Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

En mikrofluidisk plattform for å studere bioclogging i porøse medier

Published: October 13, 2022 doi: 10.3791/64689
Automatic Translation
1,2, 1, 1, 1,2
1Department of Civil, Environmental and Geomatic Engineering, Institute of Environmental Engineering, ETH Zurich, 2Department Water Resources and Drinking Water, Swiss Federal Institute of Aquatic Science and Technology

Summary

Denne protokollen beskriver en mikrofluidisk plattform for å studere biofilmutvikling i kvasi-2D porøse medier ved å kombinere høyoppløselig mikroskopiavbildning med samtidige trykkforskjellsmålinger. Plattformen kvantifiserer påvirkningen av porestørrelse og væskestrømningshastigheter i porøse medier på bioclogging.

Abstract

Bakterielle biofilmer finnes i flere miljømessige og industrielle porøse medier, inkludert jord og filtreringsmembraner. Biofilmer vokser under visse strømningsforhold og kan tette porene, og dermed omdirigere den lokale væskestrømmen. Biofilmens evne til å tette porene, den såkalte bioclogging, kan ha en enorm effekt på den lokale permeabiliteten til det porøse mediet, skape en trykkoppbygging i systemet og påvirke massestrømmen gjennom den. For å forstå samspillet mellom biofilmvekst og væskestrøm under forskjellige fysiske forhold (f.eks. ved forskjellige strømningshastigheter og porestørrelser), utvikles i denne studien en mikrofluidisk plattform for å visualisere biofilmutvikling ved hjelp av et mikroskop under eksternt pålagte, kontrollerte fysiske forhold. Den biofilminduserte trykkoppbyggingen i det porøse mediet kan måles samtidig ved hjelp av trykksensorer og senere korreleres med overflatedekningen av biofilmen. Den presenterte plattformen gir en grunnlinje for en systematisk tilnærming for å undersøke bioclogging forårsaket av biofilmer i porøse medier under strømningsforhold og kan tilpasses å studere miljøisolater eller multispecies biofilmer.

Introduction

Biofilmer - bakteriekolonier innebygd i en selvutskilt matrise av ekstrapolymere stoffer (EPS) - er allestedsnærværende i naturlige porøse medier, som jord og akviferer1, og tekniske og medisinske applikasjoner, som bioremediering2, vannfiltrering3 og medisinsk utstyr4. Biofilmmatrisen består av polysakkarider, proteinfibre og ekstracellulært DNA5,6, og avhenger sterkt av mikroorganismer, tilgjengeligheten av næringsstoffer, samt miljøforholdene7. Likevel er matrisens funksjoner universelle; Det danner stillaset i biofilmstrukturen, beskytter det mikrobielle samfunnet mot mekaniske og kjemiske påkjenninger, og er i stor grad ansvarlig for biofilmenes reologiske egenskaper5.

I porøse medier kan veksten av biofilmer tette porene, noe som forårsaker den såkalte bioclogging. Biofilmutviklingen styres av væskestrømmen og porestørrelsen, definert som avstanden som skiller to søyler, til det porøse mediet 8,9,10. Både porestørrelsen og væskestrømmen styrer næringstransporten og lokale skjærkrefter. I sin tur tetter den voksende biofilmen porene, noe som påvirker hastighetsfordelingen av væsken 11,12,13, massetransporten og den hydrauliske ledningsevnen til det porøse mediet 14,15. Endringene i hydraulisk ledningsevne reflekteres gjennom økt trykk i trange systemer16,17,18,19. Nåværende mikrofluidiske studier i biofilmutvikling og bioclogging fokuserer på å studere virkningen av strømningshastigheter i homogene geometrier16,20 (dvs. med en singulær porestørrelse) eller heterogene porøse medier12,21,22. For å skille effekten av strømningshastigheter og porestørrelse på biofilmutvikling og de resulterende trykkendringene i det biotilstoppede porøse mediet, er det imidlertid nødvendig med en svært kontrollerbar og allsidig eksperimentell plattform som tillater studier av forskjellige porøse mediegeometrier og miljøforhold parallelt.

