Summary
В данной работе представлен протокол микродиссекции глаза у грызунов. Процесс включает энуклеацию глазного яблока вместе с мигательной мембраной (т.е. третьим веком). Затем следует разделение заднего и переднего наглазников.
Abstract
Глазное микрорассечение глаза грызуна включает сегментацию энуклеированного глазного яблока с прикрепленной мигательной мембраной или третьим веком для получения переднего и заднего наглазников. С помощью этого метода подчасти глаза, включая ткань роговицы, нервную ткань, ткань пигментного эпителия сетчатки (RPE) и хрусталик, могут быть получены для цельных суспензий, криосекций и/или одноклеточных суспензий конкретной ткани глаза. Наличие третьего века представляет собой уникальные и значительные преимущества, поскольку оно способствует поддержанию ориентации глаза, что важно для понимания физиологии глаза после любого локализованного вмешательства или в исследованиях, включающих глазной анализ, связанный с пространственной топографией глаза.
В этом методе мы энуклеировали глазное яблоко в глазнице вместе с третьим веком, осторожно и медленно разрезая экстраокулярные мышцы и разрывая зрительный нерв. Глазное яблоко было проткнуто через лимб роговицы с помощью микролезвия. Разрез был использован в качестве точки входа, что позволило разрезать вдоль роговицы-склерального соединения путем введения микроножниц через точку разреза. Небольшие и непрерывные надрезы по окружности делались до тех пор, пока чашечки не разошлись. Они могут быть дополнительно рассечены путем осторожного отслаивания полупрозрачного слоя нервной сетчатки с помощью щипцов для наложения швов Colibri для получения слоев нервной сетчатки и RPE. Далее от периферии перпендикулярно к зрительному центру делали три/четыре равноудаленных разреза до тех пор, пока не был достигнут зрительный нерв. Это открыло полусферические чашечки в форме цветка, так что они упали плашмя и могли быть легко установлены. Этот метод был использован в нашей лаборатории для целых срезов роговицы и сетчатки. Наличие третьего века очерчивает носово-временную ориентацию, что позволяет изучать различные вмешательства клеточной терапии после трансплантации и, таким образом, целенаправленную физиологическую валидацию, жизненно важную для визуализации и точного представления в таких исследованиях.
Introduction
Вскрытие глаза является важным методом в офтальмологических исследованиях и позволило исследователям получить доступ к сегментам глаза для целевых исследований. Ранее офтальмологи полагались на глазную ткань больных людей для своих исследований. Однако постепенно растущее число штаммов офтальмологических моделей грызунов1 с годами уменьшило потребность в глазной ткани человека. Эти штаммы мышей позволили глубже понять глазные заболевания и вмешательства. Тем не менее, они также породили потребность в инновационных методах микродиссекции глаза. Малый размер и ограниченная область операции серьезно ограничивают эффективный доступ к подразделению глаза. Кроме того, из-за однородной клеточной сборки задних и передних глазных чашек трудно проводить целенаправленные вмешательства после рассечения. Современные методы микродиссекции лазера2 и хирургической микродиссекции 3,4 недостаточны для удовлетворения таких требований глазных исследований. Лазерная микродиссекция очень эффективна при анализе отдельных клеток, но конкретная ткань должна быть микрорассечена перед лазерной процедурой2. Этот метод может изолировать небольшие области, представляющие интерес, из предварительно рассеченной ткани для молекулярного анализа. Таким образом, этот метод не подходит для подготовки цельных креплений или для изоляции окулярных слоев в осевой части для оптимальной визуализации.
Хирургический метод является наиболее широко используемым методом; Этот метод включает в себя иммобилизацию глаза через зрительный нерв5 с последующим вскрытием. Эта практика трудна и может повредить любую хрупкую ткань, так как сферический глаз продолжает двигаться во время рассечения. Несмотря на то, что он полезен для изоляции различных участков слоев сетчатки, этот метод не может разграничить пространственную ориентацию ткани при рассечении.
Во время диссекции сохранение присутствия прикрепленной мигательной мембраны или третьего века (рис. 1) представляет собой уникальные и значительные преимущества. В этом методе сначала глазное яблоко энуклеируется третьим веком. Затем третье веко используется для иммобилизации глаза6 (рис. 2А). Затем следует прокалывание глазного яблока через лимб роговицы и использование разреза в качестве точки входа (рис. 2B, C). Затем наглазники разделяют, разрезая по окружности спереди и сзади (рис. 2D-G). Рассекая заднюю чашку глаза, можно идентифицировать полупрозрачный слой нервной сетчатки и аккуратно отслаивать. Затем в полученных полусферических передних и задних чашечках делаются три или четыре равноудаленных разреза, которые позволяют этим чашечкам в форме цветка падать плашмя на предметное стекло (рис. 2H).
