamin (200 μM), B-27 (2%), NGF (50 ng / ml) og GDNF (2 ng / ml) | ||
| Nevrobasal MX | Steril neurobasal supplert med penicillin (100 I.U.), streptomycin (100 μg / ml), L-glutamin (200 μM), B-27 (2%), NGF (50 ng / ml), GDNF (2 ng / ml), mus rekombinant IL-2 (200 U / ml), og mus rekombinant IL-15 (10 ng / ml) | ||
| Buffer for FACS-sortering | Steril PBS supplert med FBS (2%) og EDTA (1 mM) | ||
Tabell 1: Liste over løsninger og medier som brukes i denne protokollen. Forkortelser: NGF = nervevekstfaktor; GDNF = glialcelle-avledet nevrotrofisk faktor; FBS = føtalt bovint serum; PBS = fosfatbufret saltvann.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Davies et al.11 fant at skadede nevroner oppregulerer RAE1. Via celle-celle-kontakt var NKG2D-uttrykkende NK-celler da i stand til å identifisere og eliminere RAE1+ -nevroner, som igjen begrenser kronisk smerte11. Gitt at NK-celler også uttrykker forskjellige neuropeptidreseptorer, og at disse neuropeptidene er kjent for sine immunmodulerende evner, synes det stadig viktigere å studere samspillet mellom NK-celler og nociceptor-nevroner in vitro. Her utviklet vi en enkel samkulturprotokoll som gjør det mulig for etterforskere å studere hvordan nevroner styrer NK-cellefunksjonen, og gjensidig hvordan NK-celler kan modulere funksjonen til DRG-nevroner. Flowcytometri ble brukt til å immunfenotype hvordan nevroner modulerer NK-celleaktivering. Alternativt kan etterforskere bruke qPCR eller RNA-sekvensering for å måle transkripsjonsendringer i FACS-rensede celler eller analysere sekresjonen av utskilte faktorer, for eksempel cytokiner eller neuropeptider, ved hjelp av ELISAer. Rådata deponeres og er fritt tilgjengelig på www.talbotlab.com.
Her fant vi at TRPV1+ nociceptor-nevroner, sekundært til virkningen av capsaicin, blokkerer NK-celleaktivering (GM-CSF-uttrykk). Mens capsaicin brukt i høy konsentrasjon kan svekke NK-cellefunksjoner14, utelukket vi denne muligheten eksperimentelt da NK-celleaktivitet ikke ble påvirket av capsaicin (1 μM) eksponering i fravær av peptiderge nevroner (TRPV1cre: :D TAfl / wt). Siden capsaicin fører til kalsiumtilstrømning og deres påfølgende frigjøring i neuropeptider, antyder disse dataene at NK-celleaktivering derfor sannsynligvis er sekundær til virkningen av oppløselige faktorer som frigjøres av nevroner. Derfor var en slik samkulturtilnærming nyttig for å studere hvordan frigjøring av neuropeptider kan modulere NK-cellefunksjonen. I tillegg til løselige faktorer, er det også sannsynlig at de lokale cellecelleinteraksjonene mellom de to celletypene modulerer deres funksjoner, noe som bør testes eksperimentelt (for eksempel å sammenligne virkningen av betinget medium med den av samkultur).
Samlet sett antyder et slikt samspill at i vevets mikromiljø er NK-cellefunksjonen sannsynligvis innstilt av nociceptor-nevronterminaler. Disse dataene understreker viktigheten av å vurdere inflammatoriske responser helhetlig ved samtidig å studere rollen som nevroner og medfødte immunceller (dvs. NK-celler). For eksempel spiller NK celle-neuron crosstalk sannsynligvis en viktig biologisk rolle i sammenhenger som spenner fra nerveskade, vevskade, bakteriell eller virusinfeksjon til maligniteter. Fremtidig arbeid, inkludert bruk av denne samkulturmetoden, er nødvendig for å vurdere virkningen av neuron-NK-celleinteraksjon i helse og sykdom.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingen interessekonflikter å opplyse om.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av The New Frontiers in Research Fund (NFRFE201901326), Canadian Institutes of Health Research (162211, 461274, 461275), Canadian Foundation for Innovation (37439), Canada Research Chair program (950-231859), Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (RGPIN-2019-06824), og Fonds de Recherche du Québec Nature et technologies (253380).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anti-mouse CD16/32 | Jackson Laboratory | Cat no: 017769 | |
