Summary
Dit artikel presenteert een protocol voor oculaire microdissectie bij knaagdieren. Het proces omvat de enucleatie van de oogbol samen met het nictitating membraan (d.w.z. het derde ooglid). Dit wordt dan gevolgd door de scheiding van de achterste en voorste oogschelpen.
Abstract
De oculaire microdissectie van het knaagdieroog omvat de segmentatie van de enucleated oogbol met het aangehechte nictitating membraan, of derde ooglid, om de voorste en achterste oogschelpen te verkrijgen. Met deze techniek kunnen de subdelen van het oog, inclusief het hoornvliesweefsel, neuraal weefsel, retinale pigmentepitheel (RPE) weefsel en lens, worden verkregen voor wholemounts, cryo-sectie en / of eencellige suspensies van een specifiek oogweefsel. De aanwezigheid van het derde ooglid biedt unieke en significante voordelen, omdat het het behoud van de oriëntatie van het oog ten goede komt, wat belangrijk is voor het begrijpen van de oogfysiologie na een gelokaliseerde interventie of in studies met oculaire analyse met betrekking tot de ruimtelijke topografie van het oog.
Bij deze methode enucleeerden we de oogbol bij de oogkas samen met het derde ooglid door voorzichtig en langzaam door de extraoculaire spieren te snijden en de oogzenuw door te snijden. De oogbol werd met behulp van een microblade door de corneale limbus gestoken. De incisie werd gebruikt als het punt van binnenkomst, waardoor langs de cornea-sclerale overgang kon worden gesneden door microscharen door het incisiepunt in te brengen. Kleine en continue sneden langs de omtrek werden gemaakt totdat de kopjes gescheiden waren. Deze kunnen verder worden ontleed door de doorschijnende laag van het neurale netvlies voorzichtig af te pellen met behulp van een Colibri-hechttang om het neurale netvlies en de RPE-lagen te verkrijgen. Verder werden drie/vier equidistante sneden gemaakt van de periferie loodrecht op het optische centrum totdat de oogzenuw werd bereikt. Hierdoor werden de halfronde kopjes in een roosvorm geopend zodat ze plat vielen en gemakkelijk gemonteerd konden worden. Deze techniek is in ons lab gebruikt voor cornea wholemounts en retinale secties. De aanwezigheid van het derde ooglid bakent de nasale-temporele oriëntatie af, wat de studie van verschillende celtherapie-interventies na transplantatie mogelijk maakt en dus de gerichte fysiologische validatie die van vitaal belang is voor visualisatie en nauwkeurige weergave in dergelijke studies.
Introduction
Oculaire dissectie is een belangrijke techniek in oogheelkundig onderzoek en heeft onderzoekers in staat gesteld om toegang te krijgen tot de segmenten van het oog voor gerichte studies. Eerder vertrouwden oculaire onderzoekers op het oogweefsel van zieke personen voor hun studies. Het geleidelijk groeiende aantal stammen van oogheelkundige knaagdiermodellen1 in de loop der jaren heeft echter de behoefte aan menselijk oogweefsel verminderd. Deze muizenstammen hebben een dieper begrip van oogziekten en interventies mogelijk gemaakt. Toch hebben ze ook een behoefte aan innovatieve technieken van oculaire microdissectie gegenereerd. De kleine omvang en het beperkte werkgebied beperken de effectieve toegang tot de oculaire subdelen ernstig. Verder is het, vanwege de homogene cellulaire assemblage van de achterste en voorste oogschelpen, moeilijk om gerichte interventies na de dissectie uit te voeren. De huidige microdissectietechnieken van laser2 en chirurgische microdissectie 3,4 zijn ontoereikend om aan dergelijke eisen van oculair onderzoek te voldoen. Laser micro-dissectie is zeer effectief in single-cell analyse, maar het specifieke weefsel moet micro-ontleed worden vóór de laserprocedure2. De techniek kan kleine interessante gebieden isoleren van een vooraf ontleed weefsel voor moleculaire analyse. De techniek is dus niet geschikt voor het voorbereiden van wholemounts of voor het isoleren van axiaal verpakte oculaire lagen voor optimale visualisatie.
