Summary
Настоящий протокол описывает мышиную модель абляции адренергической иннервации путем идентификации и резекции верхнего шейного ганглия.
Abstract
Все больше данных свидетельствуют о том, что симпатическая нервная система играет важную роль в прогрессировании рака. Адренергическая иннервация регулирует секрецию слюнных желез, циркадный ритм, дегенерацию желтого пятна, иммунную функцию и физиологию сердца. Мышиная хирургическая симпатэктомия – это метод изучения эффектов адренергической иннервации, позволяющий проводить полную, одностороннюю адренергическую абляцию, избегая при этом необходимости повторного фармакологического вмешательства и связанных с ним побочных эффектов. Тем не менее, хирургическая симпатэктомия у мышей технически сложна из-за небольшого размера верхнего шейного ганглия. В этом исследовании описывается хирургическая техника для надежной идентификации и резекции верхнего шейного ганглия для абляции симпатической нервной системы. Успешная идентификация и удаление ганглия подтверждаются визуализацией флуоресцентных симпатических ганглиев с использованием трансгенной мыши, выявлением пострезекционного синдрома Горнера, окрашиванием на адренергические маркеры в резецированных ганглиях и наблюдением сниженной адренергической иммунофлюоресценции в органах-мишенях после симпатэктомии. Эта модель позволяет в будущем изучать прогрессирование рака, а также другие физиологические процессы, регулируемые симпатической нервной системой.
Introduction
Многочисленные исследования показали, что нервы в микроокружении опухоли играют активную роль в поддержке прогрессирования опухоли. Было показано, что абляция адренергических симпатических нервов нарушает развитие и диссеминацию опухоли при раке предстательной железы и желудка in vivo 1,2,3, в то время как фармакологическая блокада адренергических рецепторов ингибирует рост опухоли при раке головы и шеи4. Вовлечение симпатической нервной системы также было описано при прогрессировании карциномы поджелудочной, шейной и базальноклеточной карциномы 5,6,7.
В симпатической нервной системе верхний шейный ганглий (SCG) является единственным ганглием симпатического ствола, который иннервирует голову. SCG регулирует различные физиологические функции, такие как секреция слюны и циркадный ритм, и непосредственно иннервирует шейные лимфатические узлы 8,9,10. SCG также участвует в патологических процессах, таких как дегенерация желтого пятна11 и прогрессирование расслоения аорты12. Кроме того, сообщалось, что резекция SCG усугубляет острое повреждение почек, вызванное ишемической реперфузией13, а также изменяет микробиоту кишечника у крыс14.
Полная абляция SCG на мышиной модели представляет собой ценный экспериментальный метод для исследования рака и вегетативной нервной системы. В то время как во многих исследованиях использовалась фармакологическая блокада адренергических рецепторовв качестве адренергической абляции 15,16,17,18,19,20, хирургическая резекция позволяет провести полную, одностороннюю адренергическую абляцию, избегая при этом необходимости повторного фармакологического вмешательства и связанных с ним побочных эффектов 21,22,23.
Хирургическая резекция SCG была описана у крыс24, и в большинстве отчетов, изучающих эффект верхней шейной ганглионэктомии (SCGx), использовалась модель крыс. По сравнению с моделью на крысах, SCGx технически более сложен для мышей из-за небольшого размера SCG. Тем не менее, с мышами сравнительно легче обращаться, они более экономичны и более поддаются генетическим манипуляциям. Garcia et al. были одними из первых, кто сообщил о SCGx у мышей, и было обнаружено, что он влияет на высвобождение инсулина25. Совсем недавно Ziegler et al. описали SCGx у мышей на основе опубликованной методики, описанной на крысах24,26. В этой и других статьях описывается метод, при котором сначала идентифицируется и рассекается общая сонная артерия (КЦА), а затем удаляется СКГ из бифуркации ССА 21,22,27,28. В данной статье описана менее инвазивная и более безопасная методика на мышах, которая позволяет избежать рассечения КЦА, тем самым минимизируя самое серьезное осложнение этой процедуры – кровотечение из травмы КЦА.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Описанные здесь процедуры для животных были одобрены Комитетом по уходу за животными и их использованию в Мемориальном онкологическом центре им. Слоуна-Кеттеринга. Здесь использовали восьминедельных самцов и самок мышей NSG. Животные были получены из коммерческого источника (см. Таблицу материалов). Инструменты стерилизуются, операционная рабочая поверхность дезинфицируется, поверхность кожи животного дезинфицируется, хирург носит стерильные перчатки на протяжении всей процедуры.
1. Подготовка мышей и предоперационная подготовка
- За день до операции обезболивайте мышь 2% изофлураном в индукционной камере (3,75 в ширину x 9 в глубину x 3,75 в высоту, см. таблицу материалов).
ПРИМЕЧАНИЕ: Хирургическая плоскость анестезии обычно достигается за 3-5 минут, в зависимости от конкретного животного. Оцените адекватность анестезии с помощью щипкового зажима пальца ноги и при необходимости увеличьте процентное содержание изофлурана.- Побрейте брюшную часть шеи или используйте химическое средство для удаления волос в соответствии с инструкциями производителя (см. Таблицу материалов).
- В день операции обезболивайте мышь 2% изофлураном в индукционной камере. Оцените адекватность анестезии с помощью щипкового зажима пальца ноги и при необходимости увеличьте процентное содержание изофлурана.
- Вводят 2 мг/кг мелоксикама подкожно для упреждающей системной анальгезии. Применяют местную офтальмологическую мазь (см. Таблицу материалов) для предотвращения травм глаз и сухости под наркозом.
- Поместите мышь под препарирующий микроскоп на тыльную сторону и обеспечьте тепловую поддержку. Поддерживайте ингаляционную анестезию 2%-2,5% изофлураном, используя прецизионный испаритель и носовой конус. Аккуратно закрепите обе передние конечности гипоаллергенной лентой (см. Таблицу материалов).
- Выбритую брюшную часть шеи очистить повидон-йодом, а затем протереть 70% спиртом. Повторите этот процесс еще два раза. Убедитесь, что в месте операции нет выпавших волос.
ПРИМЕЧАНИЕ: Также можно использовать пару коротких изогнутых щипцов. Обязательно используйте пару тонких или офтальмологических щипцов для адекватной работы в этом ограниченном пространстве. В соответствии с рекомендациями учреждения может быть включена дополнительная предоперационная подготовка.
2. Вскрытие
- Сделайте разрез кожи по средней линии 1,5 см на вентральной стороне шеи маленькими ножницами примерно на 2 мм ниже подбородка и на 2 мм выше грудинной выемки.
- Втяните края кожи латерально с помощью щипцов, чтобы обнажить подлежащую фасцию и подчелюстные слюнные железы. Отделите кожу от нижележащей фасции, вставив заостренные ножницы под кожу с каждой стороны и распределив. Потяните подчелюстные железы каудально щипцами, чтобы обнажить нижележащие мышцы.
- Найдите место соединения задней части живота двугубой мышцы и подъязычной мышцы (рис. 1А, черный круг). Передняя яремная вена проходит продольно и латерально по отношению к подъязычной мышце.
ПРИМЕЧАНИЕ: Подъязычная мышца покрывает трахею в продольном направлении, в то время как двудневая мышца лежит поперечно в краниальной части трахеи (Рисунок 1C).- Введите кончик щипцов под углом 45° в это соединение, латеральнее передней яремной вены, чтобы проколоть и расширить отверстие в вышележащей глубокой шейной фасции.
- Держите это окно, созданное на шаге 2.3.1, открытым щипцами под углом 45°. Расширьте это отверстие шире, выполняя разбрасывающие маневры с парой изогнутых щипцов в другой руке.
3. Идентификация и резекция ганглия
- Локализуют верхний шейный ганглий (SCG) на боковой стенке выявленного пространства. Он выглядит как круглая перламутровая ткань.
ПРИМЕЧАНИЕ: Если SCG не идентифицирована, ткани в этом пространстве должны быть исследованы более латерально и сверху. SCG можно легко спутать с жиром, который часто присутствует в этой области. Жир имеет слегка желтоватый оттенок, в то время как SCG, напротив, выглядит жемчужно-белым. - Удерживая отверстие щипцами другой рукой, осторожно возьмитесь щипцами за SCG и вытащите его из отверстия, чтобы он был лучше виден.
- Как только SCG окажется в поле зрения, возьмитесь за боковое основание SCG, где он все еще прикреплен к окружающим тканям. Другой рукой медленно и осторожно втягивайте SCG в вентральном и каудальном направлениях.
- Втяните SCG несколько раз, чтобы постепенно удалить ганглий. Сохраняйте ганглий нетронутым во время этого маневра, чтобы убедиться, что не осталось остаточных остатков ганглия.
ПРИМЕЧАНИЕ: Осторожно потяните за ганглий, так как на этом этапе может возникнуть кровотечение. При незначительном кровотечении используйте окисленную регенерированную целлюлозу или небольшую полоску стерильной марли, чтобы удерживать давление над отверстием от 30 с до 1 мин. Затем медленно поднимите марлю и повторите оценку. При необходимости повторяйте процесс удержания давления на отверстие до тех пор, пока кровотечение не остановится.
- Втяните SCG несколько раз, чтобы постепенно удалить ганглий. Сохраняйте ганглий нетронутым во время этого маневра, чтобы убедиться, что не осталось остаточных остатков ганглия.
- Медленно отпустите другие щипцы, удерживающие основание ганглия. Проверьте наличие кровотечения, обратив внимание на скопление крови.
ПРИМЕЧАНИЕ: Небольшое сочащееся в это время является нормальным. Контролируйте и убедитесь в отсутствии постоянного или значительного кровотечения перед закрытием и завершением процедуры. В этом случае удерживайте давление над отверстием, как описано в шаге 3.3.1. - Верните слюнные железы в их нормальное анатомическое положение. Приблизите и закройте кожу простыми прерывистыми нейлоновыми швами 5-0 (см. таблицу материалов).
- Поместите мышь в чистую клетку отдельно, чтобы она полностью восстановилась после анестезии.
ПРИМЕЧАНИЕ: Может потребоваться 5-15 минут, чтобы мышь полностью очнулась от анестезии. Не оставляйте мышь без присмотра до тех пор, пока она не придет в сознание, достаточное для поддержания грудинного лежачего положения. Не помещайте мышь в клетку с другими мышами до тех пор, пока она полностью не выздоровеет. Оценивайте состояние мыши на предмет послеоперационного восстановления не реже одного раза в 24 ч в течение 72 ч.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Этот протокол описывает хирургическое удаление SCG на мышиной модели. На рисунке 2 показаны анатомические ориентиры, включая CCA, переднюю яремную вену и SCG. При рассечении (рис. 2А) видна правая передняя яремная вена, проходящая вдоль латеральной границы трахеи. Поскольку она расположена глубже передней яремной вены, левая ККА и ее разветвление на внутреннюю сонную артерию (ВСА) и наружную сонную артерию (ЭКА) видны лишь слабо латерально от вены. При рассмотрении этого вопроса в NSG. Трансгенная мышь B6-P0TdTomato (мышь P0-Cre TdTomato, у которой шванновские клетки флуоресцентно красные, неопубликованная работа) с красными флуоресцентными нейронами Под флуоресцентным микроскопом можно увидеть флуоресцентный блуждающий нерв, идущий латерально к CCA, а флуоресцентный SCG можно увидеть в месте бифуркации CCA, латеральнее передней яремной вены (рис. 2B).
После резекции SCG у нормальной мыши и трансгенной мыши резецированная ткань была подтверждена ее красной флуоресценцией по сравнению с нефлуоресцентным контролем SCG (рис. 3A) и иммунофлуоресцентным окрашиванием на тирозингидроксилазу (TH), маркер адренергических нервов13,29 (рис. 3B).
Если процедура проведена правильно, у мыши развивается ипсилатеральный синдром Горнера сразу после операции при восстановлении полного сознания24. Наблюдался птоз, опущение века, что является признаком синдрома Горнера (рис. 4Б).
Подчелюстная слюнная железа является одной из тканей, иннервируемых СКГ. Для валидации успешного SCGx было выполнено иммунофлуоресцентное окрашивание на ТГ на правой подчелюстной слюнной железе после правого SCGx и подтвердило успешную абляцию адренергической сигнализации при отсутствии окрашивания нерва ТГ (правая часть пунктирной линии, рис. 5А). Напротив, левая контрольная подчелюстная железа (без SCGx) сохранила свой адренергический вход и интактное окрашивание нерва TH (левая сторона пунктирной линии, рис. 5А). Эти результаты были подтверждены количественной оценкой (рис. 5Б). Количественное определение ИФА норадреналина 13,30,31 в этих тканях дополнительно подтвердило значительное снижение экспрессии норадреналина в подчелюстной железе на стороне SCGx по сравнению с контрольной стороной симуляции хирургического вмешательства (рис. 6). Количественная оценка для обоих была проанализирована с помощью непарного, двустороннего t-критерия Стьюдента.
Рисунок 1: Левая передняя яремная вена служит анатомическим ориентиром. (А) Левая передняя яремная вена (синяя стрелка) пролегает вдоль латерального края подъязычной мышцы. При прокалывании глубокой шейной фасции между углом заднего брюшка двугубой и подъязычной мышц пирсинг также должен быть латеральным к передней яремной вене (черный круг). (Б) Когда глубокая шейная фасция слегка растянута, также можно увидеть блуждающий нерв (белая стрелка) и общую сонную артерию с ее раздвоением (красная стрелка). (В) Стилизованная иллюстрация (В). Масштабная линейка = 100 мкм. Аббревиатура: М = мышца. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: SCG и его связь с анатомическими ориентирами у трансгенной мыши с флуоресцентными нейронами. (А) Рассечение у трансгенной мыши с красными флуоресцентными нейронами, иллюстрирующими правую общую сонную артерию (красная стрелка, указывающая на ее бифуркацию) и переднюю яремную вену. Общая сонная артерия разветвляется на наружную сонную артерию (ЭКА) и внутреннюю сонную артерию (ВСА). Желтая стрелка указывает на блуждающий нерв, идущий латерально к общей сонной артерии. Расстояние между общей сонной артерией и блуждающим нервом здесь кажется больше, так как голова мыши повернута, чтобы запечатлеть все структуры на этом изображении. (B) То же самое рассечение, исследованное с помощью флуоресцентной визуализации. Блуждающий нерв (желтая стрелка) имеет красную флуоресценцию и снова виден идущим латерально к общей сонной артерии (красная стрелка, указывающая на ее раздвоение). Флуоресцентный СКГ расположен в месте бифуркации сонной артерии (желтая стрелка). Передняя яремная вена (синяя стрелка) проходит медиально от общей сонной артерии. Глубокая шейная фасция, покрывающая эти структуры, видна с ее блестящим отражением. Масштабная линейка = 1 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Микроскопические изображения резецированного ганглия . (А) Резецированные верхние шейные ганглии под флуоресцентной микроскопией. Слева показан SCG, взятый у обычной мыши, служащий нефлуоресцентным контролем. Справа показан флуоресцентный SCG, резецированный у трансгенной мыши с красными флуоресцентными нейронами. Масштабная линейка = 500 мкм. (B) Иммунофлуоресцентное окрашивание тирозингидроксилазы (ТГ), маркера адренергических нервов, в резецированном красном флуоресцентном ганглии (P0). Масштабная линейка = 100 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Развитие синдрома Горнера после SCGx. (A) Нормальная мышь до SCGx. (B) Развитие птоза (черная стрелка), опущение века, следующее за ипсилатеральным SCGx, что является признаком синдрома Горнера. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Иммунофлуоресценция и соответствующее H&E-окрашивание адренергического маркера в ткани-мишени после SCGx в сравнении с симуляцией. (A) Слева, иммунофлуоресцентное окрашивание тирозингидроксилазы (ТГ) в подчелюстной слюнной железе после SCGx или симуляции операции. Правильно, соответствующее H&E окрашивание той же ткани. Масштабная линейка = 200 мкм. (B) Количественная оценка TH-окрашивания. Данные представляют собой среднее значение ± SEM. Статистический анализ с помощью непарного, двустороннего t-критерия Стьюдента, p < 0,0001. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 6: Количественное определение норадреналина в слюнных железах методом ИФА после SCGx в сравнении с фиктивной операцией. Данные представляют собой среднее значение ± SEM. Статистический анализ с помощью непарного, двустороннего t-критерия Стьюдента, p < 0,0001. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Этот протокол описывает мышиную модель для хирургической односторонней абляции входа SCG. Эта методика позволяет изучать эффекты адренергической иннервации в различных условиях. Кроме того, резецированный симпатический ганглий также может быть выращен в 3D-культуре матригеля для экспериментов in vitro 30.
Исследования с участием SCGx в основном проводились на крысах, так как их более крупная анатомия позволяет легче визуализировать анатомию и препарировать. В то время как SCGx у мышей был описан ранее Ziegler et al.26 и кратко описан в других исследованиях21,22,27,28, этот метод был основан на методе, используемом на крысах, у которых CCA подвергается воздействию и препарируется перед резекцией SCG. В отличие от крысиной модели, ККА у мышей меньше и тоньше, что затрудняет вскрытие и, следовательно, более подвержено серьезному осложнению в виде большого кровотечения из КЦА. Кроме того, обнажение КЦА требует более обширных манипуляций, включая смещение грудино-ключично-сосцевидной мышцы, а также рассечение и боковую ротацию слюнной железы26. В отличие от этого, в данном методе в качестве анатомического ориентира используется передняя яремная вена вместо CCA. По сравнению с CCA, передняя яремная вена расположена более поверхностно и простирается дальше краниально (рис. 2A). Это дает несколько преимуществ. Во-первых, этот ориентир легче увидеть без рассечения и смещения слюнной железы и грудино-ключично-сосцевидной мышцы, что делает операцию менее инвазивной; Таким образом, этот протокол требует лишь небольшого оттягивания слюны вниз (шаг 2.2). Минимальное вскрытие также сокращает время операции и продолжительность анестезии для животного. Кроме того, избегая обширного вскрытия КЦА, это сводит к минимуму вероятность повреждения КЦА, что может привести к большому и смертельному кровотечению в серьезных случаях. Манипуляции с ККА неизбежны, так как СКГ расположен в месте бифуркации КЦА, но при подходе к этой области заднемедиально через пирсинг рядом с передней яремной веной, а не через фасцию непосредственно над КЦА, этот протокол сводит к минимуму контакт и, следовательно, риск повреждения этой крупной артерии.
При проведении этой операции возникают две основные проблемы. Во-первых, это успешная идентификация SCG, особенно учитывая очень малый размер анатомических ориентиров и самого ганглия в мышиных моделях. Поэтому очень важно тщательно проанализировать и идентифицировать ориентиры. На этапе 2.3 необходимо ввести угловые щипцы, чтобы проколоть глубокую шейную фасцию под углом заднего брюха двугубой и подъязычной мышц. На этом этапе передняя яремная вена обычно проходит вдоль латерального края оподъязычной мышцы и должна располагаться медиально от точки введения (рис. 1); это важный ориентир и поможет войти в нужное пространство для поиска SCG. Если SCG не видна в латеральной области этого пространства, ткани должны быть исследованы более латерально и сверху. Во время этой диссекции сонная оболочка визуализируется латерально от поля зрения, чтобы избежать кровотечения из окружающих тканей и помочь идентифицировать SCG медиально от этой структуры.
Второй серьезной проблемой при проведении этой процедуры является управление риском кровотечения. К SCG примыкает множество критически важных сосудистых структур, включая CCA, наружную сонную артерию и внутреннюю яремную вену. По нашему опыту, если кровотечение и возникает, оно возникает интраоперационно, а не послеоперационно. Кровотечение может возникнуть на этапе разжатия щипцов на шаге 3.4. Травма сосудов наиболее вероятна при попытке отшелушивания и мягкого отделения ганглия от окружающих сосудов и тканей. Активное кровотечение может быть замечено не сразу, потому что пара щипцов зажимается рядом с сосудами в этой области. Таким образом, кровотечение может быть выявлено после того, как щипцы будут сняты, и важно тщательно осмотреть область после удаления ганглия. В редких случаях обескровливания из-за разрыва крупного сосуда удерживать давление на эту область бесполезно из-за быстрой скорости кровотечения. В этой ситуации операцию необходимо прекратить, а мышь усыпить.