| B-27 | Jackson Laboratory | Cat no: 009669 | |
| Bovine Serum Albumin (BSA) culture grade | World Precision Instruments | Cat no: 504167 | |
| BV421 anti-mouse NK-1.1 | Fisher Scientific | Cat no: 12430112 | |
| Cell strainer (50 μm) | Fisher Scientific | Cat no: A3160702 | |
| Collagenase IV | Fisher Scientific | Cat no: 15140148 | |
| Diphteria toxinfl/fl | Fisher Scientific | Cat no: SH3057402 | |
| Dispase II | Fisher Scientific | Cat no: 13-678-20B | |
| Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) | Fisher Scientific | Cat no: 07-200-95 | |
| EasySep Mouse NK Cell Isolation Kit | Sigma | Cat no: CLS2595 | |
| Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) | Sigma | Cat no: C0130 | |
| FACSAria III | Sigma | Cat no: 04942078001 | |
| Fetal bovine serum (FBS) | Sigma | Cat no: 806552 | |
| FITC anti-mouse NKp46 | Sigma | Cat no: L2020 | |
| Flat bottom 96-well plate | Sigma | Cat no: 03690 | |
| Glass Pasteur pipette | Sigma | Cat no: 470236-274 | |
| Glial cell line-derived neurotrophic factor (GDNF) | VWR | Cat no: 02-0131 | |
| Laminin | Cedarlane | Cat no: 03-50/31 | |
| L-Glutamine | Gibco | Cat no: A14867-01 | |
| Mouse recombinant IL-15 | Gibco | Cat no: 22400-089 | |
| Mouse recombinant IL-2 | Gibco | Cat no: 21103-049 | |
| Nerve Growth Factor (NGF) | Life Technologies | Cat no: 13257-019 | |
| Neurobasal media | PeproTech | Cat no: 450-51-10 | |
| PE anti-mouse GM-CSF | PeproTech | Cat no: 212-12 | |
| Penicillin and Streptomycin | PeproTech | Cat no: 210-15 | |
| Pestles | Stem Cell Technology | Cat no: 19855 | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) | Biolegend | Cat no: 108732 | Clone PK136 |
| RPMI 1640 media | Biolegend | Cat no: 137606 | Clone 29A1.4 |
| TRPV1Cre | Biolegend | Cat no: 505406 | Clone MP1-22E9 |
| Tweezers and dissection tools. | Biolegend | Cat no: 65-0865-14 | |
| U-Shaped-bottom 96-well plate | Biolegend | Cat no: 101319 | |
| Viability Dye eFlour-780 | Becton Dickinson |
References
- Berta, T., Qadri, Y., Tan, P. H., Ji, R. R. Targeting dorsal root ganglia and primary sensory neurons for the treatment of chronic pain. Expert Opinion on Therapeutic Targets. 21 (7), 695-703 (2017).
- Baral, P., et al. Nociceptor sensory neurons suppress neutrophil and gammadelta T cell responses in bacterial lung infections and lethal pneumonia. Nature Medicine. 24, 417-426 (2018).
- Binshtok, A. M., et al.
- Chesne, J., Cardoso, V., Veiga-Fernandes, H.
- Samad, T. A., et al. Interleukin-1beta-mediated induction of Cox-2 in the CNS contributes to inflammatory pain hypersensitivity. Nature. 410 (6827), 471-475 (2001).
- Godinho-Silva, C., et al. Light-entrained and brain-tuned circadian circuits regulate ILC3s and gut homeostasis. Nature. 574, 254-258 (2019).
- Talbot, J., et al. Feeding-dependent VIP neuron-ILC3 circuit regulates the intestinal barrier. Nature. 579, 575-580 (2020).
- Raulet, D. H., Gasser, S., Gowen, B. G., Deng, W., Jung, H. Regulation of ligands for the NKG2D activating receptor. Annual Review of Immunology. 31, 413-441 (2013).
- Vivier, E., et al. Innate or adaptive immunity? The example of natural killer cells. Science. 331, 44-49 (2011).
- Davies, A. J., et al. Natural Killer Cells Degenerate Intact Sensory Afferents following Nerve Injury. Cell. 176, 716-728 (2019).
- Perner, C., Sokol, C. L. Protocol for dissection and culture of murine dorsal root ganglia neurons to study neuropeptide release. STAR Protocols. 2, 100333 (2021).
- Goswami, S. C., et al. Molecular signatures of mouse TRPV1-lineage neurons revealed by RNA-Seq transcriptome analysis. Journal of Pain. 15, 1338-1359 (2014).
- Mishra, S. K., Tisel, S. M., Orestes, P., Bhangoo, S. K., Hoon, M. A. TRPV1-lineage neurons are required for thermal sensation. EMBO J. 30, 582-593 (2011).
- Kim, H. S., et al. Attenuation of natural killer cell functions by capsaicin through a direct and TRPV1-independent mechanism. Carcinogenesis. 35, 1652-1660 (2014).
