Summary
Xenopus tropicalis est un modèle idéal pour la recherche régénérative car beaucoup de ses organes possèdent une capacité de régénération remarquable. Ici, nous présentons une méthode pour construire un modèle de lésion cardiaque chez X. tropicalis via la résection apex.
Abstract
On sait que chez les mammifères adultes, le cœur a perdu sa capacité de régénération, faisant de l’insuffisance cardiaque l’une des principales causes de décès dans le monde. Des recherches antérieures ont démontré la capacité de régénération du cœur de Xenopus tropicalis adulte, un amphibien anoure avec un génome diploïde et une relation évolutive étroite avec les mammifères. De plus, des études ont montré qu’après une résection de l’apex ventriculaire, le cœur peut se régénérer sans cicatrisation chez X. tropicalis. Par conséquent, ces résultats antérieurs suggèrent que X. tropicalis est un modèle de vertébrés alternatif approprié pour l’étude de la régénération cardiaque chez l’adulte. Un modèle chirurgical de régénération cardiaque chez l’adulte X. tropicalis est présenté ici. Brièvement, les grenouilles ont été anesthésiées et fixées; Ensuite, une petite incision a été faite avec des ciseaux d’iridectomie, pénétrant la peau et le péricarde. Une légère pression a été appliquée sur le ventricule et le sommet du ventricule a ensuite été découpé avec des ciseaux. Les lésions cardiaques et la régénération ont été confirmées par histologie 7 à 30 jours après la résection (dpr). Ce protocole a établi un modèle de résection apicale chez X. tropicalis adulte, qui peut être utilisé pour élucider les mécanismes de la régénération cardiaque chez l’adulte.
Introduction
L’insuffisance cardiaque a été l’une des principales causes de mortalité dans le monde ces dernières années. Depuis 2000, le nombre de décès dus à l’insuffisance cardiaque a augmenté au fil du temps. Plus de 9 millions de personnes sont mortes de cardiomyopathie en 2019, ce qui représentait 16% du nombre total de décès dans le monde1. En raison de la perte de la capacité de régénération du cœur chez les mammifères adultes, dans certains cas, il n’y a pas assez de cardiomyocytes pour maintenir les fonctions de contraction dans le cœur, ce qui affecte la fonction cardiaque et contribue au remodelage ventriculaire anormal et à l’insuffisance cardiaque 2,3,4. En effet, chez les mammifères, le cœur a la plus faible capacité de régénération par rapport aux autres organes, tels que le foie, les poumons, les intestins, la vessie, les os et la peau. Alors que le vieillissement de la population mondiale devient une mégatendance mondiale, les défis auxquels nous sommes confrontés avec les maladies cardiaques vont s’intensifier5.
L’élucidation des mécanismes de la régénération cardiaque peut avoir des implications importantes pour les thérapies des cardiopathies ischémiques. Des rapports ont révélé que le cœur des souris néonatales a une capacité de régénération après la résection de l’apex6. Néanmoins, cette capacité de régénération est perdue aprèsl’âge de 7 jours et 7 ans. Des études ont démontré que les cœurs de mammifères adultes sont incapables de se régénérer parce que leur capacité de prolifération des cardiomyocytes a diminué 8,9. Cependant, le cœur des vertébrés inférieurs possède une puissante capacité de régénération après une blessure. Par exemple, le poisson-zèbre 10, X. tropicalis11, Xenopus laevis12, le triton 13 et l’axolotl14 sont capables d’une régénération complète après la résection de l’apex. De plus, les autres parties du corps de certains vertébrés inférieurs peuvent également subir une régénération complète, telles que les membres des tritons et les queues, les lentilles et les bras des grenouilles tropicalesà griffes 4,15,16.
L’établissement de modèles de lésions cardiaques est la première étape pour élucider les mécanismes sous-jacents à la régénération cardiaque et revêt une grande importance dans la recherche régénérative. Les chercheurs ont mis au point diverses méthodes pour construire des modèles de lésions cardiaques, y compris les coups de couteau, les contusions, l’ablation génétique, les cryolésions et l’infarctus 5,6.
