Summary
Le présent protocole décrit la contamination des alcaloïdes pyrrolizidiniques (AP) dans les échantillons de thé provenant de mauvaises herbes productrices d’AP dans les jardins de thé.
Abstract
Les alcaloïdes pyrrolizidiniques toxiques (PA) se trouvent dans les échantillons de thé, qui constituent une menace pour la santé humaine. Cependant, la source et la voie de contamination par le PA dans les échantillons de thé sont restées incertaines. Dans ce travail, une méthode adsorbante combinée avec UPLC-MS/MS a été développée pour déterminer 15 PA dans la mauvaise herbe Ageratum conyzoides L., A. conyzoides sol rhizosphérique, feuilles de thé fraîches et échantillons de thé séché. Les taux de récupération moyens variaient de 78 % à 111 %, avec des écarts-types relatifs de 0,33 % à 14,8 %. Quinze paires d’échantillons de sol rhizosphérique d’A. conyzoides et d’A. conyzoides et 60 échantillons de feuilles de thé fraîches ont été prélevés dans le jardin de thé Jinzhai dans la province de l’Anhui, en Chine, et analysés pour les 15 PA. Les 15 AP n’ont pas tous été détectés dans les feuilles de thé fraîches, à l’exception de l’oxyde de N-intermédiaire (ImNO) et de la sénécionine (Sn). La teneur en ImNO (34,7 μg/kg) était supérieure à celle de Sn (9,69 μg/kg). En outre, ImNO et Sn étaient concentrés dans les jeunes feuilles du théier, tandis que leur contenu était plus faible dans les vieilles feuilles. Les résultats ont indiqué que les AP dans le thé ont été transférés par le chemin des mauvaises herbes productrices de PA - feuilles de thé fraîches dans les jardins de thé.
Introduction
En tant que métabolites secondaires, les alcaloïdes pyrrolizidiniques (AP) protègent les plantes contre les herbivores, les insectes et les agents pathogènes 1,2. Jusqu’à présent, plus de 660 PA et PA-N-oxydes (PANO) avec des structures différentes ont été trouvés dans plus de 6 000 espèces végétales dans le monde 3,4. Les plantes productrices de PA se trouvent principalement dans les familles Asteraceae, Boraginaceae, Fabaceae et Apocynaceae 5,6. Les PA sont facilement oxydés en alcaloïdes déhydropyrrolizidiniques instables, qui ont une forte électrophilie et peuvent attaquer les nucléophiles tels que l’ADN et les protéines, entraînant une nécrose des cellules hépatiques, des occlusions veineuses, une cirrhose, une ascite et d’autres symptômes 7,8. Le principal organe cible de la toxicité du PA est le foie. Les AP peuvent également causer une toxicité pour les poumons, les reins et d’autres organes, ainsi qu’une toxicité mutagénique, cancérogène et pour le développement 9,10.
Des cas d’intoxication humaine et animale ont été signalés dans de nombreux pays en raison de l’ingestion d’herbes, de suppléments ou de thés traditionnels contenant des AP ou de la contamination indirecte d’aliments tels que le lait, le miel ou la viande (toxique par ingestion de pâturages contenant des AP)11,12,13. Les conclusions de l’Autorité européenne de sécurité des aliments (EFSA) indiquent que des substances telles que le thé (à base de plantes) sont une source importante d’exposition humaine aux PA/PANO14. Les échantillons de thé ne produisent pas d’AP, alors que les plantes productrices d’AP se trouvent couramment dans les jardins de thé (par exemple, Emilia sonchifolia, Senecio angulatus et Ageratum conyzoides)15. On soupçonnait auparavant que le thé pouvait être contaminé par des AP provenant de leurs usines de production pendant la cueillette et la transformation. Cependant, des AP ont également été détectés dans certaines feuilles de thé cueillies à la main (c.-à-d. aucune plante produisant de l’AP), ce qui suggère qu’il doit y avoir d’autres voies ou sources de contamination16. Une expérience de co-culture de séneçons (Senecio jacobaea) avec des plantes de mélisse (Melissa officinalis), de menthe poivrée (Mentha piperita), de persil (Petroselinum crispum), de camomille (Matricaria recutita) et de capucine (Tropaeolum majus) a été menée, et les résultats ont montré que des AP ont été détectés dans toutes ces plantes17. Il a été vérifié que les AP sont effectivement transférés et échangés entre plantes vivantes via le sol18,19. Van Wyk et al.20 ont constaté que le thé rooibos (Aspalathus linearis) était gravement contaminé dans les sites riches en mauvaises herbes et contenait des AP du même type et de la même proportion. Cependant, aucun AP n’a été détecté dans le thé rooibos dans les sites exempts de mauvaises herbes.
