Summary
Dette papir præsenterer en protokol for okulær mikrodissektion hos gnavere. Processen involverer enukleation af øjeæblet sammen med niktiteringsmembranen (dvs. det tredje øjenlåg). Dette efterfølges derefter af adskillelsen af de bageste og forreste øjenkopper.
Abstract
Den okulære mikrodissektion af gnaverøjet involverer segmenteringen af det enukleerede øjeæble med den vedhæftede niktiterende membran eller tredje øjenlåg for at opnå de forreste og bageste øjenkopper. Med denne teknik kan underdelene af øjet, herunder hornhindevæv, neuralt væv, retinal pigmentepitel (RPE) væv og linse, opnås til helmonteringer, kryosektionering og / eller enkeltcellesuspensioner af et specifikt okulært væv. Tilstedeværelsen af det tredje øjenlåg giver unikke og betydelige fordele, da det gavner vedligeholdelsen af øjets orientering, hvilket er vigtigt for forståelsen af øjenfysiologi efter enhver lokaliseret intervention eller i undersøgelser, der involverer okulær analyse vedrørende øjets rumlige topografi.
I denne metode enucleerede vi øjeæblet ved soklen sammen med det tredje øjenlåg ved forsigtigt og langsomt at skære gennem de ekstraokulære muskler og skære synsnerven. Øjeæblet blev gennemboret gennem hornhinden limbus ved hjælp af et mikroblad. Snittet blev brugt som indgangspunkt, hvilket gjorde det muligt at skære langs hornhinde-scleral-krydset ved at indsætte mikrosaks gennem snitpunktet. Små og kontinuerlige snit langs omkredsen blev lavet, indtil kopperne adskiltes. Disse kunne yderligere dissekeres ved forsigtigt at skrælle det gennemskinnelige lag af nethinden ved hjælp af Colibri suturerende tang for at opnå de neurale nethinden og RPE lag. Endvidere blev der foretaget tre/fire lige store snit fra periferien vinkelret på synscentret, indtil synsnerven blev nået. Dette åbnede de halvkugleformede kopper i en blomsterform, så de faldt fladt og let kunne monteres. Denne teknik er blevet brugt i vores laboratorium til hornhinde helmounts og retinale sektioner. Tilstedeværelsen af det tredje øjenlåg afgrænser den nasal-temporale orientering, som muliggør undersøgelse af forskellige celleterapiinterventioner efter transplantation og dermed den målrettede fysiologiske validering, der er afgørende for visualisering og nøjagtig repræsentation i sådanne undersøgelser.
Introduction
Okulær dissektion er en vigtig teknik i oftalmisk forskning og har gjort det muligt for efterforskere at få adgang til segmenterne af øjet til målrettede undersøgelser. Tidligere stolede okulære forskere på det okulære væv fra syge individer til deres studier. Imidlertid har det gradvist voksende antal stammer af oftalmiske gnavermodeller1 gennem årene mindsket behovet for humant okulært væv. Disse musestammer har muliggjort en dybere forståelse af okulær sygdom og interventioner. Men de har også skabt et behov for innovative teknikker til okulær mikrodissektion. Den lille størrelse og det begrænsede operationsområde begrænser i alvorlig grad den effektive adgang til de okulære underdele. På grund af den homogene cellulære samling af de bageste og forreste øjenkopper er det desuden vanskeligt at gennemføre målrettede interventioner efter dissektion. De nuværende mikrodissektionsteknikker for laser2 og kirurgisk mikrodissektion 3,4 er utilstrækkelige til at opfylde sådanne krav til okulær forskning. Lasermikrodissektion er meget effektiv i enkeltcelleanalyse, men det specifikke væv skal mikrodissekeres inden laserproceduren2. Teknikken kan isolere små områder af interesse fra et præ-dissekeret væv til molekylær analyse. Teknikken er således ikke egnet til fremstilling af helmonteringer eller til isolering af aksialt pakkede okulære lag for optimal visualisering.
