Summary
Hier beschrijven we een eenvoudige methode om een commerciële continue glucosemonitor te implanteren die is ontworpen voor patiënten op muizen en de scripts te leveren om de resultaten te analyseren.
Abstract
Muizen zijn een veel voorkomend modelorganisme dat wordt gebruikt om metabole ziekten zoals diabetes mellitus te bestuderen. Glucosespiegels worden meestal gemeten door staartbloedingen, waarvoor de muizen moeten worden behandeld, stress veroorzaken en geen gegevens worden verstrekt over zich vrij gedragende muizen tijdens de donkere cyclus. State-of-the-art continue glucosemeting bij muizen vereist het inbrengen van een sonde in de aortaboog van de muis, evenals een gespecialiseerd telemetriesysteem. Deze uitdagende en dure methode is niet overgenomen door de meeste laboratoria. Hier presenteren we een eenvoudig protocol met het gebruik van commercieel beschikbare continue glucosemonitoren die door miljoenen patiënten worden gebruikt om continu glucose te meten bij muizen als onderdeel van fundamenteel onderzoek. De glucose-sensing sonde wordt ingebracht in de onderhuidse ruimte aan de achterkant van de muis via een kleine incisie naar de huid en wordt stevig op zijn plaats gehouden met behulp van een paar hechtingen. Het apparaat wordt aan de huid van de muis bevestigd om ervoor te zorgen dat deze op zijn plaats blijft. Het apparaat kan de glucosespiegels tot 2 weken meten en stuurt de gegevens naar een ontvanger in de buurt zonder dat de muizen hoeven te worden behandeld. Scripts voor de basisgegevensanalyse van geregistreerde glucosespiegels worden verstrekt. Deze methode, van chirurgie tot computationele analyse, is kosteneffectief en mogelijk zeer nuttig in metabolisch onderzoek.
Introduction
Diabetes mellitus (DM) is een verwoestende ziekte die wordt gekenmerkt door hoge bloedglucosewaarden. Type 1 DM kan een gevolg zijn van een auto-immuunaanval op de insulineproducerende bètacellen in de alvleesklier. Type 2 DM en zwangerschaps-DM daarentegen worden gekenmerkt door een falen van de bètacellen om voldoende insuline af te scheiden als reactie op een stijging van de glucosespiegels1. De muis is een veel voorkomend modelorganisme dat wordt gebruikt om DM te bestuderen, omdat het een vergelijkbare fysiologie heeft en de normale glucosespiegels dicht bij die van mensen liggen. Bovendien kunnen specifieke muizenstammen DM ontwikkelen als gevolg van mutaties in belangrijke signaalroutes of na blootstelling aan specifieke diëten, waardoor ziektemodellering 2,3,4 mogelijk is.
Bloedglucose wordt vaak gemeten bij muizen met behulp van glucometers die zijn ontworpen voor patiënten door een kleine druppel bloed (1-2 μL) uit de punt van de staart van de muis te extraheren. Deze methode veroorzaakt stress en vereist hantering van de muis, wat de glucosespiegels beïnvloedt en de meting van bloedglucosewaarden bij zich vrij gedragende muizen verbiedt of wanneer de onderzoeker niet in de buurt is5. Het bloeden van de muizen kan stress veroorzaken bij muizen in de buurt, met name bij muizen van dezelfde kooi waarvan de glycemie nog niet is gemeten, waardoor de resultaten worden beïnvloed. Muizen reageren anders, afhankelijk van de handler, en de persoon die glucose meet, kan de glucosespiegels van de muizen beïnvloeden. Deze valkuilen vragen om een zorgvuldig experimenteel ontwerp en liggen ten grondslag aan enkele inconsistenties tussen experimenten.
Het is mogelijk om glucose te meten in vrij bewegende muizen zonder bloedingen door glucosesensoren in de aortaboog van de muizen te implanteren met behulp van state-of-the-art telemetrie6. De resulterende metingen zijn zeer goed en kunnen gedurende een lange periode worden volgehouden, maar het is een uitdaging om deze sensoren te implanteren en het telemetriesysteem is duur, wat leidt tot een matige acceptatie van deze methodologie en geen toepassing in niet-gespecialiseerde laboratoria. Subcutane of andere glucosesensoren die zijn afgestemd op de afmetingen van de muizen en hun fysiologie zijn de afgelopen jaren ontwikkeld, maar deze vereisen opnieuw zeer bekwame experts en zijn in sommige gevallen kostbaar 6,7,8,9,10.
Commerciële continue glucosemonitoren (CGM's) die oorspronkelijk zijn ontwikkeld om de glucosespiegels van DM-patiënten te controleren, bieden een andere optie om glucose te meten in vrij bewegende muizen, met lagere kosten en technische expertisevereisten dan geïmplanteerde sondes. Dergelijke sondes zijn gebruikt in fundamenteel onderzoek door een paar laboratoria 5,11,12,13,14,15 inclusief onze collega's die dit protocol gebruikten 16. Deze apparaten omvatten meestal een sensor, een montageapparaat, een ontvanger en een softwaretoepassing. De sensor heeft een canule die de enzymatische glucosensor begeleidt, plakband, een energiebron, kortetermijngeheugen en een draadloze communicatiemodule die de gegevens opslaat en naar de ontvanger verzendt. De ontvanger kan de huidige glucosewaarden weergeven en stuurt de gegevens naar een server; Deze ontvanger kan een mobiele telefoon zijn. De softwaretoepassing levert gegevens voor de patiënt en het medische zorgteam over de glykemie van de patiënt. Bij patiënten kan de sensor eenvoudig worden bevestigd met behulp van het montageapparaat. De canule wordt subcutaan ingebracht door het montageapparaat tegen de huid te drukken en de sensor blijft op zijn plaats met behulp van plakband.
Dit is een gedetailleerd protocol voor het aanpassen van een commercieel CGM-apparaat om glucosespiegels bij muizen te meten. Dit protocol beschrijft hoe de glucosesensor chirurgisch moet worden ingebracht en aan de muis moet worden bevestigd. Scripts voor basisgegevensanalyse en gegevensvisualisatie worden verstrekt. De mogelijke valkuilen, probleemoplossing en voorbeelden van standaardresultaten worden gegeven. Het onderstaande protocol is specifiek voor een bepaalde CGM, maar kan gemakkelijk worden aangepast aan andere soorten commerciële CGM's zodra deze beschikbaar komen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
De experimenten werden goedgekeurd door de Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) van de Hebreeuwse Universiteit.
OPMERKING: Alle gereedschappen moeten worden gesteriliseerd en het hanteren van de canule moet worden uitgevoerd met behulp van een steriele techniek. Onderstaand protocol is afgestemd op een specifieke CGM. Het protocol kan worden aangepast aan andere CGM's.
1. Analgetische toediening vóór de procedure
- Dien 5% dextrose en 0,45% zoutoplossing toe met meloxicam bij 5 mg/kg lichaamsgewicht subcutaan.
2. Toediening van anesthesie
- Plaats de muis in de inductiekamer en sluit het deksel goed af. Stel de inductie van anesthesie in de inductiekamer in op 3% isofluraan met een stroomsnelheid van 500 ml / min.
- Zodra de muis niet meer reageert, verwijdert u de muis uit de kamer en past u de neuskegel op de muis. Bevestig het anesthesieniveau met een interdigitale knijp. Stel de concentratie in op 1%-1,5% isofluraan en het debiet op 100 ml/min in een muis met een gewicht van 30 g.
- Breng oogheelkundige zalf aan op de ogen om uitdroging tijdens anesthesie te voorkomen.
3. Sensorvoorbereiding
- Monteer de sensor op het sensormontageapparaat om de tape en de canulezijde van de sensor bloot te leggen (figuur 1A). Wees voorzichtig omdat de naald in de canule wordt ingebracht en blootgelegd.
- Hecht twee 5-0 taps toelopende hechtingen aan de tape aan beide zijden van de canule (figuur 1A).
4. Ontharing en desinfectie
- Scheer een gebied van ongeveer 4 cm x 4 cm op de middellijn van de achterkant van de muis.
- Dien een ontharingscrème toe aan het geschoren gebied om volledige ontharing te garanderen.
- Veeg de huid schoon en desinfecteer deze met een antiseptische oplossing die 2% chloorhexidinegluconaat en 70% isopropylalcohol bevat.
5. Dorsale huidvoorbereiding
- Maak een incisie van 2 mm in het midden van het geschoren gebied boven de wervelkolom met een scherpe schaar (figuur 1B).
- Steek kort een kleine tang met een stompe rand onder de huid om een kleine onderhuidse zak te vormen, zodat de canule gemakkelijk in de onderhuidse zak kan worden ingebracht (figuur 1B).
- Breng een hechting uit stap 3.2 door de huid aan weerszijden van de incisie (figuur 1C).
6. Sensor inbrengen
- Verwijder de sensor volledig uit het sensormontageapparaat (de canule is leeg van de naald) en houd de sensor vast met een tang om te voorkomen dat de omringende tape aan zichzelf blijft plakken.
- Steek de canule voorzichtig in de onderhuidse zak.
- Trek aan elke kant aan de hechtingen en draai ze vast en bind ze vast om de sensor stevig op zijn plaats te bevestigen, zodat wordt voorkomen dat de canule uit de onderhuidse zak glijdt zodra de plakband na verloop van tijd loskomt.
7. Sensorbevestiging en hechten
- Bevestig de sensor stevig aan de achterkant door de binnenste hechtingen vast te binden en het plakband rond de sensor te gebruiken.
- Maak acht discontinue hechtingen rond de sensor en bevestig de rand van de tape van de sensor aan de huid (figuur 1D).
8. Activering van de lezer
- Zodra de sensor is geplaatst, activeert u de lezer door de lezer in te schakelen, op Nieuwe sensor starten te drukken en de sensor te vegen volgens de instructies van de fabrikant.
- De eerste meting kan slechts enkele minuten na het installeren van de CGM worden uitgevoerd. In het geval van deze CGM kan de eerste meting na 60 minuten worden uitgevoerd.
9. Resultaten lezen
- Plaats de lezer dicht bij de muis (u hoeft deze niet aan te raken). Alle gegevens die in de sensor zijn opgeslagen, worden naar de lezer verzonden.
OPMERKING: Verschillende CGM-apparaten kunnen verschillen in de periode van historische gegevensbesparingscapaciteit. In het geval van deze CGM kan maximaal 8 uur worden opgeslagen tussen twee metingen.
10. De sensor verwijderen
- Verdoof de muis (zie rubriek 2).
- Knip de hechtingen die de sensor verbinden met de achterkant van de muis met een scherpe schaar.
- Verwijder en knip de hechtingen bij de incisie door de sensor voorzichtig te verwijderen.
- Gebruik indien nodig een enkele hechting om de incisie in de achterkant van de muis te sluiten.
11. Data-analyse
- Gegevens downloaden: Download de gegevens volgens de instructies van de CGM-fabrikant.
OPMERKING: Elke CGM heeft een ander formaat, dat al dan niet gemakkelijk toegankelijk is voor de gebruiker. Dit is een belangrijke overweging bij het kiezen van de CGM. - Voor analyse met de meegeleverde software formatteert u de gegevens volgens de instructies in het leesmij-bestand op Github (https://github.com/mika-littor/CGM-in-Mice-Analysis.git).
Figuur 1: Bevestiging van de sensor aan de muis. (A) Twee met rode pijlen gemarkeerde hechtingen worden door de sensortape aan weerszijden van de canule aan de onderzijde van de CGM-sensor geleid, gemarkeerd met een witte pijl. (B) Een kleine incisie van 2 mm wordt gemaakt in het midden van het geschoren gebied langs de wervelkolom met behulp van een scherpe schaar. Kleine tangen met een stompe rand worden kort onder de huid ingebracht om een kleine onderhuidse zak te vormen, zodat de canule subcutaan kan worden ingebracht. (C) Dezelfde hechtingen van A worden subcutaan aan elke kant van de incisie doorgegeven. De rode pijlen markeren de hechtingen die aan de sensor zijn bevestigd zoals in A, de blauwe pijlen markeren de locatie waar de hechtingen naar de huid in de achterkant van de muis zijn gegaan en de zwarte pijl toont de incisie. (D) Nadat de canule is ingebracht, worden de binnenste hechtingen aangespannen en dicht bij de incisie gebonden om de CGM vast te zetten. De sensor wordt vervolgens aan de huid gehecht. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Chirurgische uitkomst
Resultaten van acht HSD:ICR-muizen (8 weken oud) kregen gedurende 18 weken een vetrijk sucrosedieet (HFHS) en vijf magere HSD:ICR-muizen (12 weken oud) worden getoond. Het apparaat dat we hebben gebruikt, slaat gegevens op voor maximaal 8 uur. De toegang tot de lokale dierenfaciliteit was beperkt tot 07:00-19:00 uur, waardoor het verzamelen van gegevens tijdens de late P.M.-uren, wanneer de muizen actief zijn, verboden is. De muizen werden daarom 7 dagen voor de chirurgische ingreep in een kamer met omgekeerde verlichting geplaatst, met donkere uren tussen 8:30 en 20:30 uur. Dit is niet nodig voor alle apparaten of dierenfaciliteiten en we raden u aan apparaten te gebruiken die informatie langer dan 12 uur kunnen opslaan.
Er was geen sterfte na de operatie. De operatie leidde tot een gewichtsverlies van ongeveer 10% gedurende de tijd van het experiment (figuur 2A). Daarom moeten de metingen die in de eerste paar dagen na de operatie, tijdens het gewichtsverlies, worden uitgevoerd, met zorg worden geïnterpreteerd. Gewichtsverlies was niet te wijten aan het onvermogen van de muizen om naar voedsel en water te reiken. De vergelijking van CGM-metingen en bloedglucosemetingen met de staartpunt toonde een goede overeenkomst in nuchtere en niet-nuchtere toestanden (figuur 2B). De CGM was gemiddeld 11 dagen actief (figuur 2C). Het maximale aantal dagen voor dit type apparaat is 14 dagen. Toen het apparaat eerder inactief werd, was dat niet te wijten aan het afvallen van de CGM.
Figuur 2: Algemene resultaten van de toepassing van de CGM. (A) Gemiddelde gewichtsvermindering gedurende de tijd dat de CGM actief was. n = 8 muizen. (B) Het gemiddelde verschil tussen de glucosewaarden van de draagbare glucometer en het CGM-apparaat. Het verschil verschilde niet significant van 0 mg / dL. n = 10 metingen bij zes muizen. (C) De gemiddelde tijd dat de CGM actief was bij n = 8 muizen. Foutbalken vertegenwoordigen de standaardfout van het gemiddelde. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Ruwe output
De glucosespiegels van één dag worden weergegeven in een grafiek die is geproduceerd door de CGM-software (figuur 3A). De gegevens van enkele dagen kunnen worden bekeken met behulp van de verstrekte code (figuur 3B). We tonen gegevens van 3 dagen voor de duidelijkheid.
Figuur 3: Gegevensanalyse . (A) Commerciële output. Tussen 18.00 uur en middernacht werden geen gegevens verzameld. Het gearceerde gebied toont normoglykemiewaarden bij patiënten, die tussen 70-100 mg / dL liggen. (B) Ruwe uitvoergegevens van 3 dagen van een enkele muis met behulp van de verstrekte code. Let op het verschil in schaal in de y-as tussen A en B. De asparameters en alle andere parameters kunnen in de code worden gemoduleerd. Gegevens voor 3 dagen worden voor de duidelijkheid weergegeven. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Analyse
Zodra de gegevens zijn geëxtraheerd, kan de analyse worden uitgevoerd met behulp van de meegeleverde code of andere op maat gemaakte software. Hieronder ziet u de gemiddelde (figuur 4A,C) en mediane (figuur 4B,D) glucosespiegels op elk tijdstip voor een enkele muis. Een schuifraam kan worden gebruikt om het perceel glad te strijken. Slechts twee muizen worden getoond voor de duidelijkheid.
Figuur 4: Uitvoer van gegevensanalyse met behulp van de meegeleverde scripts . (A) Gemiddelde en (B) mediane glucosespiegels op elk tijdstip in een specifieke muis. Het gearceerde gebied geeft de standaardafwijking in glucosespiegels aan. (C) Gemiddelde en (D) mediane glucosespiegels van twee muizen. Slechts twee muizen worden getoond voor de duidelijkheid. Een stippellijn geeft de overgang aan van licht (20:30-08:30) naar donker (8:30-20:30). Een schuifraam van 20 min werd gebruikt om de curve glad te strijken. De grootte van het venster en alle parameters kunnen in de code worden gewijzigd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Dit protocol biedt een eenvoudige, goedkope methode om de glucosespiegels bij muizen te controleren die geen uitdagende microchirurgie vereist en geen bloedingen of het hanteren van de muizen met zich meebrengt. De methode is eenvoudig te implementeren in elke faciliteit en veroorzaakt geen sterfte, pijn of overmatig ongemak voor de muizen. De meest kritieke stap in het protocol is het inbrengen van de canule van de glucosesensor onder de huid van de muis. Door de toevoeging van enkele hechtingen kan de canule langer op zijn plaats blijven. De sensoren zijn klein en kunnen geblokkeerd of misplaatst raken als de muis beweegt. De sensor moet worden vastgezet door de binnenste hechtingen en met een paar hechtingen aan de achterkant van de muis worden bevestigd. Het protocol kan worden aangepast aan veel commerciële CGM-systemen.
De muizen verloren gewicht na de operatie, die wordt verwacht na de operatie en kan worden geassocieerd met de stress van chirurgie en anesthesie, de last van het dragen van het apparaat en de enkele behuizing opgelegd door het specifieke protocol dat in deze studie wordt gebruikt. Naarmate CGM-apparaten steeds lichter en nauwkeuriger worden, zullen deze effecten naar verwachting kleiner worden. We zagen dat muizen die de CGM droegen vrij in de kooi bewogen en voedselpellets bereikten die moesten worden geklommen. De methode wordt beperkt door het vermogen van elke CGM om in de loop van de tijd te functioneren. Onderzoekers moeten controleren op gewichtsverlies en de voor- en nadelen van deze methode overwegen in vergelijking met standaardalternatieven die frequente behandeling en bloeding van de muizen vereisen, die ervan uitgaan dat het bloeden van één muis weinig effect heeft op de glycemie van zijn buren en omvat het meten van glucosespiegels in een stressvolle toestand overdag.
Het hierboven beschreven protocol is vrij eenvoudig, snel en schaalbaar. Het vereist geen speciale instelling in de dierfaciliteit of dure apparatuur, kan parallel worden gebruikt met andere procedures die deel uitmaken van het experiment en kan worden gebruikt op elke genetische achtergrond of met elke voeding. Data-analysescripts worden verstrekt om analyse te vergemakkelijken door onderzoeksgroepen die minder ervaren zijn in data-analyse. Hopelijk zullen deze gedetailleerde protocol- en data-analysescripts andere laboratoria in staat stellen glucose te meten in hun experimenten op metabolisch en ander onderzoeksgebied.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen belangenconflicten bekend te maken.
Acknowledgments
We danken Dvir Mintz DVM en het veterinaire en houderijpersoneel in de dierenfaciliteit, evenals leden van onze groep, voor vruchtbare discussies. Deze studie werd ondersteund door een Israel Science Foundation grant 1541/21 toegekend aan D.B.Z. D.B.Z. is een Zuckerman STEM-faculteit.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2% Chlorhexidine Gluconate and 70% Isopropyl Alcohol | 3M | ID 7000136290 | |
| 5% Dextrose and 0.45% Sodium Chloride Injection, USP | Braun | L6120 | |
| Castroviejo needle holder | FST | 12061-02 | |
| Extra Fine Bonn scissors | FST | 14084-08 | |
| FreeStyle Libre 1 reader | Abbott | ART27543 | |
| FreeStyle Libre sensor | Abbott | ART36687 | |
| FreeStyle Libre sensor applicator | Abbott | ART36787 | |
| Gauze pads | Sion medical | PC912017 | |
| Graefe Forceps | FST | 11052-10 | |
| Hair Removal Cream | Veet | 3116523 | |
| High-fat high-sucrose diet | Envigo Teklad diets | TD.08811 | |
| Isoflurane, USP Terrell | Piramal | 26675-46-7 | |
| Meloxicam 5 mg/mL | Chanelle Pharma | 08749/5024 | |
| MiniARCO Clipper kit | Moser | CL8787-KIT | |
| PROLENE Polypropylene Suture 5-0 | Ethicon | 8725H | |
| Puralube Opthalmic Ointment | Perrigo | 574402511 | |
| Q-tips | B.H.W | 271676 | |
| SomnoSuite Low-Flow Anesthesia System | Kent Scientific | SOMNO |
References
- Polonsky, K. S. The past 200 years in diabetes. New England Journal of Medicine. 367 (14), 1332-1340 (2012).
- Rees, D. A., Alcolado, J. C.
- Pearson, J. A., Wong, F. S., Wen, L. The importance of the non-obese diabetic (NOD) mouse model in autoimmune diabetes. Journal of Autoimmunity. 66, 76-88 (2016).
- Heydemann, A. An overview of murine high fat diet as a model for Type 2 diabetes mellitus. Journal of Diabetes Research. 2016, 2902351 (2016).
- Kennard, M. R., et al. The use of mice in diabetes research: The impact of experimental protocols. Diabetic Medicine. 38 (12), 14705 (2021).
- Klueh, U., et al. Continuous glucose monitoring in normal mice and mice with prediabetes and diabetes. Diabetes Technology and Therapeutics. 8 (3), 402-412 (2006).
- Wuyts, C., Simoens, C., Pinto, S., Philippaert, K., Vennekens, R. Continuous glucose monitoring during pregnancy in healthy mice. Scientific Reports. 11, 4450 (2021).
- Korstanje, R., et al. Continuous glucose monitoring in female NOD mice reveals daily rhythms and a negative correlation with body temperature. Endocrinology. 158 (9), 2707-2712 (2017).
- Han, B. G., et al. Markers of glycemic control in the mouse: Comparisons of 6-h-and overnight-fasted blood glucoses to Hb A1c. American Journal of Physiology - Endocrinology and Metabolism. 295 (4), 981-986 (2008).
- Xie, X., et al. Reduction of measurement noise in a continuous glucose monitor by coating the sensor with a zwitterionic polymer. Nature Biomedical Engineering. 2 (12), 894-906 (2018).
- Van Der Meulen, T., et al. Urocortin3 mediates somatostatin-dependent negative feedback control of insulin secretion. Nature Medicine. 21 (7), 769-776 (2015).
- Peterson, Q. P., et al. A method for the generation of human stem cell-derived alpha cells. Nature Communications. 11, 2241 (2020).
- Klueh, U., Liu, Z., Feldman, B., Kreutzer, D. Interstitial fluid physiology as it relates to glucose monitoring technologies: Importance of Interleukin-1 and Interleukin-1 receptor antagonist in short-term glucose sensor function in vivo. Journal of Diabetes Science and Technology. 4 (5), 1073 (2010).
- Klueh, U., Antar, O., Qiao, Y., Kreutzer, D. L. Role of interleukin-1/interleukin-1 receptor antagonist family of cytokines in long-term continuous glucose monitoring in vivo. Journal of Diabetes Science and Technology. 7 (6), 1538 (2013).
- Klueh, U., Kaur, M., Qiao, Y., Kreutzer, D. L. Critical role of tissue mast cells in controlling long-term glucose sensor function in vivo. Biomaterials. 31 (16), 4540-4551 (2010).
- Kogot-Levin, A., et al. Mapping the metabolic reprogramming induced by sodium-glucose cotransporter 2 inhibition. JCI Insight. , 164296 (2023).
