Summary
Denne artikkelen presenterer en protokoll for okulær mikrodisseksjon hos gnagere. Prosessen innebærer enukleasjon av øyebollet sammen med niktiterende membran (dvs. det tredje øyelokket). Dette følges deretter av separasjonen av de bakre og fremre øyekoppene.
Abstract
Den okulære mikrodisseksjonen av gnagerøyet involverer segmentering av det enucleated øyebollet med den vedlagte niktiterende membranen, eller tredje øyelokk, for å oppnå de fremre og bakre øyekoppene. Med denne teknikken kan underdelene av øyet, inkludert hornhinnen, nevralvev, retinalpigmentepitelial (RPE) vev og linse, oppnås for helmonteringer, kryoseksjonering og / eller enkeltcellesuspensjoner av et spesifikt okulært vev. Tilstedeværelsen av det tredje øyelokket gir unike og betydelige fordeler, da det fordeler vedlikeholdet av øyets orientering, noe som er viktig for å forstå øyefysiologi etter lokalisert inngrep eller i studier som involverer okulær analyse relatert til øyets romlige topografi.
I denne metoden enucleated vi øyebollet ved stikkontakten sammen med det tredje øyelokket ved forsiktig og sakte å kutte gjennom de ekstraokulære musklene og kutte optisk nerve. Øyeeplet ble gjennomboret gjennom hornhinnen limbus ved hjelp av et mikroblad. Snittet ble brukt som inngangspunkt, noe som gjorde det mulig å kutte langs hornhinnen-skleralkrysset ved å sette inn mikrosaks gjennom snittpunktet. Små og kontinuerlige kutt langs omkretsen ble gjort til koppene skilte seg. Disse kan dissekeres videre ved forsiktig å skrelle det gjennomsiktige laget av nevrale netthinnen ved hjelp av Colibri suturtang for å oppnå nevral retina og RPE-lag. Videre ble det gjort tre/fire ekvivalente kutt fra periferien vinkelrett på synssenteret inntil synsnerven var nådd. Dette åpnet de halvkuleformede koppene i en floretform slik at de falt flatt og lett kunne monteres. Denne teknikken har blitt brukt i vårt laboratorium for hornhinne wholemounts og retinal seksjoner. Tilstedeværelsen av det tredje øyelokket avgrenser nasal-temporal orientering, noe som muliggjør studier av ulike celleterapiintervensjoner etter transplantasjon og dermed den målrettede fysiologiske valideringen som er avgjørende for visualisering og nøyaktig representasjon i slike studier.
Introduction
Okulær disseksjon er en viktig teknikk i oftalmisk forskning og har gitt etterforskere tilgang til øyets segmenter for målrettede studier. Tidligere stolte okulære forskere på det okulære vevet fra syke individer for sine studier. Imidlertid har det gradvis økende antall stammer av oftalmiske gnagermodeller1 gjennom årene redusert behovet for humant okulært vev. Disse musestammene har tillatt en dypere forståelse av okulær sykdom og inngrep. Likevel har de også generert et behov for innovative teknikker for okulær mikrodisseksjon. Den lille størrelsen og det begrensede operasjonsområdet begrenser i stor grad effektiv tilgang til de okulære underdelene. Videre, på grunn av den homogene cellulære monteringen av bakre og fremre øyekopper, er det vanskelig å gjennomføre målrettede inngrep etter disseksjon. De nåværende mikrodisseksjonsteknikkene for laser2 og kirurgisk mikrodisseksjon 3,4 er utilstrekkelige for å oppfylle slike krav til okulær forskning. Lasermikrodisseksjon er svært effektiv i enkeltcelleanalyse, men det spesifikke vevet må mikrodissekeres før laserprosedyren2. Teknikken kan isolere små regioner av interesse fra et forhåndsdissekert vev for molekylær analyse. Dermed er teknikken ikke egnet for å forberede helmonteringer eller for isolering av aksialt pakkede okulære lag for optimal visualisering.