Den kirurgiske metode er den mest anvendte teknik; Denne metode indebærer immobilisering af øjet via synsnerven5 og derefter udførelse af dissektionen. Denne praksis er vanskelig og kan beskadige ethvert skrøbeligt væv, da det sfæriske øje fortsætter med at bevæge sig under dissektion. På trods af at det er gavnligt for at isolere de forskellige sektioner af retinalagene, kan teknikken ikke afgrænse vævets rumlige orientering ved dissektion.
Under dissektion giver opretholdelse af tilstedeværelsen af den vedhæftede niktiterende membran eller det tredje øjenlåg (figur 1) unikke og betydelige fordele. I denne metode er øjet først enukleeret med det tredje øjenlåg. Derefter bruges det tredje øjenlåg til at immobilisere øjet6 (figur 2A). Dette efterfølges af gennemboring af øjeæblet gennem hornhindens limbus og brug af snittet som indgangspunkt (figur 2B, C). Derefter adskilles øjenkopperne ved at skære langs omkredsen anteriort og posteriort (figur 2D-G). Ved at dissekere den bageste øjenkop yderligere kan det gennemskinnelige lag af nethinden identificeres og forsigtigt skrælles af. Tre eller fire lige store snit foretages derefter i de opnåede halvkugleformede forreste og bageste kopper, som gør det muligt for disse blomsterformede kopper at falde fladt ned på et dias (figur 2H).
Det tredje øjenlåg hjælper med nem og effektiv håndtering under dissektionen, hvilket sikrer minimal skade på vævet, mens du får adgang til de forskellige okulære lag, og når der produceres helemonteringer. Endvidere hjælper tilstedeværelsen af det tredje øjenlåg med at lokalisere og undersøge lokaliserede interventioner under visualisering.
Proceduren i vores laboratorium er blevet udført på en CBA / J eller en rd1 musestamme ved P28 af ethvert køn. Proceduren kan udføres på enhver stamme, alder eller køn af dyr og har ingen bias i henhold til disse egenskaber.
Dyrene blev indkøbt fra kommercielle kilder (se materialetabel) og vedligeholdt på Small Animal Facility (SAF) ved National Institute of Immunology (NII). De blev holdt i individuelle ventilerede bure (IVC) og fik ad libitum adgang til forsuret autoklaveret vand og mad. De blev opretholdt ved 21-23 °C og med en 14 timers/10 timers lys/mørkecyklus.
Nedenfor er en modificeret kirurgisk metode til mikrodissektion af et museøje.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denne procedure blev godkendt af den institutionelle dyreetiske komité ved National Institute of Immunology, New Delhi. Godkendelsens serienummer er IAEC#480/18. Forsøgene blev udført i overensstemmelse med reguleringsretningslinjerne fra Udvalget for Kontrol og Tilsyn med Dyreforsøg, Ministeriet for Fiskeri, Husdyrhold og Mejeri, Indiens regering, under tilsyn af en professionel dyrlæge ved SAF, NII.
1. Forberedelse
- Udvid gnaverøjnene ved hjælp af en dråbe 0,8% tropamid og 5% phenylephrin oftalmiske opløsninger i hvert øje. Placer dyret i et mørkt område i 30 minutter før proceduren.
BEMÆRK: Et smertestillende middel er ikke påkrævet, da dyret aflives umiddelbart efter at have afsluttet de 30 min. Den mørke tilpasning og udvidelse af dyrets øjne gør det muligt for observatøren at kontrollere for okulære tårer og skader før proceduren. Derudover er udvidelse fordelagtig, mens du arbejder med det pigmenterede øjeæblevæv. - Aflive dyret ved intraperitonealt administration af en 5x dosis anæstesi. En typisk dosis er 200 μL PBS indeholdende 10 mg ketamin og 1 mg xylazin.