La cryolésion, l’infarctus du myocarde (IM) et la résection de l’apex sont largement utilisés pour induire une lésion cardiaque, et le type de lésion peut avoir des effets substantiels sur la régénération suivante des cardiomyocytes6. Selon la technique chirurgicale, la réponse du cœur à la régénération peut varier. La cryolésion provoque une mort cellulaire massive et produit des cicatrices fibrotiques dans le cœur du poisson zèbre17, créant ainsi un modèle qui ressemble à un infarctus de mammifère. La résection apicale est réalisée en coupant une partie des tissus ventriculaires, ce qui a été fait chez le poisson-zèbre10 et X. tropicalis11, sans causer de cicatrices permanentes. Cette étude a effectué une résection apicale, qui est une opération plus simple et nécessite moins d’instruments chirurgicaux que la cryolésion. En utilisant l’analyse de traçage de la lignée, une étude antérieure a démontré que la régénération cardiaque est liée à la prolifération des cardiomyocytes qui préexistent dans le cœur de la souris6 et du poisson zèbre18, mais aucun rapport n’existe pour les amphibiens. Par conséquent, le modèle de résection de l’apex chez X. tropicalis joue un rôle important dans l’élucidation des mécanismes sous-jacents aux réponses régénératives.
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Protocol
Tous les protocoles expérimentaux liés à X. tropicalis ont été approuvés par le Comité de protection des animaux de l’Université de Jinan.
1. Chirurgie
- Préparation préopératoire : Gardez prêts les ciseaux ophtalmiques, les pinces ophtalmiques, les pinces à aiguilles, les boules absorbantes, le papier filtre et les sutures/aiguilles chirurgicales pour la résection de l’apex dans le cœur de X. tropicalis. Consultez le tableau des matériaux pour obtenir des renseignements détaillés. Avant utilisation, stérilisez tous les instruments chirurgicaux à l’autoclave et préparez une quantité suffisante de glace pour une utilisation future.
- Anesthésiez un X. tropicalis adulte avec de la tricaïne en la plaçant dans 500 mL de solution de tricaïne (1 mg/mL) à température ambiante pendant 4 min19, puis placez-la sur une surface de glace sur la table d’opération pour s’assurer que la grenouille ne se réveille pas pendant le processus opératoire.
ATTENTION: L’ensemble de la procédure nécessite 5-10 min; le temps d’anesthésie ne doit pas être trop long, sinon le X. tropicalis pourrait ne pas être en mesure de se réveiller après l’opération. - Thoracotomie
- Placez l’abdomen de X. tropicalis anesthésié vers le haut et couvrez l’abdomen de la grenouille avec de la gaze prétrempée dans de l’eau distillée pour éviter le dessèchement de la peau de l’animal pendant l’opération.
- Appuyez doucement sur la poitrine avec une pince, trouvez le centre de la poitrine parallèle au membre antérieur inférieur, soulevez la peau avec des ciseaux ophtalmiques et faites doucement une petite incision de ~ 1 cm. À l’aide de ciseaux ophtalmiques, ramassez la couche musculaire sous la peau et créez une plaie dans le muscle central de la poitrine. Comme le cœur est situé dans la position supérieure du site de la plaie, appuyez doucement sur la poitrine avec la pince ophtalmique pour extraire le cœur de la plaie.
ATTENTION: Comme la peau de X. tropicalis peut produire des peptides antimicrobiens, il n’est pas nécessaire d’utiliser des procédures de désinfection conventionnelles sur le site chirurgical de X. tropicalis. Tout désinfectant endommagera la peau du X. tropicalis.
- Résection de l’apex ventriculaire
- Serrez doucement le péricarde avec une pince et brisez-le doucement à l’aide de ciseaux ophtalmiques près de l’apex du cœur. Attendez que le péricarde se détache en raison du pompage du sang systolique (Figure 1A, B).
- Tenez le bout du cœur avec une pince dans la main non dominante et soulevez légèrement le cœur en fonction du rythme de contraction cardiaque. Lorsque le cœur se contracte pour recirculer le sang dans les vaisseaux sanguins, coupez rapidement l’apex du cœur (~14% du ventricule) (Figure 1C).