Den kirurgiske metoden er den mest brukte teknikken; Denne metoden innebærer immobilisering av øyet via synsnerven5 og deretter utføre disseksjonen. Denne praksisen er vanskelig og kan skade skjøre vev, da det sfæriske øyet fortsetter å bevege seg under disseksjon. Til tross for at det er gunstig for å isolere de forskjellige delene av retinallagene, kan teknikken ikke avgrense vevets romlige orientering ved disseksjon.
Under disseksjon gir opprettholdelse av tilstedeværelsen av den vedlagte niktiteringsmembranen eller det tredje øyelokket (figur 1) unike og betydelige fordeler. I denne metoden blir øyebollet først enucleated med det tredje øyelokket. Deretter brukes det tredje øyelokket til å immobilisere øyet6 (figur 2A). Dette etterfølges av å stikke hull i øyeeplet gjennom hornhinnen limbus og bruke snittet som inngangspunkt (figur 2B,C). Deretter skilles øyekoppene ved å skjære langs omkretsen anteriort og bakover (figur 2D-G). Ved å dissekere den bakre øyekoppen ytterligere, kan det gjennomsiktige laget av nevrale netthinnen identifiseres og forsiktig avskalles. Tre eller fire like fjerne kutt blir deretter laget i de oppnådde halvkuleformede fremre og bakre koppene, noe som gjør at disse blomsterformede koppene faller flatt på et lysbilde (figur 2H).
Det tredje øyelokket hjelper til med enkel og effektiv håndtering under disseksjonen, og sikrer dermed minimal skade på vevet mens du får tilgang til de forskjellige okulære lagene og når du produserer helmonteringer. Videre bidrar tilstedeværelsen av det tredje øyelokket til å lokalisere og undersøke lokaliserte inngrep under visualisering.
Prosedyren, i vårt laboratorium, har blitt utført på en CBA / J eller en rd1 musestamme ved P28 av noe kjønn. Prosedyren kan utføres på hvilken som helst stamme, alder eller kjønn av dyr og har ingen skjevhet i henhold til disse egenskapene.
Dyrene ble anskaffet fra kommersielle kilder (se materialfortegnelse) og vedlikeholdt ved Small Animal Facility (SAF) ved National Institute of Immunology (NII). De ble holdt i individuelle ventilerte bur (IVC) og fikk ad libitum-tilgang til forsuret autoklavert vann og mat. De ble opprettholdt ved 21-23 °C og med en lys/mørk syklus på 14 timer.
Nedenfor er en modifisert kirurgisk metode for mikrodisseksjon av et museøye.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denne prosedyren ble godkjent av Institutional Animal Ethics Committee ved National Institute of Immunology, New Delhi. Seriereferansenummeret for godkjenningen er IAEC#480/18. Forsøkene ble utført i samsvar med forskriftens retningslinjer fra Komiteen for kontroll og tilsyn med dyreforsøk, Fiskeri-, husdyrholds- og meieridepartementet, Indias regjering, under tilsyn av en profesjonell veterinær ved SAF, NII.
1. Forberedelse
- Utvid gnagerøynene ved hjelp av en dråpe på 0,8% tropikamid og 5% fenylefrin oftalmiske løsninger i hvert øye. Plasser dyret i et mørkt område i 30 minutter før prosedyren.
MERK: Et smertestillende middel er ikke nødvendig da dyret avlives umiddelbart etter å ha fullført 30 min. Den mørke tilpasningen og utvidelsen av dyrets øyne tillater observatøren å sjekke for okulære tårer og skader før prosedyren. I tillegg er dilatasjon fordelaktig mens du arbeider med det pigmenterte øyebollvevet. - Avlive dyret ved intraperitonealt administrering av en 5x dose anestesi. En typisk dose er 200 μL PBS inneholdende 10 mg ketamin og 1 mg xylazin.
