Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

Микрофлюидная платформа для изучения биозасорения пористых сред

Published: October 13, 2022 doi: 10.3791/64689
Automatic Translation
1,2, 1, 1, 1,2
1Department of Civil, Environmental and Geomatic Engineering, Institute of Environmental Engineering, ETH Zurich, 2Department Water Resources and Drinking Water, Swiss Federal Institute of Aquatic Science and Technology

Summary

Настоящий протокол описывает микрофлюидную платформу для изучения развития биопленки в квази-2D пористых средах путем сочетания микроскопической визуализации высокого разрешения с одновременными измерениями разности давлений. Платформа количественно оценивает влияние размера пор и скорости потока жидкости в пористых средах на биозасорение.

Abstract

Бактериальные биопленки обнаруживаются в нескольких экологических и промышленных пористых средах, включая почвы и фильтрующие мембраны. Биопленки растут при определенных условиях течения и могут закупоривать поры, тем самым перенаправляя локальный поток жидкости. Способность биопленок закупоривать поры, так называемое биозасорение, может оказывать огромное влияние на локальную проницаемость пористой среды, создавая нарастание давления в системе и влияя на массовый поток через нее. Чтобы понять взаимодействие между ростом биопленки и потоком жидкости в различных физических условиях (например, при разных скоростях потока и размерах пор), в настоящем исследовании разработана микрофлюидная платформа для визуализации развития биопленки с использованием микроскопа в контролируемых извне, контролируемых физических условиях. Индуцированное биопленкой накопление давления в пористой среде может быть измерено одновременно с помощью датчиков давления и, позднее, коррелировано с поверхностным покрытием биопленки. Представленная платформа обеспечивает основу для системного подхода к исследованию биозасорения, вызванного биопленками в пористых средах в условиях течения, и может быть адаптирована для изучения изолятов окружающей среды или многовидовых биопленок.

Introduction

Биопленки - бактериальные колонии, встроенные в самосекретируемую матрицу экстраполимерных веществ (EPS) - повсеместно используются в природных пористых средах, таких как почвы и водоносные горизонты1, а также в технических и медицинских применениях, таких как биоремедиация2, фильтрация воды3 и медицинские устройства4. Матрица биопленки состоит из полисахаридов, белковых волокон и внеклеточной ДНК5,6 и сильно зависит от микроорганизмов, наличия питательных веществ, а также условий окружающей среды7. Тем не менее, функции матрицы универсальны; Он образует каркас структуры биопленки, защищает микробное сообщество от механических и химических воздействий и в значительной степени отвечает за реологические свойства биопленок5.

В пористых средах рост биопленок может закупоривать поры, вызывая так называемое биозасорение. Развитие биопленки контролируется потоком жидкости и размером пор, определяемым как расстояние, разделяющее два столба, пористой среды 8,9,10. Как размер пор, так и поток жидкости контролируют перенос питательных веществ и локальные силы сдвига. В свою очередь, растущая биопленка закупоривает поры, влияя на распределение скоростей жидкости 11,12,13, массоперенос и гидравлическую проводимость пористой среды 14,15. Изменения гидравлической проводимости отражаются через повышение давления в замкнутых системах16,17,18,19. Современные микрофлюидные исследования в области развития биопленки и биозасорения сосредоточены на изучении влияния скоростей потока в однородных геометрических формах16,20 (т.е. с особым размером пор) или гетерогенных пористых средах12,21,22. Однако для того, чтобы распутать влияние скоростей потока и размера пор на развитие биопленки и результирующие изменения давления в биозасоренной пористой среде, требуется высококонтролируемая и универсальная экспериментальная платформа, позволяющая параллельно изучать различные геометрии пористых сред и условия окружающей среды.

В настоящем исследовании представлена микрофлюидная платформа, которая сочетает в себе измерения давления с одновременной визуализацией развивающейся биопленки в пористой среде. Благодаря своей газопроницаемости, биосовместимости и гибкости в конструкции геометрии канала микрофлюидное устройство из полидиметилсилоксана (PDMS) является подходящим инструментом для изучения развития биопленки в пористых средах. Микрофлюидика позволяет контролировать физические и химические условия (например, поток жидкости и концентрацию питательных веществ) с высокой точностью, имитируя среду микробных местообитаний23. Кроме того, микрофлюидные устройства могут быть легко отображены с микрометрическим разрешением с использованием оптического микроскопа и объединены с онлайн-измерениями (например, локальным давлением).