De chirurgische methode is de meest gebruikte techniek; Deze methode omvat het immobiliseren van het oog via de oogzenuw5 en vervolgens het uitvoeren van de dissectie. Deze oefening is zwaar en kan elk kwetsbaar weefsel beschadigen, omdat het bolvormige oog blijft bewegen tijdens de dissectie. Ondanks dat het gunstig is voor het isoleren van de verschillende delen van de retinale lagen, kan de techniek de ruimtelijke oriëntatie van het weefsel bij dissectie niet afbakenen.
Tijdens de dissectie biedt het handhaven van de aanwezigheid van het aangehechte nictitating membraan of het derde ooglid (figuur 1) unieke en significante voordelen. Bij deze methode wordt eerst de oogbol geënucleeerd met het derde ooglid. Vervolgens wordt het derde ooglid gebruikt om het oog6 te immobiliseren (figuur 2A). Dit wordt gevolgd door het doorboren van de oogbol door de corneale limbus en het gebruik van de incisie als het punt van binnenkomst (figuur 2B, C). Vervolgens worden de oogschelpen gescheiden door anterieur en posterieur langs de omtrek te snijden (figuur 2D-G). Door de achterste oogschelp verder te ontleden, kan de doorschijnende laag van het neurale netvlies worden geïdentificeerd en voorzichtig worden afgepeld. Drie of vier equidistante sneden worden vervolgens gemaakt in de verkregen halfronde voorste en achterste kopjes, waardoor deze bloemvormige kopjes plat op een glijbaan kunnen vallen (figuur 2H).
Het derde ooglid helpt bij een eenvoudige en efficiënte hantering tijdens de dissectie, waardoor minimale schade aan het weefsel wordt gegarandeerd tijdens de toegang tot de verschillende ooglagen en bij het produceren van hele mounts. Verder helpt de aanwezigheid van het derde ooglid om gelokaliseerde interventies tijdens visualisatie te lokaliseren en te onderzoeken.
De procedure, in ons laboratorium, is uitgevoerd op een CBA / J of een rd1-muizenstam op P28 van elk geslacht. De procedure kan worden uitgevoerd op elke stam, leeftijd of geslacht van het dier en heeft geen vooroordeel volgens deze kenmerken.
De dieren werden verkregen uit commerciële bronnen (zie tabel met materialen) en onderhouden in de Small Animal Facility (SAF) van het National Institute of Immunology (NII). Ze werden gehouden in individuele geventileerde kooien (IVC) en kregen ad libitum toegang tot verzuurd geautoclaveerd water en voedsel. Ze werden gehandhaafd bij 21-23 °C en met een licht/donkercyclus van 14 uur/10 uur.
Hieronder wordt een aangepaste chirurgische methode gegeven voor de microdissectie van een muizenoog.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Deze procedure werd goedgekeurd door de Institutional Animal Ethics Committee van het National Institute of Immunology, New Delhi. Het serienummer van de goedkeuring is IAEC#480/18. De experimenten werden uitgevoerd in overeenstemming met de regelgevingsrichtlijnen van het Comité voor controle en toezicht op dierproeven, ministerie van Visserij, Veeteelt en Zuivel, regering van India, onder toezicht van een professionele dierenarts bij de SAF, NII.
1. Voorbereiding
- Verwijd de knaagdierogen met een druppel van 0,8% tropicamide en 5% fenylefrine oftalmische oplossingen in elk oog. Plaats het dier gedurende 30 minuten vóór de procedure in een donker gebied.
OPMERKING: Een pijnstiller is niet nodig omdat het dier onmiddellijk na het voltooien van de 30 minuten wordt geëuthanaseerd. De donkere aanpassing en verwijding van de ogen van het dier stellen de waarnemer in staat om vóór de procedure te controleren op oculaire scheuren en schade. Bovendien is verwijding voordelig tijdens het werken met het gepigmenteerde oogbolweefsel. - Euthanaseer het dier door intraperitoneaal een dosis van 5x de anesthesie toe te dienen. Een typische dosis is 200 μL PBS met 10 mg ketamine en 1 mg xylazine.