MERK: Dosen for avliving av dyret er ketamin ved 400-500 mg / kg kroppsvekt og xylazin ved 50 mg / kg kroppsvekt gitt intraperitonealt. For en typisk mus som veier 20 g, vil dosen være 200 μl PBS inneholdende 10 mg ketamin (100 μL av en stamløsning på 100 mg/ml ketamin) og 1 mg xylazin (100 μL av en stamløsning på 10 mg/ml xylazin). - Bekreft fullstendig mangel på respons på en stimulans ved å undersøke pedalrefleksen. Fraværet av hjerteslag og respirasjon er også viktige indikatorer.
- Plasser musen i lateral liggende for å gi full tilgang til øyet.
- Gjør klar Colibri suturtang, buet tang, et mikroblad (15°, 3 mm i størrelse), vårmikrosaks og vinklet fjærmikrosaks klar for prosedyren.
2. Enukleasjon av museøyet sammen med det tredje øyelokket
- Plasser musen i lateral liggende for å gi full tilgang til øyet. Åpne de ytre øyelokkene med tangen for å visualisere det tredje øyelokket optimalt.
MERK: Det tredje øyelokket, også kjent som niktiteringsmembranen, ligger mot øvre hjørne av nesetangenten (figur 1A). - Identifiser det tredje øyelokket som en mindre gjennomsiktig fremspring med pigmentert grense (figur 1B).
- Plasser buede tang rundt øyebollet, og klem for å frigjøre øyet fra fremmede vedlegg. Dette vil minimere blødning i øyet fra det omkringliggende vevet.
- Bytt ut de buede tangene med vårmikrosaks, og kutt rundt øyebollet med det tredje øyelokket festet til det. Bruk små kontinuerlige kutt for å frigjøre øyebollet fra de omkringliggende vevsvedleggene.
- Plasser buede vårmikrosaks under øyeeplet for å frigjøre øyet ved å kutte optisk nerve. Forsikre deg om at øyebollet er helt frigjort fra øyehulen.
3. Fjerne det ytre vevet
- Plasser det enucleated øyet fra den euthaniserte musen i en petriskål med fosfatbufret saltvann (PBS) buffer ved pH 7,4, med petriskålen fylt slik at øyebollet er nedsenket i PBS.
- Immobiliser musens enucleated eyeball med det vedlagte tredje øyelokket med en hånd ved hjelp av tang.
- Heng øyeeplet i flytende medium for å muliggjøre mer effektiv håndtering. Noen ekstraokulære muskler eller vev vil begynne å flyte bort fra øyebollet. Fjern dem ved å kutte dem av øyebollet ved hjelp av vårens mikrosaks.
- Klipp og fjern optisk nerve fra bunnen av øyebollet ved hjelp av mikrosaks for å muliggjøre bedre separasjon av netthinnen for helmonterte preparater.
MERK: Det er ikke nødvendig å fjerne synsnerven for vevsseksjonering. - Vask øyeeplet med PBS, og overfør det til et 1,5 ml rør inneholdende 1 ml 4% paraformaldehyd (PFA) i minst 2 timer ved 4 °C for vevsfiksering.
MERK: Prosedyren kan settes på pause på dette trinnet ved å la vevet være i PFA i opptil 12 timer ved 4 °C. For isolering av levende celler bør imidlertid ikke fikseringstrinnene utføres, og hele prosedyren må utføres uten pauser.
4. Disseksjon av det enucleated øyet for å oppnå de fremre og bakre øyekoppene
- Etter PFA-fiksering (hvis du samler levende celler, fortsett uten fiksering av øyebollet), overfør øyebollet til en petriskål som inneholder PBS, og legg den under et dissekerende mikroskop for å utføre den påfølgende prosedyren.
- Immobiliser øyeeplet ved å holde det tredje øyelokket godt nede med Colibri suturtang.