В данной работе эксперименты сосредоточены на изучении влияния размера пор в однородной пористой среде-аналоге при контролируемых условиях навязанного течения. Поток питательной среды нагнетается с помощью шприцевого насоса, а перепад давления через микрофлюидный канал измеряется одновременно датчиками давления. Развитие биопленки инициируется посевом планктонной культуры Bacillus subtilis в микрофлюидный канал. Регулярная визуализация развивающейся биопленки и анализ изображений позволяет получить информацию о покрытии поверхности в различных экспериментальных условиях. Коррелированная информация об изменении давления и степени биозасорения дает важные исходные данные для оценки проницаемости биозасоренных пористых сред.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Подготовка кремниевой пластины

  1. Спроектируйте геометрию микрофлюидного канала в программном обеспечении автоматизированного проектирования (САПР; см. Таблицу материалов) и распечатайте ее на прозрачной пленке для создания фотошаблона (рис. 1А).
  2. Изготовьте мастер-форму с помощью мягкой литографии (в условиях чистого помещения), выполнив следующие действия.
    1. Выпекайте кремниевую пластину при температуре 200 °C в течение 2 часов.
    2. Поместите пластину в центр спин-коутера и налейте на пластину фоторезист SU8 3050 (см. Таблицу материалов). Отжимное покрытие при 1 700 об/мин в течение 40 с временем нарастания 10 с/100 об/мин.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Параметры спинового покрытия были установлены для получения толщины мишени 100 мкм для SU8 3050.
    3. После процесса отжима кремниевая пластина мягко запекается при 65 ° C в течение 600 с и 95 ° C в течение 2,700 с. Дайте вафле остыть при комнатной температуре в течение ночи.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Ночное охлаждение улучшает адгезию SU8 к пластине.
    4. Поместите фотошаблон (шаг 1.1) на пластину и подвергните ее воздействию ультрафиолетового света с энергией экспозиции 250 мДж/см2 и длиной волны 350 нм.
    5. После экспозиции запекайте открытую подложку при 65 ° C в течение 60 с и 95 ° C в течение 300 с.
    6. Разработайте кремниевую пластину для получения мастер-формы, погрузив ее в стакан, заполненный проявителем mrDev600 (см. Таблицу материалов). Осторожно встряхните стакан в течение 1,800 с, чтобы смыть неполимеризованный резист. Затем промойте брызгами, распылив изопропанол на кремниевую пластину, и высушите на воздухе.
    7. Запекайте кремниевую пластину при температуре 200 °C в течение 1,800 с.
  3. Силанизировать мастер-форму путем осаждения из паровой фазы 20 мкл трихлор (1H, 1H, 2H, 2H-перфтороктил) силана (см. Таблицу материалов), помещенного на предметное стекло рядом с формой на 40 мин в вакуумном эксикаторе, создавая манометрическое давление 100 мбар.

2. Изготовление микрофлюидного устройства

ПРИМЕЧАНИЕ: Описанная здесь процедура изготовления предназначена для микрофлюидного устройства с одним микрофлюидным каналом. Однако тот же метод может быть применен для изготовления микрофлюидного устройства с несколькими микрофлюидными каналами параллельно.