Учитывая трудности идентификации SCG и возможные осложнения кровотечения, рекомендуется сначала попрактиковаться в вскрытии и удалении SCG на трупных мышах, чтобы ознакомиться с анатомией перед проведением экспериментальной операции по выживанию.
На этот метод также может повлиять рука хирурга. Процедуру легче проводить на той же стороне, что и доминирующая рука хирурга. Например, при выполнении SCGx на правой стороне мыши, левая рука хирурга будет использоваться для захвата основания ганглия, а правая рука будет использоваться для отслаивания ганглия, что означает, что операция потребует большей ловкости правой руки. Если необходимо выполнить двустороннюю SCGx, это может занять больше времени и потребовать большей подготовки для выполнения на недоминантной стороне хирурга.
Этот хирургический метод SCGx на мышиной модели позволяет в будущем проводить экспериментальные исследования, изучающие влияние симпатической нервной системы как в онкологических, так и в физиологических условиях. Мышиная модель имеет множество преимуществ по сравнению с другими моделями in vivo , включая низкую стоимость, простоту в обращении и возможность генетических манипуляций, что позволяет создавать более мощные экспериментальные модели.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Q. W. был поддержан NIH T32CA009685. R. J. W. был поддержан NIH R01CA219534. Основные объекты Мемориального онкологического центра имени Слоуна-Кеттеринга были поддержаны Национальным институтом здравоохранения P30CA008748.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anti-Tyrosine Hydroxylase Antibody | EMD Millipore | AB152 | |
| Artificial Tears Lubricant Ophthalmic Ointment | Akorn | 59399-162-35 | |
| Curity 2 x 2 Inch Gauze Sponge 8 Ply, Sterile | Covidien | 1806 | |
| Derf Needle Holder | Thomas Scientific | 1177K00 | |
| Dissecting Microscope | |||
| Dumont #5/45 Forceps | Fine Science Tools | 11251-35 | |
| Dumont #7b Forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | |
| ETHILON Nylon Suture | Ethicon | 698H | |
| Fine Scissors - ToughCut | Fine Science Tools | 14058-09 | |
| Hypoallergenic Surgical Tape | 3M Blenderm | 70200419342 | |
| Induction Chamber, 2 Liter | VetEquip | 941444 | |
| Isoflurane | Baxter | 1001936060 | |
| Nair | Church & Dwight Co., Inc | 40002957 | chemical hair removing agent |
| NORADRENALINE RESEARCH ELISA | Labor Diagnostika Nord (Rocky Mountain Diagnostics) | BA E-5200 | |
| NSG Mouse | Jackson Laboratory | JAX:005557 | |
| Povidone-Iodine Swabstick | PDI | S41350 | |
| Webcol Alcohol Preps | Covidien | 5110 |
References
- Magnon, C., et al. Autonomic nerve development contributes to prostate cancer progression. Science. 341 (6142), 1236361 (2013).
- Zhao, C. M., et al.
- Zahalka, A. H., et al. Adrenergic nerves activate an angio-metabolic switch in prostate cancer. Science. 358 (6361), 321-326 (2017).
- Amit, M., et al. Loss of p53 drives neuron reprogramming in head and neck cancer. Nature. 578 (7795), 449-454 (2020).
- Renz, B. W., et al. Cholinergic signaling via muscarinic receptors directly and indirectly suppresses pancreatic tumorigenesis and cancer stemness. Cancer Discovery. 8 (11), 1458-1473 (2018).
- Lucido, C. T., et al. Innervation of cervical carcinoma is mediated by cancer-derived exosomes. Gynecologic Oncology. 154 (1), 228-235 (2019).
- Peterson, S. C., et al. Basal cell carcinoma preferentially arises from stem cells within hair follicle and mechanosensory niches. Cell Stem Cell. 16 (4), 400-412 (2015).
- Maronde, E., Stehle, J. H. The mammalian pineal gland: Known facts, unknown facets. Trends in Endocrinology & Metabolism. 18 (4), 142-149 (2007).
- Yamazaki, S., et al.
- Huang, J., et al. S100+ cells: A new neuro-immune cross-talkers in lymph organs. Scientific Reports. 3 (1), 1114 (2013).
- Dieguez, H. H., et al. Melatonin protects the retina from experimental nonexudative age-related macular degeneration in mice. Journal of Pineal Research. 68 (4), 12643 (2020).
- Liu, H., et al. Bilateral superior cervical ganglionectomy attenuates the progression of β-aminopropionitrile-induced aortic dissection in rats. Life Sciences. 193, 200-206 (2018).
- Zhang, W., et al. The role of the superior cervical sympathetic ganglion in ischemia reperfusion-induced acute kidney injury in rats. Frontiers in Medicine. 9, 792000 (2022).
- Zhang, W., et al. Superior cervical ganglionectomy alters gut microbiota in rats. American Journal of Translational Research. 14 (3), 2037-2050 (2022).
- Wang, X., et al. β-Adrenergic signaling induces Notch-mediated salivary gland progenitor cell control. Stem Cell Reports. 16 (11), 2813-2824 (2021).
- Boyd, A., Aragon, I. V., Abou Saleh, L., Southers, D., Richter, W. The cAMP-phosphodiesterase 4 (PDE4) controls β-adrenoceptor- and CFTR-dependent saliva secretion in mice. Biochemical Journal. 478 (10), 1891-1906 (2021).
- Smith, B., Butler, M. The effects of long-term propranolol on the salivary glands and intestinal serosa of the mouse. The Journal of Pathology. 124 (4), 185-187 (1978).
- Sucharov, C. C., et al. β-Adrenergic receptor antagonism in mice: A model for pediatric heart disease. Journal of Applied Physiology. 115 (7), 979-987 (2013).
- Ding, C., Walcott, B., Keyser, K. T. The alpha1- and beta1-adrenergic modulation of lacrimal gland function in the mouse. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 48 (4), 1504-1510 (2007).
- Grisanti, L. A., et al. Prior β-blocker treatment decreases leukocyte responsiveness to injury. JCI Insight. 5 (9), 99485 (2019).
- Alito, A. E., et al. Autonomic nervous system regulation of murine immune responses as assessed by local surgical sympathetic and parasympathetic denervation. Acta Physiologica, Pharmacologica et Therapeutica Latinoamericana. 37 (3), 305-319 (1987).
- Yun, H., Lathrop, K. L., Hendricks, R. L. A central role for sympathetic nerves in herpes stromal keratitis in mice. Ophthalmology & Visual Science. 57 (4), 1749-1756 (2016).
- Haug, S. R., Heyeraas, K. J. Effects of sympathectomy on experimentally induced pulpal inflammation and periapical lesions in rats. Neuroscience. 120 (3), 827-836 (2003).
- Savastano, L. E., et al. A standardized surgical technique for rat superior cervical ganglionectomy. Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 22-33 (2010).
- Garcia, J. B., Romeo, H. E., Basabe, J. C., Cardinali, D. P. Effect of superior cervical ganglionectomy on insulin release by murine pancreas slices. Journal of the Autonomic Nervous System. 22 (2), 159-165 (1988).
- Ziegler, K. A., et al. Local sympathetic denervation attenuates myocardial inflammation and improves cardiac function after myocardial infarction in mice. Cardiovascular Research. 114 (2), 291-299 (2017).
- Getsy, P. M., Coffee, G. A., Hsieh, Y. H., Lewis, S. J. The superior cervical ganglia modulate ventilatory responses to hypoxia independently of preganglionic drive from the cervical sympathetic chain. Journal of Applied Physiology. 131 (2), 836-857 (2021).
- Dieguez, H. H., et al. Superior cervical gangliectomy induces non-exudative age-related macular degeneration in mice. Disease Models & Mechanisms. 11 (2), 031641 (2018).
- Zhang, B., et al. Hyperactivation of sympathetic nerves drives depletion of melanocyte stem cells. Nature. 577 (7792), 676-681 (2020).
- Pirzgalska, R. M., et al. Sympathetic neuron-associated macrophages contribute to obesity by importing and metabolizing norepinephrine. Nature Medicine. 23 (11), 1309-1318 (2017).
- Kajimura, D., Paone, R., Mann, J. J., Karsenty, G. Foxo1 regulates Dbh expression and the activity of the sympathetic nervous system in vivo. Molecular Metabolism. 3 (7), 770-777 (2014).