BEMÆRK: Dosis til aflivning af dyret er ketamin ved 400-500 mg / kg legemsvægt og xylazin ved 50 mg / kg legemsvægt givet intraperitonealt. For en typisk mus, der vejer 20 g, vil dosis være 200 μL PBS indeholdende 10 mg ketamin (100 μL stamopløsning på 100 mg/ml ketamin) og 1 mg xylazin (100 μL stamopløsning på 10 mg/ml xylazin). - Bekræft den fuldstændige mangel på respons på en stimulus ved at undersøge pedalrefleksen. Fraværet af hjerteslag og åndedræt er også vigtige indikatorer.
- Placer musen i lateral liggende for at give fuld adgang til øjet.
- Forbered Colibri sutureringstang, buede tang, et mikroblad (15 °, 3 mm i størrelse), fjedermikrosaks og vinklet fjedermikrosaks klar til proceduren.
2. Enucleation af museøjet sammen med det tredje øjenlåg
- Placer musen i lateral liggende stilling for at give fuld adgang til øjet. Åbn de ydre øjenlåg med tangen for optimalt at visualisere det tredje øjenlåg.
BEMÆRK: Det tredje øjenlåg, også kendt som niktiteringsmembranen, er placeret mod det øverste hjørne af næsetangenten (figur 1A). - Identificer det tredje øjenlåg som en mindre gennemskinnelig fremspring med en pigmenteret grænse (figur 1B).
- Placer buede tang omkring øjeæblet, og klem for at frigøre øjet fra fremmede vedhæftede filer. Dette vil minimere blødning i øjet fra det omgivende væv.
- Udskift de buede tang med fjedermikrosaks, og skær rundt om øjeæblet med det tredje øjenlåg fastgjort til det. Brug små kontinuerlige snit til at frigøre øjeæblet fra de omgivende vævsvedhæftninger.
- Placer buet fjedermikrosaks under øjeæblet for at frigøre øjet ved at skære synsnerven. Sørg for, at øjeæblet er helt frigivet fra øjenhulen.
3. Rydning af det fremmede væv
- Anbring det enukleerede øje fra den aflivede mus i en petriskål med fosfatbufret saltvand (PBS) buffer ved pH 7,4, med petriskålen fyldt således, at øjeæblet er nedsænket i PBS.
- Immobiliser musens enukleerede øjeæble med det vedhæftede tredje øjenlåg med den ene hånd ved hjælp af tang.
- Suspender øjeæblet i flydende medium for at muliggøre mere effektiv håndtering. Nogle ekstraokulære muskler eller væv begynder at flyde væk fra øjet. Fjern dem ved at skære dem af øjeæblet ved hjælp af fjedermikrosaks.
- Klip og fjern synsnerven fra bunden af øjeæblet ved hjælp af mikrosaks for at muliggøre bedre adskillelse af nethinden til helmonterede præparater.
BEMÆRK: Det er ikke nødvendigt at fjerne synsnerven til vævssektionering. - Øjeæblet vaskes med PBS, og det overføres til et 1,5 ml rør indeholdende 1 ml 4% paraformaldehyd (PFA) i mindst 2 timer ved 4 °C til vævsfiksering.
BEMÆRK: Proceduren kan sættes på pause på dette trin ved at lade vævet ligge i PFA i op til 12 timer ved 4 °C. For isolering af levende celler bør fikseringstrinnene imidlertid ikke udføres, og hele proceduren skal udføres uden pauser.
4. Dissektion af det enukleerede øje for at opnå de forreste og bageste øjenkopper
- Efter PFA-fikseringen (hvis der indsamles levende celler, fortsæt uden fiksering af øjeæblet), overfør øjeæblet til en petriskål indeholdende PBS og læg den under et dissekeringsmikroskop for at udføre den efterfølgende procedure.
- Immobiliser øjeæblet ved at holde det tredje øjenlåg fast med Colibri suturerende tang.
- Lav et lille snit ved limbussen ved at gennembore det ved hjælp af et mikroblad. Limbus er hornhinde-scleral krydset. Lav snittet fortrinsvis modsat det tredje øjenlåg, hvorved der skabes et adgangspunkt til fjedermikrosaksen.
BEMÆRK: Brug af et mikroblad på 15° og 3 mm i størrelse kan give bedre kontrol over dybden af dette snit. - Brug derefter dette snit som udgangspunkt med en mikrosaks til at lave små og kontinuerlige snit langs omkredsen af hornhinde-scleral limbus. Udfyld først en halvcirkel af snit, der starter fra snitpunktet til det tredje øjenlåg. Afslut derefter den resterende halvcirkel af snit på den anden side. Til sidst skal du lave et snit omkring det tredje øjenlåg for at adskille den bageste kop og den forreste kop.
BEMÆRK: Afhængigt af den interessante øjenkop kan niktiteringsmembranen efterlades fastgjort til enten den forreste eller bageste øjenkop. - Fjern linsen fra den bageste kop ved hjælp af tang for at opnå den bageste kop, der omfatter neurale nethinden og retinale pigmentepitel (RPE) lag. Linsen, den bageste kop og den forreste kop i øjet er således adskilt.
BEMÆRK: Hvis der arbejdes med ikke-fikseret væv, kan de forreste og bageste kopper nu fordøjes enzymatisk for at opnå en hornhinde eller retinal enkeltcellesuspension. - Til fastgørelse af vævene overføres disse kopper til et 1,5 ml rør indeholdende 1 ml 4% PFA i 12 timer ved 4 °C.
BEMÆRK: Efter fiksering kan vævet indlejres i et passende medium, og kryo-sektionering eller paraffinsektionering kan udføres for at opnå hornhinde eller retinale sektioner.
5. Isolering af de neurale nethinden og RPE-lagene
- Genindfør den bageste kop i petriskålen, der indeholder PBS-buffer for at nedsænke vævet.
- Kontroller for tilstedeværelsen af den neurale nethinden. Dette kan visualiseres som et uigennemsigtigt lag på det pigmenterede RPE-lag, som er fastgjort ved koppens perifere omkreds.
- Hold det tredje øjenlåg med tang for at immobilisere den bageste kop, og skræl den neurale nethinden startende fra periferien ved hjælp af et andet par tang.
BEMÆRK: Meget blide og lette bevægelser af hånden anbefales stærkt for ikke at beskadige vævet. Ved synsnerveudgangen kan den buede fjedersaks indsættes under neuralhinden, og der kan laves et snit for helt at frigøre lagene, hvis den neurale nethinden forbliver fastgjort som afbildet i figur 3. Du kan eventuelt frigøre eller løsne nethinden med blide strøg med en blød børste. Det ville dog ikke være hensigtsmæssigt at gøre det, hvis man indsamler nethinden til histologi.
BEMÆRK: Det neurale nethinden og pigmenterede RPE-lag med det tredje øjenlåg opnås således.
6. Segmentering af retinale og RPE-lag til helmonteringer
- Genindfør de forreste og bageste kopper i petriskålen, der indeholder PBS-buffer, og læg skålen under dissekeringsmikroskopet.
- Immobiliser den forreste kop ved at holde det tredje øjenlåg nede.
- Brug vinklet fjedermikrosaks til at lave et snit på omkring 3/4 af øjenkoppens diameter ved siden af det tredje øjenlåg, skære fra periferien vinkelret mod det optiske center.
- Hold et greb om det tredje øjenlåg, og lav et snit ved siden af det første snit.
- Lav et lignende snit mellem det andet snit og det tredje øjenlåg.
BEMÆRK: Tre eller fire sådanne lige store snit åbner de halvkugleformede kopper i en blomsterform, som falder fladt og let kan monteres. - Immobiliser den bageste kop ved at holde det tredje øjenlåg nede.
- Følg de samme trin som angivet for at lave snittene (trin 6.3-6.5) på den forreste kop for at lave tre eller fire lige store snit på den bageste kop.
BEMÆRK: For histologien af den neurale nethinde, der er isoleret i trin 5, skal du foretage lignende snit for at sikre, at den falder fladt på en overflade. Lav ikke meget dybe snit til midten af koppen, da dette kan få bladsektionerne til at falde fra hinanden eller let adskilles. - Udfør farvningen, og monter vævene helt for effektiv visualisering 7,8.
BEMÆRK: Tilstedeværelsen af niktiteringsmembranen fungerer som en konstant fysisk indikator for næsesiden af øjenkoppen i helmonteringer. Det hjælper med at afgrænse den dorsale / ventrale side af øjenkoppen, da det tredje øjenlåg af øjenkoppen angiver nasal / ventral orientering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
En hel del rd1 museøje/hornhindevæv blev forberedt til at undersøge potentiel lymfangiogenese i det forreste / hornhindevæv i en syg tilstand. Det vedhæftede konjunktivvæv fra det tredje øjenlåg fungerede som en positiv kontrol, da hornhinden mangler lymfekar. Til undersøgelsen blev hornhindevævet dissekeret med bindehinden og blev fikseret med 4% PFA efterfulgt af permeabilisering og blokering. Vævet blev derefter farvet med et primært antistof mod lymfeendotelmarkøren (LYVE1)9. Dette blev efterfulgt af inkubation med et sekundært antistof mærket med Alexa Fluor 488 (grøn). Repræsentative billeder (figur 4) blev taget ved hjælp af et fluorescensmikroskop ved 4x og 10x.
En hel del af den neurale nethinden fra den bageste øjenkop blev forberedt til at visualisere retinal vaskulatur til retinale morfologiske, strukturelle og funktionelle undersøgelser7. Den neurale nethinden blev omhyggeligt skrællet fra choroid-RPE-laget, og der blev skåret for at lægge den fladt i en blomsterstruktur. For at visualisere den retinale vaskulære struktur blev indlægssedlen udsat for farvning med Isolectin IB4-Alexa Fluor 488 i 1 time ved stuetemperatur og visualiseret ved 2x og 20x forstørrelse (figur 5).
Figur 1: Musens tredje øjenlåg eller niktiterende membran . (A) Det tredje øjenlåg er placeret mod det øverste hjørne af næsetangenten og (B) har ofte en pigmenteret grænse. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Trin i isolering af de forreste og bageste øjenkopper fra et enukleeret øjeæble. (A) Det tredje øjenlåg bruges til at immobilisere øjet, og (B) et snit foretages gennem hornhindens limbus. (C) Der foretages en indgang efter dannelse af snittet og skæring langs omkredsen som vist i (D-F). (G) De forreste og bageste øjenkopper er således adskilt. Et gennemskinneligt lag af nethinden er til stede på den bageste øjenkop, som skrælles af. (H) Tre lige store snit foretages derefter i kopperne for at få dem til at falde fladt. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Skematisk diagram, der viser, hvordan buet fjedersaks kan indsættes under nethinden for at frigøre lagene. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 4: Hele den forreste kop. Hornhindevævet blev mikrodissekeret som beskrevet for at afsløre lymfekarrene. Vævet blev farvet med lymfatisk endotelmarkør (LYVE1) og et Alexa Fluor 488 (grøn) mærket sekundært antistof. (A) Billeder ved 4x og (B) ved 10x forstørrelse. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 5: Hele den neurale nethinde. Isolectin IB4 pletter retinal vaskulatur, som let kan ses i grønt. (A) Den retinale flade montering opnået fra den bageste øjenkop blev farvet med Isolectin IB4 mærket med Alexa Fluor 488 (2x). (B) En 20x forstørrelse af retinal vaskulatur, der viser den mellemliggende vaskulære plexus i nethinden. Klik her for at se en større version af denne figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Okulær mikrodissektion har vist sig at være en vanskelig opgave på grund af gnaverøjets lille størrelse og sfæriske form, og gnaverøjet kræver innovative teknikker til effektiv håndtering8.
I den nuværende demonstrerede metode opnås det enukleerede museøjeæble med det tredje øjenlåg fastgjort til effektiv og nem håndtering. Ved hjælp af det tredje øjenlåg kan øjet immobiliseres fuldstændigt, hvilket gør det muligt for dissektionen at fortsætte med lethed og med minimale fejl. Endvidere afgrænser tilstedeværelsen af det tredje øjenlåg orienteringen af øjets underdele. Øjeæblet dissekeres således med det tredje øjenlåg for at opnå de forreste og bageste øjenkopper. Brugen af en slids til saksens indtræden for at muliggøre jævne og rene snit gør det lettere at arbejde med øjets sfæriske natur. Desuden kan den bageste øjenkop yderligere dissekeres for at opnå de neurale retina- og RPE-lag til vævsspecifikke undersøgelser ved forsigtigt at skrælle det gennemskinnelige lag af nethinden .
Desuden foretages der i denne protokol tre/fire lige store snit fra periferien vinkelret på det optiske center for at nå synsnerven for at åbne halvkuglekopperne i en blomsterform, som falder fladt og let kan monteres.
Derfor er denne metode fordelagtig til okulær vævsspecifik sektionering, enkeltcelleanalyse og helmonteringer. Behovet for gentagen vævsfiksering gør imidlertid vævet uigennemtrængeligt for cellekultur eller eksperimenter, der kræver levende celler. Denne teknik er blevet effektivt anvendt i vores laboratorium til hornhindehelmonteringer, retinale sektioner og enkeltcelleundersøgelser af cellulære interventioner efter transplantation10. Tilstedeværelsen af det tredje øjenlåg hjælper med at identificere orienteringen, som understøtter målrettede tilgange og fungerer som vejledning under retinal visualisering.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Dr. Alaknanda Mishra, Institut for Cellebiologi og Human Anatomi, University of California Davis, USA, trænede os i denne metode ved National Institute of Immunology, New Delhi. Dette arbejde blev støttet af kernetilskuddet modtaget fra Department of Biotechnology, Indiens regering til National Institute of Immunology, New Delhi. P.S. blev tildelt et forskningsstipendium af Institut for Bioteknologi.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acetaminophen (Biocetamol) | EG Pharmaceuticals | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Alkaline Phosphatase Kit (DEA) | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Automated analyser | Tulip, Alto Santracruz, India | Screen Maaster 3000 | Biochemical analyser for liver functional test |
| Betadine (Povidon-Iodine Solution) | Win-Medicare; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Biological safety cabinet ( Class I) | Kartos international; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Bright Field Microscope | Olympus, Japan | LX51 | |
| CBA/J inbred mice | The Jackson Laboratory | Stock No. 000654 | |
| Cefotaxime (Taxim) | AlKem ; India | cefotaxime sodium injection, No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Cell Strainer | Sigma ; US | CLS431752 | |
| Collagenase Type I | Gibco by Life Technologies | 17100-017 | |
| Cotton Buds | Pure Swabs Pvt Ltd ; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| DPX Mountant | Sigma ; US | 6522 | |
| Drape Sheet | JSD Surgicals, Delhi, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Eosin Y solution, alcoholic | Sigma ; US | HT110132 | |
| Forceps | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Gas Anesthesia System | Ugo Basile; Italy | 211000 | |
| Glucose | Himedia, India | GRM077 | |
| Hair removing cream (Veet) | Reckitt Benckiser , India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Hematoxylin Solution, Mayer's | Sigma ; US | MHS16 | |
| Heparin sodium salt | Himedia; India | RM554 | |
| Hyaluronidase From Sheep Testes | Sigma ; US | H6254 | |
| I.V. Cannula (Plusflon) | Mediplus, India | Ref 1732411420 | |
| Insulin Syringes | BD ; US | REF 303060 | |