OPMERKING: De dosis voor het euthanaseren van het dier is ketamine bij 400-500 mg / kg lichaamsgewicht en xylazine bij 50 mg / kg lichaamsgewicht intraperitoneaal toegediend. Voor een typische muis met een gewicht van 20 g zou de dosis 200 μl PBS zijn met 10 mg ketamine (100 μl van een stamoplossing van 100 mg / ml ketamine) en 1 mg xylazine (100 μl van een stamoplossing van 10 mg / ml xylazine). - Bevestig het volledige gebrek aan respons op een stimulus door de pedaalreflex te onderzoeken. De afwezigheid van een hartslag en ademhaling zijn ook belangrijke indicatoren.
- Plaats de muis in laterale lighouding om volledige toegang tot het oog mogelijk te maken.
- Bereid Colibri hechttangen, gebogen tangen, een micromes (15°, 3 mm groot), veermicroschaar en schuine veermicroschaar klaar voor de procedure.
2. Enucleatie van het muisoog samen met het derde ooglid
- Plaats de muis in laterale lighouding om volledige toegang tot het oog mogelijk te maken. Open de buitenste oogleden met de tang om het derde ooglid optimaal te visualiseren.
OPMERKING: Het derde ooglid, ook bekend als het nictitating membraan, bevindt zich in de bovenhoek van de nasale tangens (figuur 1A). - Identificeer het derde ooglid als een klein doorschijnend uitsteeksel met een gepigmenteerde grens (figuur 1B).
- Plaats een gebogen tang rond de oogbol en knijp om het oog te bevrijden van externe hulpstukken. Dit minimaliseert bloedingen in het oog van het omliggende weefsel.
- Vervang de gebogen tang door een veermicroschaar en knip rond de oogbol met het derde ooglid eraan. Gebruik kleine doorlopende sneden om de oogbol los te maken van de omliggende weefselaanhechtingen.
- Plaats een gebogen veermicroschaar onder de oogbol om het oog te bevrijden door de oogzenuw door te snijden. Zorg ervoor dat de oogbol volledig uit de oogkas wordt losgelaten.
3. Het verwijderen van het vreemde weefsel
- Plaats het enucleated oog van de geëuthanaseerde muis in een petrischaaltje met fosfaat-gebufferde zoutoplossing (PBS) buffer bij pH 7,4, met de petrischaal zodanig gevuld dat de oogbol wordt ondergedompeld in PBS.
- Immobiliseer de enucleated oogbol van de muis met het aangesloten derde ooglid met één hand met behulp van een tang.
- Hang de oogbol op in vloeibaar medium om een efficiëntere hantering mogelijk te maken. Sommige extraoculaire spieren of weefsels beginnen weg te drijven van de oogbol. Verwijder ze door ze met een veermicroschaar van de oogbol af te knippen.
- Knip en verwijder de oogzenuw van de basis van de oogbol met behulp van een microschaar om de betere scheiding van het netvlies mogelijk te maken voor voorbereidingen voor de hele montage.
OPMERKING: Het is niet nodig om de oogzenuw te verwijderen voor weefselsecties. - Was de oogbol met PBS en breng deze over in een buis van 1,5 ml met 1 ml 4% paraformaldehyde (PFA) gedurende minimaal 2 uur bij 4 °C voor weefselfixatie.
OPMERKING: De procedure kan bij deze stap worden gepauzeerd door het weefsel maximaal 12 uur bij 4 °C in PFA te laten. Voor de isolatie van levende cellen mogen de fixatiestappen echter niet worden uitgevoerd en moet de hele procedure zonder pauzes worden uitgevoerd.
4. Dissectie van het enucleated oog om de voorste en achterste oogschelpen te verkrijgen
- Na de PFA-fixatie (als levende cellen worden verzameld, ga dan verder zonder de fixatie van de oogbol), breng de oogbol over in een petrischaal met PBS en plaats deze onder een ontleedmicroscoop om de volgende procedure uit te voeren.
- Immobiliseer de oogbol door het derde ooglid stevig vast te houden met een Colibri-hechttang.