  1. Смешайте эластомер со сшивающим агентом в соотношении 10:1 (см. Таблицу материалов), чтобы приготовить смесь PDMS. Перемешивайте смесь, пока она не перемешается равномерно и не станет непрозрачной из-за закрытых пузырьков воздуха.
  2. Дегазируйте смесь в вакуумном эксикаторе, создавая манометрическое давление 100 мбар до тех пор, пока захваченные пузырьки воздуха не будут удалены и она не станет прозрачной. Время, необходимое для дегазации, обычно составляет 30 минут.
  3. Поместите мастер-форму (шаг 1) в чашку для культивирования клеток (см. Таблицу материалов). Вылейте 20 г смеси PDMS на мастер-форму, чтобы получить каналы с конечной толщиной 5 мм.
  4. Выпекайте мастер-форму при температуре 70 °C в течение 2 часов.
  5. Разрежьте отвержденный PDMS вокруг микрофлюидного канала (на расстоянии примерно 3 мм) с помощью лезвия, а затем снимите микрофлюидный канал PDMS с мастер-формы.
  6. Чтобы создать вход и выход микрофлюидных каналов, проделайте отверстия с помощью биопсийного пуансона (диаметр 1,5 мм) на его концах (верхняя часть треугольников, см. рис. 1А). Проделайте одно дополнительное отверстие в центре впускного треугольника, чтобы позже установить датчик давления.
  7. Промойте предметное стекло и микрофлюидный канал имеющимся в продаже 1% раствором моющего средства (см. Таблицу материалов) в течение 5 мин, затем промойте их деионизированной водой. После этого промойте микрофлюидный канал PDMS и предметное стекло изопропанолом. Затем снова промойте их деионизированной водой. Высушите микрофлюидный канал PDMS и предметное стекло сжатым воздухом при давлении 1 бар в течение 1 мин.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Пористая структура PDMS должна быть полностью сухой, чтобы склеивание было эффективным.
  8. Поместите предметное стекло и микрофлюидный канал в плазменный очиститель (см. Таблицу материалов) и убедитесь, что склеиваемые поверхности обращены вверх. Включите плазменный очиститель и обработайте микрофлюидный канал и предметное стекло воздушной плазмой при расходе воздуха 1 SL/ч (стандартный литр в час) в течение 1 мин. Прикрепите микрофлюидный канал к предметному стеклу сразу после извлечения его из очистителя, соприкоснувшись друг с другом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не прикасайтесь к обработанным поверхностям, так как это может повлиять на склеивание. При изготовлении микрофлюидного устройства с несколькими микрофлюидными каналами одновременно экспонируйте микрофлюидные каналы и соединяйте их за один шаг.
  9. Поместите связанное микрофлюидное устройство на конфорку с температурой 80 °C не менее чем на 15 минут.
  10. Храните микрофлюидное устройство в чистой чашке для культивирования клеток до начала эксперимента.

3. Приготовление бактериальной суспензии

  1. Вырастите популяцию Bacillus subtilis NCIB 3610 за 20 ч до начала эксперимента путем прямой инокуляции 3 мл питательного бульона питательной питательной питательной среды No 3 (см. Таблицу материалов) из замороженного глицеринового бульона в культуральную пробирку объемом 15 мл. Инкубировать в встряхивающем инкубаторе при 30 °C и 200 об/мин в течение ночи (в течение 16 часов).
  2. Сделайте субкультуру из ночной культуры за 4 ч до начала эксперимента, добавив 3 мкл ночной культуры в 3 мл свежей питательной среды (разведение 1:1000) в пробирке для культивирования 15 мл. Инкубируют субкультуру в встряхивающем инкубаторе при 30 °C при 200 об/мин в течение 3,5-4 ч до получения оптической плотности при 600 нм (OD600) 0,1.