- Lag et lite snitt på limbus ved å stikke hull på det med et mikroblad. Limbus er hornhinnen-scleral krysset. Gjør snittet helst overfor det tredje øyelokket, og gjør dermed et tilgangspunkt for vårens mikrosaks.
MERK: Bruk av et mikroblad på 15 ° og 3 mm i størrelse kan gi bedre kontroll over dybden av dette snittet. - Deretter bruker du dette snittet som utgangspunkt, med et par mikrosaks, gjør små og kontinuerlige kutt langs omkretsen av hornhinnen-skleral limbus. Først fullfører du en halvcirkel med kutt fra snittpunktet til det tredje øyelokket. Fullfør deretter den gjenværende halvsirkelen av kutt på den andre siden. Til slutt lager du et kutt rundt det tredje øyelokket for å skille den bakre koppen og den fremre koppen.
MERK: Avhengig av øyekoppen av interesse, kan niktiteringsmembranen festes til enten den fremre eller bakre øyekoppen. - Fjern linsen fra den bakre koppen ved hjelp av tang for å oppnå den bakre koppen som består av nevrale retina og retinal pigmentepitel (RPE) lag. Linsen, bakre kopp og fremre kopp i øyet er dermed separert.
MERK: Hvis du arbeider med ufiksert vev, kan de fremre og bakre koppene nå fordøyes enzymatisk for å oppnå en hornhinne eller retinal enkeltcellesuspensjon. - For å feste vevet, overfør disse koppene til et 1,5 ml rør inneholdende 1 ml 4% PFA i 12 timer ved 4 °C.
MERK: Etter fiksering kan vevet være innebygd i et passende medium, og kryoseksjonering eller parafinseksjonering kan gjøres for å oppnå hornhinne- eller retinale seksjoner.
5. Isolering av nevrale retina og RPE-lag
- Sett den bakre koppen tilbake i petriskålen som inneholder PBS-buffer for å senke vevet.
- Sjekk for tilstedeværelsen av nevrale netthinnen. Dette kan visualiseres som et ugjennomsiktig lag på det pigmenterte RPE-laget, som er festet ved koppens perifere omkrets.
- Hold det tredje øyelokket med tang for å immobilisere den bakre koppen, og skrell av nevrale netthinnen som starter fra periferien ved hjelp av et andre par tang.
MERK: Svært milde og små bevegelser av hånden anbefales på det sterkeste for ikke å skade vevet. Ved synsnerveutgangen kan den buede fjærsaksen settes inn under munnhinnen, og det kan kuttes helt fri fra lagene hvis den nevrale netthinnen forblir festet som vist i figur 3. Eventuelt kan du frigjøre eller løsne netthinnen med forsiktige strøk med en myk børste. Det ville imidlertid ikke være hensiktsmessig å gjøre det hvis man samler retina for histologi.
MERK: Den nevrale netthinnen og pigmentert RPE-laget med det tredje øyelokket oppnås dermed.
6. Segmentering av retinal- og RPE-lag for wholemounts
- Gjeninnfør de fremre og bakre koppene i petriskålen som inneholder PBS-buffer, og legg fatet under dissekeringsmikroskopet.
- Immobiliser den fremre koppen ved å holde nede det tredje øyelokket.
- Bruk vinklede vårmikrosaks til å lage et kutt på rundt 3/4 av diameteren på øyekoppen ved siden av det tredje øyelokket, og skjær fra periferien vinkelrett mot det optiske senteret.
- Hold et grep om det tredje øyelokket, og gjør et kutt ved siden av det første kuttet.
- Lag et lignende kutt mellom det andre kuttet og det tredje øyelokket.
MERK: Tre eller fire slike like fjerne kutt åpner halvkuleformede kopper i en blomsterform, som faller flatt og lett kan monteres. - Immobiliser den bakre koppen ved å holde nede det tredje øyelokket.
- Følg de samme trinnene som gitt for å gjøre kuttene (trinn 6.3-6.5) på den fremre koppen for å gjøre tre eller fire like fjerne kutt på den bakre koppen.
MERK: For histologi av nevrale netthinnen isolert i trinn 5, gjør lignende kutt for å sikre at den faller flatt på en overflate. Ikke gjør veldig dype kutt i midten av koppen, da dette kan få bladseksjonene til å falle fra hverandre eller skille seg lett. - Utfør fargingen, og monter vevet for effektiv visualisering 7,8.
MERK: Tilstedeværelsen av niktiteringsmembranen virker som en konstant fysisk indikator på nesesiden av øyekoppen i helheter. Det bidrar til å avgrense den dorsale / ventrale siden av øyekoppen, da det tredje øyelokket på øyekoppen indikerer nasal / ventral orientering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
En hel mengde rd1 museøye/hornhinnevev ble forberedt for å studere potensiell lymfeangiogenese i fremre/hornhinnevev i syk tilstand. Det vedlagte konjunktivvevet fra det tredje øyelokket virket som en positiv kontroll, siden hornhinnen mangler lymfekar. For studien ble hornhinnen vev dissekert med konjunktivene og ble fiksert med 4% PFA, etterfulgt av permeabilisering og blokkering. Vevet ble deretter farget med et primært antistoff mot lymfatisk endotelmarkør (LYVE1)9. Dette ble etterfulgt av inkubasjon med et sekundært antistoff merket med Alexa Fluor 488 (grønn). Representative bilder (figur 4) ble tatt med fluorescensmikroskop ved 4x og 10x.
En hel del av den nevrale netthinnen fra bakre øyekopp ble forberedt for å visualisere retinal vaskulatur for retinal morfologiske, strukturelle og funksjonelle studier7. Den nevrale netthinnen ble forsiktig skrellet fra choroid-RPE-laget, og kutt ble gjort for å legge den flatt i en floretstruktur. For å visualisere retinal vaskulær struktur ble pakningsvedlegget utsatt for farging med isolektin IB4-Alexa Fluor 488 i 1 time ved romtemperatur og visualisert ved 2x og 20x forstørrelse (figur 5).
Figur 1: Musens tredje øyelokk eller niktiterende membran . (A) Det tredje øyelokket er plassert mot øvre hjørne av nesetangenten og (B) har ofte en pigmentert grense. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Trinn i isoleringen av fremre og bakre øyekopper fra et enucleated øyeeple. (A) Det tredje øyelokket brukes til å immobilisere øyet, og (B) et snitt gjøres gjennom hornhinnen limbus. (C) En oppføring gjøres etter å ha dannet snittet og kuttet langs omkretsen, som vist i (D-F). (G) De fremre og bakre øyekoppene er dermed separert. Et gjennomsiktig lag av nevrale netthinnen er tilstede på den bakre øyekoppen, som avskalles. (H) Tre like fjerne kutt blir deretter laget i koppene for å få dem til å falle flatt. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Skjematisk diagram som viser hvordan buet fjærsaks kan settes inn under den nevrale netthinnen for å frigjøre lagene. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 4: Helmontering av fremre kopp. Hornhinnevevet ble mikrodissekert som beskrevet for å avdekke lymfekarene. Vevet ble farget med lymfatisk endotelmarkør (LYVE1) og et Alexa Fluor 488 (grønt)-merket sekundært antistoff. (A) Bilder ved 4x og (B) ved 10x forstørrelse. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 5: Helheten i den nevrale netthinnen. Den Isolectin IB4 flekker retinal vaskulatur, som lett kan sees i grønt. (A) Retinal flat mount oppnådd fra bakre øyekopp ble farget med Isolectin IB4 merket med Alexa Fluor 488 (2x). (B) En 20x forstørrelse av retinal vaskulatur som viser intermediær vaskulær plexus i netthinnen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Okulær mikrodisseksjon har vist seg å være en vanskelig oppgave på grunn av den lille størrelsen og sfæriske formen på gnagerøyet, og gnagerøyet krever innovative teknikker for effektiv håndtering8.