- Maak een kleine incisie bij de limbus door deze te doorboren met een micromesje. De limbus is de cornea-sclerale overgang. Maak de incisie bij voorkeur tegenover het derde ooglid en maak zo een toegangspunt voor de veermicroschaar.
OPMERKING: Het gebruik van een microblade van 15° en 3 mm groot kan een betere controle geven over de diepte van deze incisie. - Gebruik vervolgens deze incisie als uitgangspunt, maak met een microschaar kleine en continue sneden langs de omtrek van de cornea-sclerale limbus. Voltooi eerst een halve cirkel van sneden vanaf het incisiepunt tot het derde ooglid. Voltooi vervolgens de resterende halve cirkel van sneden aan de andere kant. Maak ten slotte een snee rond het derde ooglid om de achterste cup en de voorste cup te scheiden.
OPMERKING: Afhankelijk van de oogschelp van belang, kan het nictitating membraan worden bevestigd aan de voorste of achterste oogschelp. - Verwijder de lens van de achterste cup met behulp van een tang om de achterste cup te verkrijgen die bestaat uit de lagen neurale retina en retinale pigmentepitheel (RPE). De lens, achterste beker en voorste beker van het oog zijn dus gescheiden.
OPMERKING: Als u met niet-gefixeerde weefsels werkt, kunnen de voorste en achterste cups nu enzymatisch worden verteerd om een hoornvlies- of retinale eencellige suspensie te verkrijgen. - Voor het fixeren van de weefsels, breng deze cups over in een buis van 1,5 ml met 1 ml 4% PFA gedurende 12 uur bij 4 ° C.
OPMERKING: Na fixatie kan het weefsel worden ingebed in een geschikt medium en kan cryo-sectie of paraffinesectie worden uitgevoerd om cornea- of retinale secties te verkrijgen.
5. Isolatie van het neurale netvlies en de RPE-lagen
- Breng de achterste beker opnieuw in de petrischaal met PBS-buffer om het weefsel onder te dompelen.
- Controleer op de aanwezigheid van het neurale netvlies. Dit kan worden gevisualiseerd als een ondoorzichtige laag op de gepigmenteerde RPE-laag, die is bevestigd aan de perifere omtrek van de beker.
- Houd het derde ooglid vast met een tang om de achterste cup te immobiliseren en verwijder het neurale netvlies vanaf de periferie met een tweede paar tangen.
OPMERKING: Zeer zachte en lichte bewegingen van de hand worden ten zeerste aanbevolen om het weefsel niet te beschadigen. Bij de uitgang van de oogzenuw kan de gebogen veerschaar onder het neurale netvlies worden ingebracht en kan een snede worden gemaakt om de lagen volledig vrij te maken als het neurale netvlies bevestigd blijft zoals afgebeeld in figuur 3. Maak eventueel het netvlies vrij of los met zachte streken met een zachte borstel. Het zou echter niet gepast zijn om dit te doen als het netvlies wordt verzameld voor histologie.
OPMERKING: Het neurale netvlies en de gepigmenteerde RPE-laag met het derde ooglid worden dus verkregen.
6. Segmentatie van retinale en RPE-lagen voor wholemounts
- Breng de voorste en achterste kopjes opnieuw in de petrischaal met PBS-buffer en plaats de schaal onder de ontleedmicroscoop.
- Immobiliseer de voorste cup door het derde ooglid ingedrukt te houden.
- Gebruik een schuine veermicroschaar om een snede te maken van ongeveer 3/4 van de diameter van de oogschelp naast het derde ooglid, waarbij u vanuit de periferie loodrecht op het optische centrum snijdt.
- Houd het derde ooglid vast en maak een snee naast de eerste snee.
- Maak een vergelijkbare snee tussen de tweede snee en het derde ooglid.
OPMERKING: Drie of vier van dergelijke gelijke sneden openen de halfronde kopjes in een bloemvorm, die plat valt en gemakkelijk kan worden gemonteerd. - Immobiliseer de achterste cup door het derde ooglid ingedrukt te houden.