4. Эксперимент по выращиванию биопленки

  1. Включите ящик инкубатора микроскопа за 3 ч до начала эксперимента, чтобы обеспечить стабильную температуру 25 °С. Установите шприцевой насос и датчики давления (см. Таблицу материалов).
  2. Подсоедините впускную и выпускную трубки к микрофлюидному устройству. Непосредственно вставьте иглу (с наружным диаметром 0.6 мм) во впускную трубку, чтобы закрепить соединение между трубкой и шприцем.
  3. Поместите микрофлюидное устройство, 30 мл деионизированной воды и 30 мл питательной среды в вакуумный эксикатор и дегазируйте их в течение не менее 1 часа. Затем медленно наберите питательную среду и деионизированную воду в два отдельных шприца по 30 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг имеет решающее значение для предотвращения образования пузырьков в канале при промывке питательной средой.
  4. Установите микрофлюидное устройство на микроскоп и поместите выпускную трубку в контейнер для отходов.
    1. Подсоедините шприц, наполненный деионизированной водой, к микрофлюидному каналу через микрофлюидную трубку и медленно вводите воду, пока она не выйдет из выходного отверстия датчика давления. Наполните датчик давления водой и промойте все пузырьки из трубки, соединяющей микрофлюидный канал и датчик давления. Закройте выходное отверстие датчика давления винтами, предназначенными для датчика давления.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Описанная процедура наполнения гарантирует, что изменения давления на входе в микрофлюидные каналы будут точно зарегистрированы. При проведении эксперимента с несколькими микрофлюидными каналами подключите каждый канал к отдельному шприцу, чтобы обеспечить одинаковые условия потока во всех каналах.
  5. Заполните остальную часть микрофлюидного канала деионизированной водой.
  6. Поместите фильтр размером 1,2 мкм (см. Таблицу материалов) на шприц питательной среды. Затем извлеките шприц с водой и осторожно подсоедините шприц питательной среды к входной микрофлюидной трубке. Установите шприц на шприцевой насос и промывайте канал питательной средой со скоростью потока 2 мл/ч в течение 1 часа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Фильтр предотвращает попадание бактериальных клеток в шприц во время загрузки. Промывка микрофлюидного канала питательной средой удалит оставшиеся пузырьки в пористой структуре.
  7. Установите шприцевой насос на желаемую скорость потока (здесь 1 мл / ч) во время эксперимента и установите показания давления датчиков давления на ноль.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Установив начальное показание давления на ноль, будет измеряться только разность давлений, вызванная образованием биопленки во время эксперимента.
  8. Пипетка 1 мл бактериальной культуры при OD600 0,1 во флаконе центрифуги объемом 1,5 мл. Загрузите бактериальную культуру в микрофлюидный канал, поместив выпускную трубку во флакон центрифуги. Подождав 5 минут, чтобы удалить любые потенциальные пузырьки воздуха из выходного отверстия пробирки, извлеките 150 мкл бактериального раствора со скоростью потока 1 мл / ч, пока микрофлюидный канал не будет заполнен бактериальной культурой.
  9. Осторожно снимите шприцевой фильтр питательной среды и поместите выпускное отверстие в контейнер для отходов. Оставьте бактериальные клетки в условиях нулевого потока в микрофлюидном канале на 3 часа, чтобы обеспечить их поверхностное прикрепление в пористой среде.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Оставление бактериальных клеток в условиях нулевого потока в течение 3 часов было оптимизировано для прикрепления бактериального штамма, используемого при обеспечении хорошо насыщенной кислородом бактериальной культуры. Другим бактериальным штаммам может потребоваться больше или меньше времени.
  10. Чтобы начать эксперимент, запустите поток, установив шприцевой насос на желаемую скорость потока (здесь 1 мл / ч) и начните считывание давления с 1 Гц.
  11. Получение изображений растущей биопленки с нужным интервалом времени, оптической конфигурацией и увеличением.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В настоящем исследовании изображения с 4-кратным увеличением в режиме яркого поля в 18 положениях, охватывающих весь домен пористой среды, были получены каждые 6 минут в течение 24 часов.

5. Анализ изображений

  1. Реконструируйте всю пористую среду из последовательностей изображений, записанных путем сшивания изображений из 18 позиций с использованием программного обеспечения для анализа изображений (см. Таблицу материалов) и алгоритмасшивания 24.
  2. Сохраните сшитые последовательности изображений как последовательность отдельных изображений.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если файлы слишком большие, на этом этапе изображения можно изменить масштаб и объединить их до разумного размера для дальнейшей обработки.
  3. Создайте маску из столбов пористой среды, чтобы удалить их из анализа.
  4. Удалите фон изображений, разделив их по фону с изображением, полученным при t = 0 h (рис. 2A), и бинаризируйте изображения на пороге, подходящем для сегментации биопленки (рис. 2B).
  5. Вычислите насыщенность биопленки, вычислив площадь, покрытую биопленкой (количество пикселей, приписываемых биопленке), по сравнению с областью пустоты пористого домена (рис. 3).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Для настоящего исследования было использовано микрофлюидное устройство с тремя параллельными микрофлюидными каналами с различными размерами пор (рис. 1) для систематического изучения образования биопленки в пористых средах. Процесс образования биопленки визуализировали с помощью светлопольной микроскопии. Бактериальные клетки и биопленка появились на изображениях в виде более темных пикселей (рис. 2). Кроме того, наблюдался постепенный процесс засорения; Во время 24-часового эксперимента первоначально случайно растущая биопленка колонизировала почти всю пористую среду.

