Summary
Detta dokument presenterar ett protokoll för okulär mikrodissektion hos gnagare. Processen innefattar enukleation av ögongloben tillsammans med det nictiterande membranet (dvs det tredje ögonlocket). Detta följs sedan av separationen av de bakre och främre ögonkopparna.
Abstract
Den okulära mikrodissektionen av gnagarögat innefattar segmentering av den enukleerade ögongloben med det bifogade nictiterande membranet, eller tredje ögonlocket, för att erhålla de främre och bakre ögonmusslorna. Med denna teknik kan underdelarna av ögat, inklusive hornhinnans vävnad, nervvävnad, retinal pigmentepitelvävnad (RPE) och lins, erhållas för helmontering, kryosnitt och / eller encellssuspensioner av en specifik okulär vävnad. Närvaron av det tredje ögonlocket ger unika och signifikanta fördelar, eftersom det gynnar upprätthållandet av ögats orientering, vilket är viktigt för att förstå ögonfysiologi efter lokaliserad intervention eller i studier som involverar okulär analys relaterad till ögats rumsliga topografi.
I denna metod utlöste vi ögongloben vid uttaget tillsammans med det tredje ögonlocket genom att försiktigt och långsamt skära igenom de extraokulära musklerna och skära av synnerven. Ögongloben genomborrades genom hornhinnans limbus med hjälp av ett mikroblad. Snittet användes som ingångspunkt, vilket möjliggjorde skärning längs hornhinnan-sklerala korsningen genom att sätta in mikrosax genom snittpunkten. Små och kontinuerliga snitt längs omkretsen gjordes tills kopparna separerades. Dessa kan dissekeras ytterligare genom att försiktigt skala det genomskinliga lagret av den neurala näthinnan med hjälp av Colibri suturing pincett för att erhålla neurala näthinnan och RPE-skikten. Vidare gjordes tre/fyra lika avlägsna snitt från periferin vinkelrätt mot det optiska centrumet tills synnerven nåddes. Detta öppnade de halvklotformade kopparna i en florettform så att de föll platt och lätt kunde monteras. Denna teknik har använts i vårt laboratorium för hornhinnans helfästen och näthinnesektioner. Närvaron av det tredje ögonlocket avgränsar den nasal-temporala orienteringen, vilket möjliggör studier av olika cellterapiinterventioner efter transplantation och därmed den riktade fysiologiska valideringen som är avgörande för visualisering och korrekt representation i sådana studier.
Introduction
Okulär dissektion är en viktig teknik inom oftalmisk forskning och har gjort det möjligt för utredare att få tillgång till ögonsegmenten för riktade studier. Tidigare förlitade sig okulära forskare på ögonvävnaden från sjuka individer för sina studier. Det successivt växande antalet stammar av oftalmiska gnagarmodeller1 genom åren har dock minskat behovet av mänsklig ögonvävnad. Dessa musstammar har möjliggjort en djupare förståelse av ögonsjukdom och interventioner. Ändå har de också skapat ett behov av innovativa tekniker för okulär mikrodissektion. Den lilla storleken och det begränsade verksamhetsområdet begränsar allvarligt effektiv åtkomst till de okulära underdelarna. På grund av den homogena cellulära sammansättningen av de bakre och främre ögonmusslorna är det dessutom svårt att genomföra riktade ingrepp efter dissektion. De nuvarande mikrodissektionsteknikerna för laser2 och kirurgisk mikrodissektion 3,4 är otillräckliga för att uppfylla sådana krav på okulär forskning. Lasermikrodissektion är mycket effektiv vid encellsanalys, men den specifika vävnaden måste mikrodissekeras före laserproceduren2. Tekniken kan isolera små intressanta områden från en fördissekerad vävnad för molekylanalys. Således är tekniken inte lämplig för att förbereda helmonterade eller för isolering av axiellt packade okulära skikt för optimal visualisering.
Den kirurgiska metoden är den mest använda tekniken; Denna metod innebär immobilisering av ögat via synnerven5 och sedan utföra dissektionen. Denna övning är svår och kan skada all ömtålig vävnad, eftersom det sfäriska ögat fortsätter att röra sig under dissektion. Trots att den är fördelaktig för att isolera de olika sektionerna av näthinneskikten, kan tekniken inte avgränsa vävnadens rumsliga orientering vid dissektion.
Under dissektion ger upprätthållandet av närvaron av det bifogade nictiterande membranet eller det tredje ögonlocket (figur 1) unika och signifikanta fördelar. I denna metod är ögongloben först enukleerad med det tredje ögonlocket. Sedan används det tredje ögonlocket för att immobilisera ögat6 (figur 2A). Detta följs av att genomborra ögongloben genom hornhinnans limbus och använda snittet som ingångspunkt (figur 2B, C). Därefter separeras ögonmusslorna genom att skära längs omkretsen framåt och bakåt (figur 2D-G). Genom att dissekera den bakre ögonmusslan ytterligare kan det genomskinliga skiktet i den neurala näthinnan identifieras och försiktigt skalas av. Tre eller fyra lika avlägsna snitt görs sedan i de erhållna halvklotformiga främre och bakre kopparna, vilket gör att dessa blomformade koppar kan falla platt på en bild (figur 2H).
Det tredje ögonlocket hjälper till med enkel och effektiv hantering under dissektionen, vilket säkerställer minimal skada på vävnaden vid åtkomst till de olika okulära skikten och vid produktion av helfästen. Vidare hjälper närvaron av det tredje ögonlocket att lokalisera och undersöka lokaliserade ingrepp under visualisering.
Proceduren, i vårt labb, har utförts på en CBA / J eller en rd1 musstam vid P28 av vilket kön som helst. Förfarandet kan utföras på vilken stam, ålder eller kön som helst av djur och har ingen bias enligt dessa egenskaper.
Djuren anskaffades från kommersiella källor (se materialförteckning) och hölls vid Small Animal Facility (SAF) vid National Institute of Immunology (NII). De hölls i individuella ventilerade burar (IVC) och fick ad libitum tillgång till surgjort autoklaverat vatten och mat. De hölls vid 21-23 °C och med en 14 h/10 h ljus/mörk cykel.
Nedan ges en modifierad kirurgisk metod för mikrodissektion av ett musöga.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Detta förfarande godkändes av den institutionella djuretiska kommittén vid National Institute of Immunology, New Delhi. Serienumret för godkännandet är IAEC#480/18. Experimenten utfördes i enlighet med regleringsriktlinjerna från kommittén för kontroll och övervakning av djurförsök, ministeriet för fiske, djurhållning och mejeri, Indiens regering, under överinseende av en professionell veterinär vid SAF, NII.
1. Förberedelse
- Vidga gnagarögonen med en droppe 0,8% tropikamid och 5% fenylefrin oftalmiska lösningar i varje öga. Placera djuret i ett mörkt område i 30 minuter före proceduren.
OBS: Ett smärtstillande medel krävs inte eftersom djuret avlivas omedelbart efter avslutad 30 min. Den mörka anpassningen och utvidgningen av djurets ögon gör det möjligt för observatören att kontrollera om ögontårar och skador före proceduren. Dessutom är dilatation fördelaktigt när du arbetar med den pigmenterade ögonglobvävnaden. - Avliva djuret genom intraperitonealt administrering av en 5x dos anestesi. En typisk dos är 200 μl PBS innehållande 10 mg ketamin och 1 mg xylazin.
OBS: Dosen för avlivning av djuret är ketamin vid 400-500 mg/kg kroppsvikt och xylazin vid 50 mg/kg kroppsvikt givet intraperitonealt. För en typisk mus som väger 20 g är dosen 200 μl PBS innehållande 10 mg ketamin (100 μl stamlösning av 100 mg/ml ketamin) och 1 mg xylazin (100 μl stamlösning av 10 mg/ml xylazin). - Bekräfta den fullständiga bristen på svar på en stimulans genom att undersöka pedalreflexen. Frånvaron av hjärtslag och andning är också viktiga indikatorer.
- Placera musen i liggande läge för att ge fullständig åtkomst till ögat.
- Förbered Colibri suturingpincett, böjda pincett, ett mikroblad (15 °, 3 mm i storlek), fjädermikrosax och vinklad fjädermikrosax redo för proceduren.
2. Enukleation av musögat tillsammans med det tredje ögonlocket
- Placera musen i liggande liggande delar för att möjliggöra fullständig åtkomst till ögat. Öppna de yttre ögonlocken med pincetten för att optimalt visualisera det tredje ögonlocket.
OBS: Det tredje ögonlocket, även känt som det nictiterande membranet, ligger mot det övre hörnet av nästangenten (figur 1A). - Identifiera det tredje ögonlocket som en mindre genomskinlig utskjutning med en pigmenterad gräns (figur 1B).
- Placera böjda pincett runt ögongloben och nyp för att frigöra ögat från främmande fästen. Detta minimerar blödning i ögat från den omgivande vävnaden.
- Byt ut de böjda pincetten med fjädermikrosax och skär runt ögongloben med det tredje ögonlocket fäst vid det. Använd små kontinuerliga snitt för att frigöra ögongloben från de omgivande vävnadsfästena.
- Placera böjda fjädermikrosaxar under ögongloben för att frigöra ögat genom att klippa synnerven. Se till att ögongloben är helt frigjord från ögonkontakten.
3. Rensa den främmande vävnaden
- Placera det enukleerade ögat från den avlivade musen i en petriskål med fosfatbuffrad saltlösning (PBS) buffert vid pH 7,4, med petriskålen fylld så att ögongloben är nedsänkt i PBS.
- Immobilisera musens enukleerade ögonglob med det bifogade tredje ögonlocket med en hand med pincett.
- Häng upp ögongloben i flytande medium för att möjliggöra effektivare hantering. Vissa extraokulära muskler eller vävnader börjar flyta bort från ögongloben. Ta bort dem genom att klippa av dem från ögongloben med fjädermikrosax.
- Klipp och ta bort synnerven från ögonglobens bas med hjälp av mikrosax för att möjliggöra bättre separation av näthinnan för helmonterade preparat.
OBS: Det är inte nödvändigt att ta bort synnerven för vävnadssnittning. - Tvätta ögongloben med PBS och överför den till ett 1,5 ml rör innehållande 1 ml 4% paraformaldehyd (PFA) i minst 2 timmar vid 4 °C för vävnadsfixering.
OBS: Proceduren kan pausas i detta steg genom att lämna vävnaden i PFA i upp till 12 timmar vid 4 °C. För isolering av levande celler bör emellertid fixeringsstegen inte utföras, och hela proceduren måste utföras utan pauser.
4. Dissektion av det enukleerade ögat för att erhålla de främre och bakre ögonmusslorna
- Efter PFA-fixeringen (om du samlar levande celler, fortsätt utan fixering av ögongloben), överför ögongloben till en petriskål innehållande PBS och placera den under ett dissekeringsmikroskop för att utföra den efterföljande proceduren.
- Immobilisera ögongloben genom att hålla ner det tredje ögonlocket ordentligt med Colibri suturingpincett.
- Gör ett litet snitt vid limbus genom att genomborra det med ett mikroblad. Limben är hornhinnan-skleral korsning. Gör snittet helst mittemot det tredje ögonlocket och gör därmed en åtkomstpunkt för fjädermikrosaxen.
OBS: Användning av ett mikroblad på 15° och 3 mm i storlek kan ge bättre kontroll över snittets djup. - Använd sedan detta snitt som utgångspunkt, med ett par mikrosaxar, gör små och kontinuerliga snitt längs omkretsen av hornhinnan-skleral limbus. Fyll först i en halvcirkel av snitt med början från snittpunkten till det tredje ögonlocket. Slutför sedan den återstående halvcirkeln av snitt på andra sidan. Slutligen gör du ett snitt runt det tredje ögonlocket för att separera den bakre koppen och den främre koppen.
OBS: Beroende på ögonmusslan av intresse kan det nictiterande membranet lämnas fäst vid antingen den främre eller bakre ögonmusslan. - Ta bort linsen från den bakre koppen med hjälp av pincett för att erhålla den bakre koppen som består av neurala näthinnan och retinala pigmentepitel (RPE) lager. Linsen, bakre koppen och främre koppen i ögat är sålunda separerade.
OBS: Om du arbetar med ofixerade vävnader kan de främre och bakre kopparna nu enzymatiskt smältas för att erhålla en hornhinna eller retinal encellssuspension. - För fixering av vävnaderna, överför dessa koppar till ett 1,5 ml rör innehållande 1 ml 4% PFA i 12 timmar vid 4 °C.
OBS: Efter fixering kan vävnaden inbäddas i ett lämpligt medium, och kryosnittning eller paraffinsnittning kan göras för att erhålla hornhinne- eller näthinnesnitt.
5. Isolering av neurala näthinnan och RPE-skikten
- Sätt tillbaka den bakre koppen i petriskålen som innehåller PBS-buffert för att sänka ner vävnaden.
- Kontrollera om det finns neural näthinna. Detta kan visualiseras som ett ogenomskinligt skikt på det pigmenterade RPE-skiktet, som är fäst vid koppens perifera omkrets.
- Håll det tredje ögonlocket med pincett för att immobilisera den bakre koppen och avlägsna den neurala näthinnan från periferin med ett andra par pincett.
OBS: Mycket mjuka och lätta rörelser i handen rekommenderas starkt för att inte skada vävnaden. Vid utgången av synnerven kan den böjda fjädersaxen sättas in under nervnäthinnan, och ett snitt kan göras för att helt frigöra lagren om den neurala näthinnan förblir fäst som visas i figur 3. Eventuellt kan du frigöra eller ta bort näthinnan med mjuka drag med en mjuk borste. Det skulle emellertid inte vara lämpligt att göra det om man samlar näthinnan för histologi.
OBS: Den neurala näthinnan och det pigmenterade RPE-skiktet med det tredje ögonlocket erhålls således.
6. Segmentering av retinala och RPE-lager för wholemounts
- Sätt tillbaka de främre och bakre kopparna i petriskålen som innehåller PBS-buffert och placera skålen under dissekeringsmikroskopet.
- Immobilisera den främre koppen genom att hålla ner det tredje ögonlocket.
- Använd vinklad fjädermikrosax för att göra ett snitt på cirka 3/4 av ögonmusslens diameter bredvid det tredje ögonlocket, skär från periferin vinkelrätt mot det optiska centrumet.
- Håll ett grepp om det tredje ögonlocket och gör ett snitt bredvid det första snittet.
- Gör ett liknande snitt mellan det andra snittet och det tredje ögonlocket.
OBS: Tre eller fyra sådana lika avlägsna snitt öppnar de halvklotformade kopparna till en blomform, som faller platt och lätt kan monteras. - Immobilisera den bakre koppen genom att hålla ner det tredje ögonlocket.
- Följ samma steg som ges för att göra snitten (steg 6.3-6.5) på den främre koppen för att göra tre eller fyra lika stora snitt på den bakre koppen.
OBS: För histologin hos den neurala näthinnan som isolerades i steg 5, gör liknande snitt för att säkerställa att den faller platt på en yta. Gör inte mycket djupa snitt i mitten av koppen, eftersom det kan få bladsektionerna att falla isär eller separera lätt. - Utför färgningen och montera vävnaderna helt för effektiv visualisering 7,8.
OBS: Närvaron av det nictiterande membranet fungerar som en konstant fysisk indikator på ögonmusslans nasala sida i helafästen. Det hjälper till att avgränsa den dorsala/ventrala sidan av ögonmusslan, eftersom ögonmusslans tredje ögonlock indikerar den nasala/ventrala orienteringen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Ett helt berg av rd1 musöga/hornhinnevävnad förbereddes för att studera potentiell lymfangiogenes i den främre/hornhinnevävnaden i ett sjukt tillstånd. Den bifogade konjunktivalvävnaden från det tredje ögonlocket fungerade som en positiv kontroll, eftersom hornhinnan saknar lymfkärl. För studien dissekerades hornhinnevävnaden med bindhinnan och fixerades med 4% PFA, följt av permeabilisering och blockering. Vävnaden färgades sedan med en primär antikropp mot den lymfatiska endotelmarkören (LYVE1)9. Detta följdes av inkubation med en sekundär antikropp märkt med Alexa Fluor 488 (grön). Representativa bilder (figur 4) togs med hjälp av ett fluorescensmikroskop vid 4x och 10x.
Ett helberg av den neurala näthinnan från den bakre ögonmusslan förbereddes för att visualisera retinal vaskulatur för retinala morfologiska, strukturella och funktionella studier7. Den neurala näthinnan skalades försiktigt från choroid-RPE-skiktet, och skärningar gjordes för att lägga den platt i en florettstruktur. För att visualisera den retinala vaskulära strukturen utsattes bipacksedeln för färgning med isolektin IB4-Alexa Fluor 488 i 1 h vid rumstemperatur och visualiserades vid 2x och 20x förstoring (figur 5).