Denne studien introduserer en mikrofluidisk plattform som kombinerer trykkmålinger med samtidig avbildning av den utviklende biofilmen i det porøse mediet. På grunn av sin gasspermeabilitet, biokompatibilitet og fleksibilitet i kanalgeometridesignet, er en mikrofluidisk enhet laget av polydimetylsiloksan (PDMS) et egnet verktøy for å studere biofilmutvikling i porøse medier. Mikrofluidikk tillater kontroll av fysiske og kjemiske forhold (f.eks. væskestrøm og næringskonsentrasjon) med høy presisjon for å etterligne miljøet i mikrobielle habitater23. Videre kan mikrofluidiske enheter enkelt avbildes med mikrometrisk oppløsning ved hjelp av et optisk mikroskop og kombineres med online-målinger (f.eks. Det lokale trykket).

I dette arbeidet fokuserer eksperimentene på å studere virkningen av porestørrelse i en homogen porøs mediumanalog under kontrollerte pålagte strømningsforhold. Strømmen av et kulturmedium påføres ved hjelp av en sprøytepumpe, og trykkforskjellen gjennom den mikrofluidiske kanalen måles samtidig med trykksensorer. Biofilmutvikling initieres ved å så en planktonisk kultur av Bacillus subtilis i den mikrofluidiske kanalen. Regelmessig avbildning av den utviklende biofilmen og bildeanalyse gjør det mulig å oppnå poreskala løst informasjon om overflatedekningen under ulike eksperimentelle forhold. Den korrelerte informasjonen om trykkendring og omfanget av bioclogging gir avgjørende input for permeabilitetsberegninger av biotilstoppede porøse medier.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Forberedelse av silisiumskive

  1. Design geometriene til den mikrofluidiske kanalen i dataassistert konstruksjon (CAD; se Materialfortegnelse) programvare og skriv den ut på en gjennomsiktig film for å lage fotomasken (figur 1A).
  2. Fremstill hovedformen ved myk litografi (under rene romforhold) ved å følge trinnene nedenfor.
    1. Stek silisiumskiven ved 200 °C i 2 timer.
    2. Plasser platen i midten av en sentrifuger, og hell fotoresisten SU8 3050 (se materialfortegnelsen) over skiven. Spinnbelegg ved 1,700 o / min i 40 s med en rampetid på 10 s / 100 o / min.
      MERK: Spinnbeleggparametrene ble satt til å oppnå en måltykkelse på 100 μm for SU8 3050.
    3. Etter spinnbeleggsprosessen, mykstek silisiumskiven ved 65 °C i 600 s og 95 °C i 2,700 s. La skiven avkjøles ved romtemperatur over natten.
      MERK: Kjølingen over natten forbedrer SU8s vedheft til skiven.
    4. Plasser fotomasken (trinn 1.1) på skiven og utsett den for UV-lys, med en eksponeringsenergi på 250 mJ/cm2 og ved en bølgelengde på 350 nm.
    5. Stek det eksponerte underlaget ved 65 °C i 60 s og 95 °C i 300 s.
    6. Utvikle silisiumskiven for å oppnå hovedformen ved å senke den i et beger fylt med mrDev600-utvikler (se materialfortegnelse). Rist begeret forsiktig i 1,800 s for å vaske ut den upolymeriserte motstanden. Deretter sprutvasker du ved å sprøyte isopropanol på silisiumskiven og lufttørker.
    7. Stek silisiumskiven hardt ved 200 °C i 1 800 s.
  3. Silaniser hovedformen gjennom dampavsetning av 20 μL triklor (1H, 1H, 2H, 2H-perfluoroktyl) silan (se materialtabell) plassert på et glassglass ved siden av formen i 40 minutter i en vakuumtørker, og skaper et målertrykk på 100 mbar.

2. Fabrikasjon av den mikrofluidiske enheten

MERK: Fabrikasjonsprosedyren beskrevet her er for en mikrofluidisk enhet med en mikrofluidisk kanal. Imidlertid kan den samme metoden brukes til å fremstille en mikrofluidisk enhet med flere mikrofluidiske kanaler parallelt.