Поверхностное покрытие биопленки во времени, выращенное со скоростью потока Q = 1 мл / ч, что соответствует средней начальной скорости потока жидкости 0,96 мм / с, было количественно определено для трех различных размеров пор (75 мкм, 150 мкм и 300 мкм) (рис. 3, черные линии). Было обнаружено, что поверхностное покрытие, которое использовалось в качестве прокси для степени биозасорения, происходило на 10% быстрее при наименьшем размере пор 75 мкм, чем при наибольшем размере пор (300 мкм) при сравнении поверхностного покрытия при t = 20 ч. Затем покрытие поверхности коррелировало с повышением давления, вызванным биопленкой (рис. 3, синие линии). Засорение микрофлюидного канала меньшего размера пор привело к более высокой разнице давлений между входом и выходом, чем в микрофлюидных каналах с большим размером пор, что указывает на то, что пористые среды меньшего размера будут развивать более высокое накопление давления при биозакупорке.

Figure 1
Рисунок 1: Конструкция микрофлюидного канала и экспериментальная установка. (A) Фотошаблон микрофлюидных каналов с различными размерами пор (75 мкм, 150 мкм и 300 мкм), используемых в качестве аналогов пористых сред, и увеличенный вид расположения столбов (нижний ряд). Круги показывают расположение столбов (непроницаемых препятствий), представляющих твердую фазу пористой среды. (B) Схема экспериментальной установки, показывающая шприц, датчик давления, микрофлюидное устройство (с одним микрофлюидным каналом) и цифровую камеру с объективом (т.е. микроскоп). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2: Визуализация и количественная оценка развития биопленки в пористой среде. (A) Репрезентативная последовательность изображений развития биопленки при навязанной скорости потока Q = 1 мл/ч (соответствует средней начальной скорости потока жидкости 0,96 мм/с) и размере пор d = 300 мкм, показанной для экспериментальных моментов времени t = 5 ч, t = 10 ч, t = 15 ч и t = 20 ч . Изображения яркого поля были сшиты, а фон удален. (B) Бинаризация этих изображений и количественная оценка площади, занимаемой биопленкой (темные пиксели), привели к количественной оценке покрытия поверхности на рисунке 3. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 3
Рисунок 3: Временная эволюция покрытия биопленкой и влияние на давление. Покрытие биопленкой с одновременным считыванием давления для трех размеров пор (300 мкм, 150 мкм и 75 мкм) в тех же экспериментальных условиях, что и на рисунке 2. Разность давлений, вызванная биопленкой в микрофлюидном канале пористой среды, Δp, (синие линии), показанные на правой оси y, увеличивается с увеличением поверхностного покрытия биопленки (черные линии). Зеленые маркеры соответствуют точкам данных изображений, показанных на рисунке 2. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Микрофлюидные пористые аналоги в сочетании с датчиками давления обеспечивают подходящий инструмент для изучения развития биопленки в пористых средах. Универсальность конструкции микрофлюидной пористой среды, в частности, расположение столбов, включая диаметр, неправильные формы и размер пор, позволяет исследовать многие геометрии. Эти геометрии варьируются от одиночных пор до очень сложных, неравномерно расположенных препятствий, имитирующих различные природные (например, почвы) и промышленные (например, мембраны и фильтры) пористые среды. В настоящей микрофлюидной платформе были созданы три геометрии пористых сред с правильно расположенными цилиндрическими столбами (размеры пор: 75 мкм, 150 мкм и 300 мкм), где скорость потока жидкости может быть выбрана для каждого эксперимента. Представленная платформа может быть легко адаптирована для исследования биозасорения с фиксированным напором, а не с навязанным расходом жидкости. В этом случае устройство управления потоком должно представлять собой регулятор давления с резервуаром питательной среды вместо шприцевого насоса. Результирующие изменения расхода из-за биозасорения можно контролировать, измеряя отток с течением времени с помощью датчика расхода.