I den nåværende demonstrerte metoden oppnås det enucleated musens øyeboll med det tredje øyelokket festet for effektiv og enkel håndtering. Ved hjelp av det tredje øyelokket kan øyebollet immobiliseres helt, noe som gjør at disseksjonen kan fortsette med letthet og med minimale feil. Videre avgrenser tilstedeværelsen av det tredje øyelokket orienteringen av øyets underdeler. Øyebollet dissekeres dermed med det tredje øyelokket for å oppnå de fremre og bakre øyekoppene. Bruken av en spalt for saksens oppføring for å tillate jevne og rene kutt gjør det lettere å jobbe med øyets sfæriske natur. Dessuten kan den bakre øyekoppen dissekeres videre for å oppnå nevrale retina og RPE-lag for vevsspesifikke studier ved forsiktig å skrelle det gjennomsiktige laget av nevrale netthinnen.
Videre er det i denne protokollen gjort tre/fire ekvivalente kutt fra periferien vinkelrett på optisk senter for å nå optisk nerve for å åpne halvkuleformede kopper i en floretform, som faller flatt og lett kan monteres.
Derfor er denne metoden fordelaktig for okulær vevsspesifikk seksjonering, enkeltcelleanalyse og helheter. Imidlertid gjør behovet for repeterende vevsfiksering vevet unviable for cellekultur eller eksperimenter som krever levende celler. Denne teknikken har blitt effektivt brukt i vårt laboratorium for hornhinde wholemounts, retinale seksjoner og enkeltcellestudier av cellulære inngrep etter transplantasjon10. Tilstedeværelsen av det tredje øyelokket bidrar til å identifisere orienteringen, som støtter målrettede tilnærminger og fungerer som en veiledning under retinal visualisering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Dr. Alaknanda Mishra, Institutt for cellebiologi og menneskelig anatomi, University of California Davis, USA, trente oss i denne metoden ved National Institute of Immunology, New Delhi. Dette arbeidet ble støttet av kjernebevilgningen mottatt fra Institutt for bioteknologi, Indias regjering til National Institute of Immunology, New Delhi. P.S. ble stipendiat ved Institutt for bioteknologi.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acetaminophen (Biocetamol) | EG Pharmaceuticals | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Alkaline Phosphatase Kit (DEA) | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Automated analyser | Tulip, Alto Santracruz, India | Screen Maaster 3000 | Biochemical analyser for liver functional test |
| Betadine (Povidon-Iodine Solution) | Win-Medicare; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Biological safety cabinet ( Class I) | Kartos international; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Bright Field Microscope | Olympus, Japan | LX51 | |
| CBA/J inbred mice | The Jackson Laboratory | Stock No. 000654 | |
| Cefotaxime (Taxim) | AlKem ; India | cefotaxime sodium injection, No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Cell Strainer | Sigma ; US | CLS431752 | |
| Collagenase Type I | Gibco by Life Technologies | 17100-017 | |
| Cotton Buds | Pure Swabs Pvt Ltd ; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| DPX Mountant | Sigma ; US | 6522 | |
| Drape Sheet | JSD Surgicals, Delhi, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Eosin Y solution, alcoholic | Sigma ; US | HT110132 | |
| Forceps | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Gas Anesthesia System | Ugo Basile; Italy | 211000 | |
| Glucose | Himedia, India | GRM077 | |
| Hair removing cream (Veet) | Reckitt Benckiser , India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Hematoxylin Solution, Mayer's | Sigma ; US | MHS16 | |
| Heparin sodium salt | Himedia; India | RM554 | |
| Hyaluronidase From Sheep Testes | Sigma ; US | H6254 | |
| I.V. Cannula (Plusflon) | Mediplus, India | Ref 1732411420 | |
| Insulin Syringes | BD ; US | REF 303060 | |
| Isoflurane ( Forane) | Asecia Queenborough | No B506 | Inhalation Anaesthetic |
| Ketamine (Ketamax) | Troikaa Pharmaceuticals Ltd. | Ketamine hydrochloride IP, No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Meloxicam (Melonex) | Intas Pharmaceuticals Ltd; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Micro needle holders straight & curved | Mercian ; England | BS-13-8 | |
| Micro needle holders straight & curved |
Mercian ; England | BS-13-8 | |
| Microtome | Histo-Line Laboratories, Italy | MRS3500 | |
| Nylon Thread | Mighty ; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Paraformaldehyde | Himedia; India | GRM 3660 | |
| Percoll | GE Healthcare | 17-0891-01 | |
| Refresh Tears/Eyemist Gel | Allergan India Private Limited/Sun Pharma, India | P3060 | No specific Catalog Number |
| RPMI | Himedia; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Scalpel | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Scissors | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| SGOT (ASAT) KIT | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| SGPT (ALAT) KIT | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Shandon Cryotome E Cryostat | Thermo Electron Corporation ; US | No specific Catalog Number | |
| Sucrose | Sigma ; US | S0389 | |
| Surgical Blade No. 22 | La Medcare, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Surgical Board | Locally made | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Surgical White Tape | 3M India ; India | 1530-1 | Micropore Surgical Tape |
| Sutures | Ethicon, Johnson & Johnson, India | NW 5047 | |
| Syringes (1ml, 26 G) | Dispo Van; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Trimmer (Clipper) | Philips | NL9206AD-4 DRACHTEN QT9005 | |
| Weighing Machine | Braun | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| William's E Media | Himedia; India | AT125 | |
| Xylazine (Xylaxin) | Indian Immunologicals Limited | Sedative, Pre-Anaesthetic, Analgesic and muscle relaxant |
References
- Choi, Y., et al. Studying cancer immunotherapy using patient-derived xenografts (PDXs) in humanized mice. Experimental and Molecular Medicine. 50 (8), 1-9 (2018).
- Sutherland, C., et al. Laser Capture Microdissection of Highly Pure Trabecular Meshwork from Mouse Eyes for Gene Expression Analysis. J Vis Exp. (136), e57576 (2018).
- Fernandez-Godino, R., Garland, D. L., Pierce, E. A. Isolation, culture and characterization of primary mouse RPE cells. Nature Protocols. 11 (7), 1206-1218 (2016).
- Shang, P., Stepicheva, N. A., Hose, S., Zigler, J. S., Sinha, D. Primary cell cultures from the mouse retinal pigment epithelium. Journal of Visualized Experiments. (133), e56997 (2018).
- Claybon, A., Bishop, A. J. Dissection of a mouse eye for a whole mount of the retinal pigment epithelium. Journal of Visualized Experiments. (48), e2563 (2011).
- Steven, P., et al. Experimental induction and three-dimensional two-photon imaging of conjunctiva-associated lymphoid tissue. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 49 (4), 1512-1517 (2008).
- Tual-Chalot, S., Allinson, K. R., Fruttiger, M., Arthur, H. M. Whole mount immunofluorescent staining of the neonatal mouse retina to investigate angiogenesis in vivo. Journal of Visualized Experiments. (77), e50546 (2013).
- Ullmann, J. F., Moore, B. A., Temple, S. E., Fernandez-Juricic, E., Collin, S. P. The retinal wholemount technique: A window to understanding the brain and behaviour. Brain, Behavior and Evolution. 79 (1), 26-44 (2012).
- Nakao, S., Hafezi-Moghadam, A., Ishibashi, T.
- Mishra, A., et al. Peripheral blood-derived monocytes show neuronal properties and integration in immune-deficient rd1 mouse model upon phenotypic differentiation and induction with retinal growth factors. Stem Cell Research and Therapy. 11 (1), 412 (2020).