  1. Bland elastomeren med tverrbinderen i forholdet 10:1 (se materialfortegnelse) for å fremstille en PDMS-blanding. Rør blandingen til den blir jevnt blandet og blir ugjennomsiktig på grunn av de vedlagte luftboblene.
  2. Degas blandingen i en vakuumtørker, og skaper et målertrykk på 100 mbar til de innesluttede luftboblene fjernes og det ser gjennomsiktig ut. Tiden som kreves for avgassing er typisk 30 minutter.
  3. Plasser hovedformen (trinn 1) i en cellekulturskål (se Materialfortegnelse). Hell 20 g av PDMS-blandingen på hovedformen for å produsere kanaler med en endelig tykkelse på 5 mm.
  4. Stek hovedformen ved 70 °C i 2 timer.
  5. Klipp de herdede PDM-ene rundt den mikrofluidiske kanalen (i en avstand på ca. 3 mm) ved hjelp av et blad, og fjern deretter PDMS-mikrofluidkanalen av hovedformen.
  6. For å lage de mikrofluidiske kanalenes innløp og utløp, stans hull med en biopsistans (diameter på 1,5 mm) i ekstremitetene (toppen av trekantene, se figur 1A). Stikk et ekstra hull i midten av innløpstrekanten for å installere trykksensoren senere.
  7. Vask et glassglass og den mikrofluidiske kanalen med en kommersielt tilgjengelig 1% vaskemiddelløsning (se materialfortegnelse) i 5 minutter, skyll dem deretter med avionisert vann. Deretter vaskes PDMS mikrofluidisk kanal og glassglasset med isopropanol. Skyll dem deretter igjen med avionisert vann. Tørk PDMS mikrofluidisk kanal og glasslysbildet med trykkluft ved 1 bar i 1 min.
    MERK: Den porøse strukturen til PDMS må være helt tørr for at bindingen skal være effektiv.
  8. Plasser glassglasset og den mikrofluidiske kanalen i en plasmarenser (se materialfortegnelse) og sørg for at overflatene som skal limes vender oppover. Slå på plasmarenseren og behandle den mikrofluidiske kanalen og glassglasset med luftplasma ved en luftstrøm på 1 SL / t (standard liter per time) i 1 min. Bind den mikrofluidiske kanalen til glassglasset umiddelbart etter å ha tatt dem ut av rengjøringsmiddelet ved å sette dem i kontakt med hverandre.
    NOTAT: Pass på at du ikke berører de behandlede overflatene, da dette kan påvirke bindingen. Når du fremstiller en mikrofluidisk enhet med flere mikrofluidiske kanaler, eksponer de mikrofluidiske kanalene samtidig og bind dem i et enkelt trinn.
  9. Plasser den limte mikrofluidenheten på en kokeplate på 80 °C i minst 15 minutter.
  10. Oppbevar den mikrofluidiske enheten i en ren cellekulturskål til eksperimentet starter.

3. Tilberedning av bakteriell suspensjon

  1. Dyrk en populasjon av Bacillus subtilis NCIB 3610 20 timer før starten av forsøket ved direkte inokulering av 3 ml næringsbuljong nr. 3 kulturmedium (se materialtabell) fra en frossen glyserolbestand i et 15 ml kulturrør. Inkubere i en ristende inkubator ved 30 ° C og 200 rpm over natten (i 16 timer).
  2. Lag en subkultur fra nattens kultur 4 timer før eksperimentet starter ved å legge til 3 μL av nattens kultur i 3 ml friskt kulturmedium (1:1000 fortynning) i et 15 ml dyrkningsrør. Inkuber subkulturen i en ristende inkubator ved 30 ° C ved 200 o / min i 3,5-4 timer for å oppnå en optisk tetthet ved 600 nm (OD600) på 0,1.