Figur 1: Musens tredje ögonlock eller nictiterande membran . (A) Det tredje ögonlocket är beläget mot det övre hörnet av nästangenten och (B) har ofta en pigmenterad gräns. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Steg i isoleringen av de främre och bakre ögonmusslorna från en enukleerad ögonglob. (A) Det tredje ögonlocket används för att immobilisera ögat, och (B) ett snitt görs genom hornhinnans limbus. C) En notering görs efter det att snittet har formats och skurits längs omkretsen, såsom visas i (D-F). (G) De främre och bakre ögonmusslorna är sålunda åtskilda. Ett genomskinligt lager av nervnäthinnan finns på den bakre ögonkoppen, som skalas av. (H) Tre lika långt snitt görs sedan i kopparna för att få dem att falla platt. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 3: Schematiskt diagram som visar hur böjda fjädersaxar kan sättas in under nervnäthinnan för att frigöra lagren. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Hela den främre koppen. Hornhinnans vävnad mikrodissekerades enligt beskrivningen för att avslöja lymfkärlen. Vävnaden färgades med lymfatisk endotelmarkör (LYVE1) och en Alexa Fluor 488 (grön)-märkt sekundär antikropp. (A) Bilder vid 4x och (B) vid 10x förstoring. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Hela den neurala näthinnan. Isolectin IB4 färgar näthinnans vaskulatur, som lätt kan ses i grönt. (A) Det retinala platta fästet som erhölls från den bakre ögonmusslan färgades med Isolectin IB4 märkt med Alexa Fluor 488 (2x). (B) En 20x förstoring av retinal vaskulatur som visar den mellanliggande vaskulära plexus i näthinnan. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Okulär mikrodissektion har visat sig vara en svår uppgift på grund av gnagarögats lilla storlek och sfäriska form, och gnagarögat kräver innovativa tekniker för effektiv hantering8.
I den nuvarande demonstrerade metoden erhålls den enukleerade musögongloben med det tredje ögonlocket fäst för effektiv och enkel hantering. Med hjälp av det tredje ögonlocket kan ögongloben immobiliseras helt, vilket gör att dissektionen kan fortsätta med lätthet och med minimala fel. Vidare avgränsar närvaron av det tredje ögonlocket orienteringen av ögans underdelar. Ögongloben dissekeras således med det tredje ögonlocket för att erhålla de främre och bakre ögonmusslorna. Användningen av en slits för att komma in i saxen för att möjliggöra jämna och rena snitt gör det lättare att arbeta med ögats sfäriska natur. Dessutom kan den bakre ögonmusslan dissekeras ytterligare för att erhålla neurala näthinnan och RPE-skikten för vävnadsspecifika studier genom att försiktigt skala det genomskinliga skiktet i neurala näthinnan.
Vidare görs i detta protokoll tre / fyra lika avlägsna snitt från periferin vinkelrätt mot det optiska centrumet för att nå synnerven för att öppna de halvsfäriska kopparna i en florettform, som faller platt och lätt kan monteras.
Därför är denna metod fördelaktig för okulär vävnadsspecifik sektionering, encellsanalys och helmonteringar. Behovet av repetitiv vävnadsfixering gör emellertid vävnaden olönsam för cellodling eller experiment som kräver levande celler. Denna teknik har använts effektivt i vårt laboratorium för hornhinnans helfästen, näthinnesnitt och encellsstudier av cellulära interventioner efter transplantation10. Närvaron av det tredje ögonlocket hjälper till att identifiera orienteringen, som stöder riktade tillvägagångssätt och fungerar som en guide under retinal visualisering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Dr. Alaknanda Mishra, Institutionen för cellbiologi och mänsklig anatomi, University of California Davis, USA, utbildade oss i denna metod vid National Institute of Immunology, New Delhi. Detta arbete stöddes av kärnbidraget från Institutionen för bioteknik, Indiens regering till National Institute of Immunology, New Delhi. P.S. beviljades ett forskarstipendium av institutionen för bioteknik.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acetaminophen (Biocetamol) | EG Pharmaceuticals | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Alkaline Phosphatase Kit (DEA) | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Automated analyser | Tulip, Alto Santracruz, India | Screen Maaster 3000 | Biochemical analyser for liver functional test |
| Betadine (Povidon-Iodine Solution) | Win-Medicare; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Biological safety cabinet ( Class I) | Kartos international; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Bright Field Microscope | Olympus, Japan | LX51 | |
| CBA/J inbred mice | The Jackson Laboratory | Stock No. 000654 | |
| Cefotaxime (Taxim) | AlKem ; India | cefotaxime sodium injection, No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Cell Strainer | Sigma ; US | CLS431752 | |
| Collagenase Type I | Gibco by Life Technologies | 17100-017 | |
| Cotton Buds | Pure Swabs Pvt Ltd ; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| DPX Mountant | Sigma ; US | 6522 | |
| Drape Sheet | JSD Surgicals, Delhi, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Eosin Y solution, alcoholic | Sigma ; US | HT110132 | |
| Forceps | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Gas Anesthesia System | Ugo Basile; Italy | 211000 | |
| Glucose | Himedia, India | GRM077 | |
| Hair removing cream (Veet) | Reckitt Benckiser , India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Hematoxylin Solution, Mayer's | Sigma ; US | MHS16 | |
| Heparin sodium salt | Himedia; India | RM554 | |
| Hyaluronidase From Sheep Testes | Sigma ; US | H6254 | |
| I.V. Cannula (Plusflon) | Mediplus, India | Ref 1732411420 | |
| Insulin Syringes | BD ; US | REF 303060 | |
| Isoflurane ( Forane) | Asecia Queenborough | No B506 | Inhalation Anaesthetic |
| Ketamine (Ketamax) | Troikaa Pharmaceuticals Ltd. | Ketamine hydrochloride IP, No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Meloxicam (Melonex) | Intas Pharmaceuticals Ltd; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Micro needle holders straight & curved | Mercian ; England | BS-13-8 | |
| Micro needle holders straight & curved |
Mercian ; England | BS-13-8 | |
| Microtome | Histo-Line Laboratories, Italy | MRS3500 | |
| Nylon Thread | Mighty ; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Paraformaldehyde | Himedia; India | GRM 3660 | |
| Percoll | GE Healthcare | 17-0891-01 | |
| Refresh Tears/Eyemist Gel | Allergan India Private Limited/Sun Pharma, India | P3060 | No specific Catalog Number |
| RPMI | Himedia; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Scalpel | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Scissors | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| SGOT (ASAT) KIT | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| SGPT (ALAT) KIT | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Shandon Cryotome E Cryostat | Thermo Electron Corporation ; US | No specific Catalog Number | |
| Sucrose | Sigma ; US | S0389 | |
| Surgical Blade No. 22 | La Medcare, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Surgical Board | Locally made | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Surgical White Tape | 3M India ; India | 1530-1 | Micropore Surgical Tape |
| Sutures | Ethicon, Johnson & Johnson, India | NW 5047 | |
| Syringes (1ml, 26 G) | Dispo Van; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Trimmer (Clipper) | Philips | NL9206AD-4 DRACHTEN QT9005 | |
| Weighing Machine | Braun | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| William's E Media | Himedia; India | AT125 | |
| Xylazine (Xylaxin) | Indian Immunologicals Limited | Sedative, Pre-Anaesthetic, Analgesic and muscle relaxant |
References
- Choi, Y., et al. Studying cancer immunotherapy using patient-derived xenografts (PDXs) in humanized mice. Experimental and Molecular Medicine. 50 (8), 1-9 (2018).
- Sutherland, C., et al. Laser Capture Microdissection of Highly Pure Trabecular Meshwork from Mouse Eyes for Gene Expression Analysis. J Vis Exp. (136), e57576 (2018).
- Fernandez-Godino, R., Garland, D. L., Pierce, E. A. Isolation, culture and characterization of primary mouse RPE cells. Nature Protocols. 11 (7), 1206-1218 (2016).
- Shang, P., Stepicheva, N. A., Hose, S., Zigler, J. S., Sinha, D. Primary cell cultures from the mouse retinal pigment epithelium. Journal of Visualized Experiments. (133), e56997 (2018).
- Claybon, A., Bishop, A. J. Dissection of a mouse eye for a whole mount of the retinal pigment epithelium. Journal of Visualized Experiments. (48), e2563 (2011).
- Steven, P., et al. Experimental induction and three-dimensional two-photon imaging of conjunctiva-associated lymphoid tissue. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 49 (4), 1512-1517 (2008).
- Tual-Chalot, S., Allinson, K. R., Fruttiger, M., Arthur, H. M. Whole mount immunofluorescent staining of the neonatal mouse retina to investigate angiogenesis in vivo. Journal of Visualized Experiments. (77), e50546 (2013).
- Ullmann, J. F., Moore, B. A., Temple, S. E., Fernandez-Juricic, E., Collin, S. P. The retinal wholemount technique: A window to understanding the brain and behaviour. Brain, Behavior and Evolution. 79 (1), 26-44 (2012).
- Nakao, S., Hafezi-Moghadam, A., Ishibashi, T.
- Mishra, A., et al. Peripheral blood-derived monocytes show neuronal properties and integration in immune-deficient rd1 mouse model upon phenotypic differentiation and induction with retinal growth factors. Stem Cell Research and Therapy. 11 (1), 412 (2020).
