Summary
Apresenta-se um protocolo para a determinação da absorção, translocação e distribuição do imidaclopride em trigo sob condições hidropônicas usando cromatografia líquida-espectrometria de massas em tandem (LC-MS-MS). Os resultados mostraram que o imidaclopride pode ser absorvido pelo trigo, e o imidaclopride foi detectado tanto nas raízes quanto nas folhas do trigo.
Abstract
Os neonicotinóides, uma classe de inseticidas, são amplamente utilizados devido aos seus novos modos de ação, alta atividade inseticida e forte absorção de raízes. O imidaclopride, o inseticida mais utilizado em todo o mundo, é um neonicotinóide representativo de primeira geração e é usado no controle de pragas de culturas, hortaliças e árvores frutíferas. Com uma aplicação tão ampla do imidaclopride, seu resíduo nas lavouras tem atraído cada vez mais escrutínio. No presente estudo, 15 mudas de trigo foram colocadas em meio de cultura contendo 0,5 mg/L ou 5 mg/L de imidaclopride para hidrocultivo. O teor de imidaclopride nas raízes e folhas do trigo foi determinado após 1 dia, 2 dias e 3 dias de hidrocultivo para explorar a migração e distribuição do imidaclopride no trigo. Os resultados mostraram que o imidaclopride foi detectado tanto nas raízes quanto nas folhas da planta de trigo, e o teor de imidaclopride nas raízes foi maior do que nas folhas. Além disso, a concentração de imidaclopride no trigo aumentou com o aumento do tempo de exposição. Após 3 dias de exposição, as raízes e folhas do trigo do grupo de tratamento 0,5 mg/L continham 4,55 mg/kg ± 1,45 mg/kg e 1,30 mg/kg ± 0,08 mg/kg de imidacloprido, respectivamente, enquanto as raízes e folhas do grupo de tratamento 5 mg/L continham 42,5 mg/kg ± 0,62 mg/kg e 8,71 mg/kg ± 0,14 mg/kg de imidacloprido, respectivamente. Os resultados do presente estudo permitem um melhor entendimento dos resíduos de agrotóxicos nas culturas e fornecem uma referência de dados para a avaliação de risco ambiental de agrotóxicos.
Introduction
Na agronomia atual, o uso de agrotóxicos é essencial para aumentar a produtividade das culturas. Os inseticidas neonicotinóides alteram o equilíbrio do potencial de membrana pelo controle dos receptores nicotínicos de acetilcolina no sistema nervoso dos insetos, inibindo a condução normal do sistema nervoso central dos insetos, levando à paralisia e morte dos insetos1. Os neonicotinóides, comparados aos inseticidas tradicionais, apresentam vantagens como novos modos de ação, alta atividade inseticida e forte absorção radicular, tornando-os altamente bem-sucedidos no mercado de agrotóxicos 2,3. O volume de vendas de neonicotinóides representou 27% do mercado mundial de pesticidas em 2014. A taxa média de crescimento anual dos neonicotinóides foi de 11,4% de 2005 a 2010, dos quais cerca de 7% foram registrados na China 4,5,6. Do final de 2016 ao primeiro semestre de 2017, as vendas de pesticidas na China começaram a se recuperar após queda, e os preços dos pesticidas continuaram a subir, entre os quais os inseticidas neonicotinoides apresentaram um aumento significativo de preços7. Até o momento, três gerações de inseticidas neonicotinóides foram desenvolvidas, cada uma contendo os grupos nicotina cloreto de piridina, tiazolilo e tetraidrofurano, respectivamente8.
O imidaclopride representa a primeira geração de inseticidas neonicotinóides, cuja fórmula molecular é C9H10ClN5O2, e é um cristal incolor. O imidaclopride é usado principalmente no controle de pragas, como pulgões, cigarrinhas, larvas e tripes9 e pode ser aplicado em culturas como arroz, trigo, milho, algodão e hortaliças, como batata, além de árvores frutíferas. Devido à aplicação de pesticidas a longo prazo, substancial e contínua, tanto os insetos benéficos quanto os inimigos naturais das pragas foram rapidamente reduzidos, e algumas pragas agrícolas tornaram-se resistentes aos pesticidas, resultando em um círculo vicioso de aplicação contínua e crescente de pesticidas10. Além disso, a aplicação extensiva de pesticidas tem levado à deterioração da qualidade do solo, resíduos persistentes de pesticidas em produtos agrícolas e outros problemas ecológicos, que não só causam danos significativos ao ambiente ecológico agrícola11 mas também representam uma séria ameaça à saúde humana12. A pulverização de pesticidas afeta severamente o crescimento e a qualidade dos micróbios do solo e dos animais do solo13. O uso excessivo ou irracional de agrotóxicos tem causado riscos significativos à segurança do solo e da água, ao meio ambiente, aos animais e plantas e até mesmo à vida humana14. Nos últimos anos, o problema do excesso de resíduos de agrotóxicos nas lavouras tornou-se mais grave com a aplicação extensiva de agrotóxicos. Quando o imidaclopride foi usado para aumentar a produtividade de hortaliças, a taxa de absorção de imidaclopride nas hortaliças aumentou com o aumento da quantidade e do resíduo de imidaclopride15. Como uma grande cultura alimentar, tanto a produção quanto a segurança do trigo são críticas. Portanto, as políticas de resíduos e distribuição de agrotóxicos utilizados para o trigo precisam ser esclarecidas.
Nos últimos anos, muitos métodos foram desenvolvidos para extrair resíduos de imidaclopride da água, solo e plantas. O método QuEChERS (rápido, fácil, barato, eficaz, robusto e seguro) é um novo método que combina tecnologia de microextração em fase sólida e tecnologia de extração em fase sólida dispersa e envolve o uso de acetonitrila como solvente de extração e a remoção de impurezas mistas e água na amostra usando NaCl e MgSO4 anidro, respectivamente16. O método QuEChERS requer vidraria mínima e possui etapas experimentais simples, tornando-se um dos métodos de extração de pesticidas mais populares17. Para a detecção de imidaclopride, um limite de detecção tão baixo quanto 1 × 10−9 g18 foi alcançado com cromatografia líquida (LC), e 1 × 10−11 g 19 foi alcançado com cromatografia gasosa (GC). Devido à sua alta resolução e sensibilidade, LC-MS e GC-MS têm mostrado limites de detecção de imidaclopride ainda mais baixos, de 1 × 10-13 a 1 × 10-14 g 20,21; Estas técnicas são, portanto, adequadas para a análise de resíduos de imidaclopride traço.
No presente estudo, o imidaclopride foi escolhido como poluente alvo, e o trigo foi selecionado como cultura teste para estudar a distribuição de resíduos de imidaclopride no trigo. Este protocolo detalha um método para a análise abrangente do enriquecimento e transferência do pesticida imidaclopride em trigo, explorando a absorção e armazenamento de imidaclopride em diferentes partes de plantas de trigo cultivadas sob condições hidropônicas. O presente estudo tem como objetivo fornecer uma base teórica para a avaliação de risco de resíduos de agrotóxicos em trigo, orientar a aplicação racional de agrotóxicos nas atividades de produção agrícola para reduzir resíduos de agrotóxicos e melhorar a segurança da produção agrícola.
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Protocol
1. Germinação de sementes de trigo
- Selecione 1.000 sementes de trigo (Jimai 20) com grânulos completos, embriões intactos e tamanho uniforme (comprimento: 6 mm ± 0,5 mm).
- Transferir 333,3 mL de solução 30% H 2 O2 para um balão volumétrico de 1 L e diluir com água deionizada para preparar 1 L de solução 10% H 2 O 2. Imergir as sementes de trigo em solução de H 2 O2a 10% por 15 min para desinfetar a superfície da semente (Figura 1).
- Enxágue as sementes de trigo 5x com água corrente estéril por 10 s de cada vez.
- Espalhe as sementes de trigo uniformemente com os embriões apontados para cima em uma placa de Petri de vidro contendo papel de filtro estéril úmido (Figura 2). Coloque a placa de Petri em uma incubadora artificial a 30 °C e 80% de umidade relativa. Cultivar as sementes de trigo no escuro por 3 dias até germinar e criar raízes.
Figura 1: Desinfecção das sementes de trigo. As sementes de trigo foram embebidas em solução de H 2 O2a10 % (em béquer) por 15 min para desinfecção da superfície das sementes. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Germinação das sementes de trigo. As sementes de trigo foram distribuídas uniformemente em uma placa de Petri de vidro contendo papel de filtro estéril úmido. A placa de Petri foi colocada em estufa artificial para germinar as sementes de trigo. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
2. Cultivo de mudas de trigo
- Dissolver 551 mg da mistura de sal basal de Hoagland em 1 L de água deionizada para preparar 1/2 solução nutritiva Hoagland (contendo 0,75 mmol/L K2SO 4, 0,1 mmol/L KCl, 0,6 mmol/L MgSO 4, 4,0 × 10−2 mmol/L FeEDTA, 1,0 × 10−3 mmol/L H 3 BO3, 1,0 × 10−3 mmol/L MnSO4, 1,0 × 10−3 mmol/L ZnSO 4, 1,0 × 10−4 mmol/L CuSO 4 e 5,0 × 10−6 mmol/L Na2 MoO 4).
- Após a germinação das sementes de trigo (etapa 1.4), colocar 15 plântulas de trigo em equipamento hidropônico (ver Tabela de Materiais) contendo 100 mL de solução nutritiva Hoagland 1/2 para hidroponia (Figura 3). Colocar todo o aparelho hidropónico numa incubadora de clima artificial (ver Tabela de Materiais) e incubar durante 7 dias a 25 °C e 80% de humidade relativa com fotoperíodo de 16 h claro/8 h escuro.
Figura 3: Cultivo hidropônico das mudas de trigo. As mudas de trigo foram cultivadas hidroponicamente por 0 dias, 3 dias e 7 dias em 100 mL de solução nutritiva Hoagland 1/2. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
3. Experimento de exposição das plantas de trigo à solução de imidaclopride
- Após um período hidropônico de 7 dias, transplante as plantas de trigo em solução nutritiva de 1/2 Hoagland contendo 0,5 mg/L ou 5 mg/L de imidaclopride para conduzir os experimentos de exposição ao imidacloprido. Cultivar 15 plantas de trigo em cada dispositivo hidropônico. Instalar 15 dispositivos hidropónicos para cada grupo de concentração de imidaclopride para garantir a colheita de amostras adequadas durante a amostragem.
- Colocar todo o equipamento hidropônico em uma incubadora de clima artificial por 3 dias a 25 °C e 80% de umidade relativa com fotoperíodo de 16 h claro/8 h escuro.
- Durante todo o período de exposição, coletar raízes de trigo (0,2 g por planta de trigo) e folhas (0,5 g por planta de trigo) diariamente. Integrar as amostras de trigo de cada quinto dispositivo hidropónico como um grupo paralelo e determinar o teor de imidaclopride das amostras.
4. Processo de extracção do imidaclopride do trigo
- Extração de imidaclopride de raízes de trigo
- Para evitar erros experimentais, lavar as raízes de trigo 4x com água corrente estéril por 10 s cada vez para remover qualquer imidaclopride adsorvido na superfície radicular.
- Triture as raízes de trigo em pedaços de aproximadamente 1 cm com tesoura (Figura 4). Pesar 10,00 g das raízes de trigo trituradas e colocar em um tubo de centrífuga de 50 mL.
- Adicionar 10 mL de acetonitrila ao tubo da centrífuga e agitar o tubo em um vórtice por 1 min. Em seguida, adicionar 4 g de MgSOanidro 4 e 1,5 g de NaCl ao tubo da centrífuga e vórtex o tubo imediatamente por 30 s. Centrifugar o tubo por 5 min a 6.000 x g.
- Aspirar o sobrenadante com uma seringa descartável e passá-lo através de um filtro de seringa (tamanho de poro de 0,22 μm) para obter a amostra.
- Extração de imidaclopride de folhas de trigo (Figura 5)
- Triture as folhas de trigo fresco em pedaços de aproximadamente 1 cm com tesoura (Figura 4). Pesar 10,00 g das folhas de trigo desfiadas e colocar em um tubo de centrífuga de 50 mL.
- Adicione 10 mL de acetonitrila ao tubo da centrífuga e vomite o tubo em um vórtice por 1 min.
- Adicionar 4 g de MgSO4 anidro e 1,5 g de NaCl ao tubo da centrífuga e agitar o tubo imediatamente por 30 s.
- Centrifugar o tubo por 5 min a 6.000 x g.
- Após a centrifugação, adicionar 2 mL do sobrenadante a um tubo centrífugo de 5 mL contendo 50 mg de negro de fumo grafitizado (GCB) e 150 mg de MgSO4 anidro (para remover pigmento e umidade da amostra) e agitar o tubo centrífugo por 30 s (Figura 6). Centrifugar o tubo por 5 min a 6.000 x g.
- Aspirar o sobrenadante com uma seringa descartável e passá-lo através de um filtro de seringa (tamanho de poro de 0,22 μm) para obter a amostra.
Figura 4: Raízes e folhas de trigo trituradas. Raízes e folhas frescas de trigo foram trituradas com tesoura em pedaços de aproximadamente 1 cm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Extração de imidaclopride nas folhas de trigo. O imidaclopride nas amostras foi extraído usando o método QuEChERS (passos 4.2.1-4.2.4 do protocolo). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6: Purificação do imidaclopride nas folhas de trigo. O descontaminante utilizado foi 50 mg GCB + 150 mg MgSO4. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
5. Quantificação do imidaclopride
- Quantificar o imidaclopride na amostra utilizando cromatografia líquida-espectrometria de massas em tandem (LC-MS-MS), com base numa curva padrão (y = 696,61x + 56,411, R=1) obtida a partir de concentrações de 0,2-250 μg/L de imidacloprido. (Figura 7). O espectrômetro de massas foi equipado com uma coluna C18 (100 mm x 2,1 mm, 3 μm) e uma fonte de ionização por eletrospray (ESI+). O programa de eluição e os parâmetros da fonte iônica são mostrados na Tabela 1.
Figura 7: Cromatograma e espectrograma de massas do imidaclopride nas folhas de trigo. O painel superior mostra um cromatograma de imidaclopride (tempo de retenção = 0,93 min). O painel inferior mostra o espectrograma de massas do imidaclopride a 0,93 min, mostrando a intensidade de resposta da produção (m/z = 208,8) do imidaclopride. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Temperatura da coluna | 40 °C |
| Solvente A | 99,9% água/0,1% ácido fórmico (v/v) |
| Solvente B | Acetonitrilo |
| Programa de eluição | 0–0,5 min, A = 20% |
| 0,5–2 min, A = 20%–50% | |
| 2–3 min, A = 50% | |
| 3–3,1 min, A = 50%–20% | |
| 3,1–5 min, A=20% | |
| Vazão (mL/min) | 0.3 |
| Volume de injeção (μL) | 5 |
| Temperatura capilar (°C) | 330 |
| Temperatura do vaporizador (°C) | 350 |
| Vazão de gás da bainha (Arb) | 40 |
| Caudal de gás auxiliar (Arb) | 20 |
| Tensão de pulverização (V) | 3900 |
| Pressão do gás de colisão (mTorr) | 1.5 |
| Íon precursor | 256.1 |
| Íon do produto/Energia de colisão (eV) | 208.8/16 |
Tabela 1: Programa de eluição e parâmetros da fonte iônica do método de cromatografia líquida-espectrometria de massas.
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Representative Results
O limite de detecção do instrumento (LOD) de imidaclopride foi de 5,76 × 10−14 g, e o LOD do método de imidaclopride na raiz ou folha de trigo foi de 0,01 μg/kg; nenhum efeito de matriz foi observado. Os rendimentos de recuperação do imidaclopride em trigo são mostrados na Tabela 2. Os rendimentos de recuperação do imidaclopride das raízes de trigo expostas a concentrações de imidaclopride de 0,5 mg/L e 5 mg/L foram de 94,0%-97,6% e 98,8%-99,2%, respectivamente; Os coeficientes de variação foram de 1,92% e 0,20%, respectivamente. Os rendimentos de recuperação do imidaclopride das folhas de trigo expostas a concentrações de imidaclopride de 0,5 mg/L e 5 mg/L foram de 88,2%-91,4% e 92,5%-93,4%, respectivamente; Os coeficientes de variação foram de 1,85% e 0,53%, respectivamente.
As concentrações de imidaclopride nas raízes e folhas do trigo são mostradas na Tabela 3. O imidaclopride foi detectado tanto nas raízes quanto nas folhas do trigo, com maior teor nas raízes do que nas folhas. O teor de imidaclopride aumentou com o maior tempo de exposição. Após 3 dias de exposição, as quantidades de imidaclopride nas raízes e folhas do trigo foram de 4,55 mg/kg ± 1,45 mg/kg e 1,30 mg/kg ± 0,08 mg/kg, respectivamente, no grupo tratamento 0,5 mg/L e 42,5 mg/kg ± 0,62 mg/kg e 8,71 mg/kg ± 0,14 mg/kg, respectivamente, no grupo tratamento 5 mg/L. Quando as raízes de trigo foram expostas ao imidaclopride por 1 dia, o imidaclopride foi detectado nas raízes e folhas das plantas de trigo, indicando que as raízes de trigo poderiam absorver rapidamente o imidaclopride do meio de cultura e conduzi-lo para dentro das plantas de trigo. O teor de imidaclopride nas folhas de trigo diminuiu ligeiramente no dia 3 em comparação com o dia 2. Isso provavelmente foi causado pela degradação de alguns imidaclopridos, combinada com a diluição do conteúdo de imidaclopride por unidade de volume das folhas de trigo com a extensão do período de cultivo hidropônico. As raízes e folhas de trigo continham diferentes quantidades de imidaclopride, indicando que o imidaclopride foi absorvido e conduzido de forma diferente nas plantas de trigo e não atingiu seus locais de ação simultaneamente. As diferenças nos resíduos de imidaclopride em diferentes partes da planta de trigo estão intimamente relacionadas com a estrutura fisiológica da planta de trigo e as propriedades físico-químicas do imidaclopride.
Os parâmetros comuns relacionados ao enriquecimento e transferência de pesticidas absorvidos pelas plantas incluem o fator de concentração radicular (FCR) e o fator de translocação (FT)22. O RCF é a razão entre a concentração de imidaclopride na raiz da planta e no meio de cultura. Um RCF > 1 indica que o imidaclopride é facilmente enriquecido pela planta, enquanto um RCF < 1 indica que a planta não enriquece facilmente o imidaclopride. Como pode ser visto na Tabela 4, o RCF do presente estudo foi de >1, indicando que o trigo tem um efeito de enriquecimento sobre o imidaclopride. O FT representa a capacidade da planta (aqui, trigo) de translocar uma substância (aqui, imidaclopride) entre as raízes, brotos e folhas da planta. Um TF > 1 indica que o imidaclopride é facilmente translocado pela planta, enquanto um TF < 1 indica que a planta não transloca facilmente o imidaclopride. O TF é calculado como a razão entre a concentração residual de imidaclopride em diferentes partes do trigo e a concentração de imidaclopride nas raízes: TF folha = Cfolha/C raiz. Uma folha TF > 1 indica que o imidaclopride é facilmente transferido das raízes das plantas para as folhas, enquanto umafolha TF < 1 indica o contrário. Como pode ser observado na Tabela 4, afolha de TF no presente estudo foi de <1, indicando que o imidaclopride não foi facilmente transferido das raízes de trigo para as folhas.
O estado de crescimento das plantas de trigo após exposição ao imidaclopride é mostrado na Figura 8. Após 3 dias de exposição, nem 0,5 mg/L nem 5 mg/L de imidaclopride produziram qualquer inibição aparente do crescimento das plantas de trigo.
O conjunto de dados associado a este estudo está disponível em https://doi.org/10.5281/zenodo.7022287.
Figura 8: Plantas de trigo expostas ao imidaclopride por 1 dia, 2 dias e 3 dias. CK = grupo controle; 0,5 = 0,5 mg/L grupo imidacloprido; 5 = 5 mg/L grupo imidacloprido. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Amostra | Concentração de imidaclopride (mg/L) | Recuperação (%) | DSR (%) | |||
| Tratamento 1 | Tratamento 2 | Tratamento 3 | Média | |||
| Raiz de trigo | 0.5 | 94.00 | 97.60 | 95.20 | 95.60 | 1.92 |
| 5 | 99.00 | 98.80 | 99.20 | 99.00 | 0.20 | |
| Folha de trigo | 0.5 | 88.20 | 91.40 | 90.60 | 90.10 | 1.85 |
| 5 | 93.30 | 93.40 | 92.50 | 93.10 | 0.53 | |
Tabela 2: Recuperação e desvio padrão relativo (RSD) do imidaclopride nas raízes e folhas do trigo (n = 3). As concentrações de imidaclopride são baseadas na massa fresca das raízes ou folhas de trigo.
| Amostra | Concentração de imidaclopride em solução (mg/L) | Teor de imidaclopride (mg/kg) | ||
| 1 d | 2 d | 3 d | ||
| Raiz de trigo | 0.5 | 2.11 ± 0.05 | 3,18 ± 0,48 | 4,55 ± 1,45 |
| 5 | 14,83 ± 0,50 | 26,86 ± 1,38 | 42,5 ± 0,62 | |
| Folha de trigo | 0.5 | 0,34 ± 0,03 | 1,43 ± 0,60 | 1,30 ± 0,08 |
| 5 | 2.10 ± 0.18 | 9,81 ± 0,70 | 8,71 ± 0,14 | |
Tabela 3: Teor de imidaclopride nas raízes e folhas do trigo após 1 dia, 2 dias e 3 dias de exposição. Os dados foram expressos como média ± DP (n = 2). As concentrações de imidaclopride são baseadas na massa fresca das raízes ou folhas de trigo.
| Grupo | RCF | TFfolha | ||||
| 1 dia | 2 dias | 3 dias | 1 dia | 2 dias | 3 dias | |
| 0,5 mg/L grupo imidaclopride | 4.22 | 6.36 | 9.10 | 0.16 | 0.45 | 0.29 |
| Grupo imidaclopride 5 mg/L | 2.97 | 5.37 | 8.50 | 0.14 | 0.37 | 0.20 |
Tabela 4: Fatores de concentração radicular (RCF) e fatores de translocação foliar (TFfoliar) do trigo para imidaclopride. O RCF é a razão entre a concentração de imidaclopride na raiz do trigo e a concentração no meio de cultura hidropônico. A folha TF é a razão entre a concentração residual de imidaclopride nafolha de trigo e a concentração na raiz do trigo.
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Discussion
Nos últimos anos, métodos de pré-tratamento e detecção de resíduos do pesticida imidaclopride têm sido frequentemente relatados. Badawy et al.23 utilizaram cromatografia líquida de alta eficiência para determinar o teor de imidaclopride em frutos de tomate cultivados em casa de vegetação e relataram boa linearidade para imidaclopride na faixa de 0,0125-0,15 μg/mL. Zhai et al.24 utilizaram LC-MS-MS para estudar o resíduo de imidaclopride em cebolinha chinesa. No presente estudo, o método QuEChERS foi utilizado para extrair imidaclopride de raízes e folhas de trigo. Como um método rápido e eficiente, o método QuEChERS é bem adequado e amplamente utilizado para extrair amostras de imidaclopride do solo 25 e plantas20,26 (como pimenta, tomate, repolho e trigo). O objetivo do presente estudo foi determinar se a recuperação do imidaclopride foi consistente e atendeu aos requisitos de determinação. A taxa de recuperação e o coeficiente de variação do imidaclopride em trigo atenderam aos requisitos para determinação do resíduo, indicando que este método foi viável para a extração do imidaclopride do trigo. O teor de imidaclopride foi determinado por LC-MS-MS no presente estudo, e o limite instrumental de detecção de imidaclopride atendeu aos requisitos para a análise quantitativa de resíduos de pesticidas. No entanto, este método pode não ser capaz de detectar qualquer imidaclopride quando o teor na amostra for inferior a 0,01 μg/kg. Nesses casos, a amostra deve ser concentrada, ou uma quantidade maior deve ser injetada para LC-MS-MS. O método de extração e detecção de imidaclopride utilizado no presente estudo tem as características de rapidez, simplicidade, confiabilidade, reprodutibilidade, conveniência e alta acurácia, sendo adequado para a análise de resíduos de agrotóxicos. O sucesso dessa metodologia, demonstrado no presente estudo, indica seu potencial para uso na avaliação da segurança alimentar do imidaclopride em trigo. As etapas críticas do protocolo incluem a adição de MgSO4 anidro, NaCl e GCB. MgSO4 e NaCl anidros são adicionados para remover água da solução da amostra, enquanto GCB é adicionado para remover o pigmento da solução da amostra. O método de extração utilizado neste estudo é limitado pela exigência de uma quantidade de amostra suficientemente grande (10 g), tornando-o menos adequado para avaliar um tamanho amostral pequeno.
A presença de imidaclopride nas raízes e folhas do trigo demonstra que o trigo pode absorver e transferir rapidamente imidaclopride. O enriquecimento e o transporte de compostos orgânicos em plantas estão intimamente relacionados ao seu valor de Kow, que é a razão entre a concentração de equilíbrio dos compostos orgânicos nas fases N-octanol e água em equilíbrio27. De acordo com seu valor logarítmico Kow, os poluentes orgânicos podem ser divididos em poluentes orgânicos hidrofóbicos, poluentes orgânicos hidrofílicos e poluentes orgânicos moderadamente hidrofílicos. Poluentes orgânicos hidrofóbicos (log Kow > 3) podem ser fortemente adsorvidos pela superfície radicular e não migram facilmente para cima. Por outro lado, poluentes orgânicos hidrofílicos (log Kow < 0,5) não são facilmente absorvidos pelas raízes ou passam através da membrana celular das plantas. Os poluentes orgânicos aquosos (log Kow = 0,53) são facilmente absorvidos pelas plantas, enriquecidos e transferidos. O valor de log Kow (0,57) do imidaclopride indica que se trata de uma matéria orgânica moderadamente hidrofílica, que é facilmente absorvida, enriquecida e transferida pelas plantas.
Diferentes tecidos de plantas têm diferentes capacidades de absorver e transportar diferentes pesticidas ao longo do tempo sob um mesmo ambiente28. O presente estudo verificou que a distribuição do imidaclopride variou em diferentes partes da planta de trigo. Especificamente, o estudo detectou uma grande diferença na absorção de imidaclopride entre as raízes e folhas de trigo. As raízes de trigo têm uma forte capacidade de absorver e transferir imidaclopride e podem acumular imidaclopride em concentrações várias vezes maiores do que a concentração ambiental, permitindo assim a transferência de imidaclopride no ambiente para as folhas de trigo. Um estudo realizado por Yuan et al.20 sobre a distribuição do imidaclopride em trigo após a aplicação do imidaclopride de liberação controlada revelou que o acúmulo de imidaclopride nas raízes do trigo foi de 5 a 10 vezes maior do que nas folhas, o que é consistente com os resultados do presente estudo.
Embora o presente estudo contribua para o entendimento global dos resíduos de pesticidas de imidaclopride em culturas, ele apresenta algumas limitações. Por exemplo, apenas trigo cultivado em condições hidropônicas foi selecionado como planta teste no presente estudo. Portanto, pesquisas futuras sobre os mecanismos de absorção, migração e distribuição de pesticidas em hortaliças, árvores frutíferas e outras plantas cultivadas no solo e na água são necessárias. Em estudos futuros, várias concentrações de imidaclopride e uma variedade de plantas serão estudadas para explorar em maior detalhe a absorção, transporte e acúmulo de imidaclopride em plantas, a fim de melhor compreender o risco ambiental representado pelo imidaclopride.
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Disclosures
Os autores declaram não haver conflitos de interesse. Todos os autores leram e aprovaram o manuscrito. Este trabalho não foi publicado anteriormente, nem está sendo considerado por qualquer outra revista revisada por pares.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado pela Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (No. 42277039).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Acetonitrile | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | 01-06-1995 | Suitable for HPLC, gradient grade, >99.9% |
| Analytical balance | Sartorius Lab Instruments Co.Ltd. | GL124-1SCN | |
| Artificial climate incubator | Shanghai Badian Instrument Equipment Co. Ltd. | HK320 | |
| Centrifuge | Eppendorf China Co. Ltd. | Centrifuge5804 | |
| Disposable syringe | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | Z116866 | Capacity 5 mL, graduated 0.2 mL, non-sterile |
| Formic acid | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | Y0001970 | European pharmacopoeia reference standard |
| Graphitized carbon black (GCB) | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | V900058 | 45 μm |
| H2O2 | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd. | 31642 | 30% (w/w) |
| Hoagland’s Basal Salt Mixture | Shanghai Yu Bo Biotech Co. Ltd. | NS1011 | Anhydrous, reagent grade |
| Hydroponic equipment | Jiangsu Rongcheng Agricultural Science and Technology Development Co.Ltd. | SDZ04BD | |
| Hypersil BDS C18 column | Thermo Fisher Scientific (China) Co. Ltd. | 28103-102130 | |
| Imidacloprid | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | Y0002028 | European pharmacopoeia reference standard |
| MgSO4 | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co. Ltd. | 208094 | Anhydrous, reagent grade, >97% |
| NaCl | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd. | S9888 | Reagent grade, 99% |
| pH meter | Shanghai Thunder Magnetic Instrument Factory | PHSJ-3F | |
| Phytotron box | Harbin Donglian Electronic Technology Co. Ltd. | HPG-280B | |
| Pipettes | Eppendorf China Co. Ltd. | Research plus | |
| Syringe filter | Sigma-Aldrich (Shanghai) Trading Co.Ltd. | SLGV033N | Nylon, 0.22 µm pore size, 33 mm, non-sterile |
| Ultra performance liquid chromatography tandem triple quadrupole mass spectrometry | Thermo Fisher Scientific (China) Co. Ltd. | UltiMate 3000 | |
| TSQ Quantum Access MAX | |||
| Vortex mixer | Shanghai Yetuo Technology Co. Ltd. | Vortex-2 | |
| Wheat seed | LuKe seed industry | Jimai 20 |
References
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