Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

Een goedkope methode voor het meten van de in situ primaire productiviteit van periphytongemeenschappen van lentische wateren

Published: December 16, 2022 doi: 10.3791/64078
Automatic Translation
1,3, 1, 1,2, 2, 1,3
1Biology Centre of the CAS, Institute of Hydrobiology, 2Faculty of Science, University of South Bohemia, 3Institute of Botany AS CR

Summary

Hier wordt een kosteneffectieve en transporteerbare methode /faciliteit gepresenteerd voor het meten van de primaire productiviteit van microbiële matten onder werkelijke in situ omgevingstemperatuur en lichtomstandigheden. De experimentele opstelling is gebaseerd op algemeen beschikbare materialen en kan onder verschillende omstandigheden worden gebruikt en biedt de voordelen van laboratoriummodellen.

Abstract

Het meten van de in situ primaire productiviteit van periphyton tijdens de gradiënt van het groeiseizoen kan het kwantitatieve effect van omgevingsfactoren (voornamelijk fosforconcentratie en lichtintensiteit) en soortensamenstelling op primaire productiviteit ophelderen. Primaire productiviteit wordt voornamelijk gedreven door lichtintensiteit, temperatuur, beschikbaarheid van voedingsstoffen en verspreiding van de ionische soorten van het carbonaatsysteem in de respectieve diepten van de eufotische zone. Het is een complex systeem dat zeer moeilijk te simuleren is in het laboratorium. Dit goedkope, transporteerbare en eenvoudig te bouwen drijvende binnenschip maakt het mogelijk om de primaire productiviteit nauwkeurig te meten - direct onder de werkelijke natuurlijke omstandigheden. De methodologie is gebaseerd op het meten van de primaire productiviteit in realtime met behulp van niet-invasieve zuurstofsensoren die zijn geïntegreerd in goed afgesloten glazen potten, waardoor online zuurstoffluxmonitoring mogelijk is en nieuwe inzichten in metabole activiteiten worden geboden. Gedetailleerde seizoensgebonden in situ metingen van de bruto primaire productiviteit van microbiële matten (of andere benthische organismen) kunnen de huidige kennis van de processen die de primaire productiviteitsdynamiek in lenige wateren beheersen, verbeteren.

Introduction

Primaire productiviteit is de enige binnenkomst van autochtone koolstof in de aquatische systemen die het hele systeemvoedselweb vormen1. Daarom is de nauwkeurige schatting van de primaire productiviteit een essentiële stap in de richting van het begrijpen van het functioneren van aquatische ecosystemen. Kustzones zijn gebieden met een hoge primaire productiviteit en biodiversiteit. Naast fytoplankton wordt aangenomen dat periphyton (hierna microbiële matten genoemd) en macroalgen significant bijdragen aan de primaire productiviteit in kustzones2. Vanwege hun sessiele levensstijl en aanzienlijke ruimtelijke heterogeniteit is kwantificering van primaire productiviteit niet triviaal.

De primaire productiviteit wordt voornamelijk bepaald door de lichtintensiteit, temperatuur, beschikbaarheid van voedingsstoffen en de verspreiding van de ionische soorten van het carbonaatsysteem in de respectieve diepten van eufotische zones 3,4. De diepte heeft een duidelijke invloed op de ruimtelijke verdeling van microbiële matten. Microbiële gemeenschappen moeten omgaan met de nadelige effecten van hoge bestraling en uitgesproken seizoensgebonden temperatuurschommelingen in ondiepe diepten en met een lagere lichtintensiteit op grotere diepten. Naast de dieptegradiënt genereren dynamische trofische interacties meerdere en complexe ruimtelijke patronen op verschillende schalen5. Dit complexe systeem is ingewikkeld te simuleren in het laboratorium. De meest nauwkeurige manier om de metabole activiteit van individuele primaire producenten uit kustzones af te leiden, is door in situ experimenten op te zetten.

De methodologie die in dit artikel wordt geïntroduceerd, is gebaseerd op de traditionele kamermethode 2,6,7, samen met een transporteerbaar en gemakkelijk te bouwen goedkoop drijvend binnenschip. Dit maakt het mogelijk om de primaire productiviteit op verschillende diepten onder het natuurlijke lichtspectrum, de temperatuur en de verschillende verdeling van de ionische soorten van het carbonaatsysteem met de diepte te meten. De methode is gebaseerd op het principe van lichte versus donkere fleszuurstof, dat voor het eerst werd gebruikt om fytoplanktonfotosynthesete meten 6 en nog steeds vaak wordt gebruikt 6,7. Het vergelijkt de snelheid van verandering in zuurstof in flessen die in het licht worden gehouden (inclusief de effecten van primaire productiviteit en ademhaling) met die in het donker (alleen ademhaling)8. De methode gebruikt zuurstofevolutie (fotosynthese) als proxy voor primaire productiviteit. De gemeten variabelen zijn de netto ecosysteemproductiviteit (NEP, als een verandering in O2-concentratie in de loop van de tijd in lichtomstandigheden) en ecosysteemademhaling (RE, als een verandering in O2-concentratie in de loop van de tijd in het donker). De bruto ecosysteemproductiviteit (GEP) is de berekening van het verschil tussen beide (tabel 1). De term "ecosysteem" wordt hier gebruikt om aan te geven dat het periphyton bestaat uit autotrofe en heterotrofe organismen. De belangrijkste verbetering van deze traditionele kamermethode is het gebruik van niet-invasieve optische zuurstofsensoren en optimalisatie van deze voornamelijk planktonmethode voor het meten van perifytische primaire productiviteit.

De techniek wordt beschreven in het voorbeeld van het meten van microbiële matten in de kustzone van nieuw ontstane post-mijnbouwmeren in Tsjechië-Milada, Most en Medar. De metabole activiteit van microbiële matten wordt bepaald met behulp van directe in situ meting van O2-fluxen die direct op specifieke diepten worden uitgevoerd, waar de bestudeerde gemeenschappen van nature voorkomen. Heterotrofe en fototrofe activiteit wordt gemeten in gesloten glazen flessen uitgerust met niet-invasieve optische zuurstofsensoren. Deze sensoren detecteren de partiële druk van zuurstof met behulp van de fluorescentie van lichtgevoelige kleurstoffen. De flessen met microbiële matten worden opgehangen en geïncubeerd op een drijvend apparaat op de juiste diepten. De zuurstofconcentratie in de flessen werd continu gemeten tijdens de daglichtperiode vanaf de kleine boot.

Monsters van intacte microbiële matten worden verzameld en in gasdichte incubatieflessen op aangewezen diepten geplaatst door duikers. Elke fles is uitgerust met een niet-invasieve optische zuurstofmicrosensor, die de O2-productiviteit / -verbruik in de loop van de tijd bewaakt. Alle metingen worden uitgevoerd in vijf replicar donker/licht paren in elke diepte. De temperatuur en fotosynthetisch actieve stralingsintensiteiten (PHAR) worden gemeten op respectievelijke diepten gedurende de incubatie. Na 6 uur in situ incubatie (daglichturen) worden de microbiële matten uit de flessen geoogst en gedroogd. O2 fluxen worden genormaliseerd tot microbiële biomassa. Als controle worden fluxen gecorrigeerd voor veranderingen in O2-concentratie in afzonderlijke lichte en donkere gasdichte flessen (blanco controles) die meerwater bevatten zonder microbiële matbiomassa. Hieronder vindt u gedetailleerde instructies voor het bouwen van het drijvende schip en het uitvoeren van het hele experiment stap voor stap. Dit artikel presenteert ook representatieve resultaten van de metingen van microbiële matten op twee diepten (1 m en 2 m), met vijf replicaties op elke diepte. De werkelijke temperatuur en lichtintensiteit werden tijdens het hele experiment gemeten met behulp van dataloggers.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

OPMERKING: Bepaal voordat u monsters neemt de mate van replicaties op basis van de algemene projectbehoeften, het statistische ontwerp of de verwachte hoeveelheid steekproefvariabiliteit. Vijf repliceerparen van lichte en donkere incubatieflessen worden voorgesteld voor nauwkeurige statistische analyse en om rekening te houden met mogelijk monsterverlies of breuk. Het beschreven drijvende experimentele binnenschip is ontworpen om vijf replica's plus één paar lege bedieningselementen te dragen; zie figuur 1 voor een technische tekening van het experimentele schip.

Figure 1
Figuur 1: Technische tekeningen van het experimentele schip en de zijwaartse vlotter. (A) Bovenaanzicht: het frame van het schip bestaat uit vier aluminium hoek L-profielstukken (blauw) die met elkaar zijn verbonden door vier aluminium platte balken (grijs). XPS-vlotters (roze) zijn op twee punten op het frame gemonteerd, elk op de parallelle aluminium stukken. Kettingen voor incubatieflessen worden aan beide zijden aan het frame bevestigd met behulp van karabijnhaken in voorgeborduurde gaten (rode pijlen) met 550 mm scheiding ertussen. Kettingen werden voorzien van karabijnhaken op 1 m en 2 m afstand voor incubatieflesbevestiging (kies de positie van de karabijnhaken op basis van de experimentele diepte). Het betonnen anker is bevestigd aan de boeg van het schip, waar een overhang van 25 mm het mogelijk maakt dat twee voorgeboorde gaten (gele pijlpunten) dienen als bevestigingspunt voor de ketting en het onderzoeksschip van het anker. Het frame wordt eenvoudig gemonteerd of gedemonteerd via de parallelle verbindingen tussen de vier aluminium hoekstukken (groene pijlpunten). (B) Het zijaanzicht toont de hangende kettingen met hangende incubatieflessen en betonnen anker (bruin vierkant). (C) De xps-dobber aan de zijkant: parallelle hoek L-stukken (blauw) worden vergezeld door verticale aluminium platte balken (grijs). Onder het dwarsbalkgedeelte is de XPS-vlotter (roze) gemonteerd met de nodige gatafmetingen aangegeven (4 mm). De hangende kettingen zijn bevestigd met karabijnhaken in gaten van 8 mm (rode pijlpunt). Bij de boeg van het schip worden twee gaten van 8 mm in het overhangende aluminium geboord, één voor het vastzetten van het anker aan het schip (gele pijlpunt) en een andere voor het afmeren van het onderzoeksschip aan het schip (blauw). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

1. Bouw van het experimentele schip

OPMERKING: Het drijvende schip bestaat uit twee gelijke secties die aan elkaar zijn gemonteerd, waardoor eenvoudige montage / demontage mogelijk is. Alle gebruikte onderdelen kunnen worden gekocht op elke hobbymarkt of winkel die bouwmaterialen verkoopt.

  1. Monteer eerst het frame van het schip door vier aluminium hoek L-profielstukken (40 mm x 40 mm x 3 mm; lengte van 2.000 mm) samen te voegen met behulp van vier aluminium platte staven (40 mm x 3 mm x 350 mm), 16 schroeven (4 mm x 15 mm met zeshoekige moeren) en 32 ringen (4 mm x 10 mm).
    OPMERKING: De afstand en positie van de platte staven zijn weergegeven in de technische tekening in figuur 1A. De gedetailleerde bevestiging van de drijvers aan de zijbalken is weergegeven in figuur 1B.
  2. Om de twee gelijke delen van het frame te verbinden, gebruikt u vier 4 mm x 15 mm schroeven met vleugelmoeren en acht ringen van 4 mm x 10 mm om de aluminium hoek L-profielen aan de uiteinden aan elkaar te schroeven (figuur 1A, groene pijlen).
  3. Gebruik vijf stukken geëxtrudeerd polystyreen (XPS) materiaal (500 mm x 200 mm x 150 mm), tien schroeven van 10 mm x 170 mm met zeshoekige moeren en twintig ringen van 10 mm x 50 mm om vijf geëxtrudeerde polystyreendrijvers (elk 500 mm x 200 mm x 150 mm) te bereiden. Bevestig de drijvers aan het frame op vijf punten die in de technische tekening zijn aangegeven (figuur 1A).
  4. Boor gaten in het frame (zie rode pijlen in figuur 1A die de posities en afstanden van de gaten voor de kettingen markeren). Bevestig de stalen kettingen van 12 m (draaddiameter van 3 mm, binnenschakel van 5,5 mm x 26 mm) voor de incubatieflessen aan de gaten in het frame met behulp van stalen carabinehaken (50 mm x 5 mm). Voorzie elke ketting van koppels karabijnhaken (50 mm x 5 mm) voor het installeren van de incubatieflessen op de gewenste diepte volgens het experimentele ontwerp. In dit geval zaten ze op 1 m en 2 m diepte.
  5. Vul voor het anker de emmer van 15 L met beton. Steek een oogbout in het beton en laat het ongestoord drogen. Bevestig de stalen ketting van 5 m aan de haak. Bevestig het anker aan het voorgeboorde gat op de boog van het schip (gemarkeerd met gele pijlen in figuur 1A, B).
    OPMERKING: Technische tekeningen met de beschrijving van de assemblage zijn weergegeven in figuur 1A-C. Figuur 2 toont de foto van het geassembleerde experimentele schip. Figuur 3 toont de bevestiging van incubatieflessen aan de keten.

Figure 2
Figuur 2: Geassembleerd experimenteel binnenschip. Foto van het geassembleerde experimentele schip. Rode pijlpunten tonen de gaten voor de bevestiging van kettingen met incubatieflessen. De groene pijlpunten wijzen naar waar de twee helften van de dobber met elkaar verbonden zijn. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 3
Figuur 3: Incubatieflessen. Foto van twee paar donkere en lichte incubatieflessen die op een diepte van 1 m hangen. Eén paar flessen bevat het monster van intacte microbiële matten die nog steeds op de steen groeien (rode pijlpunt). De tweede is de lege fles met het meerwater uit de respectievelijke diepte. Een gele pijlpunt wijst naar de zuurstofsensorplek die aan de binnenwand van de incubatiefles is bevestigd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Installatie in het veld

  1. Het gebruik van een opblaasbare kajak wordt aanbevolen voor het plaatsen van schepen en het uitvoeren van experimenten, omdat deze gemakkelijk te vervoeren is.
  2. Selecteer een plaats met een ideale diepte om de dobber te verankeren. Kies de diepte zodat de onderste incubatieflessen zich ten minste 2 m boven de bodem bevinden om te voorkomen dat het sediment in de waterkolom rond de incubatieflessen wordt verstoord.
  3. Bevestig het geassembleerde schip achter de achtersteven van de boot. Laat het anker voorzichtig langs de zijkant van de boot zakken en lijn het uit zodat het iets onder het wateroppervlak hangt, zodat de dobber gemakkelijk samen met het anker naar de plek met de vereiste diepte kan worden gesleept.
  4. Maak het anker los van de boot, laat het naar de bodem zakken en bevestig het schip aan de ankerketting.
  5. Bevestig de kettingen voor het bevestigen van de incubatieflessen aan het schip.

3. Bereiding van incubatieflessen

  1. Gebruik de transparante 0,5 L flessen met brede hals en gasdichte afdichtingen.
    OPMERKING: Het is mogelijk om de grootte van de flessen aan te passen, maar vergeet niet om de drijfkracht van de schuit ook te vergroten met meer polystyreenvellen. Het hier beschreven schip kan op betrouwbare wijze 24 glazen flessen van 0,5 L vervoeren.
  2. Bevestig de optische zuurstofsensorspots aan de binnenwand van elke fles.
  3. Voeg een ondoorzichtige laag toe aan de donkere behandelingsflessen door ze in te pakken met zwarte elektrische tape.
  4. Knip een klein gaatje in de plek met de optische sensor. Om te voorkomen dat er licht in de fles komt, maakt u het gat iets kleiner dan de diameter van de sensor.
    OPMERKING: Elke ondoorzichtige laag die voorkomt dat licht de fles binnendringt, werkt ook. Het voordeel van zwarte elektrische tape is dat het bestand is tegen slijtage en niet afbladdert in water.

4. Monstername en -behandeling

OPMERKING: Duikers voeren de handmatige verzameling van monsters in dieper water uit. In ondiep water kan het worden gedaan door te snorkelen of te waden.

  1. Plaats de incubatieflessen in de draagbare doos.
  2. Duik met de doos naar de respectievelijke diepte. Vermijd het verstoren van het sediment in het omringende water.
  3. Vul de incubatieflessen zorgvuldig met de monsters. Probeer de biomassa van het monster zo min mogelijk te verstoren, bijvoorbeeld door een lang pincet te gebruiken. Als de microbiële matten op een vast oppervlak groeien, zoals een kleine steen, breng dan voorzichtig de hele steen met intacte biomassa over in de fles.
    OPMERKING: Vermijd het verzamelen van grote stenen wanneer monstermatten op stenen groeien - de glazen flessen kunnen worden gebroken tijdens verdere manipulatie.
  4. Vul een paar licht/donker flessen met schoon water uit de respectievelijke diepten om als lege bedieningselementen te dienen.
    OPMERKING: De flessen zonder het periphytonmonster dienen als een controle die de zuurstofproductie / -consumptie van omgevingswaterorganismen bepaalt. Het zorgt ervoor dat de berekende netto of bruto primaire productiviteit van periphyton onbevooroordeeld is.
  5. Zorg ervoor dat het water in alle incubatieflessen schoon is en geen storend bezinksel bevat.
  6. Sluit de flessen en breng ze naar de boot die voor anker ligt aan het drijvende schip.

5. Meten van de primaire productiviteit

OPMERKING: De persoon die in de boot zit, neemt de doos van de duiker en voert de volgende stappen uit.

  1. Bevestig de eerste twee paar incubatieflessen aan de karabijnhaken aan de eerste ketting.
  2. Meet de initiële zuurstofconcentratie in elke fles met behulp van de glasvezelzuurstofmeter. Bevestig de optische kabel van de meter aan de zuurstofsensor die in de fles is gemonteerd en lees onmiddellijk (binnen enkele seconden) de O2-concentratie contactloos uit (door de fleswand). Noteer de gemeten waarde.
    OPMERKING: De verwerkingstijd is kort; van het nemen van de flessen van de duikers tot de eerste instelling tot de respectieve diepte, het duurt slechts een paar minuten.
  3. Laat direct daarna de ketting met de bijgevoegde flessen voorzichtig terug in het water zakken. Zorg ervoor dat de incubatieflessen op dezelfde diepte worden geplaatst als de biomassa die erin is geplaatst, is bemonsterd.
  4. Doe na 1 uur nog een meting vanaf het schip (zie OPMERKING hieronder). Trek elke ketting met de flessen voorzichtig in de boot, lees de zuurstofwaarde door de optische kabel aan de sensor te bevestigen en laat de monsters opnieuw in het water zakken.
    OPMERKING: Pas de tijd tussen individuele metingen tijdens de incubatie aan op basis van de intensiteit van de O2-productiviteit /consumptie van monsters om oververzadiging van flessen te voorkomen.
  5. Herhaal deze procedure minstens vier of vijf keer met alle paren flessen.
    OPMERKING: De volledige opzet van het experiment in het veld wordt weergegeven in figuur 4.

Figure 4
Figuur 4: Schema van de experimentele opstelling in het veld. Illustratie van het verankerde experimentele schip op het oppervlak van het meer. De incubatieflessen (0,5 L) met microbiële matbiomassa worden op twee verschillende diepten (1 m en 2 m) opgehangen. De duikers verzamelden monsters van microbiële matten rechtstreeks in de incubatieflessen op de juiste diepten. De zuurstofconcentratie in individuele flessen wordt gemeten vanaf het schip. De flessen worden uit het water getrokken. De zuurstofconcentratiewaarde wordt in enkele seconden gemeten door een optische kabel aan de zuurstofsensor te bevestigen. De flessen worden vervolgens voorzichtig terug in het water neergelaten. De hele procedure van het meten van twee paar incubatieflessen vanaf twee diepten duurt ~ 2 min. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.

6. Monsteranalyses

  1. Na het einde van de metingen neemt u de monsters rechtstreeks uit de flessen en brengt u de biomassa van de microbiële mat over naar de kleine plastic kolven. Als de matten op vaste substraten (bijv. Stenen) groeien, schrob ze dan met een tandenborstel of een klein mes.
  2. In het laboratorium, filter elk repliceren door voorgewogen glasvezelfilters om het drooggewicht te bepalen9.

7. Data-analyses

  1. Meet tijdens de incubatietijd de zuurstofconcentratie in de lichte en donkere flessen en vergelijk deze met de zuurstofconcentratie in de waterkolom wanneer de flessen worden gevuld.
    OPMERKING: De verandering in zuurstof in de lichtfles in de loop van de tijd is het gecombineerde resultaat van bruto ecosysteemproductiviteit (GEP) en ademhaling door alle organismen in de fles (autotrofen en heterotrofen uit het omgevingswater en de perifytische gemeenschap). De afname van zuurstof in de donkere fles meet de ademhalingsverliezen van zowel autotrofen als heterotrofen. De verandering in zuurstofconcentratie in de controle (d.w.z. flessen zonder het periphyton) is alleen het product van heterotrofe of autotrofe organismen in het omgevingswater. Periphyton-productiviteit en ademhaling werden geschat door de productiviteit van omgevingswater en ademhaling af te trekken, gemeten in lege incubatieflessen.
  2. Noteer de O2-concentratie in procent zuurstofverzadiging (d.w.z. kalibreer de zuurstofsensoren op 0% en 100% zuurstofverzadiging). Voordat u de primaire productiviteit inschat, converteert u de onbewerkte gegevens (Equation 1) naar een redelijke eenheid.
    OPMERKING: In deze studie worden de gegevens omgezet in mmol O2 per gram organisch materiaal (OM) van de periphytonmassa op basis van drooggewicht, volgens Benson en Krause10.
    1. Bereken de conversie met behulp van vergelijking (1):
      Equation 2 (1)
      Waarbij Cp de O2-concentratie in water (mg (O2) L-1) is wanneer deze volledig verzadigd is door O2, V-fles het volume van de fles in ml is, V-stenen het volume dat door de steen in ml wordt ingenomen, het gewicht van de periphytonmassa in g en 32 het molaire gewicht van O2 is.
    2. Bereken Cp met behulp van vergelijking (2):
      Equation 3 (2)
      Waarbij Cs de standaard O2-concentratie is, P de atmosferische druk aan het meeroppervlak, Pw de partiële druk van de waterdamp aan het meeroppervlak en ω de waterdichtheid.
    3. Bereken Cs, ω, P en Pw uit eerder gedefinieerde empirische vergelijkingen (3-6) wanneer de hoogte van het meer (h in km) en de watertemperatuur aan het oppervlak van het meer (t in °C) bekend zijn:
      Equation 4 (3)
      Equation 5 (4)
      Equation 6 (5)
      Equation 7 (6)
      OPMERKING: Uit vergelijkingen (1-6) is het duidelijk dat de berekende O2-concentratie het meest nauwkeurig is voor ondiepe diepten. Naarmate de diepte toeneemt, wordt de berekende concentratie meer bevooroordeeld in termen van absolute concentratie. Het is optimaal wanneer de snelheid van verandering van zuurstofconcentratie langs de diepte bekend is voor elk meer, zodat de absolute O2-concentratie indien nodig kan worden gecorrigeerd. Zodra de O2-concentratie is berekend, kan de verandering ervan in de tijd worden gebruikt om twee verschillende fluxen van O2 onder twee verschillende omstandigheden te berekenen. Onder lichtomstandigheden is de netto ecosysteemproductiviteit (NEP) recht evenredig met de verandering in O2-concentratie in de loop van de tijd (zie hieronder). De term "ecosysteem" wordt hier gebruikt om aan te geven dat het periphyton bestaat uit autotrofe en heterotrofe organismen. In het donker is de verandering in O2-concentratie in de loop van de tijd evenredig met de som van respiratoire verliezen van autotrofe en heterotrofe organismen, waardoor ecosysteemademhaling (RE) wordt gedefinieerd. Het verschil tussen NEP en RE definieert de bruto ecosysteemproductiviteit (GEP). Als de ademhalingsverliezen van het heterotrofe deel van de gemeenschap verwaarloosbaar zijn, wordt GEP gelijk aan de bruto ecosysteemproductiviteit.
  3. Bepaal de snelheid van verandering van O2-concentratie in de loop van de tijd door derdegraads polynomiale regressie, zoals weergegeven in vergelijking (7).
    Equation 8(7)
    Waarbij A0 de O2-concentratie op tijd nul is en A1-A 2 de coëfficiënten van polynomiale regressie zijn.
    OPMERKING: De polynomiale functie wordt gebruikt omdat deze kan dienen als een benadering van elke differentiaalvergelijking. Het is dus niet nodig om de nauwkeurige functionele relatie tussen O2-concentratie en tijd te kennen. Daarom hoeft elke aanname die verband houdt met de functionele relatie (bijvoorbeeld lineariteit) niet te worden gecontroleerd. Per definitie definieert de tweede term van polynomiale regressie, A1 , de snelheid van verandering van O2-concentratie op tijdstip nul (d.w.z. onmiddellijke snelheid), die onafhankelijk is van A0 en dus de absolute O2-concentratie op tijdstip nul. Om die reden wordt de schatting van de O2-flux niet beïnvloed door de vertekening in absolute O2-concentratieberekeningen die wordt veroorzaakt door drukverandering over de dieptegradiënt. A1 heeft eenheden O2 (mmol g(OM)-1) per keer (1 uur in dit onderzoek).
    1. Bereken A1, afzonderlijk berekend voor flessen met en zonder blootstelling aan licht en die microbiële matbiomassa bevatten (d.w.z. V-stenen > 0) en voor controleflessen met en zonder blootstelling aan licht en die vrij water bevatten (d.w.z. V-stenen = 0).
      OPMERKING: Het toewijzen van deze verschillende regressiecoëfficiëntennotaties Equation 9, Equation 10, Equation 11respectievelijk , en Equation 12, de vergelijking (8) voor productiviteit GEP-berekening kan worden geschreven als:
      Equation 13 (8.1)
      Equation 14 (8.2)
      Equation 15 (8.3)
      De term Equation 16 definieert de netto ecosysteemproductiviteit (figuur 5A; d.w.z. de netto zuurstofproductiviteit) en de term Equation 17 vertegenwoordigt de som van de autotrofe en heterotrofe ademhaling (figuur 5B; RE, d.w.z. ervan uitgaande dat beide ademhalingen vergelijkbaar zijn onder donkere en lichte omstandigheden).
    2. Trek R af van NEP om GEP te verkrijgen (figuur 5C).
      OPMERKING: Vergelijking (8) gaat er impliciet van uit dat Equation 9 en Equation 11 zowel positief zijn als Equation 10 Equation 12 beide negatief zijn. Als Equation 17 het positief is, controleer dan de ruwe gegevens zorgvuldig op uitschieters . Equation 16 kan theoretisch negatief zijn omdat de ademhalingsverliezen veroorzaakt door heterotrofe activiteit hoger kunnen zijn dan fotosynthetische activiteit.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Figure 5
Figuur 5: Netto en bruto ecosysteemproductiviteit van microbiële matten bij daglicht. (A) Light bottle-net ecosysteemproductiviteit: tijdsverloopgegevens van de netto zuurstofproductiviteit van microbiële matten uit de lichtflessen. De verandering van de zuurstofconcentratie in incubatieflessen werd gemeten na 1 uur bij daglicht. Grijze cirkels: flessen met monsters van microbiële matten. Witte cirkels: lege flessen met alleen meerwater. (B) Donkere flesademhaling: de som van autotrofe en heterotrofe ademhaling uit de donkere flessen. De verandering in zuurstofconcentratie in incubatieflessen werd gemeten na 1 uur tijdens de daglichtperiode. Grijze cirkels: flessen met monsters van microbiële matten. Witte cirkels: lege flessen met alleen meerwater. (C) Vergelijking van de netto ecosysteemproductiviteit, ademhaling en bruto ecosysteemproductiviteit: het aftrekken van de ademhalingssnelheden van de netto ecosysteemproductiviteit resulteert in de bruto ecosysteemproductiviteit van de microbiële mattenbiomassa. Afkortingen: NEP = netto ecosysteemproductiviteit; RE = ademhaling; GEP = bruto ecosysteemproductiviteit. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Een schema voor de experimentele opstelling van de drijvende schuit en incubatieflessen wordt weergegeven in figuur 1, figuur 2 en figuur 3. Figuur 4 laat zien hoe het experiment in het veld kan worden opgezet. Figuur 5 toont de representatieve dataset die wordt gebruikt om de uiteindelijke netto- en bruto ecosysteemproductiviteit te berekenen. In figuur 5A wordt de verandering in O2-concentratie (d.w.z. herberekend tot mmol (O2) g(OM)-1) in de loop van de tijd weergegeven voor flessen met (aangeduid als "monster") of zonder (aangeduid als "controle") de microbiële matten die aan licht werden blootgesteld. De toename van de O2-concentratie is zowel in de controle als in het monster zichtbaar. Niettemin is de helling van toename aanzienlijk hoger in flessen met microbiële matten. Het laat zien dat het signaal van de microbiële matactiviteit detecteerbaar is tegen de achtergrond.

Hetzelfde geldt voor gegevens van in het donker bewaarde flessen, die zijn weergegeven in figuur 5B. In dit geval verschilt de helling van de O2-concentratieverandering in de loop van de tijd in de controle echter niet significant van nul. Figuur 5C toont de producten van gegevens in figuur 5A, B, respectievelijk de netto ecosysteemproductiviteit (NEP) en ademhaling (RE). De eerste moet per definitie positief zijn en de laatste negatief. De gegevens voldoen goed aan de definitie. De som van NPP en RE is dan de bruto ecosysteemproductiviteit (GEP). Merk op dat de fout van GEP toeneemt omdat het de vierkantswortel is van de gekwadrateerde sommen van fouten berekend voor NEP en RE. Elke meetgebeurtenis produceert een reeks O2-concentraties boven daglicht voor elk van de bewaakte incubatieflessen, wat de basis vormt voor het schatten van de netto- en bruto ecosysteemproductiviteit. Figuur 5A toont de tijdsverloopgegevens van de netto zuurstofproductiviteit (fotosynthese en ademhaling) van microbiële matten uit de lichtflessen. Figuur 5B toont de tijdsverloopgegevens van de ademhaling van microbiële matten uit donkere flessen. Het aftrekken van de ademhalingssnelheden van de netto ecosysteemproductiviteit levert de bruto ecosysteemproductiviteit op (figuur 5C). Figuur 6 toont de resultaten die zijn verkregen uit de praktische toepassing van de methode in het veld. De bruto ecosysteemproductiviteit van de perifytische gemeenschap werd gemeten in drie post-mijnbouwmeren in Tsjechië tijdens het vegetatieseizoen.

Figure 6
Figuur 6. Bruto ecosysteemproductiviteit van periphyton in drie post-mining meren. Voorbeeld van seizoensgebonden variatie van de bruto ecosysteemproductiviteit (GEP) van periphytonbiomassa in drie post-mijnbouwmeren in Tsjechië (Milada, Most, Medard). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Schatten
Experimentele eenheid O2 flux proxy μmol O2 g OM-1 h-1 SE
Lichte fles Netto ecosysteemproductiviteit (NEP) 38.6 1.98
Donkere fles Ecosysteem ademhaling (RE) -18.1 2.3
Bruto ecosysteemproductiviteit (GEP) 53.8 13.6

Tabel 1: Een samenvattende tabel met resultaten. De resultaten van de lineaire regressie berekend als gemiddelde en standaardfout. Gemiddelde schattingswaarden van vijf replica's van donkere en lichte incubatieflessen. SE = standaardfout.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

De methodologie die in dit artikel wordt beschreven, is gebaseerd op het principe van de lichte en donkere fleszuurstoftechniek in combinatie met de niet-invasieve techniek om de O2-concentratie te meten met behulp van optische zuurstofsensoren. Dit systeem maakt de parallelle meting van verschillende incubatie-instellingen mogelijk, omdat de optische vezel voor het meten van O2 snel van fles naar fles kan worden verplaatst. De benthische gemeenschappen uit verschillende diepten kunnen verschillen in taxonomische samenstelling en productiviteit; het gelijktijdig meten ervan op een parallelle manier kan tijd besparen en de resultaten nauwkeuriger maken, waardoor de berekening van hele diepteprofielen waar periphyton groeit mogelijk wordt. Niet-invasieve zuurstofsensoren die in schudkolven zijn geïntegreerd, maken real-time bewaking van de zuurstofflux mogelijk.

De ontworpen experimentele opstelling maakt het mogelijk om de primaire productiviteit van microbiële gemeenschappen te meten op respectieve diepten waar de gemeenschappen van nature voorkomen, wat moeilijk te simuleren is in het laboratorium (geschikte druk, volg de veranderingen in het dagelijkse verloop van temperatuur en lichtintensiteit in situ, verschillende beschikbaarheid van voedingsstoffen). De belangrijkste verbeteringen in de voorgestelde methode zijn niet-alomtegenwoordigheid, kosteneffectiviteit en de mogelijkheid van meerdere gelijktijdige metingen op één coördinaatlocatie in de buurt van de plaats van monsterverzameling. De methode is milieuvriendelijk omdat alle materialen herhaaldelijk kunnen worden gebruikt. Het maakt ook het verzamelen van grote datasets mogelijk zonder extra kosten. De introductie van zeer gevoelige O 2-sondes (d.w.z. detectielimiet 15 ppb, resolutie 0,1% van 0,04 mg O2 L-1) verschuift ook het gebruik van de methode naar minder productieve aquatische omgevingen.

Niettemin heeft de voorgestelde methode ook beperkingen die verband houden met de aard van de experimentele regeling. De eerste beperking is de mogelijkheid van O2-oververzadiging van de gesloten flessen. Dit gebeurt vooral tijdens zonnige dagen als de zeer productieve biomassa wordt geïncubeerd. Het kan resulteren in een onderschatting van de fotosynthese veroorzaakt door het onvolledig oplossen van O2 in het water7. Hoge concentraties O2 kunnen psii11 ook deactiveren. Om oververzadiging te voorkomen, worden voorlopige experimenten gericht op optimalisatie van de hoeveelheid biomassa sterk aanbevolen. Ten tweede kan de uitwisseling van geproduceerde gassen worden beperkt door de dikke diffusieve grenslaag van de perifytische mat. Samen met de stagnerende omstandigheden in incubatieflessen kan dit leiden tot onderschatting van de productiviteit. In het kader van de beschreven methodologie worden de incubatieflessen echter elk uur gemanipuleerd wanneer ze tijdens de meettijd uit het water worden getrokken en vervolgens worden verlaagd. Tijdens incubatie kan de autotrofe gemeenschap ook beperkt worden door opgeloste anorganische koolstof (DIC), waardoor de productie vertraagt. Daarom is de toename van O2 niet lineair over de gehele incubatietijd. Meestal wordt het probleem opgelost door alleen het lineaire gebied van de O2-tijdrelatie te selecteren voor de berekening van de snelheid. Hier gebruikten we een derdegraads polynomiale regressie, die dient als een benadering van elke differentieerbare functie die de snelheid van verandering van O2 in de loop van de tijd definieert. Het maakt het mogelijk om de snelheid van verandering op tijdstip nul te berekenen; daarom wordt de gemeenschap nog niet beperkt door de DIC op tijdstip nul.

Studies hebben aangetoond dat minimale agitatie voor homogenisatie van gassen tussen perifytische matten en bovenliggend water noodzakelijk is12. In lenige omgevingen is de hydrodynamica van kustzones sowieso niet sterk, dus het mengen van het water in de incubatiefles tijdens de individuele metingen kan een voldoende compromis zijn voor natuurlijke homogenisatieprocessen. Een andere problematische stap is het uittrekken van het perifytische monster uit de fysieke context van de bodem, wat kan leiden tot de verandering van lichtblootstelling en gaspenetratie op de mat. De hoeveelheid verlichting van periphyton kan enigszins worden gemoduleerd, vooral aan de randen van de verzamelde matten. Fotosynthetische organismen worden echter op natuurlijke wijze geconfronteerd met lichtintensiteitsfluctuaties, dus zijn ze aangepast om dergelijke veranderingen te behouden13,14. Om een grotere mate van verstoring te voorkomen, wordt aanbevolen om zorgvuldig één compact stuk van de perifytische mat te bemonsteren voor incubatie. Monsters kunnen worden blootgesteld aan intensere straling wanneer ze tijdens metingen uit het water worden getrokken. Niettemin is de incubatietijd van de flessen in de respectieve diepten veel groter dan de tijd die nodig is om de O2-concentratiemeting uit te voeren. De incubatietijd is 4 uur en één meting duurt ongeveer 30 s.

De gepresenteerde methode is uitgevonden voor de lentic water ecosystemen. Het kan ook worden gebruikt in stromend water, maar enkele kleine technische problemen moeten worden opgelost. In stromend water kunnen de incubatieflessen gemakkelijker worden gebroken en het verankeren van het hele systeem zou een uitdaging zijn in de stroom. Niettemin, zelfs in stilstaand water, moeten incubatieflessen zorgvuldig worden behandeld, zodat ze elkaar niet breken tijdens de manipulatie. Speciale aandacht moet worden besteed als de incubatieflessen microbiële matten bevatten die op stenen groeien. Het is van cruciaal belang om geen grote stenen te bemonsteren om te voorkomen dat de glazen flessen breken.

Zoals opgemerkt in protocolsectie 7, biedt de beschreven methode schattingen van de netto ecosysteemproductiviteit, de ademhalingssnelheid van het ecosysteem en hun product-bruto ecosysteemproductiviteit. Bij deze methode kunnen de ademhalingssnelheden van heterotrofe en autotrofe delen van de microbiële gemeenschap niet worden onderscheiden. Vandaar dat de bruto ecosysteemproductiviteit lager is dan de bruto primaire productiviteit met een snelheid die gelijk is aan heterotrofe ademhaling. Daarom is deze methode niet direct vergelijkbaar met de veelgebruikte methode voor het schatten van de primaire productiviteit door 14C isotooplabeling 15,16,17. Deze methode is gebaseerd op het introduceren van een bekende hoeveelheid geëtiketteerd 14C-CO2 in incubatieflessen gevuld met water van bekende opgeloste anorganische C-concentratie18. Het radioactiviteitsverlies in de loop van de tijd is recht evenredig met de bruto primaire productiviteit. De voorgestelde methode vormt in feite een aanvulling op de radiolabelingmethode omdat de combinatie van beide methoden theoretisch het mogelijk maakt om alle koolstoffluxen te onderscheiden, inclusief heterotrofe en autotrofe ademhaling. De radiolabelmethode heeft echter ook verschillende beperkingen. Het is bijvoorbeeld gebaseerd op de aanname van snelle en homogene opname van het gelabelde element in de perifytische mat19, wat meestal niet mogelijk is zonder de mechanische verstoring van de periphytonmatrix. Om nauwkeurige dagelijkse schattingen te verkrijgen, moeten monsters meerdere keren gedurende de dag worden verzameld, geïncubeerd en bemonsterd, en de methode moet onder laboratoriumomstandigheden worden uitgevoerd om radioactieve besmetting te voorkomen7. Continue en niet-invasieve meting is niet mogelijk.

Andere veelgebruikte methoden voor het schatten van de primaire productiviteit in aquatische ecosystemen hebben hetzelfde experimentele ontwerp, maar omvatten verschillende soorten zuurstofsondes, die minder handig zijn, vooral voor het schatten van de primaire productiviteit van periphyton20. Het gebruik van sommige soorten zuurstofsondes kan helpen bij het detecteren van de werkelijke zuurstofconcentratie in de perifytische mat, maar kan de snelheid van verandering in de loop van de tijd niet schatten, tenzij verzegeld in een gesloten systeem. Het afdichten van de zuurstofsonde is gevoeliger voor lekkage dan niet-invasieve optische sensoren. Vanwege hun behoefte aan bekabelde verbindingen, maken andere op flessen gebaseerde metabolismemethoden het niet mogelijk om zuurstofconcentraties op grotere diepten te meten. Dit maakt de voorgestelde methode, waarvoor geen bekabelde verbinding nodig is, beter in staat om nauwkeurige schattingen van het benthische metabolisme in diep water te geven. Omdat elke optische sensor een onafhankelijke eenheid is, is het mogelijk om tegelijkertijd de verandering in zuurstofconcentratie in de loop van de tijd op meerdere diepten op één coördinaatlocatie te meten. Als gevolg hiervan zou de methode een robuuste dataset kunnen bieden die zelfs opschaling naar het hele waterlichaam mogelijk maakt, indien nodig. De teledetectietechniek is bijvoorbeeld niet op dezelfde manier toepasbaar omdat deze methode niet op verschillende diepten onder het oppervlak kan worden gebruikt.

Gedetailleerde seizoensgebonden in situ metingen van de bruto productiviteit van periphyton (of andere benthische organismen) kunnen de huidige kennis van de processen die de primaire productiviteitsdynamiek in lenige wateren beheersen, verbeteren. Het schatten van de totale primaire productiviteit in de kustzone van elk meer kan een beter idee geven van het relatieve belang ervan voor het koolstofmetabolisme van het hele meer. Deze methode is echter niet geschikt voor het meten van de primaire productiviteit van plankton in oligotrofe wateren. Vergeleken met benthische gemeenschappen is de planktonbiomassa in open water te laag. De veranderingen in de O2-concentratie zouden dus te langzaam zijn om gelijktijdig te worden gedetecteerd tijdens het experiment met benthische biomassa. In dit geval kan de metabole activiteit van plankton worden gemeten met behulp van de 14C-bicarbonaatmethode zoals beschreven door Šimek et al.21 in dezelfde bemonsteringstijd. In eutrofe wateren is het mogelijk om deze methode te gebruiken om ook de primaire productiviteit van plankton te meten. Elke hierboven genoemde techniek voor het meten van primaire productiviteit heeft voor- en nadelen, die zijn besproken. De beste techniek moet worden geselecteerd op basis van de wetenschappelijke vragen die worden onderzocht. Verder moet de methode de ecologische parameters van bestudeerde ecosystemen zoveel mogelijk nabootsen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

De auteurs bevestigen dat ze geen belangenconflicten hebben om bekend te maken.

Acknowledgments

Deze studie werd ondersteund door de Czech Science Foundation (GACR 19-05791S), RVO 67985939, en door de CAS binnen het programma van de Strategy AV 21, Land save and recovery. Veel dank aan Ondřej Sihelský voor het maken van de foto's in het veld - zonder hem zou het filmen een complete hel zijn geweest. Het project zou niet mogelijk zijn zonder nauwe samenwerking met bedrijven, Palivový Kombinát Ústí s.p. en Sokolovská Uhelná, die toegang boden tot de bestudeerde plaatsen.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Aluminum angle L profile 40 x 40 mm x 3 mm, length 2,000 mm
Aluminum flat bar 40 x 3 x 350 mm
Bucket 15 L with concrete infill 
Carabine hook with screw lock 50 x 5 mm
electric tape black
Extruded polystyrene (XPS) material 500 x 200 x 150 mm
Fibox 3 LCD trace PreSens Precision Sensing GmbH stand-alone fiber optic oxygen meter
Hondex PS-7 Portable Depth Sounder Hondex  - Honda Electronics to measures distances through water - to bottom depth measurement; https://www.honda-el.net/industry/ps-7e
KORKEN - glass tight-seal jar 0.5 L IKEA incubation bottles; https://www.ikea.com/cz/en/p/korken-jar-with-lid-clear-glass-70213545/
metal hook 
Oxygen Sensor Spot SP-PSt3-NAU-D5 PreSens Precision Sensing GmbH non-invasive optical oxygen sensor for measurements under Real Conditions
SCOUT infantable canoe GUMOTEX https://www.gumotexboats.com/en/scout-standard#0000-044667-021-13/11C
Screw 10 x 170 mm with hexagonal nuts
Screw 4 x 15 mm with hexagonal nuts
Screw 4 x 15 mm with wing nuts
Snap hooks 50 x 5 mm
Steel Carabine hook 50 x 5 mm
Steel chain with wire diameter 3 mm, inside link 5.5 x 26 mm
Steel chain, 5 m
toothbrush
tweezer
Washer 10 x 50 mm
Washer 4 x 10 mm
Washer 4 x 10 mm

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Blachart, J. L., et al. Potential consequences of climate change for primary production and fish production in large marine ecosystems. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 367 (1605), 2979-2989 (2012).
  2. Howarth, R. W., Michaels, A. F. The Measurement of primary production in aquatic ecosystems. Methods in Ecosystem Science. Sala, O. E., Jackson, R. B., Mooney, H. A., Howarth, R. W. , Springer. New York, NY. 72-85 (2000).
  3. Vadenbecouer, Y. E. G., Peterson, M. J., Vander, Z., Kalff, J. Benthic algal production across lake size gradients: Interactions among morphometry, nutrients, and light. Ecology. 89 (9), 2542-2552 (2008).
  4. Reimer, A., Landmann, G., Kempe, S. Lake Van, eastern Anatolia, hydrochemistry and history. Aquatic Geochemistry. 15 (1), 195-222 (2009).
  5. Cantonati, M., Lowe, R. L. Lake benthic algae: toward an understanding of their ecology. Freshwater Sciences. 33 (2), 475-486 (2014).
  6. Gaarder, T., Gran, H. H. Investigation of the production of plankton in the Oslo Fjord. Rapports et Proces-verbaux des Réunions. Conseil International pour l'Éxploration de la Mer. 42, 1-48 (1927).
  7. Hall, R. O., Thomas, S., Gaiser, E. E. Measuring Freshwater Primary Productivity and Respiration. Principles and Standards for Measuring Primary Productivity. Fahey, T. J., Knapp, A. K. , Oxford Academic. New York. The Long-Term Ecological Research Network Series (2007).
  8. Howart, R., Michaels, A. Chapter 6 The Measurement of Primary Production in Aquatic Ecosystems. Springer Science and Business Media LLC. , (2000).
  9. Kopáček, J., Hejzlar, J. Semi-micro determination of total phosphorus in soils, sediments, and organic materials: a simplified perchloric acid digestion procedure. Communications in Soil Science and Plant Analysis. 26 (11-12), 1935-1946 (1995).
  10. Benson, B. B., Krause, D. The concentration and isotopic fractionation of oxygen dissolved in freshwater and seawater in equilibrium with the atmosphere1. Limnology and Oceanography. 29 (3), 620-632 (1984).
  11. Dodds, W. K., Biggs, B. J., Lowe, R. L. Photosynthesis-irradiance patterns in benthic microalgae: variations as a function of assemblage thickness and community structure. Journal of Phycology. 35 (1), 42-53 (1999).
  12. Bott, T. L., et al. An evaluation of techniques for measuring periphyton metabolism in chambers. Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 54 (3), 715-725 (1997).
  13. Blankenship, R. E. Structural and functional dynamics of photosynthetic antenna complexes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (45), 13751-13752 (2015).
  14. Hawes, I., Schwartz, A. -M. Photosynthesis in an extreme shade environment, benthic microbial mats from Lake Hoare, a permanently ice-covered Antarctic lake. Journal of Phycology. 35 (3), 448-459 (1999).
  15. Aristegui, J., et al. Planktonic primary production and microbial respiration measured by 14C assimilation and dissolved oxygen changes in coastal waters of the Antarctic peninsula during austral summer: Implications for carbon flux studies. Marine Ecology-Progress Series. 132, 191-201 (1996).
  16. Steemann-Nielsen, C. The use of radioactive carbon (14C) for measuring organic production in the sea. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 18 (2), 117-140 (1952).
  17. Sanz-Martín, M., et al. Relationship between carbon-and oxygen-based primary productivity in the Arctic Ocean, svalbard archipelago. Frontiers in Marine Science. 6, 468 (2019).
  18. Nielsen, E. S. Measurement of the production of organic matter in the sea by means of carbon-14. Nature. 167 (4252), 684-685 (1951).
  19. Jönsson, B. A 14C-incubation technique for measuring microphytobenthic primary productivity in intact sediment cores. Limnology and Oceanography. 36 (7), 1485-1492 (1991).
  20. Bender, M. L., et al. A comparison of four methods for determining planktonic community production. Limnology and Oceanography. 32 (5), 1085-1098 (1987).
  21. Šimek, K., et al. Spatio-temporal patterns of bacterioplankton productivity and community composition related to phytoplankton composition and protistan bacterivory in a dam reservoir. Aquatic Microbial Ecology. 51 (3), 249-262 (2008).

Tags

Milieuwetenschappen Nummer 190 Primaire productiviteit ademhaling kustzone periphyton microbiële matten zuurstofproductiviteit in situ experimenten
Een goedkope methode voor het meten van de <em>in situ</em> primaire productiviteit van periphytongemeenschappen van lentische wateren
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Čapková, K., Bešta,… More

Čapková, K., Bešta, T., Mareš, J., Čapek, P., Řeháková, K. A Low-Cost Method of Measuring the In Situ Primary Productivity of Periphyton Communities of Lentic Waters. J. Vis. Exp. (190), e64078, doi:10.3791/64078 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter