Summary
Dit artikel introduceert een nieuwe methode voor de synthese van gedecellulariseerde kraakbeen extracellulaire matrix (DC-ECM) hydrogels. DC-ECM-hydrogels hebben een uitstekende biocompatibiliteit en bieden een superieure micro-omgeving voor celgroei. Daarom kunnen ze ideale celsteigers en biologische afgiftesystemen zijn.
Abstract
Gedecellulariseerde kraakbeen extracellulaire matrix (DC-ECM) hydrogels zijn veelbelovende biomaterialen voor weefselmanipulatie en regeneratieve geneeskunde vanwege hun biocompatibiliteit en het vermogen om natuurlijke weefseleigenschappen na te bootsen. Dit protocol heeft tot doel DC-ECM-hydrogels te produceren die de natuurlijke ECM van kraakbeenweefsel nauw nabootsen. Het protocol omvat een combinatie van fysische en chemische verstoring en enzymatische vertering om het celmateriaal te verwijderen met behoud van de structuur en samenstelling van de ECM. De DC-ECM wordt verknoopt met behulp van een chemisch middel om een stabiele en biologisch actieve hydrogel te vormen. De DC-ECM-hydrogel heeft een uitstekende biologische activiteit, ruimtelijke structuur en biologische inductiefunctie, evenals een lage immunogeniciteit. Deze eigenschappen zijn gunstig voor het bevorderen van celadhesie, proliferatie, differentiatie en migratie en voor het creëren van een superieure micro-omgeving voor celgroei. Dit protocol biedt een waardevolle bron voor onderzoekers en clinici op het gebied van weefselmanipulatie. Biomimetische hydrogels kunnen mogelijk de ontwikkeling van effectieve weefselmanipulatiestrategieën voor kraakbeenherstel en -regeneratie bevorderen.
Introduction
Kraakbeenweefselmanipulatie is een zich snel ontwikkelend vakgebied dat tot doel heeft beschadigd of ziek kraakbeenweefsel te regenereren1. Een belangrijke uitdaging op dit gebied is de ontwikkeling van biomimetische steigers die de groei en differentiatie van chondrocyten, de cellen die verantwoordelijk zijn voor de productie van kraakbeen, kunnen ondersteunen. De ECM van kraakbeenweefsel speelt een cruciale rol bij het reguleren van het gedrag van chondrocyten. DC-ECM is een effectieve steiger voor weefselmanipulatietoepassingen3.
Er zijn een aantal technieken ontwikkeld om DC-ECM uit kraakbeenweefsel te produceren, waaronder chemische, enzymatische en fysische methoden. Deze methoden resulteren echter vaak in het genereren van ECM-hydrogels die onvoldoende biomimetisch zijn, wat hun potentieel voor gebruik in weefselmanipulatietoepassingen beperkt 4,5. Er is dus behoefte aan een effectievere methode voor het produceren van DC-ECM-hydrogels.
De ontwikkeling van deze techniek is belangrijk omdat het het gebied van weefselmanipulatie vooruit kan helpen door een nieuwe benadering te bieden voor het creëren van biomimetische steigers die weefselregeneratie en -herstel kunnen ondersteunen. Bovendien zou deze techniek gemakkelijk kunnen worden aangepast om ECM-hydrogels uit andere weefsels te produceren, waardoor de potentiële toepassingen ervan worden uitgebreid.
In de bredere literatuur is er een groeiende belangstelling voor het gebruik van DC-ECM als steiger voor weefselmanipulatietoepassingen6. Talrijke studies hebben de effectiviteit van DC-ECM-hydrogels aangetoond bij het bevorderen van celgroei en differentiatie in verschillende weefsels, waaronder kraakbeen 7,8. Daarom is de ontwikkeling van een protocol voor het produceren van DC-ECM-hydrogels die de natuurlijke ECM van kraakbeenweefsel nauw nabootsen, een belangrijke bijdrage aan het veld.
Het protocol dat in dit artikel wordt gepresenteerd, komt in deze behoefte tegemoet door een nieuwe methode te bieden voor het produceren van DC-ECM-hydrogels die de natuurlijke ECM van kraakbeenweefsel nauw nabootsen. Het protocol omvat het decellulariseren van kraakbeenweefsel, het isoleren van de resulterende ECM en het creëren van een hydrogel door de ECM te verknopen met een biocompatibel polymeer. De resulterende hydrogel heeft veelbelovende resultaten laten zien bij het ondersteunen van de groei en differentiatie van chondrocyten.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Deze studie werd goedgekeurd door de ethische commissie van het Tongde-ziekenhuis in de provincie Zhejiang.
1. Bereiding van de DC-ECM-hydrogel
OPMERKING: In deze studie werd het kraakbeen verkregen uit de kniegewrichten van 12 maanden oude Bama-miniatuurvarkens, waardoor de verzameling van botweefsel werd vermeden.
- Neem het verzamelde kraakbeen en blokkeer en hak het in 1-2 mm3 stukken met een scalpel.
- Doe 20 g van het gehakte kraakbeen in een centrifugebuisje van 50 ml en voeg 20 ml hypotone Tris-HCl-buffer (10 mM Tris-HCl, pH 8,0) toe om het weefsel volledig onder te dompelen. Plaats de centrifugebuis gedurende 3 uur in een vriezer van -80 °C en vervolgens gedurende 3 uur in een oven van 37 °C. Herhaal de stap voor invriezen en verwarmen zes keer. In deze stap hoeft de hypotone Tris-HCl-buffer niet te worden vervangen.
- Schud de centrifugebuis gedurende 30 s met behulp van een vortexmixer met een snelheid van 1.000 tpm. Plaats een roestvrijstalen zeef (poriegrootte: ~250 μm) op een nieuwe centrifugebuis van 50 ml.
- Decanteer het gedecellulariseerde kraakbeen langzaam in de roestvrijstalen zeef, was het weefsel drie keer met steriele PBS en vang het kraakbeen op.
- Voeg 10 ml trypsine-oplossing toe (0,25% trypsine in PBS) en plaats de tube gedurende 24 uur op een shaker bij 37 °C. Vervang gedurende deze periode de trypsine om de 4 uur. Filtreer de suspensie met behulp van de roestvrijstalen zeef en bewaar het weefsel. De trypsine kan 's nachts worden behandeld tijdens een van de verteringsprocessen, en dit heeft geen invloed op de uiteindelijke vertering.
- Was het getrypsiniseerde weefsel met hypertone buffer (1,5 M NaCl, 50 mM Tris-HCl, pH 7,6).
- Voeg 10 ml nuclease-oplossing toe (50 E/ml deoxyribonuclease en 1 E/ml ribonuclease in 10 mM Tris-HCl, pH 7,5) en plaats de tube gedurende 4 uur op een shaker bij 37 °C.
- Verwijder de nuclease-oplossing, was het kraakbeen driemaal met steriele PBS en voeg hypotone Tris-HCl-oplossing toe. Plaats de centrifugebuis op een shaker en spoel gedurende 20 uur op kamertemperatuur (RT).
- Verwijder de hypotone Tris-HCl-oplossing, was het kraakbeen driemaal met steriele PBS en voeg 1% Triton X-100-oplossing toe om het weefsel gedurende 24 uur onder te dompelen.
- Verwijder de Triton X-100-oplossing en spoel het gedecellulariseerde kraakbeen gedurende 3 dagen grondig af met gedestilleerd water, waarbij u het gedestilleerde water elke 12 uur ververst.
- Week het kraakbeen gedurende 4 uur in een perazijnzuuroplossing (0,1% PAA in 4% ethanol). Verwijder de perazijnzuuroplossing en was het kraakbeen drie keer met steriel gedestilleerd water.
- Plaats de roestvrijstalen zeef (poriegrootte: ~250 μm) op een centrifugebuis van 50 ml. Decanteer het gedecellulariseerde kraakbeen langzaam in de roestvrijstalen zeef en vang het kraakbeen op. Test de mate van decellularisatie en het behoud van de matrix van het kraakbeen door het gehalte aan DNA, collageen en glycosaminoglycaan (GAG) te schatten.
- Doe het gedecellulariseerde kraakbeen in een maalkom, voeg vloeibare stikstof toe en maal het gedecellulariseerde kraakbeen tot een poeder. Neem 2 g van het gedecellulariseerde kraakbeenpoeder, voeg 80 ml 0,5 M azijnzuur en 20 mg pepsine toe en verteer gedurende 24 uur. Centrifugeer op 400 x g gedurende 10 minuten; gooi het bezinksel weg en vang de supernatansoplossing (DC-ECM-oplossing) op.
- Decanteer 1 ml DC-ECM-oplossing per putje in platen met 6 putjes. Plaats de 6-wells platen in een lyofilisator. Vries de DC-ECM-oplossing in. Zodra de temperatuur in de vriesdroger daalt tot -40 °C, zet u de vacuümpomp aan en houdt u de vacuümgraad gedurende 22 uur op 10 Pa.
- Haal de gevriesdroogde DC-ECM-oplossing eruit, plaats deze in centrifugebuizen en bewaar bij -20 °C. De minimale opslagperiode van gevriesdroogde DC-ECM-oplossing is meer dan een half jaar.
- Voeg 1 ml steriel gedestilleerd water toe om 20 mg gevriesdroogde DC-ECM-oplossing in de centrifugebuis op te lossen. Schud gedurende 1 minuut met behulp van een vortexmixer met een snelheid van 1.000 tpm bij RT. Voeg 1 mg vitamine B2 (0,1% g/v) toe aan de DC-ECM-oplossing, incubeer gedurende 60 minuten bij 37 °C en bestraal gedurende 3 minuten met UV-licht (370 nm, 3,5 mW/cm2) om een hydrogel (DC-ECM-hydrogel) te vormen.
2. Detectie van gedecellulariseerd kraakbeen
- DNA-gehaltedetectie van gedecellulariseerd kraakbeen
LET OP: Extraheer het DNA met behulp van de DNEasy Blood & Tissue Kit.- Neem eerst 20 mg DC-ECM-kraakbeen in een centrifugebuis. Voeg 180 μL buffer GTL en 20 μL proteïnase K toe door vortexoscillatie en incubeer het kraakbeen gedurende 4 uur bij 56 °C totdat het volledig is opgelost.
- Schud de centrifugebuis gedurende 15 s met behulp van een vortexmixer met een snelheid van 1.000 tpm bij RT. Voeg vervolgens 200 μL Buffer GL en watervrije ethanol toe en meng grondig door vortextrillingen. Centrifugeer de monsters gedurende 1 minuut met een snelheid van 6.000 x g bij 4 °C.
- Voeg 500 μL buffer GW1 toe aan de adsorptiekolom en centrifugeer de monsters gedurende 1 minuut met een snelheid van 12.000 x g bij 4 °C. Voeg 500 μL buffer GW2 toe aan de adsorptiekolom en centrifugeer gedurende 1 minuut bij 20.000 x g bij 4 °C. Voeg ten slotte 50 μL gesteriliseerd water toe aan de adsorptiekolom en centrifugeer gedurende 1 minuut met een snelheid van 6.000 x g bij 4 °C om de DNA-oplossing op te vangen. Bepaal het DNA-gehalte met behulp van een spectrofotometer.
- Detectie van collageengehalte in het gedecellulariseerde kraakbeen
- Om het collageengehalte in het gedecellulariseerde kraakbeen te detecteren, gebruikt u hydroxyproline als collageenaminozuurmarker. Zuur 5 mg gedecelluleerd kraakbeen aan met 5 ml zoutzuur 6 M bij 100 °C gedurende 20 minuten en neutraliseer het vervolgens met 5 ml natriumhydroxideoplossing van 6 M.
- Bereken het gehalte aan hydroxyproline door de extinctie van het monster bij 570 nm te meten met een spectrofotometer. Verkrijg een concentratie-absorptie lineaire regressie met behulp van het standaard hydroxyprolinemonster.
- Detectie van GAG-gehalte in het gedecellulariseerde kraakbeen
OPMERKING: Het GAG-gehalte in het DC-ECM-kraakbeen werd gedetecteerd met behulp van een colorimetrische kwantitatieve detectiekit voor GAG in weefsel. Alle onderstaande reagentia zijn beschikbaar in de kit.- Neem 200 mg DC-ECM-kraakbeenpoeder en voeg 500 μL reagens A toe door vortexoscillatie. Incubeer het monster gedurende 16 uur bij 4 °C en centrifugeer vervolgens gedurende 10 minuten bij 14.000 x g .
- Neem 50 ml monsteroplossing en voeg 50 μl zoutrijke oplossing (reagens B) en 50 μl zuuroplossing (reagens C) toe door vortexoscillatie. Incubeer het monster gedurende 10 minuten.
- Voeg 750 μL kleurstofoplossing (reagens D) toe door vortexoscillatie en incubeer het monster gedurende 30 minuten in donkere omstandigheden. Centrifugeer het monster gedurende 10 minuten op 14.000 x g en gooi het supernatant weg.
- Voeg 1 μL reinigingsoplossing (Reagens E) toe en meng goed. Centrifugeer het monster gedurende 10 minuten bij 14.000 x g en gooi het supernatant weg.
- Voeg 1 μL dissociatieoplossing (reagens F) toe aan het monster en meng goed. Incubeer het monster gedurende 30 minuten onder donkere omstandigheden. Bepaal ten slotte het GAG-gehalte met behulp van een spectrofotometer bij 600 nm.
- Scanning elektronenmicroscoop (SEM) en transmissie elektronenmicroscoop (TEM) analyse van het gedecellulariseerde kraakbeen
- Vergelijk het gedecellulariseerde kraakbeen en het normale kraakbeenweefsel. Plaats het monster in een 2,5% glutaaraldehyde-oplossing, incubeer het een nacht bij 4 °C en was het vervolgens driemaal met PBS.
- Fixeer het monster gedurende 1 uur in 1% OsO4 en was het vervolgens drie keer met PBS.
- Dehydrateer het monster door achtereenvolgens onderdompeling in 50%, 70%, 90% en 100% ethanol, evenals 100% aceton gedurende elk 15 minuten. Breng het monster gedurende 15 minuten in een gemengde oplossing van hexamethyldisilazaan en ethanol (1:1), gevolgd door onderdompeling in zuiver hexamethyldisilazaan gedurende 15 minuten.
- Plaats het monster in een HCP-2-droger en droog het vervolgens met vloeibare stikstof. Smeer vervolgens het volledig gedroogde preparaat in met een dunne laag goud-palladium met behulp van sputtercoating en beeld af met SEM. De sputtercoating werd uitgevoerd met een vermogen van 120 W gedurende 5 minuten. Het experiment werd uitgevoerd onder de volgende omstandigheden: een werkspanning van 15 kV en een vacuümgraad lager dan 5 x 10−5 Pa.
- Voor de TEM-analyse wordt het monster gedurende 1 uur in een mengsel van watervrij aceton en hars (1:1) geplaatst, gevolgd door een mengsel van watervrij aceton en hars (1:3) gedurende 3 uur. Plaats het monster vervolgens een nacht in hars.
- Plaats het monster in ingebedde met medium gevulde capsules en verwarm gedurende 9 uur op 70 °C.
- Snijd het monster na het inbedden in dunne plakjes van 70 nm met behulp van een ultrafijne microtoom en leg het op een koperen gaas.
- Spuit 20 μL uranylacetaatkleuringsoplossing op het koperen gaas en kleurs gedurende 15 minuten bij RT. Verwijder de kleuroplossing door het gaas twee keer voorzichtig te wassen met gedestilleerd water.
- Spuit vervolgens 20 μL loodcitraatkleuringsoplossing op het koperen gaas en kleur gedurende 15 minuten bij RT. Was het gaas drie keer met gedestilleerd water.
- Plaats het koperen gaas op een schone petrischaal bekleed met filtreerpapier. Fotografeer de secties na het drogen aan de lucht met TEM. De sonde werd aangebracht met een neerwaartse kracht van 500 nN, gescand met een snelheid van 1 Hz en had een elastische constante (k-waarde) van 40 Nm-1. De straal van de sondepunt werd gemeten op 8 nm.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Om een betere DC-ECM-kraakbeenhydrogel te bereiden, hebben we de eerdere literatuur bestudeerd en beoordeeld en de verschillende decellularisatieprotocollen vergeleken in termen van de decellularisatieratio, immunogeniciteit en mechanische functionaliteit9.
Op basis hiervan bereidden we de DC-ECM kraakbeenhydrogel voor en onderzochten we het effect van een radiaal georiënteerde extractieve matrix/mesenchymale stamcel exosoom bio-inkt bij de behandeling van osteochondrale defecten. De resultaten toonden aan dat de DC-ECM-kraakbeenhydrogel een lage immunogeniciteit had en de celmigratie kon verbeteren en kraakbeenherstel kon bevorderen10.
In de afgelopen jaren hebben we de voorbereiding van het DC-ECM kraakbeen geoptimaliseerd. We hebben het gedecellulariseerde kraakbeen geprepareerd met behulp van de bovenstaande experimentele stappen. De resultaten toonden aan dat het DNA-gehalte in het gedecellulariseerde kraakbeen werd geëlimineerd in vergelijking met dat in het oorspronkelijke kraakbeen (p < 0,001, figuur 1A). De hydroxyprolinetest gaf aan dat het collageengehalte vergelijkbaar was tussen het natuurlijke en gedecellulariseerde kraakbeen (p = 0,48, figuur 1B). De DMMB-test toonde aan dat glycosaminoglycaan goed werd vastgehouden in het gedecellulariseerde kraakbeen in vergelijking met het natuurlijke kraakbeen (p = 0,68, figuur 1C). Verder werden SEM en TEM gebruikt om de ultrastructuur van de DC-ECM te observeren (Figuur 1D).
Om een DC-ECM-hydrogel te bereiden, werd de gevriesdroogde DC-ECM-oplossing opgelost tot een eindconcentratie van 2 gew.%. Verder werd de DC-ECM-oplossing gemengd met VB2, gevolgd door UVA (370 nm)-geïnduceerde verknoping (Figuur 2A). We plaatsten de DC-ECM-oplossing en DC-ECM-hydrogel in microcentrifugebuisjes (Figuur 2B). Toen de buizen omgekeerd waren, stroomde de hydrogel in de buizen niet naar de bodem, wat een teken was van gelering. De geleringstijd voor de DC-ECM-oplossing op basis van zelfassemblage van collageen bij 37 °C zonder vernettingsmiddel bedroeg ongeveer 15 minuten (figuur 2C). De viscositeit en dynamische modulus van de DC-ECM-oplossing en hydrogel werden getest. We ontdekten dat de viscositeit van de oplossing van de DC-ECM-hydrogel hoger was dan die van de DC-ECM-oplossing, en dat hogere afschuifsnelheden geassocieerd waren met een lagere viscositeit van de oplossing (Figuur 2D). Bovendien was de opslagmodulus van zowel de DC-ECM-oplossing als de hydrogel veel hoger dan de verliesmodulus, wat aangeeft dat ze beide eigenschappen hadden van een gel in plaats van een vloeistof (figuur 2E). Met name na verknoping en vriesdrogen daalden de poriegroottes van de DC-ECM-oplossing en DC-ECM-hydrogel, gemeten met SEM, van 137,672 μm tot 37,936 μm (p < 0,00195, figuur 2F,G).
Figuur 1: Bereiding en karakterisering van het gedecellulariseerde kraakbeen. Het gedecellulariseerde kraakbeen werd vergeleken met het natuurlijke kraakbeen. (A-C) Kwantificering van het gehalte aan DNA, collageen en glycosaminoglycaan (GAG). n = 5, ***p < 0,001 (t-toets van de student). Alle experimenten werden minstens drie keer uitgevoerd. (D) Microscopische structuren van het natuurlijke kraakbeen en gedecellulariseerd kraakbeen gefotografeerd met SEM en TEM. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Bereiding en karakterisering van de DC-ECM hydrogel. Onder ultraviolet licht verknoopten de DC-ECM-oplossing en VB2 zich en vormden een DC-ECM-hydrogel. (A) Molecuulstructuren en synthese van de DC-ECM-hydrogel. Het uiterlijk, de karakterisering en de mechanische eigenschappen werden vergeleken tussen de DC-ECM-oplossing en de DC-ECM-hydrogel. (B) De beelden van de DC-ECM-oplossing en DC-ECM-hydrogel in microcentrifugebuisjes. (C) De geleringstijd van de DC-ECM-hydrogel en DC-ECM/VB2-hydrogel. n = 3, ***p < 0,001 (t-toets van de student). (D) De viscositeit en (E) dynamische modulus van de DC-ECM-oplossing en DC-ECM-hydrogel. (F) Microscopische structuren van de DC-ECM-oplossing en hydrogel (lage en hoge vergroting). Schaalverdelingen = 100 μm. (G) Poriegroottes van de DC-ECM-oplossing en hydrogel. n = 5, ***p < 0,001 (Student's t-toets). Alle experimenten werden minstens drie keer uitgevoerd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Dit protocol biedt een systematische aanpak voor de bereiding van gedecellulariseerde kraakbeen extracellulaire matrix hydrogels die de natuurlijke ECM van kraakbeenweefsel nauw nabootsen. Het protocol omvat een combinatie van fysische, chemische en enzymatische verstoring om cellulair materiaal te verwijderen met behoud van de structuur en samenstelling van de ECM. De kritieke stappen van het protocol omvatten het aanpassen van de decellularisatietijd en -methoden en het zorgen voor volledige decellularisatie.
In vergelijking met andere bestaande methoden voor tissue engineering en regeneratieve geneeskunde biedt dit protocol verschillende voordelen. DC-ECM-hydrogels hebben een uitstekende biologische activiteit, ruimtelijke structuur en biologische inductiefunctie, evenals een lage immunogeniciteit, en deze kenmerken zijn gunstig bij het bevorderen van celadhesie, proliferatie, differentiatie en migratie11. DC-ECM-hydrogels kunnen ook worden gebruikt voor de toediening van geneesmiddelen en de behandeling van kraakbeendefecten12.
Een wijziging die in dit protocol kan worden aangebracht, is het gebruik van verschillende verknopingsmiddelen om de mechanische eigenschappen van de hydrogel te verbeteren. Nanometaalmaterialen kunnen bijvoorbeeld worden gebruikt om de mechanische eigenschappen van de hydrogelte verbeteren 13. Bovendien kunnen de concentratie riboflavine en de blootstellingstijden aan UV-licht worden geoptimaliseerd om de druk- en treksterktes van de hydrogel te regelen.
Ondanks de vele voordelen heeft deze techniek enkele beperkingen waarmee rekening moet worden gehouden. Een beperking is dat het decellularisatieproces enige schade aan de ECM kan veroorzaken, wat leidt tot veranderingen in de mechanische eigenschappen14. Een andere beperking is dat het decellularisatieproces mogelijk niet al het antigene materiaal volledig verwijdert, wat leidt tot een mogelijke immuunrespons15. Bovendien is het belangrijk op te merken dat het protocol dat in dit artikel wordt beschreven, specifiek is voor kraakbeenweefsel en dat andere soorten weefsel mogelijk aanpassingen aan de decellularisatiemethode vereisen.
Met het oog op toekomstige toepassingen kan dit protocol verder worden geoptimaliseerd om DC-ECM-hydrogels met verschillende druk- en treksterktes te ontwikkelen. Bovendien kan deze techniek worden toegepast op andere weefsels om biomimetische hydrogels te ontwikkelen voor weefselmanipulatie en toepassingen in de regeneratieve geneeskunde. Over het algemeen biedt het protocol dat in dit artikel wordt gepresenteerd een waardevolle bron voor onderzoekers en clinici op het gebied van weefselmanipulatie en heeft het het potentieel om de ontwikkeling van effectieve weefselmanipulatiestrategieën voor kraakbeenherstel en -regeneratie te verbeteren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Dit werk werd gesponsord door het Medicine and Health Technology Plan van de provincie Zhejiang (2019KY050), het Traditional Chinese Medicine Science and Technology Plan van de provincie Zhejiang (2019ZA026), het Key Research and Development Plan in de provincie Zhejiang (subsidie nr. 2020C03043), het Traditional Chinese Medicine Science and Technology Plan van de provincie Zhejiang (2021ZQ021) en de Zhejiang Provincial Natural Science Foundation of China (LQ22H060007).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 M Tris-HCl, pH7.6 | Beyotime | ST776-100 mL | |
| 1 M Tris-HCl, pH8.0 | Beyotime | ST780-500 mL | |
| -80 °C Freezer | Eppendorf | F440340034 | |
| Deoxyribonuclease | Aladdin | D128600-80KU | |
| DNEasy Blood &Tissue Kit | Qiagen | No. 69506 | |
| GAG colorimetric quantitative detection kit | Shanghai Haling | HL19236.2 | |
| HCP-2 dryer | Hitachi | N/A | |
| Nanodrop8000 | Thermo Fisher | N/A | Spectrophotometer |
| PBS (10x) | Gibco | 70011044 | |
| Ribonuclease | Aladdin | R341325-100 mg | |
| Sigma500 | ZIESS | N/A | Scanning electron microscope |
| Spectra S | Thermo Fisher | N/A | Transmission electron microscope |
| Stainless steel sieve | SHXB-Z-1 | Shanghai Xinbu | |
| Triton X-100 | Beyotime | P0096-500 mL | |
| Trypsin | Gibco | 15050065 | |
| Ultraviolet lamp | Omnicure 2000 | N/A | |
| Vitamin B2 | Gibco | R4500-5G | |
| Vortex mixer | Shanghai Qiasen | 78HW-1 |
References
- Vega, S. L., Kwon, M. Y., Burdick, J. A. Recent advances in hydrogels for cartilage tissue engineering. European Cells & Materials. 33, 59-75 (2017).
- Yang, J., Zhang, Y. S., Yue, K., Khademhosseini, A. Cell-laden hydrogels for osteochondral and cartilage tissue engineering. Acta Biomaterialia. 57, 1-25 (2017).
- Bejleri, D., Davis, M. E. Decellularized extracellular matrix materials for cardiac repair and regeneration. Advanced Healthcare Materials. 8 (5), e1801217 (2019).
- Brown, M., Li, J., Moraes, C., Tabrizian, M., Li-Jessen, N. Y. K. Decellularized extracellular matrix: New promising and challenging biomaterials for regenerative medicine. Biomaterials. 289, 121786 (2022).
- Barbulescu, G. I., et al. Decellularized extracellular matrix scaffolds for cardiovascular tissue engineering: Current techniques and challenges. International Journal of Molecular Sciences. 23 (21), 13040 (2022).
- Zhang, W., Du, A., Liu, S., Lv, M., Chen, S. Research progress in decellularized extracellular matrix-derived hydrogels. Regenerative Therapy. 18, 88-96 (2021).
- Zhu, W., et al. Cell-derived decellularized extracellular matrix scaffolds for articular cartilage repair. International Journal of Artificial Organs. 44 (4), 269-281 (2021).
- Li, T., Javed, R., Ao, Q. Xenogeneic decellularized extracellular matrix-based biomaterials for peripheral nerve repair and regeneration. Current Neuropharmacology. 19 (12), 2152-2163 (2021).
- Xia, C., et al. Decellularized cartilage as a prospective scaffold for cartilage repair. Materials Science & Engineering C-Materials for Biological Applications. 101, 588-595 (2019).
- Chen, P., et al. Desktop-stereolithography 3D printing of a radially oriented extracellular matrix/mesenchymal stem cell exosome bioink for osteochondral defect regeneration. Theranostics. 9 (9), 2439-2459 (2019).
- Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissues: Structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
- Yuan, X., et al. Stem cell delivery in tissue-specific hydrogel enabled meniscal repair in an orthotopic rat model. Biomaterials. 132, 59-71 (2017).
- Zheng, L., et al. Intensified stiffness and photodynamic provocation in a collagen-based composite hydrogel drive chondrogenesis. Advanced Science. 6 (16), 1900099 (2019).
- Young, J. L., Holle, A. W., Spatz, J. P.Nanoscale and mechanical properties of the physiological cell-ECM microenvironment. Experimental Cell Research. 343 (1), 3-6 (2016).
- Abdolghafoorian, H., et al. Effect of heart valve decellularization on xenograft rejection. Experimental and Clinical Transplantation. 15 (3), 329-336 (2017).