- Pour vous assurer que la quantité de résection apex est d’environ 14% du cœur entier, analysez le poids cardiaque (HW) et la surface avec ou sans résection20. Placez le cœur dans la poitrine à l’aide d’une pince et d’une boule absorbante.
REMARQUE: N’appuyez pas directement sur le cœur avec la pince; Sinon, d’autres parties du cœur seront perforées.
- Suturer la peau avec une suture au fil chirurgical non absorbant non absorbant 4-0 (Figure 1D). Veillez à éviter de suturer dans la couche musculaire pour éviter la mortalité postopératoire. Attendez que la plaie cutanée guérisse naturellement dans la semaine suivant la chirurgie.
- Dans le groupe d’opération simulée, effectuer la thoracotomie, ouvrir le péricarde et la suture, sans effectuer la résection de l’apex.
2. Récupération chirurgicale
- Placez le X. tropicalis postopératoire avec son abdomen vers le haut dans une boîte de Petri contenant une petite quantité d’eau désionisée (ne pas inonder complètement l’animal). Attendez que le X. tropicalis se réveille dans ~10 min.
- Lors de la reprise de conscience, observez la mobilité et l’activité de l’animal, ainsi que la suture de la plaie pendant l’activité. Transférez les grenouilles qui ont retrouvé leur équilibre dans un récipient rempli d’eau pure pour la culture. Remplacez l’eau par de l’eau pure tous les jours pour éviter l’infection de la plaie.
NOTE: Avec ces mesures, le taux de survie pourrait atteindre ~90%. Une période prolongée d’anesthésie et des saignements excessifs pendant la chirurgie entraînent tous deux la mort, qui survient généralement le jour de la chirurgie.
3. Détection de l’état de réparation après une lésion cardiaque
- Recueillir le cœur de X. tropicalis à plusieurs moments après la chirurgie.
- Après avoir anesthésié le X. tropicalis avec de la tricaïne, ouvrez l’abdomen et utilisez une pince pour enlever les autres organes et tissus internes afin de trouver l’emplacement du cœur.
REMARQUE: En raison de la résection de l’apex, le cœur est susceptible de se développer aux côtés d’autres tissus et organes pendant le processus de réparation. Parfois, il adhère à la paroi musculaire et n’est pas facile à séparer, il doit donc être manipulé avec précaution lors de la collecte. - Après avoir trouvé le cœur, utilisez des forceps pour arracher doucement les autres organes du cœur. Décollez doucement les autres tissus entourant le cœur pour exposer le cœur. Utilisez une pince pour soulever doucement le cœur et découpez-le à l’aide de ciseaux. Placez immédiatement le cœur dans PBS pour prélever tout sang restant et photographiez-le avec un stéréoscope pour la documentation (Figure 2).
- Après avoir anesthésié le X. tropicalis avec de la tricaïne, ouvrez l’abdomen et utilisez une pince pour enlever les autres organes et tissus internes afin de trouver l’emplacement du cœur.
- Déshydratation gradient
- Épongez les cœurs avec du papier filtre pour sécher les résidus de PBS en excès et placez-les dans une boîte de culture cellulaire à 24 puits. Utilisez 1-2 ml de paraformaldéhyde à 4% pour fixer les tissus cardiaques pendant la nuit. Le lendemain, effectuez une déshydratation à l’éthanol. Tout d’abord, utilisez 70% d’éthanol pendant la nuit, suivi de 80% d’éthanol, 90% d’éthanol et 100% d’éthanol pour la déshydratation gradient (1 h à chaque fois). Répétez l’utilisation d’éthanol à 100% trois fois.
- Encastrement de paraffine
- Traiter le tissu cardiaque déshydraté avec du xylène pendant 6-8 min. Placer le tissu traité au xylène dans un récipient en verre rempli de cire de paraffine à 65 °C pendant 2-3 h.
REMARQUE: Il est essentiel d’éviter les bulles d’air car elles affectent la section pendant le processus d’intégration.
- Traiter le tissu cardiaque déshydraté avec du xylène pendant 6-8 min. Placer le tissu traité au xylène dans un récipient en verre rempli de cire de paraffine à 65 °C pendant 2-3 h.
- Congeler le tissu incrusté à −20 °C pendant 1 h et le sectionner.
- Après avoir sectionné le cœur, effectuer les techniques standard de coloration trichrome de l’hématoxyline et de l’éosine (H & E) et de Masson sur les sections11.
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Representative Results
Les cœurs ont été recueillis à 0 dpr, 7 dpr, 14 dpr et 30 dpr. L’analyse morphologique a révélé que le caillot sanguin causé par la lésion cardiaque a disparu à 30 dpr (Figure 2). Dans le même temps, l’apparence des cœurs à 30 dpr dans le groupe de résection était similaire à celle des cœurs dans le groupe d’opération simulée; il n’y avait pas de blessures évidentes (figure 2). Après la résection apicale, un caillot sanguin s’est formé et a scellé la plaie dans le ventricule, comme observé par H&E (Figure 3) et la coloration trichrome de Masson (Figure 4). En 14 dpr, le caillot a progressivement disparu et a été remplacé par de la fibrine (Figure 4). De 14 dpr à 30 dpr, le myocarde a progressivement remplacé la fibrine et réparé l’apex du ventricule endommagé (Figure 4). L’analyse histologique n’a montré aucune différence entre les cœurs simulés et réséqués à 30 dpr (Figure 3 et Figure 4). Cette analyse morphologique et histologique a révélé que X. tropicalis adulte pouvait réparer et régénérer l’apex ventriculaire blessé de 30 dpr.
Figure 1 : Intervention chirurgicale. (A) Image représentative d’un cœur exposé recouvert par le péricarde. (B) Image représentative d’un cœur dans la phase systolique, au cours de laquelle le péricarde a été décollé; La ligne pointillée indique le site de la résection apicale du cœur. (C) Image représentative de la résection apex du cœur. (D) Image représentative de la suture de la peau après la chirurgie. Barres d’échelle = 1 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Analyse morphologique des cœurs de X. tropicalis de 0 dpr à 30 dpr. (A) Images représentatives des cœurs des groupes de résection fictive (à gauche) et apicale (à droite) à 0 dpr, avec l’apex du cœur significativement absent dans le groupe de résection. (B,C) Images représentatives des cœurs des groupes simulés (à gauche) par rapport aux groupes de résection (à droite) à 7-14 dpr, avec de nombreux caillots sanguins apparaissant dans le cœur du groupe de résection à 7 dpr. À 14 dpr, une régénération significative est observée au site de résection apicale, mais les bords de l’apex du cœur ne sont pas uniformes. (D) Image représentative des cœurs des groupes simulés (à gauche) par rapport aux groupes de résection (à droite) à 30 dpr; Le sommet du cœur réséqué s’est presque entièrement régénéré. Barres d’échelle = 1 mm. Abréviation : dpr = jours après la résection. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Analyse histologique des cœurs de Xenopus tropicalis de 0 dpr à 30 dpr. Images représentatives de la coloration H & E à l’aide de cœurs des groupes simulé et de résection à 0 dpr à 30 dpr. (A) Image représentative de la coloration H & E à l’aide de cœurs du groupe fictif, avec des lignes pointillées indiquant les plans d’amputation approximatifs. (B) Image représentative de la coloration H&E à l’aide de cœurs du groupe de résection à 0 dpr. (C-E) Images représentatives de la coloration H & E à l’aide de cœurs du groupe de résection à 7-30 dpr, avec de grandes quantités de globules rouges accumulés dans la plaie à 7 dpr (flèches). Une masse de fibrine est apparue dans le site de résection à 14 dpr (pointes de flèches). Les cœurs se sont complètement régénérés sans cicatrices à 30 dpr. Barre d’échelle = 500 μm. Abréviation : dpr = jours après la résection. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Analyse de la fibrose myocardique des cœurs de X. tropicalis de 0 dpr à 30 dpr. Images représentatives de la coloration des cœurs de Masson des groupes de résection et de simulacre à 0 dpr à 30 dpr. (A) Image représentative de la coloration des cœurs de Masson du groupe factice, avec des lignes pointillées indiquant les plans d’amputation approximatifs. (B) Image représentative de la coloration des cœurs de Masson du groupe de résection à 0 dpr. (C-E) Images représentatives de la coloration des cœurs de Masson du groupe de résection à 7-30 dpr, avec de grandes quantités de globules rouges accumulés dans la plaie à 7 dpr (flèches). Une masse de fibrine est apparue dans le site de résection à 14 dpr (pointes de flèches). Les cœurs se sont complètement régénérés sans cicatrices à 30 dpr. Barre d’échelle = 500 μm. Abréviation : dpr = jours après la résection. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
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Discussion
La résection apicale, qui implique l’amputation chirurgicale de l’apex du cœur, a été décrite chez le poisson zèbre et la souris 6,18; cependant, cela n’a pas été décrit chez X. tropicalis. Ce rapport décrit un modèle crédible de lésion cardiaque et démontre que le cœur de X. tropicalis adulte peut se régénérer complètement après une résection apicale sans laisser de cicatrices. Toutefois, certaines lacunes doivent être améliorées et certains détails méritent notre attention.
Bien que la résection apicale puisse établir un modèle de lésion cardiaque, il est difficile d’assurer la même étendue d’excision du cœur en raison de la diversité des grenouilles, qui ont des tailles cardiaques différentes. Pour s’assurer que les cœurs avec des apex de même taille sont réséqués, il est nécessaire de sélectionner des grenouilles de la même taille, et l’opérateur doit pratiquer intensivement avant l’expérience.
Deuxièmement, la capacité de localiser et d’exposer le cœur avec précision et rapidité est essentielle au succès de la procédure, car le processus de recherche du cœur peut entraîner la ponction des vaisseaux sanguins adjacents et provoquer des saignements, entravant ainsi le déroulement de la procédure ou même provoquant un échec. La durée de l’anesthésie ne doit pas être trop courte ou trop longue. S’il est trop court, la grenouille peut se réveiller avant la fin de l’opération, et si ce processus est trop long, il est susceptible d’entraîner la mort de la grenouille. Comme mentionné dans les sections 2 à 5 du protocole, la suture doit être effectuée avec prudence. Pour s’assurer que le rapport entre la quantité de résection de l’apex et le cœur entier est à peu près le même chez les grenouilles, le poids cardiaque (HW) et la surface avec ou sans résection sont analysés20, et une petite partie de l’apex cardiaque est réséquée pour assurer l’exposition de la chambre6.
La cryolésion, l’IM et la résection apicale sont les trois méthodes les plus largement utilisées pour induire des lésions cardiaques chez le poisson zèbre et les souris 6,18,21. La limite de cet article est que seule la troisième méthode a été utilisée, ce qui signifie que ce travail ne fournit aucune information sur les différentes réponses régénératives après une blessure avec les deux autres méthodes6. La cryolésion entraîne la mort d’un grand nombre de cellules dans ~20% de la paroi ventriculaire, semblable aux infarctus de mammifères21. L’IM, également appelée occlusion de l’artère coronaire, a des taux de survie plus élevés chez X. tropicalis que chez la résection apicale chez la souris6, mais est plus difficile à atteindre chez X. tropicalis car le cœur des grenouilles à griffes tropicales est plus petit que celui des souris. La méthode de résection apicale de X. tropicalis établie dans cette étude est plus simple à réaliser et a un taux de survie postopératoire élevé.
La résection apicale développée dans ce rapport sera une méthode importante pour étudier les mécanismes moléculaires de la régénération dans le cœur de X. tropicalis. Une étude antérieure a également démontré que Fosl1 est indispensable à la régénération cardiaque chez X. tropicalis après une résection apicale20. Ce modèle de lésion cardiaque de résection apicale chez X. tropicalis peut être utilisé pour en apprendre davantage sur les mécanismes moléculaires sous-jacents à la régénération cardiaque afin de promouvoir l’étude des gènes et des mécanismes moléculaires liés à la régénération cardiaque humaine.
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Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par des subventions du National Key R&D Program of China (2016YFE0204700), de la National Natural Science Foundation of China (82070257, 81770240) et de la subvention de recherche du Key Laboratory of Regenerative Medicine, ministère de l’Éducation, Université de Jinan (ZSYXM202004 et ZSYXM202104), Chine.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acetic acid | GHTECH | 64-19-7-500ml | |
| Acid Alcohol Fast Differentiation Solution | Beyotime | C0163M | |
| Acid Fuchsin | aladdin | A104916 | |
| Alcohol Soluble Eosin Y Stainin Solution | Servicebio | G1001-500ML | |
| BioReagent | Beyotime | ST2600-100g | |
| Ethanol absolute | Guangzhou Chemical Reagent Factory | HB15-GR-0.5L | |
| Hematoxylin Stain Solution | Servicebio | G1004-500ML | |
| Neutral balsam | Solarbio | G8590 | |
| Operating Scissors | Prosperich | HC-JZ-YK-Z-10cm | |
| Paraffins | Leica | 39601095 | |
| Para-formaldehyde Fixative | Servicebio | G1101-500ML | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) powder | Servicebio | G0002-2L | |
| Phosphomolybdic acid hydrate | Macklin | P815551 | |
| Stereo microscope | Leica | ||
| surgical forceps | ChangZhou | zfq-11-btjw | |
| Surgical Suture | HUAYON | 18-5140 | |
| Tricaine | Macklin | ||
| Xylene | Guangzhou Chemical Reagent Factory | IC02-AR-0.5L |
References
- Thiara, B.
- van Amerongen, M. J., Engel, F. B. Features of cardiomyocyte proliferation and its potential for cardiac regeneration. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 12 (6), 2233-2244 (2008).
- Burke, A. P., Virmani, R.
- Sessions, S. K., Bryant, S. V. Evidence that regenerative ability is an intrinsic property of limb cells in Xenopus. Journal of Experimental Zoology. 247 (1), 39-44 (1988).
- Laflamme, M. A.
- Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).
- Tzahor, E., Poss, K. D. Cardiac regeneration strategies: Staying young at heart. Science. 356 (6342), 1035-1039 (2017).
- Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
- Porrello, E. R., et al. Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).
- Poss, K. D., Wilson, L. G., Keating, M. T.
- Liao, S., et al. Heart regeneration in adult Xenopus tropicalis after apical resection. Cell & Bioscience. 7, 70 (2017).
- Marshall, L. N., et al. Stage-dependent cardiac regeneration in Xenopus is regulated by thyroid hormone availability. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (9), 3614-3623 (2019).
- Witman, N., Murtuza, B., Davis, B., Arner, A., Morrison, J. I. Recapitulation of developmental cardiogenesis governs the morphological and functional regeneration of adult newt hearts following injury. Developmental Biology. 354 (1), 67-76 (2011).
- Cano-Martinez, A., et al. Functional and structural regeneration in the axolotl heart (Ambystoma mexicanum) after partial ventricular amputation. Archivos de Cardiología de México. 80 (2), 79-86 (2010).
- Kragl, M., et al. Cells keep a memory of their tissue origin during axolotl limb regeneration. Nature. 460 (7251), 60-65 (2009).
- Oberpriller, J. O., Oberpriller, J. C. Response of the adult newt ventricle to injury. Journal of Experimental Zoology. 187 (2), 249-253 (1974).
- Gonzalez-Rosa, J. M., Martin, V., Peralta, M., Torres, M., Mercader, N. Extensive scar formation and regression during heart regeneration after cryoinjury in zebrafish. Development. 138 (9), 1663-1674 (2011).
- Ellman, D. G., et al. Apex resection in zebrafish (Danio rerio) as a model of heart regeneration: A video-assisted guide. International Journal of Molecular Sciences. 22 (11), 5865 (2021).
- Lee-Liu, D., et al. Genome-wide expression profile of the response to spinal cord injury in Xenopus laevis reveals extensive differences between regenerative and non-regenerative stages. Neural Development. 9, 12 (2014).
- Wu, H. Y., et al. Fosl1 is vital to heart regeneration upon apex resection in adult Xenopus tropicalis. npj Regenerative Medicine. 6 (1), 36 (2021).
- Chablais, F., Jazwinska, A. Induction of myocardial infarction in adult zebrafish using cryoinjury. Journal of Visualized Experiments. (62), e3666 (2012).
