Summary
Xenopus tropicalis ist ein ideales Modell für die regenerative Forschung, da viele seiner Organe eine bemerkenswerte Regenerationsfähigkeit besitzen. In dieser Arbeit stellen wir eine Methode zur Konstruktion eines Herzverletzungsmodells in X. tropicalis mittels Apexresektion vor.
Abstract
Es ist bekannt, dass bei erwachsenen Säugetieren das Herz seine Regenerationsfähigkeit verloren hat, was Herzinsuffizienz zu einer der häufigsten Todesursachen weltweit macht. Frühere Forschungen haben die Regenerationsfähigkeit des Herzens des erwachsenen Xenopus tropicalis nachgewiesen, einer Anurenamphibie mit einem diploiden Genom und einer engen evolutionären Verwandtschaft mit Säugetieren. Darüber hinaus haben Studien gezeigt, dass sich das Herz nach einer Resektion der ventrikulären Spitze regenerieren kann, ohne dass es bei X. tropicalis zu Narbenbildung kommt. Folglich deuten diese bisherigen Ergebnisse darauf hin, dass X. tropicalis ein geeignetes alternatives Wirbeltiermodell für die Untersuchung der adulten Herzregeneration ist. Ein chirurgisches Modell der kardialen Regeneration beim adulten X. tropicalis wird hier vorgestellt. Kurz wurden die Frösche betäubt und fixiert; Dann wurde mit einer Iridektomieschere ein kleiner Schnitt gemacht, der in die Haut und den Herzbeutel eindrang. Es wurde sanfter Druck auf die Herzkammer ausgeübt und die Spitze der Herzkammer wurde dann mit einer Schere herausgeschnitten. Die kardiale Schädigung und Regeneration wurde 7-30 Tage nach der Resektion (dpr) histologisch bestätigt. Dieses Protokoll etablierte ein apikales Resektionsmodell bei adultem X. tropicalis, das zur Aufklärung der Mechanismen der adulten Herzregeneration verwendet werden kann.
Introduction
Herzinsuffizienz war in den letzten Jahren weltweit eine der häufigsten Todesursachen. Seit dem Jahr 2000 steigt die Zahl der Todesfälle aufgrund von Herzinsuffizienz im Laufe der Zeit an. Im Jahr 2019 starben mehr als 9 Millionen Menschen an Kardiomyopathie, was 16 % der Gesamtzahl der Todesfälle weltweit ausmachte1. Aufgrund des Verlusts der Regenerationsfähigkeit des Herzens bei erwachsenen Säugetieren gibt es in einigen Fällen nicht genügend Kardiomyozyten, um die Kontraktionsfunktionen im Herzen aufrechtzuerhalten, was die Herzfunktion beeinträchtigt und zu abnormalem ventrikulärem Umbau und Herzinsuffizienz beiträgt 2,3,4. Tatsächlich hat das Herz bei Säugetieren die schlechteste Regenerationsfähigkeit im Vergleich zu den anderen Organen wie Leber, Lunge, Darm, Blase, Knochen und Haut. Da die Alterung der Weltbevölkerung zu einem globalen Megatrend wird, werden sich die Herausforderungen, mit denen wir bei Herzerkrankungen konfrontiert sind, verschärfen5.
Die Aufklärung der Mechanismen der kardialen Regeneration könnte signifikante Auswirkungen auf die Therapie der ischämischen Herzkrankheit haben. Berichte haben gezeigt, dass die Herzen von neugeborenen Mäusen nach der Apex-Resektion eine Regenerationsfähigkeit haben6. Diese Regenerationsfähigkeit geht jedoch nach 7 Tagen im Alter von7 Jahren verloren. Studien haben gezeigt, dass erwachsene Säugetierherzen nicht in der Lage sind, sich zu regenerieren, weil ihre Fähigkeit zur Proliferation von Kardiomyozyten abgenommen hat 8,9. Die Herzen niederer Wirbeltiere besitzen jedoch eine starke Regenerationsfähigkeit nach Verletzungen. Zum Beispiel sind Zebrafische 10, X. tropicalis11, Xenopus laevis12, Molch 13 und Axolotl14 in der Lage, sich nach Apexresektion vollständig zu regenerieren. Darüber hinaus können auch die anderen Körperteile einiger niederer Wirbeltiere vollständig regeneriert werden, wie z. B. die Gliedmaßen von Molchen und die Schwänze, Linsen und Arme tropischer Krallenfrösche 4,15,16.
Die Etablierung von Herzverletzungsmodellen ist der erste Schritt zur Aufklärung der Mechanismen, die der kardialen Regeneration zugrunde liegen, und hat eine große Bedeutung in der regenerativen Forschung. Forscher haben verschiedene Methoden entwickelt, um Modelle für Herzverletzungen zu erstellen, darunter Stiche, Prellungen, genetische Ablation, Kryoverletzung und Infarkt 5,6.
Kryoverletzung, Myokardinfarkt (MI) und Apexresektion werden häufig zur Induktion von Herzverletzungen eingesetzt, und die Art der Verletzung kann erhebliche Auswirkungen auf die anschließende Regeneration von Kardiomyozyten haben6. Je nach Operationstechnik kann das Herz unterschiedlich auf die Regeneration reagieren. Kryoverletzungen verursachen einen massiven Zelltod und erzeugen fibrotische Narben im Herzen von Zebrafischen17, wodurch ein Modell entsteht, das einem Säugetierinfarkt ähnelt. Die apikale Resektion wird durchgeführt, indem ein Teil des ventrikulären Gewebes weggeschnitten wird, was beim Zebrafisch10 und X. tropicalis11 der Fall war, ohne bleibende Narben zu verursachen. In dieser Studie wurde eine apikale Resektion durchgeführt, die eine einfachere Operation darstellt und weniger chirurgische Instrumente erfordert als Kryoverletzungen. Eine frühere Studie zeigte anhand von Abstammungsanalysen, dass die kardiale Regeneration mit der Proliferation von Kardiomyozyten zusammenhängt, die bereits in den Herzender Maus 6 und des Zebrafisches18 vorhanden sind, aber es gibt keine Berichte über Amphibien. Daher spielt das Modell der Apexresektion in X. tropicalis eine wichtige Rolle bei der Aufklärung der Mechanismen, die regenerativen Reaktionen zugrunde liegen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle Versuchsprotokolle im Zusammenhang mit X. tropicalis wurden vom Tierpflegeausschuss der Universität Jinan genehmigt.
1. Chirurgie
- Präoperative Vorbereitung: Halten Sie Augenschere, Augenzange, Nadelzange, absorbierende Kugeln, Filterpapier und chirurgische Nähte/Nadeln für die Apexresektion im Herzen von X. tropicalis bereit. Detaillierte Informationen finden Sie in der Materialtabelle . Sterilisieren Sie vor dem Gebrauch alle chirurgischen Instrumente durch Autoklavieren und bereiten Sie eine ausreichende Menge Eis für die zukünftige Verwendung vor.
- Betäuben Sie einen erwachsenen X. tropicalis mit Tricain, indem Sie ihn 4 Minutenlang in 500 ml Tricainlösung (1 mg/ml) bei Raumtemperatur legen und dann auf eine Eisfläche auf dem Operationstisch legen, um sicherzustellen, dass der Frosch während des Operationsvorgangs nicht aufwacht.
ACHTUNG: Der gesamte Vorgang dauert 5-10 Minuten; Die Narkosezeit sollte nicht zu lang sein, da der X. tropicalis sonst nach der Operation möglicherweise nicht mehr aufwachen kann. - Thorakotomie
- Legen Sie den betäubten X. tropicalis-Bauch nach oben und bedecken Sie den Hinterleib des Frosches mit Gaze, die in destilliertem Wasser eingeweicht ist, um ein Austrocknen der Tierhaut während der Operation zu vermeiden.
- Drücken Sie sanft mit einer Pinzette auf die Brust, suchen Sie die Mitte der Brust parallel zur unteren Vordergliedmaße, heben Sie die Haut mit einer Augenschere an und machen Sie vorsichtig einen kleinen Schnitt von ~1 cm. Heben Sie mit einer Augenschere die Muskelschicht unter der Haut auf und erzeugen Sie eine Wunde im zentralen Brustmuskel. Da sich das Herz in der oberen Position der Wundstelle befindet, drücken Sie vorsichtig mit der Augenzange auf den Brustkorb, um das Herz aus der Wunde zu drücken.
ACHTUNG: Da die Haut von X. tropicalis antimikrobielle Peptide produzieren kann, ist der Einsatz herkömmlicher Desinfektionsverfahren an der Operationsstelle des X. tropicalis nicht erforderlich . Jedes Desinfektionsmittel schädigt die Haut des X. tropicalis.
- Ventrikuläre Apexresektion
- Klemmen Sie den Herzbeutel vorsichtig mit einer Pinzette ein und brechen Sie ihn vorsichtig mit einer Augenschere in der Nähe der Herzspitze. Warten Sie, bis sich der Perikard aufgrund des systolischen Blutpumpens gelöst hat (Abbildung 1A, B).
- Halten Sie die Herzspitze mit einer Pinzette in der nicht-dominanten Hand und heben Sie das Herz entsprechend dem Herzkontraktionsrhythmus leicht an. Wenn sich das Herz zusammenzieht, um Blut durch die Blutgefäße zu zirkulieren, schneiden Sie schnell die Spitze des Herzens (~14% der Herzkammer) ab (Abbildung 1C).
- Um sicherzustellen, dass die Menge der Apexresektion etwa 14 % des gesamten Herzens beträgt, analysieren Sie das Herzgewicht (HW) und die Oberfläche mit oder ohne Resektion20. Legen Sie das Herz mit einer Pinzette und einer saugfähigen Kugel in die Brust.
Anmerkungen: Drücken Sie das Herz nicht direkt mit der Pinzette; Andernfalls werden andere Teile des Herzens durchstochen.
- Nähen Sie die Haut mit einem 4-0 nicht absorbierenden, seidenfreien chirurgischen Fadennaht (Abbildung 1D). Achten Sie darauf, dass Sie nicht in die Muskelschicht einnähen, um eine postoperative Sterblichkeit zu vermeiden. Warten Sie, bis die Hautwunde innerhalb von 1 Woche nach der Operation auf natürliche Weise verheilt ist.
- Führen Sie in der Scheinoperationsgruppe die Thorakotomie durch, öffnen Sie den Perikard und nähen Sie, ohne die Apexresektion durchzuführen.
2. Chirurgische Genesung
- Legen Sie den postoperativen X. tropicalis mit dem Hinterleib nach oben in eine Petrischale, die eine kleine Menge deionisiertes Wasser enthält (das Tier nicht vollständig fluten). Warten Sie, bis der X. tropicalis innerhalb von ~10 Minuten aufwacht.
- Beobachten Sie nach der Wiedererlangung des Bewusstseins die Beweglichkeit und Aktivität des Tieres sowie die Wundnaht während der Aktivität. Übertragen Sie die Frösche, die ihr Gleichgewicht wiedererlangt haben, zur Kultivierung in einen mit reinem Wasser gefüllten Behälter. Ersetzen Sie das Wasser jeden Tag durch reines Wasser, um Wundinfektionen zu vermeiden.
HINWEIS: Mit diesen Maßnahmen könnte die Überlebensrate ~90% erreichen. Eine längere Narkosezeit und übermäßige Blutungen während der Operation führen beide zum Tod, der in der Regel am Tag der Operation eintritt.
3. Feststellung des Reparaturzustandes nach Herzverletzung
- Sammeln Sie die Herzen von X. tropicalis zu mehreren Zeitpunkten nach der Operation.
- Nachdem Sie X. tropicalis mit Tricain betäubt haben, öffnen Sie den Bauch und entfernen Sie mit einer Zange die anderen inneren Organe und Gewebe, um die Position des Herzens zu finden.
HINWEIS: Aufgrund der Apexresektion ist es wahrscheinlich, dass sich das Herz während des Reparaturprozesses zusammen mit anderen Geweben und Organen entwickelt. Manchmal klebt es an der Muskelwand und ist nicht leicht zu trennen, so dass es bei der Entnahme vorsichtig behandelt werden muss. - Nachdem Sie das Herz gefunden haben, verwenden Sie eine Pinzette, um die anderen Organe vorsichtig aus dem Herzen zu reißen. Ziehen Sie vorsichtig das andere Gewebe ab, das das Herz umgibt, um das Herz freizulegen. Heben Sie das Herz mit einer Pinzette sanft an und schneiden Sie es mit einer Schere heraus. Legen Sie das Herz sofort in PBS, um das restliche Blut zu entfernen, und fotografieren Sie es zur Dokumentation mit einem Stereoskop (Abbildung 2).
- Nachdem Sie X. tropicalis mit Tricain betäubt haben, öffnen Sie den Bauch und entfernen Sie mit einer Zange die anderen inneren Organe und Gewebe, um die Position des Herzens zu finden.
- Gradienten-Dehydrierung
- Tupfen Sie die Herzen mit Filterpapier ab, um die überschüssigen PBS-Rückstände zu trocknen, und legen Sie sie in eine 24-Well-Zellkulturschale. Verwenden Sie 1-2 ml 4%iges Paraformaldehyd, um das Herzgewebe über Nacht zu fixieren. Führen Sie am nächsten Tag eine Ethanol-Dehydrierung durch. Verwenden Sie zunächst 70 % Ethanol über Nacht, gefolgt von 80 % Ethanol, 90 % Ethanol und 100 % Ethanol für die Gradientendehydrierung (jeweils 1 Stunde). Wiederholen Sie die Verwendung von 100% Ethanol dreimal.
- Paraffin-Einbettung
- Behandeln Sie das dehydrierte Herzgewebe 6-8 Minuten lang mit Xylol. Das mit Xylol behandelte Gewebe für 2-3 h in einen mit Paraffinwachs gefüllten Glasbehälter bei 65 °C geben.
HINWEIS: Es ist wichtig, Luftblasen zu vermeiden, da diese den Abschnitt während des Einbettvorgangs beeinträchtigen.
- Behandeln Sie das dehydrierte Herzgewebe 6-8 Minuten lang mit Xylol. Das mit Xylol behandelte Gewebe für 2-3 h in einen mit Paraffinwachs gefüllten Glasbehälter bei 65 °C geben.
- Frieren Sie das eingebettete Gewebe bei −20 °C für 1 h ein und schneiden Sie es durch.
- Nach der Durchtrennung des Herzens werden die Standard-Hämatoxylin- und Eosin-Färbetechniken (H&E) und die Trichrom-Färbetechniken nach Masson an den Schnittendurchgeführt 11.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Die Herzen wurden bei 0 dpr, 7 dpr, 14 dpr und 30 dpr gesammelt. Die morphologische Analyse ergab, dass das durch die Herzverletzung verursachte Blutgerinnsel nach 30 dpr verschwand (Abbildung 2). Gleichzeitig war das Erscheinungsbild der Herzen bei 30 dpr in der Resektionsgruppe ähnlich wie das der Herzen in der Schein-Operationsgruppe; es gab keine offensichtlichen Wunden (Abbildung 2). Nach der apikalen Resektion bildete sich ein Blutgerinnsel, das die Wunde im Ventrikel versiegelte, wie durch H&E (Abbildung 3) und die Trichromfärbung nach Masson (Abbildung 4) beobachtet wurde. Innerhalb von 14 dpr verschwand das Gerinnsel allmählich und wurde durch Fibrin ersetzt (Abbildung 4). Von 14 dpr bis 30 dpr ersetzte das Myokard schrittweise das Fibrin und reparierte die beschädigte Ventrikelspitze (Abbildung 4). Die histologische Analyse zeigte keinen Unterschied zwischen dem Scheinherzen und dem resezierten Herz bei 30 dpr (Abbildung 3 und Abbildung 4). Diese morphologische und histologische Analyse zeigte, dass adulte X. tropicalis die verletzte Ventrikelspitze um 30 dpr reparieren und regenerieren konnte.
Abbildung 1: Chirurgischer Eingriff . (A) Repräsentatives Bild eines freiliegenden Herzens, das vom Perikard bedeckt ist. (B) Repräsentatives Bild eines Herzens in der systolischen Phase, in der der Perikard abgezogen wurde; Die gestrichelte Linie zeigt die Stelle der apikalen Resektion des Herzens an. (C) Repräsentatives Bild der Scheitelresektion des Herzens. (D) Repräsentatives Bild der Hautnaht nach der Operation. Maßstabsbalken = 1 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: Morphologische Analyse von X. tropicalis-Herzen von 0 dpr bis 30 dpr. (A) Repräsentative Bilder von Herzen aus der Schein- (links) und apikalen Resektionsgruppe (rechts) bei 0 dpr, wobei die Herzspitze in der Resektionsgruppe signifikant fehlte. (B,C) Repräsentative Bilder von Herzen aus der Scheingruppe (links) im Vergleich zu Resektionsgruppen (rechts) bei 7-14 dpr, wobei viele Blutgerinnsel in den Herzen der Resektionsgruppe bei 7 dpr auftraten. Bei 14 dpr ist eine signifikante Regeneration an der apikalen Resektionsstelle zu beobachten, aber die Ränder der Herzspitze sind nicht gleichmäßig. (D) Repräsentatives Bild von Herzen aus dem Scheinbild (links) im Vergleich zu Resektionsgruppen (rechts) bei 30 dpr; Die Spitze des resezierten Herzens hat sich fast vollständig regeneriert. Maßstabsbalken = 1 mm. Abkürzung: dpr = Tage nach der Resektion. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: Histologische Analyse von Xenopus tropicalis-Herzen von 0 dpr bis 30 dpr. Repräsentative Bilder der H&E-Färbung mit Herzen aus der Schein- und Resektionsgruppe bei 0 dpr bis 30 dpr. (A) Repräsentatives Bild der H&E-Färbung mit Herzen aus der Scheingruppe, mit gestrichelten Linien, die die ungefähren Amputationsebenen anzeigen. (B) Repräsentatives Bild der H&E-Färbung mit Herzen aus der Resektionsgruppe bei 0 dpr. (C-E) Repräsentative Bilder der H&E-Färbung mit Herzen aus der Resektionsgruppe bei 7-30 dpr, wobei sich große Mengen roter Blutkörperchen in der Wunde bei 7 dpr angesammelt haben (Pfeile). Eine Fibrinmasse ist an der Resektionsstelle bei 14 dpr (Pfeilspitzen) aufgetreten. Die Herzen haben sich bei 30 dpr völlig narbenfrei regeneriert. Maßstabsleiste = 500 μm. Abkürzung: dpr = Tage nach der Resektion. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Myokardfibrose-Analyse von X. tropicalis-Herzen von 0 dpr bis 30 dpr. Repräsentative Bilder der Masson-Färbung von Herzen aus der Schein- und Resektionsgruppe bei 0 dpr bis 30 dpr. (A) Repräsentatives Bild von Massons Färbung von Herzen aus der Scheingruppe, mit gestrichelten Linien, die die ungefähren Amputationsebenen anzeigen. (B) Repräsentatives Bild der Masson-Färbung von Herzen aus der Resektionsgruppe bei 0 dpr. (C-E) Repräsentative Bilder der Masson-Färbung von Herzen aus der Resektionsgruppe bei 7-30 dpr, wobei sich große Mengen roter Blutkörperchen in der Wunde bei 7 dpr angesammelt haben (Pfeile). Eine Fibrinmasse ist an der Resektionsstelle bei 14 dpr (Pfeilspitzen) aufgetreten. Die Herzen haben sich bei 30 dpr völlig narbenfrei regeneriert. Maßstabsleiste = 500 μm. Abkürzung: dpr = Tage nach der Resektion. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Die apikale Resektion, bei der die Herzspitze chirurgisch amputiert wird, wurde bei Zebrafischen und Mäusen beschrieben 6,18; Dies wurde jedoch bei X. tropicalis nicht beschrieben. Dieser Bericht beschreibt ein glaubwürdiges Modell der Herzschädigung und zeigt, dass sich das Herz des adulten X. tropicalis nach apikaler Resektion vollständig regenerieren kann, ohne dass es zu Narbenbildung kommt. Einige Unzulänglichkeiten müssen jedoch behoben werden, und bestimmte Details müssen beachtet werden.
Obwohl die apikale Resektion ein Herzverletzungsmodell etablieren kann, ist es aufgrund der Vielfalt der Frösche, die unterschiedliche Herzgrößen haben, eine Herausforderung, das gleiche Ausmaß der Entfernung des Herzens sicherzustellen. Um sicherzustellen, dass Herzen mit gleichgroßen Spitzen reseziert werden, ist es notwendig, Frösche gleicher Größe auszuwählen, und der Bediener muss vor dem Experiment ausgiebig üben.
Zweitens ist die Fähigkeit, das Herz genau und schnell zu lokalisieren und freizulegen, entscheidend für den Erfolg des Verfahrens, da der Prozess der Suche nach dem Herzen dazu führen kann, dass die benachbarten Blutgefäße punktiert werden und Blutungen verursachen, wodurch der Fortschritt des Verfahrens behindert oder sogar zum Scheitern geführt wird. Die Dauer der Narkose sollte nicht zu kurz oder zu lang sein. Wenn es zu kurz ist, kann der Frosch aufwachen, bevor die Operation abgeschlossen ist, und wenn dieser Prozess zu lange dauert, führt er wahrscheinlich zum Tod des Froschs. Wie in den Protokollabschnitten 2-5 erwähnt, muss die Naht vorsichtig erfolgen. Um sicherzustellen, dass das Verhältnis der Menge der Apexresektion im Vergleich zum gesamten Herzen bei allen Fröschen ungefähr gleich ist, werden das Herzgewicht (HW) und die Oberfläche mit oder ohne Resektion analysiert20, und ein kleiner Teil der Herzspitze wird reseziert, um eine Kammerexpositionsicherzustellen 6.
Kryoverletzung, Myokardinfarkt und apikale Resektion sind die drei am häufigsten verwendeten Methoden zur Induktion von Herzverletzungen bei Zebrafischen und Mäusen 6,18,21. Die Einschränkung dieses Artikels besteht darin, dass nur die dritte Methode verwendet wurde, was bedeutet, dass diese Arbeit keine Informationen über die unterschiedlichen regenerativen Reaktionen nach Verletzungen mit den anderen beiden Methoden liefert6. Kryoverletzungen führen zum Absterben einer großen Anzahl von Zellen in ~20% der Ventrikelwand, ähnlich wie bei Säugetierinfarkten21. Der MI, der auch als Koronararterienverschluss bezeichnet wird, hat bei X. tropicalis höhere Überlebensraten im Vergleich zur apikalen Resektion bei Mäusen6, ist aber bei X. tropicalis schwieriger zu erreichen, da die Herzen tropischer Krallenfrösche kleiner sind als die von Mäusen. Die in dieser Studie etablierte apikale Resektionsmethode von X. tropicalis ist einfacher durchzuführen und hat eine hohe postoperative Überlebensrate.
Die in diesem Bericht entwickelte apikale Resektion wird eine wichtige Methode zur Untersuchung der molekularen Mechanismen der Regeneration im Herzen von X. tropicalis sein. In einer früheren Studie konnte zudem gezeigt werden, dass Fosl1 für die kardiale Regeneration bei X. tropicalis nach apikaler Resektion unentbehrlich ist20. Dieses Modell der apikalen Resektion von Herzverletzungen bei X. tropicalis kann verwendet werden, um mehr über die molekularen Mechanismen zu erfahren, die der kardialen Regeneration zugrunde liegen, um die Untersuchung der Gene und molekularen Mechanismen zu fördern, die mit der menschlichen Herzregeneration verbunden sind.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu erklären.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse des National Key R&D Program of China (2016YFE0204700), der National Natural Science Foundation of China (82070257, 81770240) und des Research Grant of Key Laboratory of Regenerative Medicine, Ministry of Education, Jinan University (ZSYXM202004 und ZSYXM202104), China, unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acetic acid | GHTECH | 64-19-7-500ml | |
| Acid Alcohol Fast Differentiation Solution | Beyotime | C0163M | |
| Acid Fuchsin | aladdin | A104916 | |
| Alcohol Soluble Eosin Y Stainin Solution | Servicebio | G1001-500ML | |
| BioReagent | Beyotime | ST2600-100g | |
| Ethanol absolute | Guangzhou Chemical Reagent Factory | HB15-GR-0.5L | |
| Hematoxylin Stain Solution | Servicebio | G1004-500ML | |
| Neutral balsam | Solarbio | G8590 | |
| Operating Scissors | Prosperich | HC-JZ-YK-Z-10cm | |
| Paraffins | Leica | 39601095 | |
| Para-formaldehyde Fixative | Servicebio | G1101-500ML | |
| Phosphate Buffered Saline (PBS) powder | Servicebio | G0002-2L | |
| Phosphomolybdic acid hydrate | Macklin | P815551 | |
| Stereo microscope | Leica | ||
| surgical forceps | ChangZhou | zfq-11-btjw | |
| Surgical Suture | HUAYON | 18-5140 | |
| Tricaine | Macklin | ||
| Xylene | Guangzhou Chemical Reagent Factory | IC02-AR-0.5L |
References
- Thiara, B.
- van Amerongen, M. J., Engel, F. B. Features of cardiomyocyte proliferation and its potential for cardiac regeneration. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 12 (6), 2233-2244 (2008).
- Burke, A. P., Virmani, R.
- Sessions, S. K., Bryant, S. V. Evidence that regenerative ability is an intrinsic property of limb cells in Xenopus. Journal of Experimental Zoology. 247 (1), 39-44 (1988).
- Laflamme, M. A.
- Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocols. 9 (2), 305-311 (2014).
- Tzahor, E., Poss, K. D. Cardiac regeneration strategies: Staying young at heart. Science. 356 (6342), 1035-1039 (2017).
- Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
- Porrello, E. R., et al. Regulation of neonatal and adult mammalian heart regeneration by the miR-15 family. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (1), 187-192 (2013).
- Poss, K. D., Wilson, L. G., Keating, M. T.
- Liao, S., et al. Heart regeneration in adult Xenopus tropicalis after apical resection. Cell & Bioscience. 7, 70 (2017).
- Marshall, L. N., et al. Stage-dependent cardiac regeneration in Xenopus is regulated by thyroid hormone availability. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (9), 3614-3623 (2019).
- Witman, N., Murtuza, B., Davis, B., Arner, A., Morrison, J. I. Recapitulation of developmental cardiogenesis governs the morphological and functional regeneration of adult newt hearts following injury. Developmental Biology. 354 (1), 67-76 (2011).
- Cano-Martinez, A., et al. Functional and structural regeneration in the axolotl heart (Ambystoma mexicanum) after partial ventricular amputation. Archivos de Cardiología de México. 80 (2), 79-86 (2010).
- Kragl, M., et al. Cells keep a memory of their tissue origin during axolotl limb regeneration. Nature. 460 (7251), 60-65 (2009).
- Oberpriller, J. O., Oberpriller, J. C. Response of the adult newt ventricle to injury. Journal of Experimental Zoology. 187 (2), 249-253 (1974).
- Gonzalez-Rosa, J. M., Martin, V., Peralta, M., Torres, M., Mercader, N. Extensive scar formation and regression during heart regeneration after cryoinjury in zebrafish. Development. 138 (9), 1663-1674 (2011).
- Ellman, D. G., et al. Apex resection in zebrafish (Danio rerio) as a model of heart regeneration: A video-assisted guide. International Journal of Molecular Sciences. 22 (11), 5865 (2021).
- Lee-Liu, D., et al. Genome-wide expression profile of the response to spinal cord injury in Xenopus laevis reveals extensive differences between regenerative and non-regenerative stages. Neural Development. 9, 12 (2014).
- Wu, H. Y., et al. Fosl1 is vital to heart regeneration upon apex resection in adult Xenopus tropicalis. npj Regenerative Medicine. 6 (1), 36 (2021).
- Chablais, F., Jazwinska, A. Induction of myocardial infarction in adult zebrafish using cryoinjury. Journal of Visualized Experiments. (62), e3666 (2012).