À l’heure actuelle, la spectrométrie de masse en tandem par chromatographie liquide à ultra-haute performance (UPLC-MS/MS) à haute sélectivité et sensibilité a été largement utilisée dans l’analyse qualitative et quantitative des AP dans les produits agricoles et alimentaires21,22. La méthode de traitement des échantillons comprend généralement soit l’extraction en phase solide (SPE), soit le nettoyage QuEChERS (Quick Easy Cheap Effective Rugged Safe) d’extraits de matrices alimentaires complexes, qui peuvent obtenir la sensibilité la plus élevée possible12,19. Cependant, des méthodes analytiques robustes permettant la détection et la quantification des AP dans des matrices complexes comme le sol, les mauvaises herbes et les feuilles de thé fraîches font toujours défaut.
Cette étude a analysé 15 PA dans des échantillons de thé séché, des feuilles de thé fraîches, des mauvaises herbes et des échantillons de sol rhizosphérique avec UPLC-MS / MS combiné à une méthode de purification adsorbante. En outre, 15 échantillons appariés de mauvaises herbes et de sols rhizosphériques de mauvaises herbes et 60 échantillons de feuilles de thé fraîches ont été prélevés dans cinq sites d’échantillonnage du jardin de thé Jinzhai dans la province de l’Anhui, en Chine, et ont été analysés pour 15 AP. Ces résultats peuvent fournir une méthode d’enquête et des informations sur la source et la voie des PA (contamination) dans les échantillons de thé pour assurer la qualité et la sécurité du thé.
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Protocol
Pour la présente étude, les espèces de mauvaises herbes suivantes ont été collectées : Ludwigia prostrata Roxb., Murdannia triquetra (Wall. ex C. B. Clarke) Bruckn., Ageratum conyzoides L., Chenopodium ambrosioides, Trachelospermum jasminoide (L.) Lem., Ageratum conyzoides L., Emilia sonchifolia (L.) DC, Ageratum conyzoides L. et Crassocephalum crepidioides (Benth.) S. Moore. Les feuilles de thé fraîches ont été cueillies dans la variété d’arbres à thé Longjing 43#, et les échantillons de thé séché étaient du thé disponible dans le commerce traité selon le processus de fabrication du thé vert (voir le tableau des matériaux).
1. Prélèvement d’échantillons
- Recueillir 40 échantillons réels.
- Ramassez 10 mauvaises herbes, 10 sols et 10 feuilles de thé fraîches au hasard dans plusieurs jardins de thé.
NOTE : Pour la présente étude, le sol a été échantillonné à une profondeur de 20 cm avec une quantité d’échantillon de 200 g. - Ramassez au hasard 10 produits de thé séché (250 g) dans un supermarché.
- Ramassez 10 mauvaises herbes, 10 sols et 10 feuilles de thé fraîches au hasard dans plusieurs jardins de thé.
- Prélever des échantillons de mauvaises herbes, de terre et de feuilles de thé fraîches pour étudier la source de contamination des AP dans le thé.
- Définissez cinq points d’échantillonnage dans le même jardin de thé, avec trois répétitions à chaque point.
- Recueillir des échantillons de mauvaises herbes Ageratum conyzoides L. avec la teneur en PA la plus élevée que l’on trouve couramment dans les jardins de thé.
REMARQUE : La quantité d’échantillon était de 250 g pour la présente étude. - Prélever les échantillons de sol.
REMARQUE : Les échantillons de sol étaient du sol rhizosphérique d’A. conyzoides à une profondeur de 20 cm avec une quantité d’échantillon de 200 g. - Collectez les feuilles de thé fraîches de différentes parties des théiers, y compris un bourgeon avec deux feuilles, un bourgeon avec trois feuilles, un bourgeon avec quatre feuilles et des feuilles matures.
NOTE: La quantité d’échantillon était de 250 g.
2. Traitement de l’échantillon
- Prétraiter les échantillons en suivant les étapes ci-dessous.
- Broyer les échantillons de thé séché et de sol avec un moulin, passer les échantillons pulvérisés à travers un tamis à 200 mailles et les stocker à −20 °C.
REMARQUE : Le thé séché était un produit à base de thé disponible dans le commerce (voir le tableau des matières), il était donc directement broyé et tamisé pour le stockage. Les échantillons de sol (200 g) ont été placés dans un endroit ventilé dans l’obscurité pour sécher à l’air pendant environ une semaine. - Homogénéiser l’herbe et les feuilles de thé fraîches avec un homogénéisateur et les conserver à −20 °C.
- Broyer les échantillons de thé séché et de sol avec un moulin, passer les échantillons pulvérisés à travers un tamis à 200 mailles et les stocker à −20 °C.
- Effectuer un traitement par échantillon des produits à base de thé séché, des feuilles de thé fraîches et des mauvaises herbes.
- Peser 1,00 g de chaque échantillon (produits de thé séché, feuilles de thé fraîches et mauvaises herbes) et le placer dans un tube à centrifuger de 50 mL.
- Ajouter 10 mL de solution d’acide sulfurique 0,1 mol/L et vortex pendant 2 min pour l’extraction en phase solide (à l’aide de la cartouche SPE, voir le tableau des matières) et 1 min pour la purification par adsorbant. Effectuer une extraction par ultrasons23 pendant 15 min, puis centrifuger pendant 10 min à une vitesse de 9 390 x g à température ambiante.
REMARQUE: La puissance de l’oscillateur à ultrasons était de 290 W, la fréquence d’oscillation était de 35 kHz et la température était réglée à 30 ° C. - Transférer le surnageant dans un tube centrifuge de 50 ml à l’aide d’un compte-gouttes à embout en plastique.
- Suivez les étapes ci-dessus pour répéter l’extraction une fois. Combinez les deux surnageants.
- Activez les cartouches SPE avec 5 mL de méthanol et 5 mL d’eau désionisée. Ajouter 10 mL de surnageant à la cartouche préactivée et effectuer le nettoyage de l’échantillon.
- Une fois que le niveau de la solution échantillon a atteint la couche supérieure des cartouches, éluer les analytes avec 5 mL de solution d’acide formique à 1%, puis 5 mL de méthanol. Jeter l’éluat.
- Éluer avec 5 mL de méthanol (contenant 0,5 % d’eau ammoniacale), filtrer l’éluat à travers un filtre à membrane de 0,22 μm et analyser par UPLC-MS/MS (voir le tableau des matériaux).
- Effectuer le nettoyage des échantillons à l’aide d’adsorbants.
- Prélever 2 mL du surnageant (étape 2.2.4) dans un tube à centrifuger de 10 mL rempli des adsorbants de GCB:PSA:C18 (10 mg:20 mg:15 mg, voir le tableau des matières), vortex pendant 1 min, et centrifuger à 9 390 x g pendant 8 min à température ambiante.
- Faire passer 1 mL du surnageant à travers un filtre à membrane de 0,22 μm avant l’analyse par UPLC-MS/MS.
- Effectuer le traitement des échantillons de sol.
- Peser un échantillon de sol de 1,00 g. Placez-le dans un tube à centrifuger de 50 mL et ajoutez 0,1 mL de solution de citrate trisodique à 0,1 mol/L (voir le tableau des matières) pour ajuster la valeur du pH du sol à 6,0.
- Laisser reposer pendant 2 min, puis ajouter 10 mL de solution de méthanol d’acide sulfurique 0,1 mol/L, vortex pendant 2 min et agiter pendant 30 min, puis effectuer une extraction par ultrasons pendant 30 min.
- Centrifuger à 9 390 x g pendant 10 minutes et transférer le surnageant dans un tube à centrifuger de 50 ml à l’aide d’un compte-gouttes en plastique.
- Suivez les étapes ci-dessus pour répéter l’extraction et combiner le surnageant deux fois.
NOTA: La méthode de purification était la même que pour les étapes 2.2.5.1 et 2.2.5.2.
3. Analyse instrumentale
- Détecter les 15 PA dans les échantillons de thé séché, les feuilles de thé frais, les mauvaises herbes et la terre (échantillons de l’étape 2) à l’aide d’un système UPLC-MS/MS disponible dans le commerce (2,1 mm x 100 mm, 1,8 μm) (voir le tableau des matériaux).
- Réglez la température de la colonne à 40 °C, le débit à 0,250 mL/min et le volume d’injection à 3 μL.
- Définir la phase mobile A : méthanol (contenant 0,1 % d’acide formique + 1 mmol/L de formate d’ammonium) et la phase mobile B : eau (contenant 0,1 % d’acide formique + 1 mmol/L de formate d’ammonium).
- Définir une procédure d’élution de gradient : 10 % A de 0,0 min à 0,25 min, 10 %-30 % A de 0,25 min à 6,0 min, 30 %-40 % A de 6,0 min à 9,0 min, 40 %-98 % A de 9,0 min à 9,01 min qui a été maintenu pendant 1,9 min, et 98 %-100 % A de 11,0 min à 11,1 min qui a été maintenu pendant 2,9 min.
- Régler les paramètres du spectromètre de masse: mode d’ionisation, source d’ions positifs par électrospray (ESI+); pression de l’atomiseur, 7,0 bar; tension capillaire, 4,0 kV; débit de soufflage arrière du trou conique, 150 L/h; débit de gaz solvant, 800 L/h; température de dissolution, 400 °C; débit de gaz d’impact, 0,25 mL/min.
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Representative Results
La méthode optimisée de purification et d’analyse des adsorbants de 15 PA dans des échantillons de thé séché, des feuilles de thé fraîches, des mauvaises herbes et de la terre a été établie et comparée à la méthode de purification couramment utilisée à l’aide de la cartouche SPE. Les résultats ont montré que les récupérations des 15 PA dans les échantillons de thé séché, les mauvaises herbes et les feuilles de thé fraîches à l’aide de la cartouche SPE étaient de 72% à 120%, tandis que celles utilisant la purification par adsorbant étaient de 78% à 98% (Figure 1). Les taux de récupération des 15 AP dans le sol à l’aide d’une purification par adsorbant étaient de 79 % à 111 % (figure 1). Quarante (40) échantillons réels ont été prélevés au hasard pour détecter le contenu des AP afin de comparer les deux méthodes de nettoyage (tableaux supplémentaires 1 à 7). L’héliotrine (He) a été détectée dans les 10 échantillons de thé séché à l’aide de la méthode adsorbante avec une teneur de 1,3 à 22 μg/kg, alors qu’elle n’a été détectée que dans trois échantillons de thé séché utilisant la cartouche SPE d’une teneur de 1,8 à 24,6 μg/kg (tableaux supplémentaires 3 et 4).
La méthode de purification par adsorbant (GCB:PSA:C18) a été choisie pour détecter les AP dans les mauvaises herbes, les sols rhizosphériques des mauvaises herbes et les feuilles de thé fraîches dans les systèmes de plantation de thé. Cinq sites d’échantillonnage ont été choisis dans un jardin de thé à Jinzhai. En plus de la jacobine (Jb), de la sénéciphylline (Sp), de la sénéciphylline N-oxyde (SpNO) et de la senkirkine (Sk), un total de 11 PA ont été détectés dans la mauvaise herbe A. conyzoides, dont la teneur la plus élevée en AP était l’intermédine (Im) (2 006-2 970 μg/kg), l’héliotrine-N-oxyde (HeNO) (2 446-2 731 μg/kg) et l’intermédine-N-oxyde (ImNO) (13 535-17 345 μg/kg) (tableau 1). Dans le sol, seul l’ImNO a été détecté au site d’échantillonnage 5, avec une teneur de 6,05 μg/kg (tableau supplémentaire 8). ImNO et Sn ont été détectés dans les feuilles de thé fraîches des cinq sites d’échantillonnage (Figure 2). L’ImNO a été détecté dans différentes parties des théiers et sa teneur variait de 4,36 à 26,5 μg/kg, ce qui était supérieur à celui du Sn, sauf que le Sn n’a pas été détecté dans les feuilles matures du site d’échantillonnage 1 et du site d’échantillonnage 2. Sn a été détecté dans différentes parties des théiers dans les autres sites d’échantillonnage, et la teneur variait de 1,0 à 3,14 μg/kg (figure 2).
Au site d’échantillonnage 5, le phénomène de transfert des AP entre les mauvaises herbes, le sol rhizosphérique des mauvaises herbes et les feuilles de thé fraîches a été montré (figure 3). Parmi les 11 mauvaises herbes PA, seul ImNO a été détecté dans le sol, avec une teneur de 6,05 μg/kg, tandis que l’ImNO et le Sn ont été détectés dans différentes parties des théiers. La teneur en ImNO dans un bourgeon à deux feuilles était la plus élevée, soit 12,6 μg/kg (figure 3).
Figure 1 : Comparaison de la récupération. Comparaison des récupérations de 15 PA (alcaloïdes pyrrolizidiniques) dans des extraits de (A) feuilles de thé fraîches, (B) échantillons de thé séché, (C) mauvaises herbes, et (D) échantillons de sol après nettoyage avec l’adsorbant (niveau enrichi = 0,02 mg / kg) et les cartouches SPE (colonnes d’extraction en phase solide par échange de cations mixtes, niveau enrichi = 0,01 mg / kg). Les barres d’erreur montrent l’écart-type et le test de signification a été effectué par analyse de la variance. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Teneur et types d’AP (alcaloïdes pyrrolizidiniques) dans différentes parties des théiers prélevés dans les cinq sites d’échantillonnage. (A) Site d’échantillonnage 1. B) Site d’échantillonnage 2. C) Site d’échantillonnage 3. D) Site d’échantillonnage 4. E) Site d’échantillonnage 5. Les barres d’erreur montrent l’écart-type et le test de signification a été effectué par analyse de la variance. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : AP contenus dans les mauvaises herbes et leur transfert dans le sol et les feuilles de thé fraîches. (A) La teneur et le type d’AP (alcaloïdes pyrrolizidiniques) détectés dans les mauvaises herbes, le sol et les feuilles de thé fraîches. (B) La teneur et le type d’AP détectés dans les mauvaises herbes. Les barres d’erreur montrent l’écart-type et le test de signification a été effectué par analyse de la variance. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Site d’échantillonnage | Teneur moyenne en AP simples (écarts-types relatifs ±), μg/kg | La teneur en PA totaux (μg/kg) | |||||||||||||||||||||||||||
| Il | HeNO | Im | ImNO | Jb | JbNO | Re | Reno | Sn | SnNO | Sp | Sp NON |
UE | EuNO | Sk | |||||||||||||||
| 1 | 97.4 (2.43) | 2731.1 (2.04) | 2424.9 (1.84) | 13754 (0.56) | ND | 1.92 (1.54) | 21.2 (10.45) | 4.01 (5.72) | 58.4 (2.52) | 17.2 (9.03) | ND | ND | 224.0 (1.75) | 6.9 (2.02) | ND | 19341.03 | |||||||||||||
| 2 | 83.9 (1.21) | 2518.6 (0.81) | 2476.5 (1.15) | 13945 (0.30) | ND | 2.60 (2.52) | 28.8 (1.51) | 4.82 (3.66) | 63.7 (3.52) | 19.8 (10.2) | ND | ND | 248.6 (1.48) | 7.0 (1.58) | ND | 19399.32 | |||||||||||||
| 3 | 96.6 (1.67) | 2470.4 (1.08) | 2969.7 (1.02) | 16829 (0.36) | ND | 2.12 (1.08) | 20.9 (9.30) | 2.94 (1.08) | 51.0 (7.50) | 14.9 (8.25) | ND | ND | 252.1 (3.17) | 5.91 (0.35) | ND | 22715.57 | |||||||||||||
| 4 | 91.4 (1.98) | 2638.6 (2.75) | 2882.4 (1.98) | 17345 (0.76) | ND | 2.42 (10.59) | 15.4 (6.99) | 2.67 (10.59) | 51.6 (6.73) | 15.0 (0.92) | ND | ND | 281.3 (2.36) | 6.78 (2.15) | ND | 23332.57 | |||||||||||||
| 5 | 83.4 (3.79) | 2446.7 (6.0) | 2005.5 (3.79) | 13535 (1.96) | ND | 1.68 (4.94) | 15.2 (0.91) | 2.70 (4.94) | 49.4 (8.78) | 16.9 (10.7) | ND | ND | 215.2 (2.47) | 5.99 (3.76) | ND | 18377.67 | |||||||||||||
Tableau 1 : Teneur en AP simples et totaux (alcaloïdes pyrrolizidiniques) des mauvaises herbes dans les cinq sites d’échantillonnage. ND représente aucun détecté.
Tableau supplémentaire 1: Teneur en PA simples et totaux des feuilles de thé fraîches purifiées par la méthode adsorbante. ND représente aucun détecté. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Tableau supplémentaire 2: Teneur en AP simples et totaux des feuilles de thé fraîches purifiées par SPE. ND représente aucun détecté. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Tableau supplémentaire 3: La teneur en PA simples et totaux dans le thé séché purifié par la méthode adsorbante. ND représente aucun détecté. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Tableau supplémentaire 4: Teneur en PA simples et totaux du thé séché purifié par SPE. ND représente aucun détecté. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Tableau supplémentaire 5: Teneur en AP simples et totaux des mauvaises herbes purifiées par la méthode adsorbante. ND représente aucun détecté. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Tableau supplémentaire 6: Teneur en PA simples et totaux des mauvaises herbes purifiées par SPE. ND représente aucun détecté. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Tableau supplémentaire 7 : Teneur en AP simples et totaux dans les sols purifiés par adsorbant. ND représente aucun détecté. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
Tableau supplémentaire 8 : Teneur en AP uniques et totaux des sols dans les cinq sites d’échantillonnage. ND représente aucun détecté. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.
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Discussion
Le présent travail a été conçu pour développer une méthode efficace et sensible pour explorer les voies de contamination et les sources d’AP dans les échantillons de thé ainsi que la distribution des AP dans différentes parties des théiers. Cependant, dans cette étude, seulement 15 AP ont été séparés avec succès sur la colonne chromatographique, ce qui est un très petit nombre par rapport au grand nombre d’alcaloïdes chez les espèces végétales 3,4. Cela n’était pas seulement lié aux propriétés d’emballage de la colonne elle-même, mais aussi à la matrice complexe des échantillons de thé examinés. Par conséquent, de meilleures méthodes de séparation et de purification pour détecter les multi-PA doivent encore être explorées.
Des cartouches SPE et des méthodes adsorbantes ont été appliquées pour détecter les multi-PA dans diverses matrices d’échantillons, mais dans la matrice complexe du thé, la méthode adsorbante n’a pas été signalée24. Par conséquent, la méthode adsorbante avec un rapport GCB:PSA:C18 (10 mg:20 mg:15 mg) a été développée dans ce travail, et les récupérations de 15 PA répondaient aux exigences de détection des AP dans différentes matrices d’échantillons. En revanche, les taux de récupération de l’ImNO, de l’Eu et du RE étaient en moyenne de 119 %, 120 % et 115 %, respectivement, dans le thé séché après nettoyage avec des cartouches SPE, ce qui a montré un effet matriciel significatif. De plus, par rapport aux cartouches SPE, la méthode adsorbante (GCB:PSA:C18) a eu un temps de traitement de l’échantillon plus court, un coût inférieur et de meilleures récupérations pour l’analyse PA (Figure 1B). L’établissement de méthodes de détection de 15 AP dans des échantillons de thé séché, des feuilles de thé frais, des mauvaises herbes et du sol a fourni une méthode de détection efficace pour explorer la source de contamination des AP dans les échantillons de thé. De plus, selon les connaissances actuelles, une méthode de détection multi-PA dans le sol a été établie pour la première fois dans cette étude.
La voie de transfert des AP dans le système de plantation de thé a été étudiée. Nos études indiquent que A. conyzoides était l’une des mauvaises herbes ayant la teneur totale en PA la plus élevée dans le jardin de thé Jinzhai, et qu’elle poussait à côté des théiers. Par conséquent, A. conyzoides, le sol rhizosphérique d’A. conyzoides et les différentes parties des feuilles de thé fraîches ont été prélevés dans les cinq sites d’échantillonnage d’un jardin de thé à Jinzhai pour analyser les 15 PA. La figure 3 montre que, parmi les 11 AP produits chez A. conyzoides, seul l’ImNO a été détecté dans le sol rhizosphérique d’A. conyzoides, tandis que l’ImNO et le Sn ont été détectés dans les feuilles de thé fraîches . Cela indique que toute la teneur en AP produits chez A. conyzoides n’a pas pu être transportée dans les théiers par le milieu du sol. Une partie de la teneur en AP transférés dans le sol peut être dégradée par des microorganismes du sol.
L’ImNO et le Sn étaient principalement répartis dans un bourgeon à deux feuilles et un bourgeon à trois feuilles, tandis que la teneur en PA dans les feuilles matures était relativement faible. Au site d’échantillonnage 4, la teneur en ImNO dans un bourgeon à deux feuilles atteignait 26,5 μg/kg, tandis que celle des autres parties du théier variait de 7,14 à 10,4 μg/kg. Le Sn n’a pas été détecté dans les feuilles matures au site d’échantillonnage 1 et au site d’échantillonnage 2. Cela indique que les parties enrichies des AP dans les théiers étaient principalement concentrées dans les jeunes feuilles, et que la teneur était bien inférieure à la limite maximale de résidus d’AP dans les échantillons de thé fixée par l’Union européenne (150 μg/kg pour les adultes, 75 μg/kg pour les nourrissons et les enfants en bas âge)25. Les résultats révèlent que les AP dans les échantillons de thé peuvent provenir de mauvaises herbes productrices d’AP dans les jardins de thé via le sol. De plus, les résultats confirment le transfert et l’échange d’AP entre les plantes17.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par la Fondation scientifique naturelle nationale de Chine (32102244), le Projet national d’évaluation de la qualité, de la sécurité et des risques des produits agricoles (GJFP2021001), la Fondation scientifique naturelle de la province de l’Anhui (19252002) et l’USDA (HAW05020H).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acetonitrile (99.9%) | Tedia Company,Inc. | 21115197 | CAS No:75-05-8 |
| Ammonia (25%-28%) | Wuxi Zhanwang Chemical Reagent Co., Ltd. | 181210 | CAS No:1336-21-6 |
| Ammonium formate (97.0%) | Anpel Laboratory Technoiogies (shanghai) | G0860050 | CAS No:540-69-2 |
| Carbon-GCB | CNW | B7760030 | 120-400 MESH, 10g. per box |
| Centrifuge Z 36 HK | HERMLE | Z36HK | 30000 rpm (min:10 rpm), Dimensions (W x H x D): 71.5 cm× 42 cm × 51 cm |
| Commercially available tea product | Lvming, Qingshan, Luyuchun, Changling, Huixing, Wuyunjian, Heshengchun | loose tea | Green tea |
| Europine N-oxid (EuNO) (98.0%) | BioCrick | 323256 | CAS No:65582-53-8 |
| Europine (Eu) (98.0%) | BioCrick | 98222 | CAS No:570-19-4 |
| Formate (98.0%) | Aladdin | E2022005 | CAS No:64-18-6 |
| HC-C18 | CNW | D2110060 | 40-63 μm,100g.per box |
| Heliotrine (He) (98.0%) | BioCrick | 906426 | CAS No:303-33-3 |
| Heliotrine-N-oxide (HeNO) (98.0%) | BioCrick | 22581 | CAS No:6209-65-0 |
| High speed centrifuge TG16-WS | cence | 203158000 | Max:16000 r/min, 330 × 390 × 300 mm (L × W × H), Capacity: 6 × 50 mL |
| HSS T3 column | Waters | 186004976 | ACQUITY UPLC HSS T3 (2.1 × 100 mm 1.8 μm) |
| Intermedine (Im) (98.0%) | BioCrick | 114843 | CAS No:10285-06-0 |
| Intermedine-N-oxide (ImNO) (98.0%) | BioCrick | 340066 | CAS No:95462-14-9 |
| Jacobine (Jb) (98.0%) | BioCrick | 132282048 | CAS No:6870-67-3 |
| Jacobine-N-oxide (JbNO) (98.0%) | ChemFaces | CFN00461 | CAS No:38710-25-7 |
| Methyl Alcohol (99.9%) | Tedia Company,Inc. | 21115100 | CAS No:67-56-1 |
| PSA | Agela | P19-00833 | 40-60 μm, 60 Å 100g.per box |
| Retrorsine (Re) (98.0%) | BioCrick | 5281743 | CAS No:480-54-6 |
| Retrorsine-N-oxide (ReNO) (98.0%) | BioCrick | 5281734 | CAS No:15503-86-3 |
| Senecionine (Sc) (98.0%) | BioCrick | 5280906 | CAS No:130-01-8 |
| Senecionine-N-oxide (ScNO) (98.0%) | BioCrick | 5380876 | CAS No:13268-67-2 |
| Seneciphylline N-oxid (SpNO) (98.0%) | BioCrick | 6442619 | CAS No:38710-26-8 |
| Seneciphylline (Sp) (98.0%) | BioCrick | 5281750 | CAS No:480-81-9 |
| Senkirkine (Sk) (98.0%) | BioCrick | 5281752 | CAS No:2318-18-5 |
| SPE PCX | Agilent Technologies | 12108206 | Cation Mixed Mode, 6 mL |
| Sulfuric acid (97%) | Wuxi Zhanwang Chemical Reagent Co., Ltd. | 1003019 | CAS No:7664-93-9 |
| Trisodium citrate | Sinpharm Chemical Reagent Co., Ltd. | 20121009 | CAS No:6132-04-3 |
| Ultrasonic cleaner | Supmile | KQ-600B | Inner slot size: 500 × 300 × 150 mm; Capacity: 22.5 L |
| UPLC-xevoTQMS | Waters | ZPLYY-003 | Triple four-stage rod mass analyzer, Waters Alliance 2695/Waters ACQUITY UPLC Liquid Phase System |
| Water bath thermostat oscillator | Guoyu instrument | SHY-2AHS | Oscillation times: 60-300 times/min, Constant temperature range: room temperature to 100 °C |
References
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