Summary
Intravitreale injecties werden uitgevoerd in het schapenoog met als doel virale gemedieerde gentherapie op het netvlies af te leveren.
Abstract
Er zijn verschillende methoden voor de afgifte van therapeutische middelen aan het netvlies, waaronder intravitreale (IVT), subretinale, suprachoroïdale, perioculaire of topische toediening. Ivt-medicijnafgifte omvat een injectie in de glasvochthumor van het oog, een gelatineuze substantie die de achterste kamer van het oog vult en de vorm van de oogbol behoudt. Hoewel de IVT-route minder specifiek gericht is dan subretinale toediening, is het veel minder invasief en wordt het veel gebruikt in klinische omgevingen voor een reeks oogziekten.
We hebben eerder de werkzaamheid aangetoond van intravitreale toediening van een adeno-geassocieerd virus (AAV) -gemedieerd gentherapieproduct (AAV9). CLN5) bij schapen met een natuurlijk voorkomende CLN5-vorm van neuronale ceroïde lipofuscinose (NCL). Getroffen schapen kregen IVT-gentherapie in één oog, waarbij het andere onbehandelde oog diende als een interne controle. De retinale structuur en functie werden tot 15 maanden na de behandeling in het behandelde oog gehandhaafd, terwijl het onbehandelde oog tijdens postmortaal onderzoek een progressief afnemende functie en ernstige atrofie vertoonde. Op basis van de schapenstudies werd het CLN5-gentherapieproduct in september 2021 door de Amerikaanse Food and Drug Administration goedgekeurd als kandidaat-experimenteel nieuw medicijn (IND). Dit artikel beschrijft het chirurgische protocol voor IVT-toediening van een therapeutische virale vector aan het schapenoog.
Introduction
Verschillende methoden kunnen worden gebruikt om therapeutische middelen aan het netvlies toe te dienen, waaronder intravitreale (IVT), subretinale, suprachoroïdale, perioculaire of topische toediening. Elke toedieningsweg omvat het overwinnen van barrières zoals de bloed-retinabarrière of de binnenste en buitenste beperkende membranen en heeft verschillende werkzaamheidssnelheden, afhankelijk van het geneesmiddel dat wordt toegediend en het specifieke retinale doel 1,2.
Ivt-medicijnafgifte omvat een injectie in de glasvochthumor van het oog, een gelatineuze substantie die de achterste kamer van het oog inneemt. De primaire functie van het glasvocht is om de vorm van de oogbol te behouden en oculaire weefsels, zoals de lens en het netvlies, op hun plaats te houden. De glasachtige humor bestaat grotendeels uit water, met kleine hoeveelheden collageen, hyaluronzuur en andere niet-koolzuurhoudende eiwitten3. IVT-injectie is een eenvoudige en veel voorkomende procedure die routinematig wordt gebruikt om een breed scala aan oculaire aandoeningen te behandelen, waaronder leeftijdsgebonden maculaire degeneratie, diabetisch macula-oedeem, diabetische retinopathie, retinale ader occlusie en verschillende erfelijke retinale dystrofieën 4,5.
Neuronale ceroïde lipofuscinoses (NCL; Battenziekte) zijn een groep dodelijke lysosomale stapelingsziekten die ernstige degeneratie van de hersenen en het netvlies veroorzaken. Er zijn momenteel 13 bekende varianten van NCL als gevolg van mutaties in verschillende genen (CLN1-8, CLN10-14) die voornamelijk kinderen treffen, maar verschillende leeftijden van aanvang en ernst van de ziekte hebben6. De NCL's delen gemeenschappelijke progressieve symptomen, waaronder cognitieve en motorische achteruitgang, epileptische aanvallen en verlies van gezichtsvermogen. Er is geen remedie voor NCL; hersengestuurde enzymvervangingstherapie is momenteel echter in klinische onderzoeken voor CLN2-ziekte 7,8, en AAV-gemedieerde gentherapie is veelbelovend gebleken in preklinische studies, met een klinische proef voor CLN5-gentherapie die naar verwachting in 2022 zal beginnen 9,10.
Veel andere soorten ontwikkelen natuurlijk voorkomende vormen van NCL, waaronder katten, honden, schapen en koeien. Twee schapenmodellen van NCL worden momenteel actief bestudeerd in Nieuw-Zeeland: een CLN5-ziektemodel bij Borderdale-schapen en een CLN6-ziektemodel bij schapen in South Hampshire. Aangetaste schapen vertonen veel van de klinische en pathologische kenmerken van de menselijke ziekte, waaronder retinale atrofie en verlies van gezichtsvermogen 10,11. Hoewel hersengerichte CLN5-gentherapie bij schapen met CLN5-ziekte hersenatrofie en klinische achteruitgang kan voorkomen of stoppen, verliezen de behandelde schapen nog steeds hun gezichtsvermogen9. Dit benadrukte de noodzaak om het netvlies te behandelen om het gezichtsvermogen te behouden en een betere kwaliteit van leven te behouden, wat leidde tot de vaststelling van een protocol voor oculaire gentherapie bij schapen.
Het schapenoog vertegenwoordigt een goed model van het menselijk oog vanwege de gelijkenis in oogbolafmetingen, glasachtig volume en retinale structuur 10,12,13. Dit artikel beschrijft het chirurgische protocol voor ivt-toediening van een klein volume (≤ 100 μL) therapeutische virale vector aan het schapenoog.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle experimentele protocollen zijn goedgekeurd door de Lincoln University Animal Ethics committee en zijn in overeenstemming met de Amerikaanse National Institutes of Health-richtlijnen voor de verzorging en het gebruik van dieren in onderzoek en de New Zealand Animal Welfare Act (1999). Borderdale schapen werden gediagnosticeerd bij de geboorte14 en onderhouden op Lincoln University onderzoeksboerderijen. Drie 3 maanden oude homozygote (CLN5-/-) ooien kregen een enkele IVT-injectie in het linkeroog, waarbij het onbehandelde rechteroog als interne controle fungeerde. Elektroretinografie- en pathologiegegevens werden vergeleken met historische gezonde en beïnvloede controlegegevens. De virale vector die in deze studie werd gebruikt, was een zelfcomplementair adeno-geassocieerd virus serotype 9, met de chicken beta action (CBh) promotor en codon-geoptimaliseerde schapen CLN5 (scAAV9/CBh-oCLN5opt). De virale vector werd geleverd door de University of North Carolina Vector Core, NC, VS.
1. Voorchirurgie
- Autoclaaf de chirurgische kit (figuur 1).
- Vast de schapen gedurende 24 uur voor de operatie.
- Noteer live gewichten voorafgaand aan de operatie.
Figuur 1: Intravitreale chirurgie kit. Instrumenten die nodig zijn voor IVT-chirurgie omvatten (1) een speculum om de oogleden open te houden en (2) een paar gebogen neustangen om het bulbaire bindvlies vast te pakken en het oog te draaien. (3) Een hemostaat met rechte neus is ook opgenomen als alternatief instrument om het bulbaire bindvlies vast te pakken en het oog op zijn plaats te houden als het terug in de oogbaan is gerold. Deze kit wordt voorafgaand aan de operatie geautoclaveerd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
2. Chirurgische ingreep
- Houd het dier in bedwang en scheer met behulp van elektronische tondeuses de wol van één kant van de nek over de halsader.
- Sluit de halsader af door druk uit te oefenen aan de basis van de halsgroef en visualiseer de verhoogde ader.
- Neem de juiste hoeveelheid diazepam (0,3 mg/kg) en ketamine (7,5 mg/kg) op in een steriele spuit en bevestig een steriele naald van 20 G. Steek de naald in de halsader en trek voorzichtig terug op de zuiger om ervoor te zorgen dat het bloed de naaf binnendringt en de naald zich in de ader bevindt. Eenmaal bevestigd, induceren door intraveneuze (jugulaire) toediening.
- Plaats het dier onmiddellijk na inductie in dorsale lighouding, strek de nek uit en houd de tong omhoog en naar voren, met behulp van een laryngoscoop om het strottenhoofd te visualiseren. Voer endotracheale intubatie uit door voorzichtig een endotracheale buis (maat 6,0-9,0 afhankelijk van de grootte van de schapen) tussen de stembanden in te brengen wanneer het dier uitademt. Blaas de endotracheale manchet onmiddellijk op en bevestig de buis met een stropdas rond de onderkaak. Bevestig de luchtstroom door de buis.
- Breng het schaap over naar de operatietafel en plaats het in laterale lighouding.
- Sluit de endotracheale buis onmiddellijk aan op de slangen van de anesthesiemachine voor levering van isofluraan in 100% zuurstof. Begin in eerste instantie met 3% -4% isofluraan en verlaag vervolgens tot 2% -3% voor onderhoud. Observeer de spontane ventilatie van de schapen.
- Controleer de hartslag (pols), ademhalingsfrequentie, zuurstofverzadiging, CO2-niveaus aan het einde van de getijden en de rectale lichaamstemperatuur gedurende de hele procedure. Zie tabel 1 voor fysiologische waarden voor deze parameters bij verdoofde schapen (variabel, maar gebruik als leidraad).
- Plaats een groot, steriel, vierkant gordijn op een chirurgische operatiewagen, gevolgd door de steriele instrumenten.
- Plaats een steriel, fenestrated chirurgisch gordijn over het oog dat moet worden geïnjecteerd.
- Desinfecteer het oog aseptisch met een steriele spuit van 20 ml om het oog te irrigeren met 1-5% povidon-jodiumoplossing.
- Breng 1-2 druppels Alcaine 0,5% W / V oftalmische oplossing, als een lokaal verdovingsmiddel, aan op het oog.
- Plaats een Nopa Barraquer-Colibri oogspeculum (10 mm) op de oogleden om het oog open te houden.
- Pak het bulbaire bindvlies op het dorsolaterale aspect van het oog met een tang en draai de oogbol ventromediaal.
| Bewust | Verdoofd | Aanbevolen kritisch interventiepunt | |
| Hartslag (slagen/min) | 50-80 (rust) tot 280 (actief) | 50-80 | < 50, >100 |
| Ademhalingsfrequentie (ademhaling/min) | 15-40 (rust) tot 350 (oververhit) | 10-30 | <8, >40 |
| Zuurstofverzadiging (mm Hg) | 95-100 | 98-100 | <90 |
| Eindgetijden-CO2 (mm Hg) | 35-45 | 35-45 | >55 |
| Lichaamstemperatuur (°C) | 38.5-39.5 | 38.5-39.5 | < 36, >40 |
Tabel 1: Fysiologische waarden van parameters die moeten worden gecontroleerd bij verdoofde schapen.
3. Virale voorbereiding
- Bewaar AAV vector aliquots bij −80 °C tot gebruik.
- Ontdooi op de dag van de operatie het vereiste aantal injectieflacons voor IVT-toediening op ijs.
- Onmiddellijk voorafgaand aan toediening vortex de virale vector aliquot en centrifuge op 400 × g gedurende 10 s om de inhoud te verzamelen.
- Verdun elke virale vector aliquot in steriel gefilterde 1x fosfaat gebufferde zoutoplossing (PBS) tot de gewenste dosis in een eindvolume van 100 μL. Bereid vectorverdunningen in een steriele 1,5 ml eiwitarme microcentrifugebuis met behulp van steriele filterpipetpunten. Gooi alle verbruiksartikelen die in contact zijn geweest met de virale vector weg in desinfecterende oplossing (zie de materiaaltabel).
OPMERKING: In de oorspronkelijke publicatie15 de dosis van het therapeutische middel (AAV9. CLN5) was 1,9 x 1010 virale genomen. De aanbevolen dosering zal variëren afhankelijk van het therapeutische middel dat wordt toegediend; daarom is er geen dosering opgenomen in het hier gepresenteerde standaardprotocol. - Zuig de volledige 100 μL van het AAV-vectorpreparaat in een steriele, dode ruimtespuit met een lage dode ruimte met een permanent bevestigde naald van 28 G x 1/2 voor onmiddellijke injectie. Zorg ervoor dat de tijdsduur van voorbereiding tot injectie minder dan 2 minuten is.
4. Virale toediening
- Steek de naald ongeveer 7 mm achteraan in de sclera op het laterale aspect van het oog en schuin naar achteren om de lens te vermijden (figuur 2 en figuur 3). Dien de enkele injectie van 100 μL toe als een bolus zo dicht mogelijk bij het netvlies zonder het netvliesoppervlak te verstoren.
- Spoel het oog met ongeveer 10-15 ml povidon-jodiumoplossing gevolgd door 10 ml zoutoplossing voordat het speculum en de drape worden verwijderd.
- Draai het schaap om en herhaal dit indien nodig met het andere oog.
Figuur 2: Ventromediale rotatie van de oogbol. (A) Grijp het bulbaire bindvlies met een niet-gekalmeerde tang en (B) draai ventromediaal (d.w.z. naar beneden en naar de snuit) om het dorsolaterale oppervlak van het oog voor injectie bloot te leggen. Afkortingen: V = ventraal, D = dorsaal, M = mediaal, L = lateraal. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Locatie en diepte van de injectie. De naald wordt geïnjecteerd op het dorsolaterale aspect van de oogbol en de volledige lengte van de naaldschacht (0,5 in/12,7 mm) wordt in het oog ingebracht. Let op de hoek van de naald naar de achterkant van het oog om de lens te vermijden en injecteer zo dicht mogelijk bij het netvlies. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
5. Postoperatief beheer
- Na voltooiing van de procedure stopt u de anesthesie van isofluraangasinhalatie, spoelt u de lijn met 100% zuurstof, koppelt u de slang los van de endotracheale buis en brengt u de schapen over naar de verkoeverkamer.
- Plaats de schapen in sternale lighouding, met poten eronder weggestopt, en controleer tot volledig herstel. Zorg ervoor dat de mond van het dier vrij is van obstakels.
- Wanneer de slikreflex wordt waargenomen, laat u de manchet van de endotracheale buis gedeeltelijk leeglopen en verwijdert u voorzichtig de buis uit de mond.
- Dien een intramusculaire niet-steroïde ontstekingsremmer toe in de biceps femoris-spier van de achterpoot, subcutane antibiotica aan de zijkant van de nek of achter de schouder en 0,5% chlooramfenicol oogdruppels aan het oppervlak van de oogbol.
- Zorg voor water en voedsel (luzernekorrels en kaf) zodra de schapen zonder hulp kunnen staan.
- Dien 0,5% chlooramfenicol oogdruppels 2-3 per dag toe gedurende 7 dagen na de operatie.
- Houd de schapen een nacht binnen voordat ze ongeveer 24 uur na de operatie terugkeren naar de buitenpaddock.
- Record rectale temperaturen dagelijks gedurende 3 weken. Controleer op eventuele veranderingen in pols- of ademhalingsfrequentie, voedselconsumptie, neurogedrag, lichaamstemperatuur, gewicht, houding, ooggezondheid en klinische symptomen van slechte gezondheid. Zoek een passende diergeneeskundige behandeling als er aanwijzingen zijn voor bijwerkingen.
6. Beoordeling van de werkzaamheid in vivo
- Als het doel van de IVT-injectie is om het gezichtsvermogen te behouden, controleer dan de werkzaamheid in vivo met methoden zoals doolhoftesten of elektroretinografie (ERG) om de retinale celfunctie te beoordelen of optische coherentietomografie (OCT) om de retinale structuur te beoordelen.
OPMERKING: Deze werkzaamheidsmaatregelen zijn goed beschreven na IVT-gentherapie 11,15,16.
7. Postmortale weefselanalyse
- Voer schapeneuthanasie uit met een goedgekeurde methode op een geschikt eindpunt na intravitreale injectiechirurgie.
OPMERKING: Voorgestelde euthanasiemethoden, zoals intraveneuze veterinaire euthanasiegeneesmiddelen of een penetrerende gevangen bout naar de cervicale wervelkolom gevolgd door snelle exsanguinatie, worden elders beschreven15,16. - Oogst schapenoogbollen met een chirurgische scherpe / stompe gebogen schaar. Snijd de laterale en mediale canthus om de oogkasopening te vergroten en snijd vervolgens systematisch door de conjunctivale plooien, bindweefsel, spieren en oogzenuw om de oogbol uit de oogkas te bevrijden.
- Immersion-fix intacte, enucleated oogbollen in 10% formaline gedurende 2 uur, gevolgd door postfixatie in Bouin's oplossing gedurende 4 uur, waarbij een kleine (0,5 cm) snede in de sclera wordt gemaakt om voldoende perfusie mogelijk te maken. U kunt ook de oogbollen gedurende 48 uur onderdompelen in Davidsons oplossing bevestigen.
- Verwerk secties van oogweefsel via routinematige paraffinewas inbedding en sectie op 3-5 μm.
OPMERKING: Kleuringsprocedures voor hematoxyline en eosine (H &E) kleuring en immunohistochemische analyse zijn eerder beschreven 15,16. - Beoordeel de werkzaamheid in postmortaal weefsel door metingen zoals totale retinale dikte, retinale laagdikte, tellingen van buitenste nucleaire laag cellulaire rijen en immunohistochemische kleuring voor retinale celtypen, retinale glia of eiwitten van belang.
OPMERKING: Voor protocollen voor deze analyses, zie eerdere publicaties 15,16.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
De werkzaamheid van IVT-toediening van een CLN5-gentherapievector bij het dempen van retinale disfunctie en degeneratie bij schapen met CLN5 NCL is eerder aangetoond door deze onderzoeksgroep15. Getroffen schapen kregen een enkele 100 μL IVT-injectie van CLN5 verpakt in een AAV serotype 9 (AAV9) vector (AAV9). CLN5) in één oog, waarbij het contralaterale oog dient als een onbehandelde interne controle. Het gezichtsvermogen werd maandelijks beoordeeld vanaf de leeftijd bij injectie (3 maanden) tot de ziekte in het eindstadium (18 maanden). Postmortale analyse van retinale histologie werd uitgevoerd op behandelde en onbehandelde ogen, evenals op leeftijd afgestemde gezonde en CLN5-aangetaste controles.
Elektroretinografie (ERG) analyse toonde een behouden retinale functie in het behandelde oog, terwijl het onbehandelde oog op dezelfde manier afnam als CLN5-aangetaste dieren (figuur 4)15. Retinale histologie was bijna genormaliseerd in het behandelde oog, met een totale retinale dikte vergelijkbaar met gezonde controledieren in het centrale netvlies. Daarentegen was de dikte van het onbehandelde netvlies vergelijkbaar met cln5-aangetaste dieren (figuur 5)15. Lysosomale opslag, een kenmerkend pathologisch kenmerk van NCL, werd niet waargenomen in het behandelde oog, maar was aanwezig in het onbehandelde oog15. Deze resultaten tonen aan dat de gentherapievector die via IVT-injectie werd afgeleverd, in staat was om de pathogenese van de ziekte in het cln5-aangetaste schapenoog te stoppen. De expressie van glial fibrillary acidic protein (GFAP), een marker van retinale stress en astroglia, was lager in behandelde ogen dan in onbehandelde ogen, wat aangeeft dat ziekte-geassocieerde ontsteking werd verzwakt na de behandeling (figuur 6) 15.
Figuur 4: Donker-aangepaste ERG-responsen van CLN5-/- schapen na intravitreale toediening van AAV9. CLN5. (A) Gemiddelde (± SEM) ERG-amplitudes in de loop van de tijd in de behandelde (donkergroene, n = 3) en onbehandelde (lichtgroene, n = 3) ogen van CLN5-/- schapen, evenals gezonde controle (blauw, n = 6) en CLN5-aangetaste (rood, n = 6) schapen. (B) Representatieve ERG-sporen van de behandelde en onbehandelde ogen en gezonde controles en aangetaste schapen van 5 (zwarte lijn) en 17 (grijze lijn) maanden oud. * geeft P < 0,05 aan. Deze gereproduceerde figuur is van Murray et al.15 met toestemming van Elsevier. Afkortingen: ERG = elektroretinografie; AAV = adeno-geassocieerd virus. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: Retinale dikte van CLN5-/- schapen na intravitreale toediening van AAV9. CLN5. Representatieve fotomicrografieën van H&E histologische kleuring in de behandelde en onbehandelde ogen van CLN5-/- schapen in vergelijking met leeftijdsgebonden controles. Op twee locaties zijn afbeeldingen en diktemetingen gedaan; centraal netvlies (A-E) en perifeer netvlies (F-J). (E) Gemiddelde (± SEM) retinale dikte (μm) in het centrale netvlies van de behandelde (donkergroene, n = 3) en onbehandelde (lichtgroene, n = 3) ogen in vergelijking met gezonde controle (blauw, n = 4) en CLN5-aangetast (rood, n = 4) netvlies. (J) Gemiddelde (± SEM) retinale dikte (μm) in het perifere netvlies van de behandelde en onbehandelde ogen van CLN5-/- schapen in vergelijking met gezonde controle en CLN5 aangetast netvlies. * geeft P < 0,05 aan, **** geeft P < 0,0001 aan. Schaalstaven = 50 μm. Deze figuur is overgenomen uit Murray et al.15 met toestemming van Elsevier. Afkortingen: NFL = zenuwvezellaag; GCL = ganglion cellaag; IPL = binnenste plexiforme laag; INL = binnenste nucleaire laag; OPL = buitenste plexiforme laag; ONL = buitenste kernlaag; IS/OS = binnenste en buitenste segmenten van fotoreceptoren; RPE = retinaal pigmentepitheel. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 6: GFAP-immunoreactiviteit in het netvlies van CLN5-/- schapen na intravitreale toediening van AAV9. CLN5. Representatieve confocale beelden van GFAP-immunoreactiviteit in de behandelde en onbehandelde ogen van CLN5-/- schapen in vergelijking met controles. (A-D) GFAP immunoreactiviteit, (E-H) DAPI nucleaire marker, (I-L) Samengevoegde beelden van de twee kanalen. Schaalbalk = 20 μm. Deze figuur is overgenomen uit Murray et al.15 met toestemming van Elsevier. Afkortingen: NFL = zenuwvezellaag; GCL = ganglion cellaag; INL = binnenste nucleaire laag; ONL = buitenste kernlaag; IS/OS = binnenste en buitenste segmenten van fotoreceptoren; GFAP = glial fibrillary acidic protein; DAPI = 4',6-diamidino-2-fenylindool. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Intravitreale injecties zijn een van de meest voorkomende chirurgische procedures in de menselijke oogheelkunde en zijn effectief gebleken bij het leveren van AAV-gemedieerde gentherapieën aan het netvlies van schapen. We hadden eerder de werkzaamheid van AAV9 aangetoond. CLN5-gentherapie intravitreaal toegediend bij het verzwakken van retinale disfunctie en degeneratie bij schapen met CLN5 NCL15. Gehoopt wordt dat de vertaling van deze toedieningsweg naar menselijke NCL-patiënten ook nuttig zal blijken te zijn.
Het protocol voor ivt-injecties met een klein volume in een schapenoog is relatief eenvoudig en niet-invasief, gemakkelijk reproduceerbaar en gemakkelijk te leren voor een niet-expert. Het succes hangt af van de doelcellen in het netvlies, de therapie die wordt toegediend en de locatie en richting van de injectie zelf. Hoewel vaak wordt gedacht dat IVT-injecties het meest effectief zijn bij het richten op de binnenste retinale lagen, hebben veel onderzoekers de werkzaamheid van IVT-injecties aangetoond bij ziekten waarbij het buitenste netvlies de primaire locatie is van ziektepathogenese 15,17,18,19. De verschillen in functionele en pathologische uitkomsten na IVT-injecties hebben waarschijnlijk ook betrekking op het type therapie dat wordt gegeven. Gentherapie om genen te leveren die coderen voor oplosbare eiwitten (bijv. CLN5) is bijvoorbeeld veel effectiever gebleken dan gentherapieën om genen te leveren die coderen voor intracellulaire of membraangebonden eiwitten (bijv. CLN6)15. Ongeacht het doel en het type therapie, is het van cruciaal belang om de injectieplaats en hoek correct te krijgen om de werkzaamheid te maximaliseren. Zoals beschreven in het protocol, moet de injectieplaats voor schapen ongeveer 7 mm na de sclera op het laterale aspect van het oog liggen en naar achteren gericht zijn om het achterste glasvocht te richten. Het hengelen van de naald is zowel om de lens te vermijden als om het geïnjecteerde medicijn zo dicht mogelijk bij het netvlies te richten. Het gebruik van een veiligheidsspuit met een permanent bevestigde naald van 28 G (of kleiner) x 0,5 in een naald met een lage dode ruimte is cruciaal om injectiegerelateerd ongemak en het dode volume in de naald of naaf te minimaliseren. Deze lengtenaald kan volledig in het schapenoog worden ingebracht in een achterhoek zonder een chirurgische microscoop en/of het risico op het doorboren van het netvlies. Onderzoekers die toegang hebben tot een chirurgische microscoop kunnen dit gebruiken om een extra niveau van zekerheid te bieden rond het voorkomen van retinale verstoring. Anders is het gebruik van veiligheidsspuiten en het zich bewust zijn van de afmetingen van de oogbol van het schaap op de leeftijd die wordt behandeld voldoende om deze procedure veilig uit te voeren15.
Bij het grijpen van het oog om het mediaal te draaien en de injectieplaats bloot te leggen, is het essentieel om niet-gestootheerde atraumatische instrumenten te gebruiken om te voorkomen dat het delicate weefsel van het oog wordt beschadigd. Als het oog centraal is geplaatst, is het relatief eenvoudig om het bulbaire bindvlies aan de rand van de sclera en de iris vast te pakken en met één hand te draaien, terwijl u met de andere hand injecteert. Als het oog echter uit het midden is gedraaid, wat kan optreden onder algemene anesthesie, is het vaak nodig om een hemostat te gebruiken om zich vast te klemmen op het bulbaire bindvlies en het oog in positie te draaien, waardoor de hemostaat op zijn plaats blijft om door te gaan met de procedure.
Schapenogen zijn robuust en herstelden goed na ivt-behandeling met AAV9 met schapen CLN5, waarbij slechts één schaap 1 week na injectie uveïtis in het behandelde oog ontwikkelde15. In dit geval verdween de uveïtis binnen 1 week en had geen langetermijnimpact op het gezichtsvermogen. Afgezien van dit ene geval, werden geen negatieve effecten van IVT-injecties gemeld in de eerste gepubliceerde studie15, of in de >30 extra dieren in het onderzoeksprogramma geïnjecteerd op de leeftijd van 3 maanden, 6 maanden of 9 maanden volgens het hier beschreven protocol. Er zijn echter aanvullende kwantitatieve maatregelen voor injectieveiligheid die onderzoekers kunnen overwegen toe te voegen aan hun postoperatieve beoordelingen. Deze omvatten metingen van intraoculaire druk (IOP), fundusbeeldvorming of OCT. Afbeeldingen van de fundus voor en na de injectie kunnen aangeven of er sprake is geweest van een verstoring van het netvlies als gevolg van de injectie en kunnen op de lange termijn een overzicht geven van de gezondheid van het netvlies in het algemeen.
In het geval dat een fluorescerende marker wordt geïnjecteerd, kan fluorescentiebeeldvorming van de fundus helpen bij het visualiseren van de verspreiding van de geïnjecteerde marker16,20. OCT kan worden gebruikt om het netvlies in doorsnede in vivo te visualiseren om mogelijke structurele schade na injectie te identificeren en de dikte van het netvlies in de loop van de tijd te meten als reactie op de behandeling. De visuele functie na injectie kan ook worden beoordeeld door ERG- of doolhoftests15,16. In het geval van ivt-virale gemedieerde gentherapie moet rekening worden gehouden met de impact van de immuunrespons en de aanwezigheid van neutraliserende antilichamen tegen AAV-vectoren. Hoewel het geen deel uitmaakt van het protocol dat hier voor schapen wordt beschreven, wordt gesuggereerd dat proefpersonen worden getest op de aanwezigheid van anti-AAV-neutraliserende antilichamen voorafgaand aan gentherapie, ongeacht de toedieningsweg, om de transductie-efficiëntie te verhogen16,21. Lezers worden verwezen naar een meer uitgebreide discussie over de kwestie van immuunresponsen op AAV door Whitehead et al.22.
Een veel voorkomende complicatie tijdens IVT-procedures is subconjunctivale bloeding (SCH)23, die kan optreden als de haarvaten in het bulbaire bindvlies worden doorboord tijdens het inbrengen van de naald. Gelukkig is SCH over het algemeen onschadelijk en verdwijnt het binnen een paar dagen; het is echter het beste om conjunctivale haarvaten te vermijden bij het inbrengen van de naald. Na IVT-injectie is het belangrijk om de geïnjecteerde ogen te behandelen met antibiotische oogdruppels (bijv. Chlooramfenicol) en de ogen te controleren op tekenen van infectie of ontsteking (uveïtis). Een andere veel voorkomende gebeurtenis tijdens IVT-procedures is een toename van IOP. Deze verhogingen zijn meestal voorbijgaande pieken in druk in de minuten na injectie en veroorzaken geen langdurige schade24,25. Er zijn echter gevallen waarin IOP moet worden overwogen en gecontroleerd. Wanneer reeds bestaande oculaire aandoeningen zoals glaucoom aanwezig zijn, of wanneer hogere volumes (≥100 μL) worden geïnjecteerd, moet IOP nauwlettend worden gecontroleerd en moet profylactische anterieure kamerparacentese worden overwogen om de druk in de oogbol te verminderen 4,16. Bovendien kunnen herhaalde pieken in de IOP in het geval van herhaalde IVT-injecties een probleem zijn en moeten ze worden afgezwakt zoals hierboven4. Hier demonstreren we IVT ten behoeve van een enkele AAV-gemedieerde gentherapie; daarom zijn de langetermijngevolgen van herhaalde injecties geen belangrijke overweging.
Beperkingen van IVT-injecties omvatten de noodzaak om anatomische barrières te penetreren en de lagere doelspecificiteit in vergelijking met meer invasieve methoden. Eerst wordt de geïnjecteerde stof verdund in het glasvocht en heeft vervolgens een afstand om door de glasvochtholte en het netvliesweefsel naar de doelcellen te diffunderen. Dit betekent dat het binnenste netvlies gemakkelijker wordt getransduceerd dan het buitenste netvlies na IVT-injectie, en hogere doses kunnen nodig zijn om verdunning tegen te gaan26. Het hier beschreven protocol benadrukt het belang van injecteren zo dicht mogelijk bij het netvlies om de effecten van verdunning en diffusie door het glasachtig lichaam te verminderen. Daarom wordt de volledige lengte van de naaldschacht van 0,5 inch/12,7 mm in het oog ingebracht. Het bijkomende voordeel van het inbrengen van de volledige naaldlengte is de verminderde kans op vochtreflux tijdens injectie 4,27.
Hoewel dit huidige protocol het weglaat, wordt aanbevolen om het verwijderen van de naald enkele minuten na injectie uit te stellen om de kans op vloeibare reflux verder te verminderen. Bovendien moet de injectie langzaam worden uitgevoerd om ervoor te zorgen dat de straal geïnjecteerde vloeistof het netvlies niet verstoort of een snelle piek in de IOP veroorzaakt, en een verhoogde injectiesnelheid heeft geen invloed op de diffusiesnelheden door het glasvocht28,29. Het binnenste beperkende membraan (ILM) is de primaire barrière tussen het glasvocht en het netvlies, dat functioneert om de beweging van moleculen in het netvlies te beperken30. De permeabiliteit van de ILM kan echter worden verhoogd door spijsvertering of chirurgische peeling en is waarschijnlijk verhoogd in het zieke oog, waardoor de penetratie van therapeutische moleculen gemakkelijker wordt.
Wat de doelspecificiteit betreft, heeft ivt-toediening het minst in vergelijking met andere intraoculaire routes zoals subretinaal en suprachoroïdaal, zoals hierboven en elders besproken10. Nieuwe generaties AAV's worden echter routinematig ontwikkeld om modificaties te bevatten, die de targeting op bepaalde celtypen verbeteren of efficiënter barrières zoals de ILM31 overwinnen. Het gebruik van dergelijke gemodificeerde capsiden heeft de transductie-efficiëntie na ivt-toediening verhoogd in een aantal modelsoorten 5,32,33.
Het doel van de gentherapie beschreven door Murray et al.15 was om een functionele kopie van het CLN5-gen te leveren; daarom is een maat voor werkzaamheid de aanwezigheid van getransduceerde cellen die CLN5-eiwit tot expressie brengen. We hebben geprobeerd immunohistochemie te gebruiken om CLN5-getransduceerde cellen in het netvlies te detecteren, zoals we routinematig doen in schapenhersenweefsel; het antilichaam dat we meestal gebruiken in vrij zwevend hersenweefsel werkt echter niet in paraffine-ingebed netvliesweefsel. Het oplossen van problemen en het onderzoeken van alternatieve manieren om het gen of eiwit van belang in het netvlies te detecteren, zijn aan de gang om bij te dragen aan de beoordeling van de werkzaamheid. Een mogelijke manier om dit te bereiken is door een virale vector te injecteren die een reporter-gen bevat (zoals groen fluorescerend eiwit; GFP) en het beoordelen van GFP-expressie via immunohistochemie. Een andere manier om de werkzaamheid te beoordelen is het gebruik van kwantitatieve PCR om niveaus van transgene expressie te beoordelen.
Het ontwikkelen van protocollen voor IVT-injecties bij grote dieren is een cruciale stap in de richting van de behandeling van degeneratieve ziekten van het netvlies, met name ziekten met een genetische component, omdat IVT-gentherapie een veelbelovend potentieel therapeutisch middel is. Voor degeneratieve ziekten waarbij het netvlies al kwetsbaar is, vormt ivt-behandeling minder risico op netvliesloslating of scheuren. Gezien de overeenkomsten in grootte en structuur van de schapen en menselijke ogen, is het optimaliseren van de dosis en het volume van IVT-injecties bij schapen een relevante stap in de richting van vertaling naar de kliniek. Dit artikel beschrijft het protocol voor IVT-injectie in het schapenoog, dat veilig is en een zeer lage snelheid van oculaire ontstekingsreacties vertoont. Deze methode toont ook de werkzaamheid aan van AAV9-gemedieerde oculaire gentherapie om de retinale component van NCL bij schapen aan te pakken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen belangenconflicten te onthullen.
Acknowledgments
De auteurs willen Dr. Steve Heap (BVSc, CertVOphthal) bedanken voor zijn hulp bij het opstellen van dit protocol en het uitvoeren van de injecties beschreven door Murray et al.15. De auteurs erkennen ook financiering van CureKids New Zealand, de Canterbury Medical Research Foundation, Neurogene Inc en de Batten Disease Support and Research Association.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 mL low dead-space safety syringe with permanently attached 0.5 inch needle | Fisher Scientific, Auckland, New Zealand | 05-561-28 | Covidien Monoject Tuberculin Safety syringe or similar |
| 1.5 mL microcentrifuge tube | Sigma Aldrich | HS4323 | Autoclave tubes to sterilise prior to use |
| Anesthesia machine with gas bench and monitor | Hyvet Anesthesia, Christchurch, New Zealand | ||
| Antibiotic eye drops | Teva Pharma Ltd, Auckland, New Zealand | Commercial name: Chlorafast (0.5% chloramphenicol) | |
| BrightMount plus anti-fade mounting medium | Abcam, Cambridge, United Kingdom | ab103748 | |
| DAPI (4′ ,6-diamidino-2-phenylindole dihydrochloride) | Sigma Aldrich, St. Louis, Missouri, United States | 10236276001 | |
| Diazepam sedative | Ilium, Troy Laboratories Pty Ltd, Tauranga, New Zealand | 5 mg/mL | |
| Endotracheal tubes | Flexicare Medical Ltd, Mountain Ash, United Kingdom | Standard, cuffed. Sizes 7, 7.5, or 8 depending on sheep size | |
| Eye speculum | Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand | KP151/14 | Nopa Barraquer-Colibri (10 mm) |
| Fenestrated surgical drape | Amtech Medical Ltd, Whanganui, New Zealand | DI583 | Or similar |
| Filter Tips | Interlab, Auckland, New Zealand | 10, 200, and 1,000 µL | |
| Formaldehyde solution (37%) | Fisher Scientific, Auckland, New Zealand | AJA809-2.5PL | Make up to 10% in distilled water with 0.9% NaCl |
| Goat anti-rabbit Alexa Fluor 594 | Invitrogen Carlsbad, CA, USA | A-11012 | Use at a dilution of 1:500 |
| Isoflurane anesthetic | Attane, Bayer Animal Health, Auckland, New Zealand | ||
| Ketamine HCl anesthetic/analgesic | PhoenixPharm Distributors Ltd, Auckland, New Zealand | 100 mg/mL | |
| Laryngoscope (veterinary) | KaWe Medical, Denmark | Miller C blade, size 2 | |
| Needles | Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand | 302025 | BD Hypodermic Needles, or similar |
| Non-steroidal anti-inflammatory | Boehringer Ingelheim (NZ) Ltd, Auckland, New Zealand | 49402/008 | Commercial name: Metacam 20 (20 mg/mL meloxicam) |
| Non-toothed forceps | Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand | AB864/16 | Or similar |
| Non-toothed hemostat | Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand | AA150/12 | Or similar |
| Normal goat serum | Thermo Fisher Scientific, Christchurch, New Zealand | 16210072 | |
| Oxygen (medical) | BOC Gas, Christchurch, New Zealand | D2 cylinder, gas code 180 | |
| Phosphate buffered saline | Thermo Fisher Scientific, Christchurch, New Zealand | 10010023 | Sterile, filtered |
| Povidone-Iodine solution | Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand | 005835 | Commercial name: Betadine (10% povidone-iodine) |
| Rabbit anti-cow glial fibrillary acidic protein (GFAP) | Dako, Glostrup, Denmark | Z0334 | Use at a dilution of 1:2,500 |
| Self-complementary adeno-associated virus serotype 9, containing the chicken beta action (CBh) promoter and codon-optimized ovine CLN5 | University of North Carolina Vector Core, NC, USA. | scAAV9/CBh-oCLN5opt | |
| Sodium Chloride 0.9% IV Solution | Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand | AHB1322 | Commercial name: Saline solution |
| Subcutaneous antibiotics | Intervet Schering Plough Animal Health Ltd, Wellington, New Zealand | Commercial name: Duplocillin LA (150,000 IU/mL procaine penicillin and 115,000 IU/mL benzathine penicillin) | |
| Surgical sharp blunt curved scissors | Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand | SSSHBLC130 | |
| Terumo Syringe Luer Lock | Amtech Medical Ltd, Whanganui, New Zealand | SH159/SH160 | Sterile syringes; 10 mL for drawing up induction drugs, 20 mL for drawing up saline |
| Virkon Disinfectant Powder | EBOS Group Ltd, Christchurch, NZ | 28461115 |
References
- Himawan, E., et al. Drug delivery to retinal photoreceptors. Drug Discovery Today. 24 (8), 1637-1643 (2019).
- Murray, S. J., Mitchell, N. L. Ocular therapies for neuronal ceroid lipofuscinoses: More than meets the eye. Neural Regeneration Research. 17 (8), 1755-1756 (2022).
- Bishop, P. N. Structural macromolecules and supramolecular organisation of the vitreous gel. Progress in Retinal and Eye Research. 19 (3), 323-344 (2000).
- Grzybowski, A., et al. update on intravitreal injections: Euretina expert consensus recommendations. Ophthalmologica. 239 (4), 181-193 (2018).
- Pavlou, M., et al. Novel AAV capsids for intravitreal gene therapy of photoreceptor disorders. EMBO Molecular Medicine. 13 (4), 13392 (2021).
- Kousi, M., Lehesjoki, A. -E., Mole, S. E. Update of the mutation spectrum and clinical correlations of over 360 mutations in eight genes that underlie the neuronal ceroid lipofuscinoses. Human Mutation. 33 (1), 42-63 (2012).
- Wibbeler, E., et al. Cerliponase alfa for the treatment of atypical phenotypes of CLN2 disease: A retrospective case series. Journal of Child Neurology. 36 (6), 468-474 (2021).
- Schulz, A., et al. Study of intraventricular cerliponase alfa for CLN2 disease. The New England Journal of Medicine. 378 (20), 1898-1907 (2018).
- Mitchell, N. L., et al. Longitudinal in vivo monitoring of the CNS demonstrates the efficacy of gene therapy in a sheep model of CLN5 Batten disease. Molecular Therapy. 26 (10), 2366-2378 (2018).
- Murray, S. J., Mitchell, N. L. Natural history of retinal degeneration in ovine models of CLN5 and CLN6 neuronal ceroid lipofuscinoses. Scientific Reports. 12 (1), 3670 (2022).
- Russell, K. N., Mitchell, N. L., Wellby, M. P., Barrell, G. K., Palmer, D. N. Electroretinography data from ovine models of CLN5 and CLN6 neuronal ceroid lipofuscinoses. Data in Brief. 37, 107188 (2021).
- Shafiee, A., McIntire, G. L., Sidebotham, L. C., Ward, K. W. Experimental determination and allometric prediction of vitreous volume, and retina and lens weights in Göttingen minipigs. Veterinary Ophthalmology. 11 (3), 193-196 (2008).
- Shinozaki, A., Hosaka, Y., Imagawa, T., Uehara, M. Topography of ganglion cells and photoreceptors in the sheep retina. The Journal of Comparative Neurology. 518 (12), 2305-2315 (2010).
- Frugier, T., et al. A new large animal model of CLN5 neuronal ceroid lipofuscinosis in Borderdale sheep is caused by a nucleotide substitution at a consensus splice site (c.571+1G>A) leading to excision of exon 3. Neurobiology of Disease. 29 (2), 306-315 (2008).
- Murray, S. J., et al. Intravitreal gene therapy protects against retinal dysfunction and degeneration in sheep with CLN5 Batten disease. Experimental Eye Research. 207, 108600 (2021).
- Ross, M., et al. Outer retinal transduction by AAV2-7m8 following intravitreal injection in a sheep model of CNGA3 achromatopsia. Gene Therapy. , (2021).
- Boyd, R. F., et al. Photoreceptor-targeted gene delivery using intravitreally administered AAV vectors in dogs. Gene Therapy. 23 (2), 223-230 (2016).
- Dalkara, D., et al. In vivo-directed evolution of a new adeno-associated virus for therapeutic outer retinal gene delivery from the vitreous. Science Translational Medicine. 5 (189), (2013).
- Gearhart, P. M., Gearhart, C., Thompson, D. A., Petersen-Jones, S. M. Improvement of visual performance with intravitreal administration of 9-cis-retinal in Rpe65-mutant dogs. Archives of Ophthalmology. 128 (11), 1442-1448 (2010).
- Ross, M., et al. Evaluation of photoreceptor transduction efficacy of capsid-modified adeno-associated viral vectors following intravitreal and subretinal delivery in sheep. Human Gene Therapy. 31 (13-14), 719-729 (2020).
- Kotterman, M. A., et al. Antibody neutralization poses a barrier to intravitreal adeno-associated viral vector gene delivery to non-human primates. Gene Therapy. 22 (2), 116-126 (2015).
- Whitehead, M., Osborne, A., Yu-Wai-Man, P., Martin, K. Humoral immune responses to AAV gene therapy in the ocular compartment. Biological Reviews. 96 (4), 1616-1644 (2021).
- Yun, C., Oh, J., Hwang, S. -Y., Kim, S. -W., Huh, K. Subconjunctival hemorrhage after intravitreal injection of anti-vascular endothelial growth factor. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 253 (9), 1465-1470 (2015).
- Christensen, L., Cerda, A., Olson, J. L. Real-time measurement of needle forces and acute pressure changes during intravitreal injections. Clinical & Experimental Ophthalmology. 45 (8), 820-827 (2017).
- Allmendinger, A., Butt, Y. L., Mueller, C. Intraocular pressure and injection forces during intravitreal injection into enucleated porcine eyes. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 166, 87-93 (2021).
- Ross, M., Ofri, R. The future of retinal gene therapy: Evolving from subretinal to intravitreal vector delivery. Neural Regeneration Research. 16 (9), 1751-1759 (2021).
- Henein, C., et al. Hydrodynamics of intravitreal injections into liquid vitreous substitutes. Pharmaceutics. 11 (8), 371 (2019).
- Park, I., Park, H. S., Kim, H. K., Chung, W. K., Kim, K. Real-time measurement of intraocular pressure variation during automatic intravitreal injections: An ex-vivo experimental study using porcine eyes. PloS One. 16 (8), 0256344 (2021).
- Willekens, K., et al. Intravitreally injected fluid dispersion: Importance of injection technique. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (3), 1434-1441 (2017).
- Peynshaert, K., Devoldere, J., De Smedt, S. C., Remaut, K. In vitro and ex vivo models to study drug delivery barriers in the posterior segment of the eye. Advanced Drug Delivery Reviews. 126, 44-57 (2018).
- Kiss, S. Vector Considerations for Ocular Gene Therapy. Adeno-associated virus vectors offer a safe and effective tool for gene delivery. Retinal Physician. 17, 40-45 (2020).
- Kleine Holthaus, S. -M., et al. Gene therapy targeting the inner retina rescues the retinal phenotype in a mouse model of CLN3 Batten disease. Human Gene Therapy. 31 (13-14), 709-718 (2020).
- Kleine Holthaus, S. -M., et al. Neonatal brain-directed gene therapy rescues a mouse model of neurodegenerative CLN6 Batten disease. Human Molecular Genetics. 28 (23), 3867-3879 (2019).