- Volg dezelfde stappen als gegeven voor het maken van de sneden (stappen 6.3-6.5) op de voorste beker om drie of vier gelijke sneden op de achterste beker te maken.
OPMERKING: Voor de histologie van het neurale netvlies geïsoleerd in stap 5, maak vergelijkbare sneden om ervoor te zorgen dat het plat op een oppervlak valt. Maak geen zeer diepe sneden naar het midden van de beker, omdat dit ervoor kan zorgen dat de bladsecties uit elkaar vallen of gemakkelijk scheiden. - Voer de kleuring uit en monteer de weefsels in hun geheel voor effectieve visualisatie 7,8.
OPMERKING: De aanwezigheid van het nictitating membraan fungeert als een constante fysieke indicator van de nasale kant van de oogschelp in wholemounts. Het helpt om de dorsale / ventrale kant van de oogschelp af te bakenen, omdat het derde ooglid van de oogschelp de nasale / ventrale oriëntatie aangeeft.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Een hele verzameling rd1 muis oog/hoornvliesweefsel werd voorbereid om potentiële lymfe-angiogenese in het voorste/hoornvliesweefsel in een zieke toestand te bestuderen. Het aangehechte conjunctivale weefsel van het derde ooglid fungeerde als een positieve controle, omdat het hoornvlies geen lymfevaten heeft. Voor het onderzoek werd het hoornvliesweefsel ontleed met het bindvlies en gefixeerd met 4% PFA, gevolgd door permeabilisatie en blokkering. Het weefsel werd vervolgens gekleurd met een primair antilichaam tegen de lymfatische endotheelmarker (LYVE1)9. Dit werd gevolgd door incubatie met een secundair antilichaam gelabeld met Alexa Fluor 488 (groen). Representatieve beelden (figuur 4) werden vastgelegd met een fluorescentiemicroscoop op 4x en 10x.
Een hele montuur van het neurale netvlies van de achterste oogschelp werd voorbereid om de retinale vasculatuur te visualiseren voor retinale morfologische, structurele en functionele studies7. Het neurale netvlies werd zorgvuldig afgepeld van de choroide-RPE-laag en er werden sneden gemaakt om het plat in een roosstructuur te leggen. Om de retinale vasculaire structuur te visualiseren, werd de folder onderworpen aan kleuring met Isolectin IB4-Alexa Fluor 488 gedurende 1 uur bij kamertemperatuur en gevisualiseerd bij 2x en 20x vergroting (figuur 5).
Figuur 1: Het derde ooglid of nictitating membraan van de muis. (A) Het derde ooglid bevindt zich in de bovenhoek van de nasale tangens en (B) heeft vaak een gepigmenteerde grens. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Stappen in de isolatie van de voorste en achterste oogschelpen van een enucleated oogbol. (A) Het derde ooglid wordt gebruikt om het oog te immobiliseren en (B) er wordt een incisie gemaakt door de corneale limbus. (C) Een vermelding wordt gemaakt na het vormen van de incisie en het snijden langs de omtrek, zoals aangegeven in (D-F). (G) De voorste en achterste oogschelpen zijn dus gescheiden. Een doorschijnende laag van het neurale netvlies is aanwezig op de achterste oogschelp, die wordt afgepeld. (H) Drie equidistante sneden worden vervolgens in de cups gemaakt om ze plat te laten vallen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Schematisch diagram dat laat zien hoe een gebogen veerschaar onder het neurale netvlies kan worden ingebracht om de lagen vrij te maken. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Wholemount van de voorste cup. Het hoornvliesweefsel werd zoals beschreven microdissected om de lymfevaten te onthullen. Het weefsel werd gekleurd met de lymfatische endotheelmarker (LYVE1) en een Alexa Fluor 488 (groen) gelabeld secundair antilichaam. (A) Afbeeldingen bij 4x en (B) bij 10x vergroting. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: Het geheel van het neurale netvlies. De Isolectine IB4 kleurt de retinale vasculatuur, die gemakkelijk in het groen kan worden bekeken. (A) De retinale platte houder verkregen van de achterste oogschelp was gekleurd met Isolectin IB4 gelabeld met Alexa Fluor 488 (2x). (B) Een 20x vergroting van de retinale vasculatuur met de tussenliggende vasculaire plexus in het netvlies. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Oculaire microdissectie is een moeilijke taak gebleken vanwege de kleine omvang en bolvorm van het knaagdieroog, en het knaagdieroog vereist innovatieve technieken voor een efficiënte hantering8.