4. Biofilm veksteksperiment

  1. Slå på mikroskopets boksinkubator 3 timer før eksperimentet for å sikre en stabil temperatur på 25 °C. Monter sprøytepumpen og trykksensorene (se Materialfortegnelse).
  2. Koble innløps- og utløpsslangen til den mikrofluidiske enheten. Sett en nål (med en ytre diameter på 0,6 mm) direkte inn i innløpsslangen for å sikre forbindelsen mellom slangen og sprøyten.
  3. Plasser den mikrofluidiske enheten, 30 ml avionisert vann og 30 ml kulturmedium i en vakuumtørker og avgass dem i minst 1 time. Deretter trekker du langsomt dyrkningsmediet og det avioniserte vannet inn i to separate 30 ml sprøyter.
    MERK: Dette trinnet er avgjørende for å forhindre bobledannelse i kanalen mens du spyler med kulturmediet.
  4. Monter mikrofluidenheten på mikroskopet og plasser utløpsslangen i en avfallsbeholder.
    1. Koble sprøyten fylt med avionisert vann til den mikrofluidiske kanalen gjennom den mikrofluidiske slangen og injiser vannet sakte til det kommer ut fra trykksensorens utløp. Fyll trykksensoren med vann og skyll alle boblene fra slangen som forbinder den mikrofluidiske kanalen og trykksensoren. Lukk utløpet til trykksensoren med skruene dedikert til trykksensoren.
      MERK: Den beskrevne fyllingsprosedyren sikrer at trykkendringene ved innløpet til de mikrofluidiske kanalene blir nøyaktig registrert. Når du kjører et eksperiment med flere mikrofluidiske kanaler, kobler du hver kanal til en separat sprøyte for å sikre like strømningsforhold i alle kanaler.
  5. Fyll resten av den mikrofluidiske kanalen med det avioniserte vannet.
  6. Plasser et 1,2 μm filter (se Materialfortegnelse) på sprøyten for kulturmedier. Fjern deretter vannsprøyten og koble forsiktig kulturmediesprøyten til innløpsmikrofluidslangen. Monter sprøyten på sprøytepumpen og skyll kanalen med dyrkningsmediet med en strømningshastighet på 2 ml/t i 1 time.
    MERK: Filteret hindrer bakterieceller i å komme inn i sprøyten under lasting. Spyling av den mikrofluidiske kanalen med kulturmediet vil fjerne de gjenværende boblene i den porøse strukturen.
  7. Sett sprøytepumpen på ønsket strømningshastighet (her 1 ml / h) under forsøket og sett trykkavlesningen av trykksensorene til null.
    MERK: Ved å sette den første trykkavlesningen til null, vil bare trykkforskjellen forårsaket av biofilmutvikling under forsøket bli målt.
  8. Pipette 1 ml av bakteriekulturen ved en OD600 på 0,1 i et 1,5 ml sentrifugehetteglass. Legg bakteriekulturen inn i den mikrofluidiske kanalen ved å plassere utløpsrøret i sentrifugehetteglasset. Etter å ha ventet i 5 minutter for å fjerne eventuelle luftbobler fra rørets utløp, trekk ut 150 μL bakteriell oppløsning ved en strømningshastighet på 1 ml / t, til den mikrofluidiske kanalen er fylt med bakteriekulturen.
  9. Fjern forsiktig sprøytefilteret for kulturmedier og plasser utløpet i avfallsbeholderen. La bakteriecellene ligge ved nullstrømningsforhold i den mikrofluidiske kanalen i 3 timer for å tillate overflatefeste i det porøse mediet.
    MERK: Å forlate bakteriecellene ved nullstrømningsforhold i 3 timer ble optimalisert for vedlegg av bakteriestammen som ble brukt, samtidig som man sikret en godt oksygenert bakteriekultur. Andre bakteriestammer kan kreve mer eller mindre tid.
  10. For å starte eksperimentet, start strømningen ved å stille sprøytepumpen til ønsket strømningshastighet (her 1 ml / t) og start trykkavlesningen ved 1 Hz.
  11. Ta bilder av den voksende biofilmen ved ønsket tidsintervall, optisk konfigurasjon og forstørrelse.
    MERK: I denne studien ble bilder med 4x forstørrelse i lysfeltmodus i 18 posisjoner som spenner over hele domenet til det porøse mediet tatt hvert 6. minutt i 24 timer.

5. Bildeanalyse

  1. Rekonstruer hele det porøse mediet fra bildesekvensene som er registrert ved å sy bildene fra de 18 posisjonene ved hjelp av bildeanalyseprogramvare (se materialfortegnelse) og en sømalgoritme24.
  2. Lagre de sammensatte bildesekvensene som en sekvens med enkeltbilder.
    MERK: Hvis filene er for store, kan bildene på dette tidspunktet skaleres og binned til en rimelig størrelse for videre behandling.
  3. Lag en maske av søylene i det porøse mediet for å fjerne dem fra analysen.
  4. Fjern bakgrunnen til bildene ved å dele dem etter bakgrunnen med bildet tatt ved t = 0 h (figur 2A) og binariser bildene ved en terskel som er egnet til å segmentere biofilmen (figur 2B).
  5. Beregn metningen av biofilmen ved å beregne området som dekkes av biofilmen (antall piksler tilskrevet biofilmen) sammenlignet med tomrommet i det porøse domenet (figur 3).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

I denne studien ble det brukt en mikrofluidisk enhet med tre parallelle mikrofluidiske kanaler med ulik porestørrelse (figur 1) for å studere biofilmdannelse i porøse medier systematisk. Biofilmdannelsesprosessen ble visualisert ved hjelp av lysfeltmikroskopi. Bakteriecellene og biofilmen dukket opp på bildene som mørkere piksler (figur 2). I tillegg ble det observert en gradvis tilstoppingsprosess; Under et 24-timers eksperiment koloniserte den opprinnelig tilfeldig voksende biofilmen nesten hele det porøse mediet.

Overflatedekningen av biofilmen i tid dyrket med en strømningshastighet på Q = 1 ml / t, som tilsvarer en gjennomsnittlig initial væskestrømningshastighet på 0,96 mm / s, ble kvantifisert for tre forskjellige porestørrelser (75 μm, 150 μm og 300 μm) (figur 3, svarte linjer). Det ble funnet at overflatedekningen, som ble brukt som en proxy for bioclogging grad, skjedde 10% raskere ved den minste porestørrelsen på 75 μm enn ved den største porestørrelsen (300 μm) når man sammenlignet overflatedekningen ved t = 20 timer. Deretter ble overflatedekningen korrelert med trykkoppbyggingen forårsaket av biofilmen (figur 3, blå linjer). Tilstoppingen i den mindre porestørrelsen mikrofluidiske kanalen førte til en høyere trykkforskjell mellom innløpet og utløpet enn i de større porestørrelsesmikrofluidiske kanalene, noe som indikerer at mindre porøse medier vil utvikle høyere trykkoppbygging når de blir utsatt for bioclogging.

Figure 1
Figur 1: Mikrofluidisk kanaldesign og eksperimentelt oppsett. (A) Fotomaske av mikrofluidiske kanaler med forskjellige porestørrelser (75 μm, 150 μm og 300 μm) brukt som porøse medieanaloger og et zoomet inn bilde av søylenes arrangement (nederste rad). Sirklene viser plasseringen av søylene (ugjennomtrengelige hindringer), som representerer det porøse mediets faste fase. (B) Skjematisk fremstilling av eksperimentelt oppsett som viser sprøyten, trykksensoren, den mikrofluidiske enheten (med en enkelt mikrofluidisk kanal) og digitalkameraoppsettet med målet (dvs. mikroskopet). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2: Visualisering og kvantifisering av biofilmutvikling i det porøse mediet. (A) Representativ bildesekvens av biofilmutviklingen ved den pålagte strømningshastigheten Q = 1 ml / t (tilsvarer en gjennomsnittlig initial væskestrømningshastighet på 0,96 mm / s) og en porestørrelse på d = 300 μm vist for eksperimentelle tidspunkter t = 5 timer, t = 10 timer, t = 15 timer og t = 20 timer . Bildene i det lyse feltet ble sydd, og bakgrunnen ble fjernet. (B) Binariseringen av disse bildene og kvantifiseringen av området okkupert av biofilm (mørke piksler) førte til kvantifisering av overflatedekning i figur 3. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 3
Figur 3: Tidsmessig utvikling av biofilmdekning og påvirkning på trykk. Biofilmdekning med samtidig trykkavlesning for de tre porestørrelsene (300 μm, 150 μm og 75 μm) under samme eksperimentelle forhold som figur 2. Trykkforskjellen forårsaket av biofilmen i den porøse medium mikrofluidiske kanalen, Δp, (blå linjer) vist på høyre y-akse, øker med økt overflatedekning av biofilmen (svarte linjer). De grønne markørene tilsvarer datapunktene til bildene vist i figur 2. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Mikrofluidiske porøse medieanaloger kombinert med trykksensorer gir et egnet verktøy for å studere biofilmutvikling i porøse medier. Allsidigheten i utformingen av det mikrofluidiske porøse mediet, spesielt arrangementet av søylene, inkludert diameter, uregelmessige former og porestørrelse, gjør det mulig å undersøke mange geometrier. Disse geometriene varierer fra enkle porer til svært komplekse, uregelmessig arrangerte hindringer som etterligner forskjellige naturlige (f.eks. jord) og industrielle (f.eks. membraner og filtre) porøse medier. I den nåværende mikrofluidiske plattformen ble tre porøse mediegeometrier opprettet med regelmessig arrangerte sylindriske søyler (porestørrelser: 75 μm, 150 μm og 300 μm), hvor væskestrømningshastigheten kunne velges per eksperiment. Den presenterte plattformen kan enkelt tilpasses for å studere bioclogging med et fast trykkhode i stedet for en pålagt væskestrømningshastighet. I dette tilfellet bør strømningskontrollanordningen være en trykkregulator med et kulturmediumreservoar i stedet for en sprøytepumpe. De resulterende endringene i strømningshastighet på grunn av biotilstopping kan overvåkes ved å måle utstrømningen over tid ved hjelp av en strømningshastighetssensor.

Flere kritiske punkter må vurderes for å kjøre et vellykket mikrofluidisk eksperiment med biofilmvekst. For å unngå luftbobledannelse i den mikrofluidiske kanalen under forsøket ble den mikrofluidiske kanalen og dyrkningsmediet avgasset (trinn 4.3). Deretter må fylling av den mikrofluidiske kanalen med det avgassede kulturmediet utføres raskt, men forsiktig for å oppnå en fullstendig mettet kanal uten luftbobler. I tilfelle luftbobler er fanget i det porøse mediet, kan spyling av den mikrofluidiske kanalen ved en høyere strømningshastighet fjerne boblene etter kort tid. Det andre avgjørende trinnet er å sikre et konstant temperaturmiljø for å reprodusere biofilmvekst konsekvent. Veksten av mikroorganismer varierer med temperatur25, noe som kan føre til ikke-reproduserbare resultater når temperaturen ikke holdes stabil under forsøket (i dette tilfellet 24 timer). For den nåværende plattformen ble en boksinkubator brukt rundt mikroskopet, selv om et mindre temperaturstabilt foringsrør for den mikrofluidiske enheten sannsynligvis også ville være tilstrekkelig. Til slutt, under bildeoppkjøpet, bør posisjonene til de enkelte bildene velges med en overlapping på minst 15% for å oppnå nok overlapping for sømalgoritmen24.

Den nåværende mikrofluidiske plattformen er begrenset til todimensjonal observasjon, mens porøse medieapplikasjoner som jord eller membraner har en tredimensjonal struktur. Fordelene med den kvasi-2D mikrofluidiske plattformen sammenlignet med 3D-porøse medieplattformer for å studere bioclogging er imidlertid full optisk tilgang og høy tidsoppløsning, da 3D-plattformer vanligvis utfører endepunktsavbildning26,27. I tillegg forventes det at bioclogging-prosessen (dvs. tidsutviklingen av overflatedekning) fortsetter i 3D-systemer 26,27, da den også forekommer for klyngestørrelsesfordelingen av en ikke-blandbar fase i porøse medier28, som presenterer samme skalering i2D- og 3D-systemer.

Denne metoden gjør det mulig å måle trykkresponsen på biofilmvekst i porøse medier mens man studerer dens spatio-temporale utvikling ved høy temporal og romlig oppløsning og forskjellige porestørrelser. Datasettene hentet fra slike målinger gir innsikt i korrelasjonen mellom poreskala biofilmutvikling og trykkresponser av biofilm-porøst mediumsystem, og kan gi et referansepunkt for numerisk modellering av biofilmer. Disse modelleringstiltakene er spesielt relevante for å utvide omfanget av forhold (f.eks. porestørrelser, strømningshastigheter og biofilmegenskaper for andre arter eller multispecies biofilmer) som overskrider eksperimentell kapasitet. Sistnevnte er svært relevant for å forstå mekanismene for bioclogging i nærheten av brønner, bioremedieringsapplikasjoner og biomineralisering 29,30,31. Samlet sett kan denne metoden lett tilpasses for å studere biomineralisering eller spore biotransformasjon av forurensninger ved biofilmer i porøse medier.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne oppgir ingen interessekonflikt.

Acknowledgments

Forfatterne anerkjenner støtte fra SNSF PRIMA grant 179834 (til ES), skjønnsmessig finansiering fra ETH (til RS), eth Zürich Research Grant (til RS og JJM), og skjønnsmessig finansiering fra Eawag (til JJM). Forfatterne vil gjerne takke Roberto Pioli for å illustrere det eksperimentelle oppsettet i figur 1B og Ela Burmeister for silisiumskivepreparatet.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Acrodisc 25 mm Syringe Filter, 1.2 µm Versapor Membrane Pall Corporation PN4190 1.2 µm filters
BD 10 mL Syringe (Luer-Lock) BD 300912 used to fill the channel with deionised water
Box Incubator Life Imaging Services used to have a stable temperature during the biofilm growth experiment
Cell density meter CO8000 WPA biowave OD meter
Centrifuge vial Eppendorf 30120086 1.5 mL
CETONI Base 120 CETONI GmbH syringe pump
CorelCAD CorelDRAW software used to design the microfluidic channel geometries
Culture tubes (14 mL, sterile) greiner bio-one Culture tubes
Drying oven, VENTI-Line VWR Oven to cure the PDMS
Handy Migros Detergent solution
Hot plate with temperature control VRW to cure the PDMS-glass bonding after plasma treatment
ImageJ FIJI  Image analysis software
Innova 42 Inc Shaker (New Brunswick) Eppendorf Incubator
Isopropanol (> 99.8%) Sigma Aldrich 67-63-0
Masterflex transfer tubing Masterflex HV-06419-05 0.020'' ID, 0.06'' OD
Micro Slides, Plain, 75 x 60 mm Corning 2947-75X50 Glass slides
Microfluidic pressure sensor (1 bar) Elveflow Pressure sensors
Miltex Biopsy puncher, diameter 1.5 mm Integra Puncher to make the inlet and outlet holes of the microfluidic channel
mrDev600 developer Microresist
Nikon Eclipse Ti2 Nikon Instruments Microscope
Nutrient broth n°3 Sigma Aldrich
Omnifix Syringe with Luer-Lock B.Braun syringes of different volume
Plasma chamber Zepto Diener Electronic ZEPTO-1  used to plasma bond the PDMS and the glass slide
Precision wipes (Kimtech Science) Kimberly Clark KCP-7552 to dry the glass slide
Scale VWR-CH 611-2605 used to weigh the elastomer to crosslinking agent ratio
Silicon wafer (10 cm) Silicon Materials Inc.  N//Phos <100> 1-10 Ω cm
Spincoater, Spin module SM150 Sawatec
SU8 3050 Photoresist Kayakuam
Süss MA6 Mask aligner SUSS MicroTec Group used to align the chrome-glass mask
Sylgard 184 Dow Corning silicone elastomer kit; curing agent
Techni Etch Cr01 Technic Technic
Tissue culture dish 150 TPP 93150
Trichloro (1H, 1H, 2H, 2H perfluorooctyl) silane Sigma Aldrich Sigma Aldrich used to silanize the silicane wafer
Veeco Dektak 6 M Veeco Profilometer

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Flemming, H. C., Wuertz, S. Bacteria and archaea on Earth and their abundance in biofilms. Nature Reviews Microbiology. 17 (4), 247-260 (2019).
  2. Cunningham, A. B., Sharp, R. R., Hiebert, R., James, G. Subsurface biofilm barriers for the containment and remediation of contaminated groundwater. Bioremediation Journal. 7 (3-4), 151-164 (2003).
  3. Pronk, W., et al. Gravity-driven membrane filtration for water and wastewater treatment: A review. Water Research. 149, 553-565 (2019).
  4. Caldara, M., Belgiovine, C., Secchi, E., Rusconi, R. Environmental, microbiological, and immunological features of bacterial biofilms associated with implanted medical devices. Clinical Microbiology and Infection. 35 (2), 00221 (2022).
  5. Flemming, H. C., Wingender, J. The biofilm matrix. Nature Reviews Microbiology. 8 (9), 623-633 (2010).
  6. Davey, M. E., O'Toole, G. A. Microbial biofilms: from ecology to molecular genetics. Microbiology and Molecular Biology Reviews. 64 (4), 847-867 (2000).
  7. Stoodley, P., Dodds, I., Boyle, J. D., Lappin-Scott, H. M. Influence of hydrodynamics and nutrients on biofilm structure. Journal of Applied Microbiology. 85 (1), 19-28 (1998).
  8. Thomen, P., et al. Bacterial biofilm under flow: First a physical struggle to stay, then a matter of breathing. PLoS ONE. 12 (4), 0175197 (2017).
  9. Horn, H., Reiff, H., Morgenroth, E. Simulation of growth and detachment in biofilm systems under defined hydrodynamic conditions. Biotechnology and Bioengineering. 81 (5), 607-617 (2003).
  10. Thullner, M., Mauclaire, L., Schroth, M. H., Kinzelbach, W., Zeyer, J. Interaction between water flow and spatial distribution of microbial growth in a two-dimensional flow field in saturated porous media. Journal of Contaminant Hydrology. 58 (3-4), 169-189 (2002).
  11. Bottero, S., et al. Biofilm development and the dynamics of preferential flow paths in porous media. Biofouling. 29 (9), 1069-1086 (2013).
  12. Durham, W. M., Tranzer, O., Leombruni, A., Stocker, R. Division by fluid incision: Biofilm patch development in porous media. Physics of Fluids. 24 (9), 091107 (2012).
  13. Coyte, K. Z., Tabuteau, H., Gaffney, E. A., Foster, K. R., Durham, W. M. Microbial competition in porous environments can select against rapid biofilm growth. Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (2), 161-170 (2017).
  14. Taylor, S. W., Jaffé, P. R. Biofilm growth and the related changes in the physical properties of a porous medium: 1. Experimental investigation. Water Resources Research. 26 (9), 2153-2159 (1990).
  15. Cunningham, A. B., Characklls, W. G., Abedeen, F., Crawford, D. Influence of biofilm accumulation on porous media hydrodynamics. Environmental Science and Technology. 25 (7), 1305-1311 (1991).
  16. Valiei, A., Kumar, A., Mukherjee, P. P., Liu, Y., Thundat, T. A web of streamers: Biofilm formation in a porous microfluidic device. Lab on a Chip. 12 (24), 5133-5137 (2012).
  17. Biswas, I., Sadrzadeh, M., Kumar, A. Impact of bacterial streamers on biofouling of microfluidic filtration systems. Biomicrofluidics. 12 (4), 044116 (2018).
  18. Hassanpourfard, M., Ghosh, R., Thundat, T., Kumar, A. Dynamics of bacterial streamers induced clogging in microfluidic devices. Lab on a Chip. 16 (21), 4091-4096 (2016).
  19. Stewart, T. L., Scott Fogler, H. Pore-scale investigation of biomass plug development and propagation in porous media. Biotechnology and Bioengineering. 77 (5), 577-588 (2002).
  20. Hassanpourfard, M., Ghosh, R., Thundat, T., Kumar, A. Dynamics of bacterial streamers induced clogging in microfluidic devices. Lab on a Chip. 16 (21), 4091-4096 (2016).
  21. Aufrecht, J. A., et al. Pore-scale hydrodynamics influence the spatial evolution of bacterial biofilms in a microfluidic porous network. PLoS ONE. 14 (6), 0218316 (2019).
  22. Karimifard, S., Li, X., Elowsky, C., Li, Y. Modeling the impact of evolving biofilms on flow in porous media inside a microfluidic channel. Water Research. 188, 116536 (2021).
  23. Yawata, Y., Nguyen, J., Stocker, R., Rusconi, R. Microfluidic studies of biofilm formation in dynamic environments. Journal of Bacteriology. 198 (19), 2589-2595 (2016).
  24. Preibisch, S., Saalfeld, S., Tomancak, P. Globally optimal stitching of tiled 3D microscopic image acquisitions. Bioinformatics. 25 (11), 1463-1465 (2009).
  25. Ratkowsky, D. A., Olley, J., McMeekin, T. A., Ball, A. Relationship between temperature and growth rate of bacterial cultures. Journal of Bacteriology. 149 (1), 1-5 (1982).
  26. Ostvar, S., et al. Investigating the influence of flow rate on biofilm growth in three dimensions using microimaging. Advances in Water Resources. 117, 1-13 (2018).
  27. Carrel, M., et al. Biofilms in 3D porous media: Delineating the influence of the pore network geometry, flow and mass transfer on biofilm development. Water Research. 134, 280-291 (2018).
  28. Iglauer, S., Favretto, S., Spinelli, G., Schena, G., Blunt, M. J. X-ray tomography measurements of power-law cluster size distributions for the nonwetting phase in sandstones. Physical Review E. 82 (5), 10-12 (2010).
  29. Wu, C., Chu, J., Wu, S., Cheng, L., van Paassen, L. A. Microbially induced calcite precipitation along a circular flow channel under a constant flow condition. Acta Geotechnica. 14 (3), 673-683 (2019).
  30. Nassar, M. K., et al. Large-scale experiments in microbially induced calcite precipitation (MICP): reactive transport model development and prediction. Water Resources Research. 54 (1), 480-500 (2018).
  31. Jimenez-Martinez, J., Nguyen, J., Or, D. Controlling pore-scale processes to tame subsurface biomineralization. Reviews in Environmental Science and Biotechnology. 21 (1), 27-52 (2022).

Tags

Tilbaketrekking utgave 188
En mikrofluidisk plattform for å studere bioclogging i porøse medier
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kurz, D. L., Secchi, E., Stocker,… More

Kurz, D. L., Secchi, E., Stocker, R., Jimenez-Martinez, J. A Microfluidic Platform to Study Bioclogging in Porous Media. J. Vis. Exp. (188), e64689, doi:10.3791/64689 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter