Summary
Unge voksne Caenorhabditis elegans nematoder er utsatt for forskjellige konsentrasjoner av kommersielle plantevernmidler eller andre toksiske stoffer i 2-24 timer. Deretter kan forskjellige nevroner visualiseres ved hjelp av fluorescerende uttrykkende stammer. Dette papiret demonstrerer hvordan man eksponerer nematoder for plantevernmidler og vurderer nevronskader.
Abstract
Caenorhabditis elegans er en kraftig modellorganisme som brukes i mange forskningslaboratorier for å forstå konsekvensene av eksponering for kjemiske miljøgifter, plantevernmidler og et bredt utvalg av giftige stoffer. Disse nematodene er enkle å jobbe med og kan brukes til å generere nye forskningsfunn, selv i bachelorbiologilaboratoriet. En fler ukers laboratorieserie med autentiske, studentdrevne forskningsprosjekter trener studentene i et verktøysett med teknikker og tilnærminger i atferdsmålinger, cellebiologi og mikroskopi som de deretter bruker på prosjektene sine. En teknikk i verktøysettet kvantifiserer prosentandelen nevroner som utviser nevrodegenerativ skade etter eksponering for et kjemisk toksisk middel som et plantevernmiddel. Unge voksne C. elegans nematoder kan bli utsatt for forskjellige konsentrasjoner av kommersielt tilgjengelige plantevernmidler eller andre typer toksiske stoffer i 2-24 timer. Deretter kan studenter på lavere nivå visualisere forskjellige nevronundertyper ved hjelp av fluorescerende uttrykkende stammer av C. elegans. Disse teknikkene krever ikke sofistikert bildebehandlingsprogramvare og er effektive ved selv lave forstørrelser, noe som gjør behovet for dyr konfektmikroskopi unødvendig. Dette papiret demonstrerer hvordan man behandler nematodene med plantevernmidler og hvordan man skal avbilde og score nevronene. Det gir også en enkel protokoll for mikroskopi og analyse av nevronmorfologi. Materialene som brukes til denne teknikken er billige og lett tilgjengelige i de fleste lavere biologiavdelinger. Denne teknikken kan kombineres med atferdsmessige tiltak som bevegelse, basal slowing eller egglegging for å gjennomføre en potensielt publiserbar serie eksperimenter og gi studenter en autentisk forskningsopplevelse til en svært lav pris.
Introduction
Caenorhabditis elegans er en utmerket modellorganisme for laboratoriekursopplæring i biovitenskapelige kurs for introduksjons- og mellomnivåstudenter. Denne laboratorieprosedyren kan brukes som en del av en flerukemodul som utforsker ulike effekter av ofte brukte plantevernmidler på C. elegans oppførsel og cellebiologi. Studentene kan lære å designe og gjennomføre selvstendige prosjekter som lærer dem dataanalyse og presentasjonsevner. Dette dokumentet fokuserer på protokollene for å utsette C. elegans for plantevernmidler blandinger og deretter observere og analysere effekten på nevron morfologi.
Plen kjemiske plantevernmidler blandinger er mye brukt til bolig- og landbruksbruk og kan kjøpes hos enhver lokal hagebutikk. Det er økende bekymring for sikkerheten til disse kjemikaliene for mennesker og dyreliv 1,2,3. Studentene kan lese den vitenskapelige litteraturen og velge et plantevernmiddel for eksperimentell evaluering og på den måten lære om grunnleggende biologi og nevrobiologi, samt viktige laboratorieferdigheter som eksperimentell design og analyse, og generelle laboratorieferdigheter som pipettering og seriell fortynning, dissekering av mikroskopi, fluorescerende mikroskopi, digital fotografering og figurproduksjon.