In de huidige gedemonstreerde methode wordt de enucleated muisoogbol verkregen met het derde ooglid bevestigd voor een effectieve en eenvoudige hantering. Met behulp van het derde ooglid kan de oogbol volledig worden geïmmobiliseerd, waardoor de dissectie gemakkelijk en met minimale fouten kan verlopen. Verder bakent de aanwezigheid van het derde ooglid de oriëntatie van de subdelen van het oog af. De oogbol wordt dus ontleed met het derde ooglid om de voorste en achterste oogschelpen te verkrijgen. Het gebruik van een spleet voor het binnendringen van de schaar om gelijkmatige en schone sneden mogelijk te maken, maakt het gemakkelijker om met de bolvormige aard van het oog te werken. Bovendien kan de achterste oogschelp verder worden ontleed om het neurale netvlies en de RPE-lagen te verkrijgen voor weefselspecifieke studies door de doorschijnende laag van het neurale netvlies voorzichtig af te pellen.
Bovendien worden in dit protocol drie/vier equidistante sneden gemaakt van de periferie loodrecht op het optische centrum om de oogzenuw te bereiken om de halfronde kopjes te openen in een roosvorm, die plat valt en gemakkelijk kan worden gemonteerd.
Daarom is deze methode voordelig voor oculaire weefselspecifieke secties, eencellige analyse en wholemounts. De behoefte aan repetitieve weefselfixatie maakt het weefsel echter niet levensvatbaar voor celkweek of experimenten waarvoor levende cellen nodig zijn. Deze techniek is effectief gebruikt in ons laboratorium voor corneale wholemounts, retinale secties en eencellige studies van cellulaire interventies na transplantatie10. De aanwezigheid van het derde ooglid helpt bij het identificeren van de oriëntatie, die gerichte benaderingen ondersteunt en fungeert als een gids tijdens retinale visualisatie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Dr. Alaknanda Mishra, Department of Cell Biology and Human Anatomy, University of California Davis, USA, trainde ons in deze methode aan het National Institute of Immunology, New Delhi. Dit werk werd ondersteund door de kernsubsidie ontvangen van het Department of Biotechnology, Government of India aan het National Institute of Immunology, New Delhi. P.S. kreeg een onderzoeksbeurs van de afdeling Biotechnologie.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acetaminophen (Biocetamol) | EG Pharmaceuticals | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Alkaline Phosphatase Kit (DEA) | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Automated analyser | Tulip, Alto Santracruz, India | Screen Maaster 3000 | Biochemical analyser for liver functional test |
| Betadine (Povidon-Iodine Solution) | Win-Medicare; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Biological safety cabinet ( Class I) | Kartos international; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Bright Field Microscope | Olympus, Japan | LX51 | |
| CBA/J inbred mice | The Jackson Laboratory | Stock No. 000654 | |
| Cefotaxime (Taxim) | AlKem ; India | cefotaxime sodium injection, No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Cell Strainer | Sigma ; US | CLS431752 | |
| Collagenase Type I | Gibco by Life Technologies | 17100-017 | |
| Cotton Buds | Pure Swabs Pvt Ltd ; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| DPX Mountant | Sigma ; US | 6522 | |
| Drape Sheet | JSD Surgicals, Delhi, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Eosin Y solution, alcoholic | Sigma ; US | HT110132 | |
| Forceps | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Gas Anesthesia System | Ugo Basile; Italy | 211000 | |
| Glucose | Himedia, India | GRM077 | |
| Hair removing cream (Veet) | Reckitt Benckiser , India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Hematoxylin Solution, Mayer's | Sigma ; US | MHS16 | |
| Heparin sodium salt | Himedia; India | RM554 | |
| Hyaluronidase From Sheep Testes | Sigma ; US | H6254 | |
| I.V. Cannula (Plusflon) | Mediplus, India | Ref 1732411420 | |
| Insulin Syringes | BD ; US | REF 303060 | |
| Isoflurane ( Forane) | Asecia Queenborough | No B506 | Inhalation Anaesthetic |
| Ketamine (Ketamax) | Troikaa Pharmaceuticals Ltd. | Ketamine hydrochloride IP, No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Meloxicam (Melonex) | Intas Pharmaceuticals Ltd; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Micro needle holders straight & curved | Mercian ; England | BS-13-8 | |
| Micro needle holders straight & curved |
Mercian ; England | BS-13-8 | |
| Microtome | Histo-Line Laboratories, Italy | MRS3500 | |
| Nylon Thread | Mighty ; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Paraformaldehyde | Himedia; India | GRM 3660 | |
| Percoll | GE Healthcare | 17-0891-01 | |
| Refresh Tears/Eyemist Gel | Allergan India Private Limited/Sun Pharma, India | P3060 | No specific Catalog Number |
| RPMI | Himedia; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Scalpel | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Scissors | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| SGOT (ASAT) KIT | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| SGPT (ALAT) KIT | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Shandon Cryotome E Cryostat | Thermo Electron Corporation ; US | No specific Catalog Number | |
| Sucrose | Sigma ; US | S0389 | |
| Surgical Blade No. 22 | La Medcare, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Surgical Board | Locally made | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Surgical White Tape | 3M India ; India | 1530-1 | Micropore Surgical Tape |
| Sutures | Ethicon, Johnson & Johnson, India | NW 5047 | |
| Syringes (1ml, 26 G) | Dispo Van; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Trimmer (Clipper) | Philips | NL9206AD-4 DRACHTEN QT9005 | |
| Weighing Machine | Braun | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| William's E Media | Himedia; India | AT125 | |
| Xylazine (Xylaxin) | Indian Immunologicals Limited | Sedative, Pre-Anaesthetic, Analgesic and muscle relaxant |
References
- Choi, Y., et al. Studying cancer immunotherapy using patient-derived xenografts (PDXs) in humanized mice. Experimental and Molecular Medicine. 50 (8), 1-9 (2018).
- Sutherland, C., et al. Laser Capture Microdissection of Highly Pure Trabecular Meshwork from Mouse Eyes for Gene Expression Analysis. J Vis Exp. (136), e57576 (2018).
- Fernandez-Godino, R., Garland, D. L., Pierce, E. A. Isolation, culture and characterization of primary mouse RPE cells. Nature Protocols. 11 (7), 1206-1218 (2016).
- Shang, P., Stepicheva, N. A., Hose, S., Zigler, J. S., Sinha, D. Primary cell cultures from the mouse retinal pigment epithelium. Journal of Visualized Experiments. (133), e56997 (2018).
- Claybon, A., Bishop, A. J. Dissection of a mouse eye for a whole mount of the retinal pigment epithelium. Journal of Visualized Experiments. (48), e2563 (2011).
- Steven, P., et al. Experimental induction and three-dimensional two-photon imaging of conjunctiva-associated lymphoid tissue. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 49 (4), 1512-1517 (2008).
- Tual-Chalot, S., Allinson, K. R., Fruttiger, M., Arthur, H. M. Whole mount immunofluorescent staining of the neonatal mouse retina to investigate angiogenesis in vivo. Journal of Visualized Experiments. (77), e50546 (2013).
- Ullmann, J. F., Moore, B. A., Temple, S. E., Fernandez-Juricic, E., Collin, S. P. The retinal wholemount technique: A window to understanding the brain and behaviour. Brain, Behavior and Evolution. 79 (1), 26-44 (2012).
- Nakao, S., Hafezi-Moghadam, A., Ishibashi, T.
- Mishra, A., et al. Peripheral blood-derived monocytes show neuronal properties and integration in immune-deficient rd1 mouse model upon phenotypic differentiation and induction with retinal growth factors. Stem Cell Research and Therapy. 11 (1), 412 (2020).