Необходимо учитывать несколько критических моментов, чтобы провести успешный микрофлюидный эксперимент с ростом биопленки. Чтобы избежать образования пузырьков воздуха в микрофлюидном канале во время эксперимента, микрофлюидный канал и питательную среду дегазировали (этап 4.3). Затем заполнение микрофлюидного канала дегазированной питательной средой должно быть проведено быстро, но осторожно, чтобы получить полностью насыщенный канал без каких-либо пузырьков воздуха. В случае, если пузырьки воздуха задерживаются в пористой среде, промывка микрофлюидного канала с более высокой скоростью потока может удалить пузырьки через короткое время. Вторым важным шагом является обеспечение постоянной температуры окружающей среды для последовательного воспроизведения роста биопленки. Рост микроорганизмов изменяется в зависимости от температуры25, что может привести к невоспроизводимым результатам, если температура не поддерживается стабильной во время эксперимента (в данном случае 24 часа). Для настоящей платформы вокруг микроскопа использовался коробчатый инкубатор, хотя, вероятно, было бы достаточно и меньшего термостабильного корпуса для микрофлюидного устройства. Наконец, во время получения изображения положения отдельных изображений должны быть выбраны с перекрытием, по меньшей мере, 15%, чтобы получить достаточное перекрытие для алгоритма24 сшивания.

Настоящая микрофлюидная платформа ограничена двумерным наблюдением, в то время как пористые среды, такие как почва или мембраны, имеют трехмерную структуру. Однако преимуществами квази-2D микрофлюидной платформы по сравнению с 3D-платформами пористых сред для изучения биозасорения являются полный оптический доступ и высокое временное разрешение, поскольку 3D-платформы обычно выполняют визуализацию конечных точек26,27. Кроме того, ожидается, что процесс биозасорения (т.е. временная эволюция поверхностного покрытия) сохраняется в 3D-системах 26,27, так как он также имеет место для распределения кластеров по размерам несмешивающейся фазы в пористых средах28, что представляет собой одинаковое масштабирование в2D- и 3D-системах.

Этот метод позволяет измерять реакцию давления на рост биопленки в пористых средах, изучая ее пространственно-временное развитие при высоком временном и пространственном разрешении и различных размерах пор. Наборы данных, полученные в результате таких измерений, дают представление о корреляции развития биопленки в поровом масштабе с реакциями на давление системы биопленка-пористая среда и могут служить ориентиром для численного моделирования биопленок. Эти усилия по моделированию особенно важны для расширения диапазона условий (например, размеров пор, скоростей потока и свойств биопленки для других видов или многовидовых биопленок), которые превышают экспериментальные возможности. Последнее имеет большое значение для понимания механизмов биозасорения вблизи скважин, применения биоремедиации и биоминерализации 29,30,31. В целом, этот метод может быть легко адаптирован для изучения биоминерализации или отслеживания биотрансформации загрязняющих веществ биопленками в пористых средах.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Acknowledgments

Авторы выражают признательность за поддержку со стороны грантовой 179834 SNSF PRIMA (для E.S.), дискреционное финансирование от ETH (для R.S.), ETH Zurich research grant (для R.S. и J.J.M.) и дискреционное финансирование от Eawag (для J.J.M.). Авторы хотели бы поблагодарить Роберто Пиоли за иллюстрацию экспериментальной установки на рисунке 1B и Элу Бурмейстер за приготовление кремниевой пластины.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Acrodisc 25 mm Syringe Filter, 1.2 µm Versapor Membrane Pall Corporation PN4190 1.2 µm filters
BD 10 mL Syringe (Luer-Lock) BD 300912 used to fill the channel with deionised water
Box Incubator Life Imaging Services used to have a stable temperature during the biofilm growth experiment
Cell density meter CO8000 WPA biowave OD meter
Centrifuge vial Eppendorf 30120086 1.5 mL
CETONI Base 120 CETONI GmbH syringe pump
CorelCAD CorelDRAW software used to design the microfluidic channel geometries
Culture tubes (14 mL, sterile) greiner bio-one Culture tubes
Drying oven, VENTI-Line VWR Oven to cure the PDMS
Handy Migros Detergent solution
Hot plate with temperature control VRW to cure the PDMS-glass bonding after plasma treatment
ImageJ FIJI  Image analysis software
Innova 42 Inc Shaker (New Brunswick) Eppendorf Incubator
Isopropanol (> 99.8%) Sigma Aldrich 67-63-0
Masterflex transfer tubing Masterflex HV-06419-05 0.020'' ID, 0.06'' OD
Micro Slides, Plain, 75 x 60 mm Corning 2947-75X50 Glass slides
Microfluidic pressure sensor (1 bar) Elveflow Pressure sensors
Miltex Biopsy puncher, diameter 1.5 mm Integra Puncher to make the inlet and outlet holes of the microfluidic channel
mrDev600 developer Microresist
Nikon Eclipse Ti2 Nikon Instruments Microscope
Nutrient broth n°3 Sigma Aldrich
Omnifix Syringe with Luer-Lock B.Braun syringes of different volume
Plasma chamber Zepto Diener Electronic ZEPTO-1  used to plasma bond the PDMS and the glass slide
Precision wipes (Kimtech Science) Kimberly Clark KCP-7552 to dry the glass slide
Scale VWR-CH 611-2605 used to weigh the elastomer to crosslinking agent ratio
Silicon wafer (10 cm) Silicon Materials Inc.  N//Phos <100> 1-10 Ω cm
Spincoater, Spin module SM150 Sawatec
SU8 3050 Photoresist Kayakuam
Süss MA6 Mask aligner SUSS MicroTec Group used to align the chrome-glass mask
Sylgard 184 Dow Corning silicone elastomer kit; curing agent
Techni Etch Cr01 Technic Technic
Tissue culture dish 150 TPP 93150
Trichloro (1H, 1H, 2H, 2H perfluorooctyl) silane Sigma Aldrich Sigma Aldrich used to silanize the silicane wafer
Veeco Dektak 6 M Veeco Profilometer

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Flemming, H. C., Wuertz, S. Bacteria and archaea on Earth and their abundance in biofilms. Nature Reviews Microbiology. 17 (4), 247-260 (2019).
  2. Cunningham, A. B., Sharp, R. R., Hiebert, R., James, G. Subsurface biofilm barriers for the containment and remediation of contaminated groundwater. Bioremediation Journal. 7 (3-4), 151-164 (2003).
  3. Pronk, W., et al. Gravity-driven membrane filtration for water and wastewater treatment: A review. Water Research. 149, 553-565 (2019).
  4. Caldara, M., Belgiovine, C., Secchi, E., Rusconi, R. Environmental, microbiological, and immunological features of bacterial biofilms associated with implanted medical devices. Clinical Microbiology and Infection. 35 (2), 00221 (2022).
  5. Flemming, H. C., Wingender, J. The biofilm matrix. Nature Reviews Microbiology. 8 (9), 623-633 (2010).
  6. Davey, M. E., O'Toole, G. A. Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 64 (4), 847-867 (2000).
  7. Stoodley, P., Dodds, I., Boyle, J. D., Lappin-Scott, H. M. Influence of hydrodynamics and nutrients on biofilm structure. Journal of Applied Microbiology. 85 (1), 19-28 (1998).
  8. Thomen, P., et al. Bacterial biofilm under flow: First a physical struggle to stay, then a matter of breathing. PLoS ONE. 12 (4), 0175197 (2017).
  9. Horn, H., Reiff, H., Morgenroth, E. Simulation of growth and detachment in biofilm systems under defined hydrodynamic conditions. Biotechnology and Bioengineering. 81 (5), 607-617 (2003).
  10. Thullner, M., Mauclaire, L., Schroth, M. H., Kinzelbach, W., Zeyer, J. Interaction between water flow and spatial distribution of microbial growth in a two-dimensional flow field in saturated porous media. Journal of Contaminant Hydrology. 58 (3-4), 169-189 (2002).
  11. Bottero, S., et al. Biofilm development and the dynamics of preferential flow paths in porous media. Biofouling. 29 (9), 1069-1086 (2013).
  12. Durham, W. M., Tranzer, O., Leombruni, A., Stocker, R. Division by fluid incision: Biofilm patch development in porous media. Physics of Fluids. 24 (9), 091107 (2012).
  13. Coyte, K. Z., Tabuteau, H., Gaffney, E. A., Foster, K. R., Durham, W. M. Microbial competition in porous environments can select against rapid biofilm growth. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (2), 161-170 (2017).
  14. Taylor, S. W., Jaffé, P. R. Biofilm growth and the related changes in the physical properties of a porous medium: 1. Experimental investigation. Water Resources Research. 26 (9), 2153-2159 (1990).
  15. Cunningham, A. B., Characklls, W. G., Abedeen, F., Crawford, D. Influence of biofilm accumulation on porous media hydrodynamics. Environmental Science and Technology. 25 (7), 1305-1311 (1991).
  16. Valiei, A., Kumar, A., Mukherjee, P. P., Liu, Y., Thundat, T. A web of streamers: Biofilm formation in a porous microfluidic device. Lab on a Chip. 12 (24), 5133-5137 (2012).
  17. Biswas, I., Sadrzadeh, M., Kumar, A. Impact of bacterial streamers on biofouling of microfluidic filtration systems. Biomicrofluidics. 12 (4), 044116 (2018).
  18. Hassanpourfard, M., Ghosh, R., Thundat, T., Kumar, A. Dynamics of bacterial streamers induced clogging in microfluidic devices. Lab on a Chip. 16 (21), 4091-4096 (2016).
  19. Stewart, T. L., Scott Fogler, H. Pore-scale investigation of biomass plug development and propagation in porous media. Biotechnology and Bioengineering. 77 (5), 577-588 (2002).
  20. Hassanpourfard, M., Ghosh, R., Thundat, T., Kumar, A. Dynamics of bacterial streamers induced clogging in microfluidic devices. Lab on a Chip. 16 (21), 4091-4096 (2016).
  21. Aufrecht, J. A., et al. Pore-scale hydrodynamics influence the spatial evolution of bacterial biofilms in a microfluidic porous network. PLoS ONE. 14 (6), 0218316 (2019).
  22. Karimifard, S., Li, X., Elowsky, C., Li, Y. Modeling the impact of evolving biofilms on flow in porous media inside a microfluidic channel. Water Research. 188, 116536 (2021).
  23. Yawata, Y., Nguyen, J., Stocker, R., Rusconi, R. Microfluidic studies of biofilm formation in dynamic environments. Journal of Bacteriology. 198 (19), 2589-2595 (2016).
  24. Preibisch, S., Saalfeld, S., Tomancak, P. Globally optimal stitching of tiled 3D microscopic image acquisitions. Bioinformatics. 25 (11), 1463-1465 (2009).
  25. Ratkowsky, D. A., Olley, J., McMeekin, T. A., Ball, A. Relationship between temperature and growth rate of bacterial cultures. Journal of Bacteriology. 149 (1), 1-5 (1982).
  26. Ostvar, S., et al. Investigating the influence of flow rate on biofilm growth in three dimensions using microimaging. Advances in Water Resources. 117, 1-13 (2018).
  27. Carrel, M., et al. Biofilms in 3D porous media: Delineating the influence of the pore network geometry, flow and mass transfer on biofilm development. Water Research. 134, 280-291 (2018).
  28. Iglauer, S., Favretto, S., Spinelli, G., Schena, G., Blunt, M. J. X-ray tomography measurements of power-law cluster size distributions for the nonwetting phase in sandstones. Physical Review E. 82 (5), 10-12 (2010).
  29. Wu, C., Chu, J., Wu, S., Cheng, L., van Paassen, L. A. Microbially induced calcite precipitation along a circular flow channel under a constant flow condition. Acta Geotechnica. 14 (3), 673-683 (2019).
  30. Nassar, M. K., et al. Large-scale experiments in microbially induced calcite precipitation (MICP): reactive transport model development and prediction. Water Resources Research. 54 (1), 480-500 (2018).
  31. Jimenez-Martinez, J., Nguyen, J., Or, D. Controlling pore-scale processes to tame subsurface biomineralization. Reviews in Environmental Science and Biotechnology. 21 (1), 27-52 (2022).

Tags

Опровержение выпуск 188
Микрофлюидная платформа для изучения биозасорения пористых сред
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kurz, D. L., Secchi, E., Stocker,… More

Kurz, D. L., Secchi, E., Stocker, R., Jimenez-Martinez, J. A Microfluidic Platform to Study Bioclogging in Porous Media. J. Vis. Exp. (188), e64689, doi:10.3791/64689 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter