Summary
L'analisi del liquido sinoviale al microscopio a luce trasmessa, polarizzata e compensata viene utilizzata per valutare la natura infiammatoria o non infiammatoria di un campione attraverso semplici passaggi. È particolarmente utile nell'osteoartrite per rilevare cristalli di calcio e identificare un sottogruppo più grave di osteoartrite.
Abstract
L'analisi del liquido sinoviale (SF) è importante nella diagnosi dell'osteoartrite (OA). Le caratteristiche macroscopiche e microscopiche, tra cui la conta totale e differenziale dei globuli bianchi (WBC), aiutano a definire la natura non infiammatoria della SF, che è un segno distintivo dell'OA. Nei pazienti con OA, il WBC nei campioni di SF di solito non supera le 2000 cellule per microlitro e la percentuale di cellule infiammatorie, come i neutrofili, è molto bassa o assente. I cristalli di calcio sono frequenti nella SF raccolta da pazienti con OA. Sebbene il loro ruolo nella patogenesi dell'OA rimanga poco chiaro, sono stati associati a un lieve processo infiammatorio e a una progressione della malattia più grave. Recentemente, i cristalli di calcio sono stati descritti sia nelle fasi iniziali che in quelle finali dell'OA, indicando che possono svolgere un ruolo vitale nella diagnosi di diversi sottogruppi clinici di OA e trattamento farmacologico. L'obiettivo generale dell'analisi della SF nell'OA è duplice: accertare il grado non infiammatorio di SF ed evidenziare la presenza di cristalli di calcio.
Introduction
L'osteoartrite (OA) è una malattia articolare cronica complessa e multifattoriale, con una prevalenza globale aggregata stimata del 16% nei soggetti di età pari o superiore a 15 anni e del 23% nei soggetti di età pari o superiore a 40 anni1. Si prevede che l'incidenza di OA aumenterà a causa dell'invecchiamento della popolazione e di un aumento dei fattori di rischio, come l'obesità e la sindrome metabolica2.
Tra i principali problemi associati all'OA vi sono la difficoltà di diagnosticare la malattia nelle sue fasi iniziali e i trattamenti attualmente disponibili limitati alla gestione del dolore e ai farmaci sintomatici ad azione lenta (SYSADOA) come i glicosaminoglicani. La diagnosi di OA si basa sui sintomi clinici e sui risultati di imaging. Tuttavia, la mancanza di correlazione tra le due valutazioni può causare anni di ritardo nella diagnosi di OA e nell'inizio del trattamento2. L'OA è caratterizzata da processi degenerativi e infiammazione di basso grado, che possono essere facilmente studiati tramite l'analisi del liquido sinoviale (SF). SF è un dializzato plasmatico viscoso ricco di acido ialuronico, che lubrifica lo spazio articolare, fornisce nutrienti e ossigeno alla cartilagine e rimuove le scorie metaboliche. SF agisce anche come ammortizzatore, proteggendo così le articolazioni durante lo stress e lo sforzo3.
L'analisi SF è un metodo semplice e affidabile che deve essere sempre eseguito durante la valutazione iniziale di pazienti con sintomi muscoloscheletrici e versamenti articolari3. Le raccomandazioni dell'American College of Rheumatology, della British Society for Rheumatology e di altri includono l'analisi SF tra i test diagnostici per le malattie reumatiche che devono essere intrapresi principalmente nella valutazione della monoartrite acuta 4,5. La conta totale e differenziale dei leucociti ottenuta dall'analisi SF fornisce un'istantanea del processo patologico che si verifica nell'articolazione, classificando così il grado di infiammazione. L'identificazione di cristalli patogeni, come i cristalli di urato monosodico (MSU) e pirofosfato di calcio (CPP), sotto luce polarizzata, è vitale nella diagnosi e nel trattamento dell'artrite cristallina (ad esempio, gotta e pseudogotta). Inoltre, la presenza di microrganismi suggerisce una diagnosi di artrite settica.
I cristalli di calcio sono frequenti nei campioni raccolti da pazienti con OA6. Cristalli basici di fosfato di calcio (BCP) e CPP sono stati riportati in circa il 22% e il 23% dei campioni di SF, rispettivamente, da pazienti con OA6. Sebbene il loro ruolo rimanga poco chiaro, questi cristalli sono stati associati a forme più gravi di OA7 e sono considerati un epifenomeno del processo patologico stesso. I cristalli di calcio sono stati rilevati nel 100% dei campioni di tessuto di pazienti con OA sottoposti a sostituzione del ginocchio8. Inoltre, è stato ipotizzato che i cristalli di calcio possano essere coinvolti nella patogenesi dell'OA a causa dei loro effetti infiammatori, dimostrati da diversi studi9 e mediati, almeno in parte, dall'inflammasoma NLRP310.
Più recentemente, i cristalli di calcio sono stati descritti sia nella fase iniziale che in quella tardiva6 dell'OA, indicando che possono svolgere un ruolo vitale nella diagnosi di diversi sottogruppi clinici di OA e trattamento farmacologico.
L'obiettivo generale dell'analisi della SF è duplice: determinare il grado infiammatorio di SF e diagnosticare l'artrite cristallina o settica identificando cristalli o microrganismi specifici. Si tratta di uno strumento particolarmente utile, semplice e affidabile nella diagnosi di OA, grazie al tipico pattern non infiammatorio con una percentuale molto bassa o assenza di neutrofili.
Vantaggi rispetto alle tecniche alternative
L'analisi SF consiste in semplici procedure che includono la conta totale e differenziale dei leucociti e la ricerca dei cristalli. Il conteggio manuale delle cellule eseguito da tecnici di laboratorio esperti 3,11 rimane il gold standard per l'analisi citologica dei fluidi sinoviali e di altri fluidi corporei. Tuttavia, a causa della limitazione temporale e della variabilità inter- e intra-osservatore di questo metodo, i contatori cellulari automatizzati hanno gradualmente sostituito il conteggio manuale nei grandi laboratori clinici di routine in cui gli analizzatori di sangue e urina sono stati adattati per consentire l'analisi SF11,12. Tuttavia, il conteggio manuale presenta alcuni vantaggi in contesti specifici: (1) in ambulatorio, per ottenere un valore totale e differenziale di WBC in tempo; (2) identificare tipi cellulari come le cellule mononucleate citofagocitiche (Reiter) o cellule non ematopoietiche come i sinoviociti, che i contatori automatici non possono riconoscere; 3) quando il campione è troppo piccolo per essere manipolato dallo strumento; (4) creare registri di laboratorio locali facilmente accessibili a fini di ricerca. Un altro vantaggio del conteggio manuale è visto colorazione insupravitale, un metodo che consente la differenziazione delle cellule molto rapidamente e immediatamente dopo la preparazione del vetrino. Al contrario, le colorazioni tradizionali, come le procedure di Wright e May-Grünwald-Giemsa, richiedono strisci di SF essiccati all'aria e tempo per macchiare le cellule13. Sebbene non adatti per analisi di routine sensibili al tempo, questi metodi di colorazione rivelano popolazioni cellulari più dettagliate nel campione, inclusi eritrociti, basofili, eosinofili, leucociti polimorfonucleati, linfociti e piastrine.
Infine, l'analisi SF di routine per i cristalli viene eseguita utilizzando una semplice tecnica basata sulla microscopia a luce polarizzata, che fornisce risultati rapidi14. Metodi alternativi, come la scansione e la microscopia elettronica, producono risultati più accurati e sensibili, ma il loro uso nella pratica clinica quotidiana non è fattibile a causa dei costi elevati e della lunga preparazione e analisi dei campioni.
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Protocol
Il presente protocollo è conforme alle linee guida del comitato etico dell'Azienda Ospedaliero-Universitaria di Padova. La SF è stata raccolta con il consenso del paziente dalle articolazioni del ginocchio dei pazienti sottoposti a artrocentesi terapeutica per versamento articolare alla loro presentazione iniziale alla clinica o in risposta a una riacutizzazione artritica. Le controindicazioni alla procedura erano: coagulopatia, farmaci anticoagulanti, lesioni cutanee, dermatiti o cellulite sovrastante l'articolazione. Tutti i campioni di SF sono stati deidentificati.
1. Preparazione del liquido sinoviale
- Trasferire i campioni di SF raccolti durante l'artrocentesi delle articolazioni gonfie15 in una provetta contenente anticoagulante (preferibilmente EDTA; vedi Tabella dei materiali) e in una seconda provetta che non contiene additivi (Figura 1).
- Nei casi sospetti di infezione, trasferire asetticamente una porzione del campione di SF (~ 1 ml) in flaconi di coltura per test microbiologici.
NOTA: L'infezione può essere sospettata a causa sia dei segni clinici (tumore grave, dolor, calor, functio laesa, e talvolta febbre) che dell'aspetto macroscopico della SF (torbidità, colore). In questo caso, il medico prescrive un'analisi microbiologica, che viene eseguita da un laboratorio di microbiologia. - Effettuare l'analisi SF (fasi 2-5) non appena il campione viene raccolto.
2. Esame macroscopico
NOTA: La valutazione macroscopica dei campioni di SF consiste in valutazioni soggettive, qualitative e semiquantitative. Non esistono scale standard di riferimento e non vengono utilizzati campioni di controllo.
- Annotare il volume SF espresso in millilitri. Definire il colore del campione, che può variare dal giallo pallido al giallo scuro. Registra la presenza di sangue.
- Definire il grado di chiarezza osservando il campione in controluce e determinando la facilità di lettura di una pagina stampata attraverso il tubo fluido (Figura 2A).
- Valutare la viscosità gocciolando il campione da una pipetta usa e getta. Una lunga formazione di stringhe o gocce indica rispettivamente una viscosità buona o scarsa (Figura 2B).
- Valutare la presenza di materiali particolati, inclusi frammenti di tessuto o fibrina, osservando il campione attraverso il tubo e nella retroilluminazione.
3. Esame microscopico
NOTA: L'analisi microscopica SF consiste nell'esame citologico, compresa la conta totale e differenziale dei globuli bianchi (WBC) e la ricerca di cristalli.
- Determinare il numero totale di celle seguendo i passaggi seguenti.
- Determinare il numero totale di leucociti nel SF raccolti nel tubo EDTA utilizzando un emocitometro (vedere Tabella dei materiali).
- Prelevare 0,5 μL di SF dalla provetta EDTA utilizzando una pipetta Malassez-Potain (segno 0,5; vedi Tabella dei materiali) (figura supplementare 1). Con la stessa pipetta, aspirare 9,5 μL di soluzione di blu di metilene allo 0,1% (punto 11). La diluizione finale è di 20 volte.
- Mescolare la pipetta mediante inversione delicata, eliminare le prime gocce e versare il liquido sinoviale + soluzione di blu di metilene nella camera di conteggio.
- Contare le celle in due quadrati consecutivi su nove e moltiplicare il numero ottenuto per 100 (formula semplificata; Figura supplementare 2). Esprimere i globuli bianchi come numero di leucociti per millimetro cubo.
NOTA: Formula semplificata: Leucociti (N/mm3) = il numero di cellule contate in due quadrati consecutivi x 100. - Classificare i SF in base al numero totale di WBC a seguito di rapporti precedentemente pubblicati16,17 (Tabella 1).
- Eseguire il conteggio differenziale delle cellule.
- Determinare la percentuale di cellule polimorfonucleate (PMN), monociti e linfociti utilizzando la colorazione sopravitale o tradizionale13,18.
- Per la colorazione sopravitale, posizionare una piccola goccia di SF al centro di un vetrino pronto all'uso preverniciato con viola cresilico e blu di metilene (Figura supplementare 3; vedi Tabella dei materiali).
- Coprire con un coprivetrino e posizionare una goccia di olio per immersione al microscopio.
- Preparare uno striscio SF essiccato all'aria per la colorazione tradizionale (meno adatto per le analisi di routine). Metti una piccola goccia di SF alla fine di una diapositiva pulita. Utilizzando una seconda diapositiva o una copertina, distribuiscila lungo la diapositiva con un movimento in avanti. Lasciare asciugare lo striscio all'aria.
- Colorare il campione secondo una procedura standard di May-Grünwald-Giemsa18.
- Esaminare il vetrino sotto l'obiettivo di immersione in olio (1.000x).
- Contare 100 cellule consecutive e distinguere tra cellule polimorfonucleate, monociti e linfociti (Figura 3, Figura supplementare 4).
- Esprimere il numero totale di ogni categoria in percentuale.
NOTA: Per ottenere risultati accurati, gli esami citologici devono essere eseguiti non appena il SF viene raccolto o entro 24-48 h dall'artrocentesi se correttamente conservato (4 °C).
4. Rilevamento dei cristalli
- Determinare la presenza di cristalli patologici utilizzando un microscopio a luce polarizzata dotato di un filtro polarizzatore aggiuntivo e di un compensatore rosso19 (vedere Tabella dei materiali).
- Eseguire la preparazione dei vetrini per il rilevamento dei cristalli.
- Pulire accuratamente un vetrino con carta ottica o carta morbida imbevuta di etanolo. Applicare una piccola goccia di SF sul vetrino.
- Coprire con un coprivetrino e posizionare il vetrino sotto il microscopio.
- Identifica i cristalli.
- Focalizzare il vetrino sotto il microscopio utilizzando un obiettivo di ingrandimento a bassa potenza. Esaminare attentamente la diapositiva sotto un campo luminoso con un obiettivo 40x. Guarda dentro e fuori le celle.
- Identificare i cristalli in base alle loro dimensioni e forma (ad esempio, romboidale, aghiforme, a forma di bastoncello).
- Inserire il filtro polarizzatore tra la sorgente luminosa e il campione. Ruotare il polarizzatore fino a quando il suo asse ottico è perpendicolare all'analizzatore (posizionato sopra gli obiettivi) per creare uno sfondo scuro.
- Una volta identificato un cristallo birifrangente, inserire il compensatore tra il polarizzatore e il campione e spostarlo parallelamente o perpendicolarmente all'asse ottico del cristallo.
- Osservare il colore rivelato dal cristallo (Tabella 2).
NOTA: i cristalli MSU appaiono aghiformi, brillantemente birifrangenti nel campo scuro e mostrano un colore giallo/arancione quando il loro asse è parallelo al compensatore. Al contrario, sono blu se posizionati perpendicolarmente (segno negativo) (Tabella 2; Figura 4). I cristalli CPP sono cristalli simili a bastoncelli o romboidi, debolmente birifrangenti sotto luce polarizzata, e mostrano un colore blu o giallo quando sono allineati parallelamente o perpendicolarmente all'asse del compensatore (segno positivo), rispettivamente (Tabella 2; Figura 5).
5. Colorazione rosso alizarina
- Preparare una soluzione al 2% di alizarina rossa S (pH 4,1-4,3), filtrare la soluzione attraverso un filtro da 0,22 μm e conservarla lontano dalla luce.
- Per preparare il vetrino, mescolare una goccia di SF con lo stesso volume di soluzione di rosso alizarina (1:1) su un vetrino pulito. Coprire con un coprivetrino ed esaminare con un ingrandimento di 400x.
- Identificare i cristalli al microscopio.
NOTA: Il test è positivo quando precipitati rossi brillanti e scuri sono visibili sotto luce trasmessa, con una forma rotonda e strati concentrici. Sotto luce polarizzata, appaiono fortemente birifrangenti20 (Figura 6).
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Representative Results
Le grandi articolazioni colpite da OA sono spesso gonfie e producono quantità significative di SF, che vengono drenate tramite artrocentesi15. Le caratteristiche macroscopiche della SF valutate immediatamente dopo l'artrocentesi includono essenzialmente la quantità, il colore, la chiarezza e la viscosità17. Nonostante la loro bassa specificità, forniscono dati preliminari sul grado di infiammazione. Il colore dipende dalla cellularità della SF e dal grado di frammentazione delle macromolecole della matrice extracellulare. La SF raccolta da pazienti con OA è giallo pallido, una tonalità generalmente associata a campioni non infiammatori, mentre il giallo scuro è associato a versamenti infiammatori (Figura 2). La presenza di piccole quantità di sangue nel campione, ad esempio, a causa di rotture capillari, si traduce in un colore leggermente arancione. I versamenti sanguinanti devono essere attentamente considerati in quanto potrebbero indicare una potenziale emartro. La chiarezza è un segno distintivo della SF raccolta da pazienti con OA. Infatti, la SF non infiammatoria è povera di cellule, detriti, acido ialuronico e frammenti di fibrina, a differenza dell'aspetto torbido della SF infiammatoria (Figura 2).
La viscosità rappresenta un buon indice infiammatorio in quanto associata all'integrità delle macromolecole della matrice, principalmente acido ialuronico (Figura 2). Queste molecole depolimerizzano durante l'infiammazione, risultando in una SF meno viscosa. A seconda dello stadio della malattia e della gravità, la viscosità può essere conservata o leggermente ridotta in OA.
Il numero di leucociti non supera mai 500-1.000 cellule/mm3 in OA, e sono per lo più monociti (Figura supplementare 5A) e altre cellule mononucleate come i sinoviociti (Figura supplementare 5B). Uno dei risultati più rilevanti e frequenti nella SF OA riguarda i cristalli CPP e BCP. I cristalli CPP sono facilmente rilevabili al microscopio a luce polarizzata compensata (Figura 5), mentre l'identificazione dei cristalli BCP è resa più difficile a causa delle loro dimensioni submicroscopiche (Figura 6). Infatti, la lunghezza di un singolo cristallo BCP è inferiore a 1 μm, e sebbene questi cristalli formino aggregati, i grumi appaiono come globuli amorfi non birifrangenti. Sebbene non specifica, la colorazione rossa alizarina positiva rivela generalmente la presenza di cristalli BCP.
Contrariamente alla pseudogotta, in cui i cristalli di CPP sono numerosi e associati ad un elevato numero di leucociti e caratteristiche cliniche infiammatorie, nell'OA, il numero di cristalli CPP nella SF è molto basso e non legato ad alcuna risposta umorale alterata. Tuttavia, i campioni di SF con cristalli CPP o BCP mostrano livelli più elevati di citochine infiammatorie rispetto all'OA senza cristalli21. Indipendentemente dalla conta dei globuli bianchi, gli SF con cristalli sono anche associati ad un aumento delle percentuali di cellule PMN5. Da un punto di vista clinico, la relazione tra cristalli di calcio e infiammazione può aiutare a definire un particolare sottogruppo di pazienti ad aumentato rischio di sviluppare una malattia più grave.
Figura 1: Aspirazione articolare di un ginocchio gonfio . (A) L'artrocentesi viene eseguita dopo un'accurata disinfezione della pelle con materiali sterili. L'SF è raccolto in (B) provette EDTA per la conta totale delle cellule e (C) tubi senza additivi per il conteggio differenziale delle cellule e la ricerca dei cristalli. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 2: Caratteristiche dei campioni di SF infiammatori (a sinistra) e non infiammatori (a destra). (A) Colore e chiarezza dei campioni di SF infiammatori (a sinistra) e non infiammatori (a destra). (B) La viscosità di un SF non infiammatorio valutata attraverso il test di "stringa". Il laboratorista valuta la lunghezza della "corda" formata da una goccia di SF che cade da una siringa o da una pipetta. L'esempio nell'immagine produce una stringa lunga. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 3: Cellule SF osservate in un vetrino pre-colorato . (A) Un gruppo di cellule polimorfonucleate (PMN) con nuclei multilobati e due monociti con i loro nuclei voluminosi nella parte inferiore destra dell'immagine. (B) Cellule PMN e monociti (M) con una cellula mononucleare citofagocitica (CPM) al centro dell'immagine. Campo luminoso; Ingrandimento 1.000x. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 4: Cristallo MSU intracellulare. Il cristallo forma una tipica forma ad ago mostrata sotto (A) trasmessa, (B) polarizzata e (C) luce polarizzata compensata (400x). La freccia indica l'orientamento del filtro λ (compensatore), che è parallelo all'asse lungo del cristallo. In questa configurazione, il cristallo appare giallo/arancione. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 5: Cristallo CPP intracellulare. Il cristallo è mostrato sotto (A) luce trasmessa, (B) polarizzata e (C) compensata (400x). La freccia indica l'orientamento del filtro λ (compensatore), che è parallelo all'asse lungo del cristallo. In questa configurazione, il cristallo appare blu. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 6: Positività al test rosso alizarina di una SF da OA, 400x. I precipitati rossi sono visibili sotto la luce trasmessa (pannello di sinistra) e la luce polarizzata (pannello di destra), ingrandimento 400x. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Tabella 1: Grado di infiammazione della SF in base al numero totale di leucociti. Clicca qui per scaricare questa tabella.
Tabella 2: Colori esibiti da cristalli MSU e CPP sotto luce polarizzata compensata e segni di birifrangenza. Clicca qui per scaricare questa tabella.
Figura supplementare 1: Pipette di diluizione del sangue secondo Malassez-Potain per i leucociti. Clicca qui per scaricare questo file.
Figura supplementare 2: Il layout della griglia della camera per il conteggio dei globuli bianchi. Clicca qui per scaricare questo file.
Figura supplementare 3: Vetrini precolorati pronti all'uso per una valutazione rapida e semplice della morfologia differenziale dei globuli bianchi. Clicca qui per scaricare questo file.
Figura supplementare 4: Colorazione di May-Grünwald-Giemsa di uno striscio di SF. I granuli eosinofili sono chiaramente visibili (freccia), ingrandimento 1.000x. Clicca qui per scaricare questo file.
Figura supplementare 5: Monociti e sinoviociti raccolti da un campione di SF. (A) Monocita da un campione di SF raccolto da un paziente con osteoartrite (1.000x). (B) Sinoviociti da un campione di SF raccolto da un paziente con osteoartrite (1.000x). Clicca qui per scaricare questo file.
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Discussion
Nell'OA, l'analisi della SF aiuta a definire le caratteristiche della malattia attraverso semplici passaggi: conta leucocitaria totale e differenziale e ricerca di cristalli, inclusi CPP e BCP. Inoltre, la rilevazione di cristalli MSU può evidenziare importanti comorbidità.
Nonostante i bassi costi e la semplicità di esecuzione, la sensibilità dei test e l'affidabilità dei risultati possono essere influenzate da analisti inesperti, principalmente per quanto riguarda l'identificazione dei cristalli. La formazione e l'esperienza dell'analista sono cruciali per distinguere la forma e la birifrangenza dei cristalli CPP e MSU e abbinare la loro forma al loro grado di birifrangenza. Alcuni studi hanno riportato discrepanze nell'identificazione dei cristalli tra i diversi laboratori; Pertanto, la formazione dei tecnici di laboratorio è essenziale per ottenere risultati affidabili e coerenti14. L'identificazione dei cristalli è anche influenzata da un'errata interpretazione delle particelle birifrangenti che possono essere confuse con cristalli patogeni. Questi possono derivare da fonti esterne (ad esempio, polvere o fibre) o possono essere presenti all'interno della cavità articolare (ad esempio, corticosteroidi o lipidi). Una pulizia accurata del vetrino può risolvere il primo, ma il secondo può essere superato solo attraverso l'allenamento e l'esperienza14.
Un'altra limitazione dell'analisi SF riguarda l'uso della colorazione rosso alizarina per l'identificazione BCP. Come accennato in precedenza, questo non è un test specifico, e quindi è necessario prestare attenzione quando si interpretano i risultati. L'analista deve essere in grado di riconoscere precipitati rossi con una morfologia peculiare (Figura 11). Tecniche più sensibili, come la microscopia elettronica a scansione (SEM), possono essere utilizzate per identificare i cristalli BCP, ma non vengono utilizzate negli esami di routine della SF nella pratica clinica quotidiana. È importante sottolineare che è stato dimostrato che i risultati ottenuti con la colorazione rosso alizarina mostrano una buona, anche se non ottimale, concordanza con quelli ottenuti da SEM22, aumentando così il valore del primo.
Un'altra questione saliente da considerare riguarda cosa fare quando l'artrocentesi produce quantità molto piccole di SF e come conservare il campione. Quando solo poche gocce di SF vengono raccolte da piccole articolazioni, come le articolazioni inter- e metacarpo-falangee e il polso, si consiglia di mantenere il materiale nella siringa e distribuirlo direttamente su un vetrino pulito. Utilizzando una micropipetta e alcuni trucchi, è possibile preparare più di un vetrino ed eseguire un'analisi completa. Nel dettaglio, l'analista preleva la SF con la pipetta di conteggio dal vetrino preparato per la ricerca dei cristalli e prepara la camera dell'ematocitometro, mentre alcuni microlitri possono essere aspirati per la colorazione sopravitale.
Per quanto riguarda la conservazione, i campioni di SF si degradano nel tempo e la loro analisi richiede nuovi preparati per ottenere risultati affidabili. In alternativa, la SF può essere conservata a 4 °C e utilizzata entro 24 ore, e non oltre 48 ore, per l'esame citologico. Per evitare l'aggregazione cellulare e la coagulazione della SF, è necessario prestare attenzione alla raccolta del campione in almeno una provetta EDTA. I campioni di SF congelati conservati a -20 °C per un periodo di tempo più lungo possono essere utilizzati solo per la ricerca dei cristalli.
L'analisi della SF è un test patognomonico insostituibile in reumatologia, grazie alla sua utilità, semplicità di esecuzione e convenienza. La sfida principale per le future applicazioni dell'analisi SF è una diagnosi più accurata delle malattie reumatiche. Ciò sarà possibile integrando questo metodo con tecnologie più avanzate e innovative23, rendendo possibile caratterizzare la composizione della SF e identificare specifici biomarcatori molecolari e proteomica nel sito di infiammazione.
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Disclosures
Tutti gli autori non rivelano conflitti di interesse.
Acknowledgments
Gli Autori ringraziano il Professor Leonardo Punzi per la sua preziosa guida nel campo dell'analisi del liquido sinoviale e l'Azienda Ospedaliero-Universitaria di Padova per il suo supporto.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Alizarin red S | Merck | A5533 | For BCP crystal search |
| Burker chamber | Merck | BR718905 | For total white blood cell count |
| Cover glasses | Merck | C7931 | For microscopic examination |
| EDTA tubes | BD | 368861 | For SF collection |
| Glass slides | Merck | S8902 | For crystal search |
| Lambda filter (compensator) | Any | Refer to microscope company | For crystal identification |
| Malassez-Potain pipette | Artiglass | 54830000 | For dilution of synovial fluid |
| Methylene blue solution | Merck | 3978 | For total white blood cell count |
| Polarized microscope | Leica, Nikon, others | Depending on the model and company | For complete synovial fluid analysis |
| Polarizing lens | Any | Refer to microscope company | For crystal identification |
| Testsimplet | Waldeck | 14386 | Supravital staining for cell differentiation |
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