Protokollene beskrevet i dette dokumentet kan stå alene i et mellomnivåkurs i biologi eller nevrovitenskap eller være en del av en flerukemodul som også kan omfatte målinger av atferd styrt av bestemte grupper nevroner. For eksempel er beskrevet i denne protokollen en vurdering av morfologien til kolinerge nevroner som styrer bevegelse ved hjelp av en stamme nematode som uttrykker GFP (LX 929) i kolinerge nevroner4. Disse stammene kan oppnås for svært lave priser fra Caenorhabditis elegans Genetics Center (https://cgc.umn.edu/). Stammer som uttrykker GFP i dopaminerge nevroner (OH 7457), kolinerge nevroner (LX 929) eller mCherry uttrykt i alle nevroner (PVX4) er alle gode valg. Studentene kunne også måle bevegelse og innhente data for å følge vurderingen av morfologi. En fullstendig beskrivelse av et flerukes studentgruppeprosjekt finner du i Susman5.
Dette studentgruppeprosjektet er ganske billig og enkelt å sette opp for grupper på fire studenter. Materialene som trengs inkluderer et dissekerende mikroskop, tilgang til et fluorescens sammensatt mikroskop som kan ha et vedlagt digitalt kamera, Petri-plater og tilgang til nematode vekstagar, vekstbegrensede bakterier (stamme OP50, fra CGC), en gassflamme Bunsen brenner eller en alkohollampe, en autoklav, platinatråd og generelle laboratorieforsyninger som mikropipettere, mikroskoplys, lysbilder, deksler og pasteurpipetter i glass. Avhengig av det kjemiske toksiske middelet som undersøkes av studentgruppene, kan det hende at trinnene i protokollen må skje under en avtrekkshette eller med hansker. Denne protokollen bruker kjemiske blandinger som er vannløselige (ikke flyktige), og alle prosedyrer for sikker håndtering anbefalt av produsenten følges.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
All bruk av hvirvelløse dyr var i samsvar med institusjonens retningslinjer for dyrepleie og bruk.
1. Tilberedning av plantevernmiddelbelagte Petri-plater
- Forbered agar Petri retter (6 cm diameter fungerer best) ved hjelp av standard prosedyrer6.
MERK: Disse kan gjøres måneder i forveien og oppbevares i kjøleskapet til bruk. Ta platene til romtemperatur (RT) på benken. I de fleste tilfeller bør studentgruppene få en tallerken for hver fortynning av plantevernmiddelblandingen, inkludert en vannkontroll. - Forbered 1 ml av hver fortynning av det valgte plantevernmiddelet i merkede 1,5 ml mikrofusjonsrør. For sikker håndtering, sørg for å lese instruksjonene og gi hansker, eller arbeid i en avtrekkshette, hvis foreslått.
MERK: Foreslåtte fortynninger å teste: 1 ml full styrke plantevernmidler, 1:10 fortynning i vann (100 μL plantevernmiddel, 900 μL destillert vann), 1:100 fortynning (10 μL plantevernmiddel, 990 μL vann), 1:1000 fortynning (10 μL av 1:10 fortynning, 990 μL vann), etc. - Lag en løsningsspreder ved å bøye en pasteurpipette (9 ml) forsiktig i en Bunsen brennerflamme. Bruk flammen til å lukke åpningen av pipetten. Deretter etanol-sterilisere sprederen før hver spredning på Petri plate.
- Bruk en mikropipetter, plasser 100 μL av fortynning (eller vannkontroll) på midten av agaren og spred forsiktig over overflaten med den steriliserte sprederen. Steriliser sprederen på nytt før hver bruk.
- Sett til side Petri-rettene som er dekket, og la løsningen suge inn i overflaten til den er "tørr".
MERK: Avhengig av plantevernmidler og fuktighetsnivåer i laboratoriet, kan dette ta litt tid. Elevene må kanskje klargjøre platene dagen før eksponeringsperioden. - For eksponeringsperioder som er lengre enn 12 timer, tilsett 50 μL av en nattkultur av Escherichia coli på platene før du legger til nematodene. For akutte eksperimenter (12 timer eller mindre) er det ikke nødvendig å ha E. coli på platene.
2. Legge nematoder til plantevernmidler-belagte plater
MERK: Studentene må ha en tallerken med voksne nematoder (5 dagers kulturer er best) av fluorescerende stamme LX929, som er tilgjengelig fra Caenorhabditis elegans Genetics Center. Det er to mulige prosedyrer for dette. Hvis studentene har hatt tidligere erfaring med å jobbe med nematoder (for eksempel hvis denne prosedyren er en del av en flerukeøvelse og de allerede har lært å velge nematoder med et ormvalg), bruk trinn 2.1. Hvis de ikke har det, bruker du trinn 2.2.
- Velg nematoder med et ormplukk. Mote en orm plukke fra en 1 i stykke platina ledning som er smeltet til en Pasteur pipette ved hjelp av en Bunsen brenner flamme. Plukk opp en liten blob av klebrig E. coli på pick og deretter plukke opp voksne nematoder ved hjelp av klebrig blob. For en anstendig prøvestørrelse, velg 10 nematoder for hver behandlingsplate.
MERK: Studenter uten mye erfaring kan følge trinn 2.2-2.3. - Bruk en mikropipette til å plassere 1 ml sterilt vann på platen av nematoder. Swish vannet rundt for å løfte opp nematoder, deretter fjerne væsken med nematoder til en 1,5 ml mikrofuge rør.
- La nematodene slå seg ned med tyngdekraften i ca 10 min, fjern deretter forsiktig minst 500 μL av vannet og kast. Resuspend nematodene og, ved hjelp av en avskåret gul pipettespiss, fjern 50-100 μL suspenderte ormer til hver behandlingsplate. Pass på at hver tallerken har minst 10 voksne ormer.
- Still inn en tidtaker, eller noter tiden, og utsett nematodene på RT for den valgte tidsperioden. Under den valgte eksponeringstiden, forbered mikroskopsklier for våte fester. Lysbildene skal gjøres samme dag som mikroskopi.
MERK: Studentgruppene skal ha valgt sin eksponeringstid under planleggingen av sin selvstendige studie.
3. Klargjøring av mikroskopsklier for våte fester
MERK: Trinn 3.1-3.3 kan utføres av hver studentgruppe. Forbered tre lysbilder hver.
- Klargjør to lysbilder ved å plassere et stykke etikettbånd bare på den ene siden av lysbildet (figur 1, venstre panel). Båndet brukes til å lage riktig tykkelse for agarose å danne en pute med jevn tykkelse. Plasser deretter en ren, ubrukt sklie mellom dem på benken, som vist på figuren.
- Bruk en mikropipetter til å plassere en 10 μL dråpe smeltet agarose (3% i ddH2O, oppvarmet med en 65 °C tørrblokkvarmer) på midten av lysbildet som er i midten.
- Slå sammen dråpen ved å plassere et annet rent lysbilde på toppen, vinkelrett på lysbildet med dråpen, som vist på figuren (figur 1, høyre panel). Flat ut ved å påføre trykk, slik at agarosefallet danner tykkelsen på merkebåndet.
- Agarose vil størkne innen ca 1 min. Påfør deretter jevnt trykk for å skille de to lysbildene. Agarsirkelen vil holde seg til et av lysbildene. Hvil denne sklien, agarsiden opp, på benken, og la den tørke i 1-2 min før bruk.
4. Montering av levende nematoder til mikroskopsklier
- For å legge nematoder til den forberedte lysbildet med agaroseputen, legg til en 5 μL dråpe vann som inneholder 1 M natriumazid (NaN3) til agarputen. Denne løsningen bedøver ormene og immobiliserer dem.
FORSIKTIG: Natriumazidbestandsløsning kan forårsake sykdom ved inntak. - Overfør deretter nematoder (minst 10 per behandlingssklie) til dråpen ved hjelp av et ormplukk. Steriliser plukket før og etter bruk for å overføre nematoder.
- Bruk tang til å legge til en deksleslip ved å plassere den i en vinkel og sakte senke den. Unngå at dekslene glir eller senkes for raskt ved hjelp av en blyant- eller metallprobe.
- Plasser den tilberedte våte braketten på et fluorescerende mikroskop for å observere ormene, først under 10x forstørrelse og fasekontrast, deretter under 40x forstørrelse med fasekontrast og fluorescerende belysning.
5. Fluorescerende mikroskopi
MERK: Studentgrupper bør lage en våt montering av flere ormer av hver type på separate mikroskopsklier, som de skal merke på riktig måte. Instruksjonene som følger er generelle tips om bruken av et standard fluorescens sammensatt mikroskop som kan ha et vedlagt trinocular oppsett, digitalt kamera og datasystem. Oppsettet som brukes for dette manuskriptet, vises i figur 2. Studentene skal være kjent med mikroskopets innstillinger, inkludert målsetninger, typer lysfiltre, evne til å bytte mellom lyst felt og fluorescenslys, hvordan man sender lyssignalet til det digitale kameraet, etc.
- Plasser en forberedt våt montering om gangen på mikroskopstadiet og fest den ved hjelp av mikroskoptrinnklemmene.
- Begynn å se de våte brakettene ved først å vise med det laveste forstørrelsesmålet, som vanligvis er 10x, og bruk lyst felt eller fasekontrast for å visualisere og fokusere på nematodene.
- Når en nematode er plassert i synsfeltet, fokuser på den ved hjelp av den fine fokusknappen på mikroskopet. Bytt belysningen til fluorescensen ved å dreie på skiven. Rett deretter lyset til kameraet for å ta de digitale bildene. Juster belysningen ved hjelp av bildeprogramvaren slik at nevronene er sterkt opplyst, men ikke overmettet.
- På et eller annet tidspunkt får du et eget bilde av en linjal med samme forstørrelse som cellebildene for å gi figuren en forstørrelsesskala. Plasser en kort del av en gjennomsiktig linjal, eller et mikrometersklie, på mikroskopstadiet, fokuser på den ved hjelp av den fine fokusknappen, og få et bilde ved hjelp av bildebehandlingsprogramvaren.
- Få flere bilder (fra minst 10 separate nematoder) ved høyere forstørrelser, om mulig. Det intense lyset vil sannsynligvis bleke området det blir avbildet fra, så nøye overvåke bildet og ikke la lyset forbli på samme område av lysbildet i lange perioder. Pass på å navngi de oppkjøpte bildene for å holde oversikt over nematoden og regionen, samt behandling og forstørrelse.
- Lag en mappe på datamaskinen og flytt bildene til mappen for bruk i analyse og figurforberedelse.
6. Skala for morfologisk integritetsvurdering
MERK: En viktig cytologisk egenskap ved nevrodegenerativ skade hos nevroner er en endring i somamorfologien. Det er tre morfologier som lett kan sees og telles.
- Tell nevronene med glatte, jevnt fluorescerende prosesser og ikke-runde cellelegemer som normalt, som vist i figur 3.
- Ofte blir soma avrundet og hovent utseende sammenlignet med sunne, unge nevroner. Tell nevronene som ser slik ut som "avrundet".
- Nevroner med lange nevrale prosesser kan vise blebbing, hvor det er avrundet puncta eller til og med hull i prosessene. Tell nevronene som viser disse funksjonene som "blebbed".
7. Dataanalyse og figurforberedelse
- Hvis prosentandelen sunn (ingen avrunding, ingen blebbing) og prosentandelen svekket (avrunding og/eller blebbing) for minst ti nematoder for hver behandling ble telt (figur 3), utfør statistisk analyse ved hjelp av tilgjengelig statistisk programvare.
- Tell alle nevronene som er fluorescerende merket, og hold en oversikt over de som viser normal morfologi, blebbing morfologi eller avrundingsmorfologi, og beregn deretter prosentandelen av hver morfologi ut av det totale antallet for hver nematode analysert.
- Hvis du vil klargjøre figurer, importerer du bildene til en passende programvare, for eksempel PowerPoint, og deretter legger du til etiketter og en skalalinje basert på linjalen eller mikrometerbildet som er anskaffet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Metodene og protokollene som er beskrevet i denne artikkelen gir viktige laboratorieferdigheter for studenter på mellomnivå i biologi eller nevrovitenskap. Studentene kan få viktig erfaring med å utvikle et selvstendig prosjekt og gjennomføre et eksperiment av sitt eget design som kan gi nye resultater. Figur 3 viser et optimalt resultat av et studentprosjekt som til slutt ble en del av en publisert artikkel3. Selv om de fleste studentprosjekter ikke resulterer i publiseringsresultater, er de fleste studenter i stand til å lage en sofistikert figur- og figurlegende, og de fleste er også i stand til å oppnå celleantall, gjennomføre statistisk analyse og lage en figur eller datatabell. Spesielle nevroner styrer spesifikk atferd. Når denne prosedyren er en del av et flerukes uavhengig prosjekt som inkluderer andre målinger som analyser av bevegelse eller chemotaxis, gir det resulterende prosjektet flere figurer og en klassepresentasjon som studentene kan være stolte av.
Studentgrupper kan velge hvilken type plantevernmiddel de ønsker å utforske. Avhengig av deres litteraturforskning på den aktive ingrediensen i plantevernmiddelet de har valgt, kan studentene evaluere forskjellige nevroner. Som alle nevronene i C. elegans er kjent og deres funksjoner godt beskrevet, kan studentene velge spesifikke nevrontyper, som dopamin nevroner eller kolinergiske nevroner, for å studere i et uavhengig designet eksperiment. I eksemplet i dette manuskriptet undersøkte studentene et neonicotinoid plantevernmiddel og fokuserte på kolinerge nevroner ved hjelp av en fluorescerende stamme av nematode som uttrykte GFP i kolinerge nevroner. Et annet eksempel, vist i figur 4, viser et mer typisk resultat fra en studentgruppe som undersøkte effekten av et manganholdig plantevernmiddel på dopaminerge nevroner ved hjelp av en stamme der dopamin-nevroner uttrykker GFP (OH7457). Denne spesielle stammen viser et sterkt signal i dopamin nevroner, og nevronene ble lett visualisert av studenter. Men over tid bleker det fluorescerende signalet hvis nevronene blir utsatt for lyset i lange perioder, som skjedde med denne studentgruppen.
Hvis studentene i emnet har hatt svært liten erfaring med fluorescerende mikroskopi, er det lurt å bygge inn en ekstra uke for å gi studentene en sjanse til å gjenta eksperimentet siden ferdighetene deres vil forbedre seg dramatisk med praksis.
Et utfordrende aspekt for laboratorieinstruktøren er hvis det er flere små grupper, som hver vurderer morfologien til forskjellige nevrontyper. De forskjellige fluorescerende stammene er ikke dyre å oppnå eller vedlikeholde, men det er mer innsats som kreves for å ha mange forskjellige fluorescerende stammer på hånden. Det er imidlertid mulig å begrense prosjekttypene til tilgjengelige belastninger og ressurser. Stammer som fungerer veldig bra med studenter på lavere nivå inkluderer LX929- og OH7547-stammene. PVX4, som er en pan-neuronal som uttrykker mCherry, er også en veldig enkel belastning å jobbe med 7,8.
Figur 1: Diagram over hvordan du klargjør mikroskopsklier for våte fester av C. elegans. Det venstre panelet viser plasseringen av etikettbånd og dråpen på 2%-3% agarose (10 μL). Deretter, i høyre panel, plasseres et annet lysbilde på toppen i en 90 ° vinkel for å flate ut dråpen av agarose til tykkelsen på båndet. Når agarose har størknet, blir lysbildene forsiktig skilt. Den agarose puten vil feste seg til en av lysbildene. For å forhindre uttørking plasseres nematodene i en dråpe buffer som inneholder natriumazid (som lammer nematodene) innen en time etter produksjonen av lysbildet med pute. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Fluorescensmikroskopet med et digitalt kamera som brukes i denne studien. Mikroskopet sitter ved et bord som har plass til små grupper (tre til fire) studenter. Mikroskopet har et digitalt kamera koblet med en USB-kabel til en datamaskin med passende programvare for digital bildeopptak. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Evaluering av effekten av et neonicotinoidholdig plantevernmiddel på nevronmorfologi. (A) Ubehandlede kolinerge nevroner fra den fluorescerende stammen LX929. (B) Pesticid-eksponerte (T +S) kolinerge nevroner. (C) Prosentandel av nevroner som utviser blebbing under de to forholdene. Feilfelt er standardfeilen for gjennomsnittet. indikerer p < 0,001 fra en enveis ANOVA. Totalt 113 nevroner fra 12 individuelle nematoder ble analysert. Denne figuren er endret fra Bradford, et al.3. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Effekter av et manganholdig plantevernmiddel på dopamin neuronmorfologi. Studentgruppen ga ikke en skalalinje for figuren, men tok bildet med 40x forstørrelse. (A) Putativ CEPDL og CEPVL nevronal soma (merket) i kontroll ormer. Det intakte hodet neuron somata og deres prosesser indikerer mangel på degenerasjon. (B) Putative CEPD L&R-prosesser (stjerne) og CEPV L&R nevronal soma (merket) i akutte eksponerte ormer. Soma og prosesser uttrykte GFP, men det ser ut til å være en demping av GFP-uttrykk i dorsale prosesser. (C) Putativ CEPDL og CEPVL nevronal soma (merket) i kronisk eksponerte ormer. Soma uttrykte ikke GFP, og prosessene var ikke synlige, noe som indikerer betydelig degenerasjon. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Protokollene som er beskrevet i dette manuskriptet, fungerer vellykket alene eller som en del av et flerukes uavhengig studentgruppeprosjekt. Protokollene er også egnet til frittstående, en ukes utforskende opplevelser. Nematodestammene er billige og enkle å vedlikeholde i forskningslaboratoriet. Elevene kan lett lære å plukke ormer med et ormplukk eller hvordan de kan bevege seg ved å skylle plater med vann og la dem slå seg ned med tyngdekraften. Eksperimentene kan utføres i løpet av en enkelt laboratorieperiode eller over flere uker. Studentene kan selvstendig designe sine eksperimenter, eller en prosedyre kan gis til dem. Dissekering av mikroskoper trenger ikke å være dyrt. Det dyreste elementet er det fluorescerende mikroskopet med et digitalt kamera. Dette er en begrensning for undervisningslaboratorier som ikke har tilgang til et fluorescerende mikroskop eller digitalt kamera.
Hvis et fluorescerende mikroskop og digitalt kamera og dataavbildningssystem ikke er tilgjengelig for bruk i laboratoriet, kan studentene måle spesifikk enkel atferd som styres av bestemte nevroner. Mange atferdsanalyser er tilgjengelige og finnes i Wormbook9. Atferden kan vurderes ved hjelp av dissekeringsmikroskopet.
Et kritisk skritt i denne protokollen forbereder mikroskopet lysbilder for de våte monteringene av nematodene. Et annet kritisk skritt er å legge nematodene til dråpen. Et siste kritisk skritt i protokollen er å sørge for ikke å utsette nematodene for fluorescerende belysning så lenge at det bleker signalet. Det vil være viktig for instruktøren å påpeke disse kritiske trinnene slik at studentgrupper øver og følger nøye med på instruksjonene de får.
Det mest spennende med denne metoden er at studentene kan designe og gjennomføre nye og autentiske eksperimenter som kan gi publiseringsresultater eller bli grunnlaget for mer avansert forskning, som et senior forskningsprosjekt. Prosedyrene kan brukes til å studere en rekke plantevernmidler, blandinger av plantevernmidler og mange andre forskjellige miljøkjemikalier10, som gir studentene en virkelig relevant forskningserfaring og opplæring i eksperimentell design, dataanalyse, figurforberedelse og presentasjon av resultater.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Det er ingen interessekonflikter å avsløre.
Acknowledgments
Arbeidet beskrevet i dette manuskriptet ble gjort for en mellomnivåklasse i nevrovitenskap. Midler til reagenser og forsyninger ble gitt av biologiavdelingen ved Vassar College. Mikroskopene og det digitale bildesystemet ble også levert av biologiavdelingen ved Vassar College. Forfatteren takker alle de mange studentene som tok dette kurset.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Agar | Fisher Scientific | BP97445 | |
| Agarose | Fisher Scientific | MP1AGAH0250 | |
| Alcohol lamp | Fisher Scientific | 17012826 | |
| Bunsen burner | Fisher Scientific | 17-012-820 | |
| C. elegans strains | C. elegans Genetics Center | ||
| CaCl | Fisher Scientific | 10035-04-8 | |
| Cholesterol | Fisher Scientific | AAA1147030 | |
| Coverslips | Fisher Scientific | 12-545-AP | |
| Digital camera | Nikon | These can vary depending on the requirement | |
| Dissecting scope | Nikon | SMZ745 | |
| E. coli strain (OP50) | C. elegans Genetics Center | ||
| Ethanol | Fisher Scientific | BP2818100 | |
| Fluorescent scope | Nikon | These can vary depending on the requirement | |
| Imaging software | Nikon | These can vary depending on the requirement | |
| Inoculation loop | Fisher Scientific | 131045 | |
| LB Broth Base | Fisher Scientific | BP9723-500 | |
| MgSO4 | Fisher Scientific | 10034-99-8 | |
| Microfuge tubes | Fisher Scientific | 05408129 | |
| Microscope slides | Fisher Scientific | 22-265446 | |
| Pasteur pipets | Fisher Scientific | 13-678-20A | |
| Petri dishes | Fisher Scientific | AS4050 | |
| Pipette tips | Fisher Scientific | 94060316 | |
| Pipetters | Fisher Scientific | 14-386-319 | |
| Platinum wire | Genesee Scientific | 59-1M30P | |
| Potassium Phosphate buffer | Fisher Scientific | AAJ61413AP | |
| Sodium azide | Fisher Scientific | AC447810250 |
References
- Duzguner, V., Erdogan, S. Chronic exposure to imidacloprid induces inflammation and oxidative stress in the liver & central nervous system of rats. Pesticide Biochemistry and Physiology. 104 (1), 58-64 (2012).
- Catae, A. F., et al. Exposure to a sublethal concentration of imidacloprid and the side effects on target and nontarget organs of Apis mellifera (Hymenoptera, Apidae). Ecotoxicology. 27 (2), 109-121 (2018).
- Bradford, B. R., Whidden, E., Gervasio, E. D., Checchi, P. M., Raley-Susman, K. M. Neonicotinoid-containing insecticide disruption of growth, locomotion, and fertility in Caenorhabditis elegans. PLOS One. 15 (9), 0238637 (2020).
- Jospin, M., et al. A neuronal acetylcholine receptor regulates the balance of muscle excitation and inhibition in Caenorhabditis elegans. PLoS Biology. 7 (12), 1000265 (2009).
- Susman, K. Discovery-Based Learning in the Life Sciences. , Wiley Blackwell. Hoboken, New Jersey. (2015).
- Stiernagle, T.
- Brody, H. A., Chou, E., Gray, J. M., Pokyrwka, N. J., Raley-Susman, K. M. Mancozeb-induced behavioral deficits precede structural neural degeneration. NeuroToxicology. 34, 74-81 (2013).
- Chen, P., Martinez-Finley, E. J., Bornhorst, J., Chakraborty, S., Aschner, M.
- Hart, A.
- Harlow, P. H., et al. The nematode Caenorhabditis elegans as a tool to predict chemical activity on mammalian development and identify mechanisms influencing toxicological outcome. Scientific Reports. 6 (1), 22965 (2016).