Третье веко способствует простому и эффективному обращению во время рассечения, тем самым обеспечивая минимальное повреждение тканей при доступе к различным глазным слоям и при производстве цельных креплений. Кроме того, наличие третьего века помогает обнаружить и изучить локализованные вмешательства во время визуализации.
Процедура в нашей лаборатории была выполнена на штамме мыши CBA / J или rd1 на P28 любого пола. Процедура может быть выполнена на любом штамме, возрасте или поле животного и не имеет смещения в соответствии с этими характеристиками.
Животные были закуплены из коммерческих источников (см. Таблицу материалов) и содержались в Центре мелких животных (SAF) в Национальном институте иммунологии (NII). Они содержались в индивидуальных вентилируемых клетках (IVC) и получали свободный доступ к подкисленной автоклавной воде и пище. Они поддерживались при температуре 21-23 °C и с циклом светлый/темный 14 ч / 10 ч.
Ниже приведен модифицированный хирургический метод микрорассечения мышиного глаза.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Эта процедура была одобрена Институциональным комитетом по этике животных Национального института иммунологии в Нью-Дели. Серийный номер официального утверждения - IAEC#480/18. Эксперименты проводились в соответствии с руководящими принципами Комитета по контролю и надзору за экспериментами на животных Министерства рыболовства, животноводства и молочного животноводства правительства Индии под наблюдением профессионального ветеринара SAF, NII.
1. Подготовка
- Расширьте глаза грызунов, используя каплю 0,8% тропикамида и 5% офтальмологического раствора фенилэфрина в каждый глаз. Перед процедурой поместите животное в темное место на 30 минут.
ПРИМЕЧАНИЕ: Обезболивающее средство не требуется, так как животное усыпляется сразу после завершения 30 минут. Темная адаптация и расширение глаз животного позволяют наблюдателю проверить наличие глазных разрывов и повреждений перед процедурой. Кроме того, расширение полезно при работе с пигментированной тканью глазного яблока. - Усыпить животное путем внутрибрюшинного введения 5-кратной дозы анестезии. Типичная доза составляет 200 мкл PBS, содержащего 10 мг кетамина и 1 мг ксилазина.
ПРИМЕЧАНИЕ: Доза для эвтаназии животного составляет кетамин в дозе 400-500 мг / кг массы тела и ксилазин в дозе 50 мг / кг массы тела, вводимый внутрибрюшинно. Для типичной мыши весом 20 г доза будет составлять 200 мкл PBS, содержащего 10 мг кетамина (100 мкл исходного раствора 100 мг / мл кетамина) и 1 мг ксилазина (100 мкл исходного раствора 10 мг / мл ксилазина). - Подтвердите полное отсутствие реакции на раздражитель, исследуя педальный рефлекс. Отсутствие сердцебиения и дыхания также являются важными показателями.
- Поместите мышь в боковое лежачее положение, чтобы обеспечить полный доступ к глазу.
- Подготовьте к процедуре щипцы для наложения швов, изогнутые щипцы, микролезвие (размером 15°, 3 мм), пружинные микроножницы и угловые пружинные микроножницы.
2. Энуклеация глаза мыши вместе с третьим веком
- Поместите мышь в боковое лежачее положение, чтобы обеспечить полный доступ к глазу. Откройте наружные веки щипцами, чтобы оптимально визуализировать третье веко.
ПРИМЕЧАНИЕ: Третье веко, также известное как мигательная мембрана, расположено по направлению к верхнему углу касательной носа (рис. 1А). - Определите третье веко как незначительный полупрозрачный выступ с пигментированной границей (рис. 1B).
- Поместите изогнутые щипцы вокруг глазного яблока и зажмите, чтобы освободить глаз от посторонних прикреплений. Это сведет к минимуму кровотечение в глаз из окружающих тканей.
- Замените изогнутые щипцы пружинными микроножницами и разрежьте вокруг глазного яблока с прикрепленным к нему третьим веком. Используйте небольшие непрерывные разрезы, чтобы освободить глазное яблоко от окружающих тканевых прикреплений.
- Поместите изогнутые пружинные микроножницы под глазное яблоко, чтобы освободить глаз, перерезав зрительный нерв. Следите за тем, чтобы глазное яблоко полностью освободилось от глазницы.
3. Очистка от посторонних тканей
- Поместите энуклеированный глаз от усыпленной мыши в чашку Петри с буфером с фосфатно-буферным физиологическим раствором (PBS) при pH 7,4, при этом чашка Петри заполнена таким образом, чтобы глазное яблоко было погружено в PBS.
- Обездвижить энуклеированное глазное яблоко мыши с прикрепленным третьим веком одной рукой с помощью щипцов.
- Подвешивайте глазное яблоко в жидкой среде, чтобы обеспечить более эффективное обращение. Некоторые экстраокулярные мышцы или ткани начнут отплывать от глазного яблока. Удалите их, отрезав от глазного яблока с помощью пружинных микроножниц.
- Разрежьте и удалите зрительный нерв от основания глазного яблока с помощью микроножниц, чтобы обеспечить лучшее отделение сетчатки для цельных препаратов.
ПРИМЕЧАНИЕ: Нет необходимости удалять зрительный нерв для рассечения тканей. - Промойте глазное яблоко PBS и перенесите его в пробирку объемом 1,5 мл, содержащую 1 мл 4% параформальдегида (PFA), в течение как минимум 2 ч при 4 ° C для фиксации тканей.
ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе процедуру можно приостановить, оставив ткань в PFA на срок до 12 часов при 4 °C. Однако для выделения живых клеток не следует выполнять этапы фиксации, а всю процедуру нужно выполнять без пауз.
4. Рассечение энуклеированного глаза для получения переднего и заднего наглазников
- После фиксации PFA (если сбор живых клеток продолжается без фиксации глазного яблока), перенесите глазное яблоко в чашку Петри, содержащую PBS, и поместите его под препарирующий микроскоп для выполнения последующей процедуры.
- Обездвижьте глазное яблоко, крепко удерживая третье веко щипцами для наложения швов Colibri.
- Сделайте небольшой разрез на лимбе, проткнув его с помощью микролезвия. Лимб - это роговично-склеральное соединение. Делать надрез желательно напротив третьего века, тем самым делая точку доступа для пружинных микроножниц.
ПРИМЕЧАНИЕ: Использование микролезвия размером 15° и 3 мм может обеспечить лучший контроль над глубиной этого разреза. - Затем, используя этот разрез в качестве отправной точки, с помощью микроножниц сделайте небольшие и непрерывные надрезы по окружности роговицы-склерального лимба. Сначала сделайте полукруг разрезов, начиная от точки разреза до третьего века. Затем завершите оставшийся полукруг надрезов с другой стороны. Наконец, сделайте разрез вокруг третьего века, чтобы отделить заднюю чашечку и переднюю чашку.
ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от интересующего наглазника, мигательная мембрана может быть оставлена прикрепленной либо к переднему, либо к заднему наглазнику. - Извлеките хрусталик из задней чашки с помощью щипцов, чтобы получить заднюю чашечку, состоящую из слоев нервной сетчатки и пигментного эпителия сетчатки (RPE). Таким образом, хрусталик, задняя чашка и передняя чашка глаза разделены.
ПРИМЕЧАНИЕ: При работе с нефиксированными тканями передняя и задняя чашечки теперь могут быть ферментативно переварены для получения одноклеточной суспензии роговицы или сетчатки. - Для фиксации тканей перенесите эти чашки в пробирку объемом 1,5 мл, содержащую 1 мл 4% PFA, в течение 12 часов при 4 ° C.
ПРИМЕЧАНИЕ: После фиксации ткань может быть помещена в соответствующую среду, а криосекция или парафиновая секция могут быть выполнены для получения срезов роговицы или сетчатки.
5. Выделение нейронных слоев сетчатки и РПЭ
- Повторно введите заднюю чашку в чашку Петри, содержащую буфер PBS, чтобы погрузить ткань.
- Проверьте наличие невральной сетчатки. Это можно визуализировать в виде непрозрачного слоя на пигментированном слое РПЭ, который прикреплен по периферической окружности чашки.
- Удерживайте третье веко щипцами, чтобы обездвижить заднюю чашечку, и отклеивайте нервную сетчатку, начиная с периферии, с помощью второй пары щипцов.
ПРИМЕЧАНИЕ: Настоятельно рекомендуется очень нежные и легкие движения руки, чтобы не повредить ткани. На выходе зрительного нерва изогнутые пружинные ножницы могут быть вставлены под нервную сетчатку, и можно сделать разрез, чтобы полностью освободить слои, если нервная сетчатка остается прикрепленной, как показано на рисунке 3. По желанию освободите или отсоедините сетчатку мягкими движениями с помощью мягкой щетки. Однако это было бы нецелесообразно делать, если собирают сетчатку для гистологии.
ПРИМЕЧАНИЕ: Таким образом, получают нервную сетчатку и пигментированный слой RPE с третьим веком.
6. Сегментация слоев сетчатки и СИЗО для цельных креплений
- Повторно введите переднюю и заднюю чашки в чашку Петри, содержащую буфер PBS, и поместите чашку под препарирующий микроскоп.
- Иммобилизуйте переднюю чашку, удерживая третье веко.
- Используйте угловые пружинные микроножницы, чтобы сделать разрез около 3/4 диаметра наглазника рядом с третьим веком, разрезая периферию перпендикулярно оптическому центру.
- Удерживайте третье веко и сделайте надрез рядом с первым срезом.
- Сделайте аналогичный разрез между вторым срезом и третьим веком.
ПРИМЕЧАНИЕ: Три или четыре таких равноудаленных разреза открывают полусферические чашечки в форме цветка, который падает плашмя и может быть легко установлен. - Иммобилизуйте заднюю чашку, удерживая третье веко.
- Выполните те же действия, что и для разрезов (шаги 6.3-6.5) на передней чашке, чтобы сделать три или четыре равноудаленных разреза на задней чашке.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для гистологии нервной сетчатки, выделенной на шаге 5, сделайте аналогичные разрезы, чтобы убедиться, что она падает плашмя на поверхность. Не делайте очень глубоких надрезов в центре чашки, так как это может привести к тому, что срезы листьев развалятся или легко отделятся. - Выполните окрашивание и смонтируйте ткани целиком для эффективной визуализации 7,8.
ПРИМЕЧАНИЕ: Наличие мигательной мембраны действует как постоянный физический индикатор носовой стороны наглазника в целых креплениях. Это помогает разграничить дорсальную/вентральную сторону наглазника, так как третье веко наглазника указывает на носовую/вентральную ориентацию.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Для изучения потенциального лимфатического ангиогенеза в ткани переднего / роговицы мышей rd1 был подготовлен целый массив ткани мыши/роговицы мышей в болезненном состоянии. Прикрепленная конъюнктивальная ткань от третьего века действовала как положительный контроль, так как в роговице отсутствуют лимфатические сосуды. Для исследования ткань роговицы рассекали вместе с конъюнктивой и фиксировали 4% ПФА с последующей пермеабилизацией и блокировкой. Затем ткань окрашивали первичным антителом против лимфатического эндотелиального маркера (LYVE1)9. Затем последовала инкубация с вторичным антителом, меченным Alexa Fluor 488 (зеленый). Репрезентативные изображения (рис. 4) были получены с помощью флуоресцентного микроскопа в 4x и 10x.
Для визуализации сосудистой сети сетчатки для морфологических, структурных и функциональных исследований сетчатки был получен целый массив нервнойсетчатки из заднего наглазника 7. Нервная сетчатка была тщательно очищена от слоя сосудистой оболочки и сделана надрезная часть, чтобы уложить ее плоско в цветочную структуру. Для визуализации сосудистой структуры сетчатки листок подвергали окрашиванию изолектином IB4-Alexa Fluor 488 в течение 1 ч при комнатной температуре и визуализировали при 2-кратном и 20-кратном увеличении (рис. 5).
Рисунок 1: Третье веко или мигательная перепонка мыши. (А) Третье веко расположено по направлению к верхнему углу касательной носа и (Б) часто имеет пигментированную границу. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Этапы изоляции переднего и заднего наглазников от энуклеированного глазного яблока. (А) Третье веко используется для иммобилизации глаза, и (Б) разрез делается через лимб роговицы. (C) Запись делается после формирования разреза и разреза по окружности, как показано в (D-F). (G) Таким образом, передний и задний наглазники разделены. Полупрозрачный слой нервной сетчатки присутствует на задней чашке глаза, которая отслаивается. (H) Затем в чашечках делаются три равноудаленных разреза, чтобы они упали плашмя. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Принципиальная схема, показывающая, как изогнутые пружинные ножницы могут быть вставлены под нервную сетчатку, чтобы освободить слои. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Цельное крепление передней чашечки. Ткань роговицы была микрорассечена, как описано, чтобы выявить лимфатические сосуды. Ткань окрашивали лимфатическим эндотелиальным маркером (LYVE1) и вторичным антителом, меченным Alexa Fluor 488 (зеленый). (A) Изображения с 4-кратным увеличением и (B) с 10-кратным увеличением. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Вся гора нервной сетчатки. Изолектин IB4 окрашивает сосудистую сеть сетчатки, которую можно легко увидеть зеленым цветом. (A) Плоское крепление сетчатки, полученное из заднего наглазника, окрашивали изолектином IB4, помеченным Alexa Fluor 488 (2x). (B) 20-кратное увеличение сосудистой сети сетчатки, показывающее промежуточное сосудистое сплетение в сетчатке. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Было обнаружено, что микродиссекция глаза глаза является сложной задачей из-за небольшого размера и сферической формы глаза грызуна, а глаз грызуна требует инновационных методов для эффективного обращения8.
В демонстрируемом способе энуклеированное глазное яблоко мыши получают с прикрепленным третьим веком для эффективного и легкого обращения. С помощью третьего века глазное яблоко можно полностью обездвижить, что позволяет проводить рассечение легко и с минимальными ошибками. Кроме того, наличие третьего века очерчивает ориентацию подчастей глаза. Таким образом, глазное яблоко рассекается вместе с третьим веком, чтобы получить передний и задний наглазники. Использование прорези для входа ножниц для обеспечения ровных и чистых разрезов облегчает работу со сферической природой глаза. Кроме того, задний наглазник может быть дополнительно рассечен для получения нейронных слоев сетчатки и RPE для тканеспецифических исследований путем аккуратного отслаивания полупрозрачного слоя нервной сетчатки.
Кроме того, в этом протоколе три/четыре равноудаленных разреза делаются от периферии перпендикулярно зрительному центру, чтобы достичь зрительного нерва, чтобы открыть полусферические чашечки в форме цветка, который падает плоско и может быть легко установлен.
Следовательно, этот метод полезен для секционирования тканей глаза, анализа отдельных клеток и целых маунтов. Однако необходимость повторяющейся фиксации ткани делает ткань нежизнеспособной для клеточной культуры или экспериментов, требующих живых клеток. Этот метод был эффективно использован в нашей лаборатории для целых срезов роговицы, срезов сетчатки и одноклеточных исследований клеточных вмешательств после трансплантации10. Наличие третьего века помогает определить ориентацию, которая поддерживает целенаправленные подходы и выступает в качестве ориентира во время визуализации сетчатки.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам раскрывать нечего.
Acknowledgments
Доктор Алакнанда Мишра, кафедра клеточной биологии и анатомии человека, Калифорнийский университет в Дэвисе, США, обучила нас этому методу в Национальном институте иммунологии в Нью-Дели. Эта работа была поддержана основным грантом, полученным от Департамента биотехнологии правительства Индии Национальному институту иммунологии в Нью-Дели. P.S. получил научную стипендию от Департамента биотехнологии.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acetaminophen (Biocetamol) | EG Pharmaceuticals | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Alkaline Phosphatase Kit (DEA) | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Automated analyser | Tulip, Alto Santracruz, India | Screen Maaster 3000 | Biochemical analyser for liver functional test |
| Betadine (Povidon-Iodine Solution) | Win-Medicare; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Biological safety cabinet ( Class I) | Kartos international; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Bright Field Microscope | Olympus, Japan | LX51 | |
| CBA/J inbred mice | The Jackson Laboratory | Stock No. 000654 | |
| Cefotaxime (Taxim) | AlKem ; India | cefotaxime sodium injection, No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Cell Strainer | Sigma ; US | CLS431752 | |
| Collagenase Type I | Gibco by Life Technologies | 17100-017 | |
| Cotton Buds | Pure Swabs Pvt Ltd ; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| DPX Mountant | Sigma ; US | 6522 | |
| Drape Sheet | JSD Surgicals, Delhi, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Eosin Y solution, alcoholic | Sigma ; US | HT110132 | |
| Forceps | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Gas Anesthesia System | Ugo Basile; Italy | 211000 | |
| Glucose | Himedia, India | GRM077 | |
| Hair removing cream (Veet) | Reckitt Benckiser , India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Hematoxylin Solution, Mayer's | Sigma ; US | MHS16 | |
| Heparin sodium salt | Himedia; India | RM554 | |
| Hyaluronidase From Sheep Testes | Sigma ; US | H6254 | |
| I.V. Cannula (Plusflon) | Mediplus, India | Ref 1732411420 | |
| Insulin Syringes | BD ; US | REF 303060 | |
| Isoflurane ( Forane) | Asecia Queenborough | No B506 | Inhalation Anaesthetic |
| Ketamine (Ketamax) | Troikaa Pharmaceuticals Ltd. | Ketamine hydrochloride IP, No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Meloxicam (Melonex) | Intas Pharmaceuticals Ltd; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Micro needle holders straight & curved | Mercian ; England | BS-13-8 | |
| Micro needle holders straight & curved |
Mercian ; England | BS-13-8 | |
| Microtome | Histo-Line Laboratories, Italy | MRS3500 | |
| Nylon Thread | Mighty ; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Paraformaldehyde | Himedia; India | GRM 3660 | |
| Percoll | GE Healthcare | 17-0891-01 | |
| Refresh Tears/Eyemist Gel | Allergan India Private Limited/Sun Pharma, India | P3060 | No specific Catalog Number |
| RPMI | Himedia; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Scalpel | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Scissors | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| SGOT (ASAT) KIT | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| SGPT (ALAT) KIT | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Shandon Cryotome E Cryostat | Thermo Electron Corporation ; US | No specific Catalog Number | |
| Sucrose | Sigma ; US | S0389 | |
| Surgical Blade No. 22 | La Medcare, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Surgical Board | Locally made | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Surgical White Tape | 3M India ; India | 1530-1 | Micropore Surgical Tape |
| Sutures | Ethicon, Johnson & Johnson, India | NW 5047 | |
| Syringes (1ml, 26 G) | Dispo Van; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Trimmer (Clipper) | Philips | NL9206AD-4 DRACHTEN QT9005 | |
| Weighing Machine | Braun | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| William's E Media | Himedia; India | AT125 | |
| Xylazine (Xylaxin) | Indian Immunologicals Limited | Sedative, Pre-Anaesthetic, Analgesic and muscle relaxant |
References
- Choi, Y., et al. Studying cancer immunotherapy using patient-derived xenografts (PDXs) in humanized mice. Experimental and Molecular Medicine. 50 (8), 1-9 (2018).
- Sutherland, C., et al. Laser Capture Microdissection of Highly Pure Trabecular Meshwork from Mouse Eyes for Gene Expression Analysis. J Vis Exp. (136), e57576 (2018).
- Fernandez-Godino, R., Garland, D. L., Pierce, E. A. Isolation, culture and characterization of primary mouse RPE cells. Nature Protocols. 11 (7), 1206-1218 (2016).
- Shang, P., Stepicheva, N. A., Hose, S., Zigler, J. S., Sinha, D. Primary cell cultures from the mouse retinal pigment epithelium. Journal of Visualized Experiments. (133), e56997 (2018).
- Claybon, A., Bishop, A. J. Dissection of a mouse eye for a whole mount of the retinal pigment epithelium. Journal of Visualized Experiments. (48), e2563 (2011).
- Steven, P., et al. Experimental induction and three-dimensional two-photon imaging of conjunctiva-associated lymphoid tissue. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 49 (4), 1512-1517 (2008).
- Tual-Chalot, S., Allinson, K. R., Fruttiger, M., Arthur, H. M. Whole mount immunofluorescent staining of the neonatal mouse retina to investigate angiogenesis in vivo. Journal of Visualized Experiments. (77), e50546 (2013).
- Ullmann, J. F., Moore, B. A., Temple, S. E., Fernandez-Juricic, E., Collin, S. P. The retinal wholemount technique: A window to understanding the brain and behaviour. Brain, Behavior and Evolution. 79 (1), 26-44 (2012).
- Nakao, S., Hafezi-Moghadam, A., Ishibashi, T.
- Mishra, A., et al. Peripheral blood-derived monocytes show neuronal properties and integration in immune-deficient rd1 mouse model upon phenotypic differentiation and induction with retinal growth factors. Stem Cell Research and Therapy. 11 (1), 412 (2020).