| Isoflurane ( Forane) | Asecia Queenborough | No B506 | Inhalation Anaesthetic |
| Ketamine (Ketamax) | Troikaa Pharmaceuticals Ltd. | Ketamine hydrochloride IP, No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Meloxicam (Melonex) | Intas Pharmaceuticals Ltd; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Micro needle holders straight & curved | Mercian ; England | BS-13-8 | |
| Micro needle holders straight & curved |
Mercian ; England | BS-13-8 | |
| Microtome | Histo-Line Laboratories, Italy | MRS3500 | |
| Nylon Thread | Mighty ; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Paraformaldehyde | Himedia; India | GRM 3660 | |
| Percoll | GE Healthcare | 17-0891-01 | |
| Refresh Tears/Eyemist Gel | Allergan India Private Limited/Sun Pharma, India | P3060 | No specific Catalog Number |
| RPMI | Himedia; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Scalpel | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Scissors | Major Surgicals; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| SGOT (ASAT) KIT | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| SGPT (ALAT) KIT | Coral Clinical System, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Shandon Cryotome E Cryostat | Thermo Electron Corporation ; US | No specific Catalog Number | |
| Sucrose | Sigma ; US | S0389 | |
| Surgical Blade No. 22 | La Medcare, India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Surgical Board | Locally made | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Surgical White Tape | 3M India ; India | 1530-1 | Micropore Surgical Tape |
| Sutures | Ethicon, Johnson & Johnson, India | NW 5047 | |
| Syringes (1ml, 26 G) | Dispo Van; India | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| Trimmer (Clipper) | Philips | NL9206AD-4 DRACHTEN QT9005 | |
| Weighing Machine | Braun | No specific Catalog Number (Local Procurement) | |
| William's E Media | Himedia; India | AT125 | |
| Xylazine (Xylaxin) | Indian Immunologicals Limited | Sedative, Pre-Anaesthetic, Analgesic and muscle relaxant |
References
- Choi, Y., et al. Studying cancer immunotherapy using patient-derived xenografts (PDXs) in humanized mice. Experimental and Molecular Medicine. 50 (8), 1-9 (2018).
- Sutherland, C., et al. Laser Capture Microdissection of Highly Pure Trabecular Meshwork from Mouse Eyes for Gene Expression Analysis. J Vis Exp. (136), e57576 (2018).
- Fernandez-Godino, R., Garland, D. L., Pierce, E. A. Isolation, culture and characterization of primary mouse RPE cells. Nature Protocols. 11 (7), 1206-1218 (2016).
- Shang, P., Stepicheva, N. A., Hose, S., Zigler, J. S., Sinha, D. Primary cell cultures from the mouse retinal pigment epithelium. Journal of Visualized Experiments. (133), e56997 (2018).
- Claybon, A., Bishop, A. J. Dissection of a mouse eye for a whole mount of the retinal pigment epithelium. Journal of Visualized Experiments. (48), e2563 (2011).
- Steven, P., et al. Experimental induction and three-dimensional two-photon imaging of conjunctiva-associated lymphoid tissue. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 49 (4), 1512-1517 (2008).
- Tual-Chalot, S., Allinson, K. R., Fruttiger, M., Arthur, H. M. Whole mount immunofluorescent staining of the neonatal mouse retina to investigate angiogenesis in vivo. Journal of Visualized Experiments. (77), e50546 (2013).
- Ullmann, J. F., Moore, B. A., Temple, S. E., Fernandez-Juricic, E., Collin, S. P. The retinal wholemount technique: A window to understanding the brain and behaviour. Brain, Behavior and Evolution. 79 (1), 26-44 (2012).
- Nakao, S., Hafezi-Moghadam, A., Ishibashi, T.
- Mishra, A., et al. Peripheral blood-derived monocytes show neuronal properties and integration in immune-deficient rd1 mouse model upon phenotypic differentiation and induction with retinal growth factors. Stem Cell Research and Therapy. 11 (1), 412 (2020).
