Summary
이 논문은 탈세포화된 연골 세포외 기질(DC-ECM) 하이드로겔의 합성을 위한 새로운 방법을 소개합니다. DC-ECM 하이드로겔은 생체 적합성이 우수하고 세포 성장을 위한 우수한 미세환경을 제공합니다. 따라서 이상적인 세포 스캐폴드 및 생물학적 전달 시스템이 될 수 있습니다.
Abstract
탈세포화 연골 세포외 기질(DC-ECM) 하이드로겔은 생체 적합성과 자연 조직 특성을 모방할 수 있는 능력으로 인해 조직 공학 및 재생 의학을 위한 유망한 생체 재료입니다. 이 프로토콜은 연골 조직의 기본 ECM을 밀접하게 모방한 DC-ECM 하이드로겔을 생산하는 것을 목표로 합니다. 이 프로토콜은 ECM의 구조와 구성을 보존하면서 세포 물질을 제거하기 위한 물리적, 화학적 파괴와 효소 분해의 조합을 포함합니다. DC-ECM은 화학 약품을 사용하여 가교되어 안정적이고 생물학적으로 활성 하이드로겔을 형성합니다. DC-ECM 하이드로겔은 생물학적 활성, 공간 구조, 생물학적 유도 기능이 우수하고 면역원성이 낮습니다. 이러한 특성은 세포 부착, 증식, 분화 및 이동을 촉진하고 세포 성장을 위한 우수한 미세환경을 조성하는 데 유용합니다. 이 프로토콜은 조직 공학 분야의 연구자와 임상의에게 귀중한 리소스를 제공합니다. 생체 모방 하이드로겔은 연골 복구 및 재생을 위한 효과적인 조직 공학 전략의 개발을 잠재적으로 향상시킬 수 있습니다.
Introduction
연골 조직 공학은 손상되거나 병든 연골 조직을 재생하기 위해 빠르게 발전하는 분야입니다1. 이 분야의 주요 과제 중 하나는 연골 생산을 담당하는 세포인 연골세포의 성장과 분화를 지원할 수 있는 생체 모방 지지체의 개발입니다2. 연골 조직의 ECM은 연골세포의 행동을 조절하는 데 중요한 역할을 합니다. DC-ECM은 조직 공학 응용 분야에 효과적인 비계입니다3.
연골 조직에서 DC-ECM을 생산하기 위해 화학적, 효소적, 물리적 방법을 포함한 다양한 기술이 개발되었습니다. 그러나 이러한 방법은 종종 생체 모방이 불충분한 ECM 하이드로겔의 생성을 초래하여 조직 공학 응용 분야에서 사용할 수 있는 잠재력을 제한합니다 4,5. 따라서, DC-ECM 하이드로겔을 생산하기 위한 보다 효과적인 방법이 필요하다.
이 기술의 개발은 조직 재생 및 복구를 지원할 수 있는 생체 모방 지지체를 만들기 위한 새로운 접근 방식을 제공하여 조직 공학 분야를 발전시킬 수 있기 때문에 중요합니다. 또한 이 기술은 다른 조직에서 ECM 하이드로겔을 생산하는 데 쉽게 적용할 수 있어 잠재적인 응용 분야를 확장할 수 있습니다.
광범위한 문헌에서 DC-ECM을 조직 공학 응용 분야의 스캐폴드로 사용하는 것에 대한 관심이 높아지고있습니다 6. 수많은 연구에서 DC-ECM 하이드로겔이 연골을 포함한 다양한 조직에서 세포 성장과 분화를 촉진하는 효과가 입증되었습니다 7,8. 따라서 연골 조직의 자연 ECM을 밀접하게 모방하는 DC-ECM 하이드로겔을 생산하기 위한 프로토콜의 개발은 이 분야에 상당한 기여를 하고 있습니다.
이 논문에 제시된 프로토콜은 연골 조직의 자연 ECM을 밀접하게 모방하는 DC-ECM 하이드로겔을 생산하기 위한 새로운 방법을 제공하여 이러한 요구를 해결합니다. 이 프로토콜에는 연골 조직을 탈세포화하고, 생성된 ECM을 분리하고, ECM을 생체적합성 폴리머와 가교하여 하이드로겔을 생성하는 작업이 포함됩니다. 그 결과 하이드로겔은 연골세포의 성장과 분화를 지원하는 유망한 결과를 보여주었습니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
이 연구는 저장성 퉁덕병원 윤리위원회의 승인을 받았다.
1. DC-ECM 하이드로겔의 제조
참고: 이 연구에서 연골은 12개월 된 Bama 미니어처 돼지의 무릎 관절에서 얻어져 뼈 조직의 수집을 피했습니다.
- 채취한 연골을 메스로 1-2mm3 개로 잘라 차단한다.
- 다진 연골 20g을 50mL 원심 분리 튜브에 넣고 20mL의 저긴장성 Tris-HCl 완충액 (10mM Tris-HCl, pH 8.0)을 추가하여 조직을 완전히 담그십시오. 원심분리기 튜브를 -80°C 냉동고에 3시간 동안 넣은 다음 37°C 오븐에 3시간 동안 넣습니다. 냉동 및 가열 단계를 6회 반복합니다. 이 단계에서, 저긴장성 Tris-HCl 완충액은 교체할 필요가 없다.
- 30rpm의 속도로 와류 믹서를 사용하여 원심분리기 튜브를 1,000초 동안 흔듭니다. 스테인리스 스틸 체(기공 크기: ~250μm)를 새 50mL 원심분리 튜브에 놓습니다.
- 탈세포화된 연골을 스테인리스 스틸 체에 천천히 디캔팅하고 멸균 PBS로 조직을 세 번 세척하고 연골을 채취합니다.
- 트립신 용액 10mL(PBS의 트립신 0.25%)를 넣고 튜브를 37°C의 셰이커에 24시간 동안 놓습니다. 이 기간 동안 4시간마다 트립신을 교체하십시오. 스테인리스 스틸 체를 사용하여 현탁액을 여과하고 조직을 보존합니다. 트립신은 소화 과정 중 하나에서 하룻밤 동안 치료할 수 있으며 최종 소화에 영향을 미치지 않습니다.
- 트립신화 된 조직을 고긴장성 완충액 (1.5 M NaCl, 50 mM Tris-HCl, pH 7.6)으로 세척하십시오.
- 10mL의 뉴클레아제 용액(50mM Tris-HCl에 10U/mL 디옥시리보뉴클레아제 및 1U/mL 리보뉴클레아제 7.5)을 넣고 튜브를 37°C에서 4시간 동안 셰이커에 놓습니다.
- 뉴클레아제 용액을 제거하고 멸균 PBS로 연골을 3회 세척하고 저긴장성 Tris-HCl 용액을 추가합니다. 원심분리기 튜브를 셰이커에 놓고 실온(RT)에서 20시간 동안 헹굽니다.
- 저긴장성 Tris-HCl 용액을 제거하고 멸균 PBS로 연골을 세 번 세척하고 1% Triton X-100 용액을 첨가하여 조직을 24시간 동안 담그십시오.
- Triton X-100 용액을 제거하고 탈세포화된 연골을 증류수로 3일 동안 철저히 헹구고 12시간마다 증류수를 교체합니다.
- 연골을 과초산 용액(4% 에탄올에 0.1% PAA)에 4시간 동안 담그십시오. 과초산 용액을 제거하고 멸균 증류수로 연골을 세 번 씻습니다.
- 스테인리스 스틸 체(기공 크기: ~250μm)를 50mL 원심분리기 튜브에 놓습니다. 탈세포화된 연골을 스테인리스 스틸 체에 천천히 넣고 연골을 모은다. DNA, 콜라겐 및 글리코사미노글리칸(GAG) 함량을 추정하여 연골의 탈세포화 정도와 기질 보유 정도를 테스트합니다.
- 탈세포화된 연골을 그라인딩 볼에 넣고 액체 질소를 넣고 탈세포화된 연골을 갈아서 분말을 만듭니다. 탈세포화된 연골 분말 2g을 취하여 0.5M 아세트산 80mL와 펩신 20mg을 넣고 24시간 동안 소화합니다. 400 x g 에서 10분 동안 원심분리기; 침전물을 버리고 상층액(DC-ECM 용액)을 수집합니다.
- 웰당 1mL의 DC-ECM 용액을 6웰 플레이트에 디캔팅합니다. 6웰 플레이트를 동결건조기에 넣습니다. DC-ECM 솔루션을 동결합니다. 동결 건조기의 온도가 -40°C로 떨어지면 진공 펌프를 켜고 진공을 10시간 동안 22Pa로 유지합니다.
- 동결 건조된 DC-ECM 용액을 꺼내 원심분리 튜브에 넣고 -20°C에서 보관합니다. 동결 건조 DC-ECM 용액의 최소 보관 기간은 반년을 초과합니다.
- 멸균 증류수 1mL를 추가하여 동결 건조된 DC-ECM 용액 20mg을 원심분리 튜브에 녹입니다. RT에서 1rpm의 속도로 와류 믹서를 사용하여 1,000분 동안 흔듭니다. DC-ECM 용액에 비타민 B2 1mg(0.1% w/v)을 넣고 37°C에서 60분 동안 배양한 후 UV 광(370nm, 3.5mW/cm2)을 3분 동안 조사하여 하이드로겔(DC-ECM 하이드로겔)을 형성합니다.
2. 탈세포화된 연골의 검출
- 탈세포화된 연골의 DNA 함량 검출
참고: DNEasy Blood & Tissue Kit를 사용하여 DNA를 추출합니다.- 먼저 원심분리 튜브에 DC-ECM 연골 20mg을 넣습니다. 와류 진동에 의해 180μL의 Buffer GTL과 20μL의 Proteinase K를 추가하고 연골이 완전히 용해될 때까지 56°C에서 4시간 동안 배양합니다.
- RT에서 15rpm의 속도로 와류 믹서를 사용하여 원심분리기 튜브를 1,000초 동안 흔듭니다. 다음으로 200μL의 Buffer GL과 무수 에탄올을 넣고 와류 진동으로 완전히 혼합합니다. 4°C에서 6,000 x g 의 속도로 1분 동안 샘플을 원심분리합니다.
- 흡착 컬럼에 500μL의 버퍼 GW1을 추가하고 4°C에서 12,000 x g의 속도로 1분 동안 샘플을 원심분리합니다. 흡착 컬럼에 500μL의 버퍼 GW2를 추가하고 4°C에서 20,000 x g으로 1분 동안 원심분리합니다. 마지막으로 흡착 컬럼에 멸균수 50μL를 넣고 4°C에서 6,000xg의 속도로 1분 동안 원심분리하여 DNA 용액을 수집합니다. 분광 광도계를 사용하여 DNA 함량을 측정합니다.
- 탈세포화된 연골의 콜라겐 함량 검출
- 탈세포화된 연골의 콜라겐 함량을 검출하려면 하이드록시프롤린을 콜라겐 아미노산 마커로 사용하십시오. 탈세포화된 연골 5mg을 100°C에서 20분 동안 6M 염산 5mL로 산성화한 다음 5mL의 6M 수산화나트륨 용액으로 중화합니다.
- 분광 광도계로 570nm에서 샘플의 흡광도를 측정하여 하이드록시프롤린의 함량을 계산합니다. 표준 hydroxyproline 샘플을 사용하여 농도-흡수 선형 회귀를 얻습니다.
- 탈세포화된 연골의 GAG 함량 검출
참고: DC-ECM 연골의 GAG 함량은 조직 GAG 비색 정량 검출 키트를 사용하여 검출되었습니다. 아래의 모든 시약은 키트에서 사용할 수 있습니다.- DC-ECM 연골 분말 200mg을 취하고 와류 진동으로 시약 A 500μL를 추가합니다. 샘플을 4°C에서 16시간 동안 배양한 다음 14,000 x g 에서 10분 동안 원심분리합니다.
- 시료 용액 50mL를 취하여 고염 용액(시약 B) 50μL와 산성 용액(시약 C) 50μL를 와류 진동으로 첨가합니다. 샘플을 10분 동안 배양합니다.
- 와류 진동으로 750μL의 염료 용액(시약 D)을 추가하고 어두운 조건에서 30분 동안 샘플을 배양합니다. 샘플을 14,000 x g 에서 10분 동안 원심분리한 다음 상층액을 버립니다.
- 1μL의 세척액(시약 E)을 넣고 잘 섞는다. 샘플을 14,000 x g 에서 10분 동안 원심분리하고 상층액을 버립니다.
- 1μL의 해리 용액(시약 F)을 샘플에 넣고 잘 섞습니다. 어두운 조건에서 30분 동안 샘플을 배양합니다. 마지막으로 600nm에서 분광 광도계를 사용하여 GAG 함량을 결정합니다.
- 탈세포화된 연골의 주사전자현미경(SEM) 및 투과전자현미경(TEM) 분석
- 탈세포화된 연골과 정상 연골 조직을 비교합니다. 샘플을 2.5% 글루타르알데히드 용액에 넣고 4°C에서 밤새 배양한 다음 PBS로 세 번 세척합니다.
- 샘플을 1% OsO4에 1시간 동안 고정한 다음 PBS로 세 번 세척합니다.
- 50%, 70%, 90% 및 100% 에탄올과 100% 아세톤을 각각 15분 동안 순차적으로 담가 샘플을 탈수합니다. 샘플을 헥사메틸디실라잔과 에탄올(1:1)의 혼합 용액에 15분 동안 넣은 다음 순수한 헥사메틸디실라잔에 15분 동안 담급니다.
- 샘플을 HCP-2 건조기에 넣은 다음 액체 질소를 사용하여 건조시킵니다. 그런 다음 스퍼터 코팅을 사용하여 금-팔라듐의 얇은 층으로 완전히 건조된 표본을 코팅하고 SEM을 사용하여 이미지를 코팅합니다. 스퍼터 코팅은 120W의 전력으로 5분 동안 수행하였다. 실험은 15kV의 작동 전압 및 5 x 10−5 Pa보다 낮은 진공도 조건에서 수행되었습니다.
- TEM 분석을 위해 샘플을 무수 아세톤과 수지(1:1)의 혼합물에 1시간 동안 넣은 다음 무수 아세톤과 수지(1:3)의 혼합물을 3시간 동안 넣습니다. 그런 다음 샘플을 수지에 밤새 담그십시오.
- 샘플을 매립형 배지 캡슐에 넣고 70°C에서 9시간 동안 가열합니다.
- 매립 후 초미세 마이크로톰을 사용하여 표본을 70nm 두께로 자르고 구리 메쉬 위에 놓습니다.
- 20μL의 우라닐 아세테이트 염색 용액을 구리 메쉬에 피펫으로 고정하고 상온에서 15분 동안 염색합니다. 증류수로 메쉬를 부드럽게 두 번 세척하여 염색 용액을 제거합니다.
- 그런 다음 구연산납 염색 용액 20μL를 구리 메쉬에 피펫하고 상온에서 15분 동안 염색합니다. 증류수로 메쉬를 세 번 세척합니다.
- 여과지를 깐 깨끗한 페트리 접시에 구리 메쉬를 놓습니다. 자연 건조 후 TEM을 사용하여 단면을 촬영합니다. 프로브는 500nN의 하향력으로 적용되고 1Hz의 속도로 스캔되었으며 탄성 상수(k-값)는 40Nm-1이었습니다. 프로브 팁의 반경은 8nm로 측정되었습니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
더 나은 DC-ECM 연골 하이드로겔을 제조하기 위해 이전 문헌을 연구 및 검토하고 탈세포화 비율, 면역원성 및 기계적 기능 측면에서 다양한 탈세포화 프로토콜을 비교했습니다9.
이를 바탕으로 DC-ECM 연골 하이드로겔을 준비하고, 골연골 결손 치료에 있어 방사형 배향 추출 매트릭스/중간엽 줄기세포 엑소좀 바이오잉크의 효과를 살펴보았습니다. 그 결과, DC-ECM 연골 하이드로겔은 면역원성이 낮고 세포 이동을 촉진하고 연골 복구를 촉진할 수 있는 것으로 나타났다10.
최근 몇 년 동안 당사는 DC-ECM 연골의 준비를 최적화했습니다. 위의 실험 단계를 사용하여 탈세포화된 연골을 준비했습니다. 그 결과, DNA 함량은 본래 연골의 DNA 함량과 비교하여 탈세포화된 연골에서 제거되었음을 보여주었습니다(p < 0.001, 그림 1A). 하이드록시프롤린 검사는 콜라겐 함량이 천연 연골과 탈세포화된 연골 간에 유사하다는 것을 나타냈습니다(p =0.48, 그림 1B). DMMB 분석은 글리코사미노글리칸이 본래 연골에 비해 탈세포화된 연골에 잘 유지됨을 보여주었습니다(p =0.68, 그림 1C). 또한 SEM과 TEM을 사용하여 DC-ECM의 미세 구조를 관찰했습니다(그림 1D).
DC-ECM 하이드로겔을 제조하기 위해, 동결 건조된 DC-ECM 용액을 최종 농도 2wt%로 가용화시켰다. 또한 DC-ECM 용액을 VB2와 혼합한 후 UVA(370nm) 유도 가교를 수행했습니다(그림 2A). DC-ECM 용액과 DC-ECM 하이드로겔을 마이크로 원심분리 튜브에 넣었습니다(그림 2B). 튜브를 뒤집었을 때 튜브의 하이드로겔이 바닥으로 흐르지 않았으며 이는 겔화의 징후였습니다. 가교제 없이 37°C에서 콜라겐 자가 조립을 기반으로 하는 DC-ECM 용액의 겔화 시간은 약 15분이었습니다(그림 2C). DC-ECM 용액 및 하이드로겔의 점도 및 동적 탄성률을 테스트하였다. DC-ECM 하이드로겔의 용액 점도가 DC-ECM 용액보다 높았으며, 전단 속도가 높을수록 용액 점도가 낮다는 것을 발견했습니다(그림 2D). 또한 DC-ECM 용액과 하이드로겔의 저장 탄성률은 손실 탄성률보다 훨씬 높았으며, 이는 둘 다 액체가 아닌 겔의 특성을 가지고 있음을 나타냅니다(그림 2E). 특히, 가교 및 동결 건조 후 SEM으로 측정한 DC-ECM 용액 및 DC-ECM 하이드로겔의 공극 크기는 137.672μm에서 37.936μm로 감소했습니다(p < 0.00195, 그림 2F,G).
그림 1: 탈세포화된 연골의 준비 및 특성화. 탈세포화된 연골은 천연 연골과 비교되었습니다. (A-C) DNA, 콜라겐 및 글리코사미노글리칸(GAG) 함량의 정량화. n = 5, ***p < 0.001(스튜던트 t-검정). 모든 실험은 적어도 세 번 수행되었습니다. (D) SEM 및 TEM으로 촬영한 천연 연골 및 탈세포화된 연골의 미세한 구조. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2: DC-ECM 하이드로겔의 준비 및 특성 분석. 자외선 하에서 DC-ECM 용액과 VB2가 가교되어 DC-ECM 하이드로겔을 형성했습니다. (A) DC-ECM 하이드로겔의 분자 구조 및 합성. DC-ECM 용액과 DC-ECM 하이드로겔 간의 외관, 특성화 및 기계적 특성을 비교했습니다. (B) 마이크로 원심분리기 튜브의 DC-ECM 용액 및 DC-ECM 하이드로겔의 이미지. (C) DC-ECM 하이드로겔 및 DC-ECM/VB2 하이드로겔의 겔화 시간. n = 3, ***p < 0.001(스튜던트 t-검정). (D) DC-ECM 용액 및 DC-ECM 하이드로겔의 점도 및 (E) 동적 계수. (F) DC-ECM 용액과 하이드로겔의 미세한 구조(저배율 및 고배율). 스케일 바 = 100 μm. (G) DC-ECM 용액 및 하이드로겔의 공극 크기. n = 5, ***p < 0.001(스튜던트 t-검정). 모든 실험은 적어도 세 번 수행되었습니다. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
이 프로토콜은 연골 조직의 본래 ECM을 밀접하게 모방하는 탈세포화된 연골 세포외 기질 하이드로겔의 제조를 위한 체계적인 접근법을 제공합니다. 이 프로토콜은 ECM의 구조와 구성을 보존하면서 세포 물질을 제거하기 위한 물리적, 화학적, 효소적 파괴의 조합을 포함합니다. 프로토콜의 중요한 단계에는 탈세포화 시간 및 방법 조정과 완전한 탈세포화 보장이 포함됩니다.
조직 공학 및 재생 의학을 위한 다른 기존 방법과 비교할 때 이 프로토콜은 몇 가지 이점을 제공합니다. DC-ECM 하이드로겔은 생물학적 활성, 공간구조, 생물학적 유도 기능이 우수하고 면역원성이 낮으며, 이러한 특성은 세포 부착, 증식, 분화 및 이동을 촉진하는 데 유리하다11. DC-ECM 하이드로겔은 약물 전달 및 연골 결손 치료에도 사용할 수 있다12.
이 프로토콜에 적용할 수 있는 한 가지 수정은 하이드로겔의 기계적 특성을 향상시키기 위해 다양한 가교제를 사용하는 것입니다. 예를 들어, 나노-금속 재료는 하이드로겔(13)의 기계적 특성을 향상시키기 위해 사용될 수 있다. 또한 리보플라빈의 농도와 자외선에 대한 노출 시간을 최적화하여 하이드로겔의 압축 및 인장 강도를 제어할 수 있습니다.
많은 장점에도 불구하고 이 기술에는 고려해야 할 몇 가지 제한 사항이 있습니다. 한 가지 한계는 탈셀룰라화 공정이 ECM에 약간의 손상을 일으켜 기계적 특성의 변화를 초래할 수 있다는 것이다(14). 또 다른 한계는 탈세포화 과정이 모든 항원 물질을 완전히 제거하지 못하여 잠재적인 면역 반응을 유발할 수 있다는 것이다15. 또한, 이 논문에 기술된 프로토콜은 연골 조직에 특이적이며, 다른 유형의 조직은 탈세포화 방법에 대한 조정이 필요할 수 있다는 점에 유의하는 것이 중요합니다.
향후 응용 분야 측면에서 이 프로토콜은 다양한 압축 및 인장 강도를 가진 DC-ECM 하이드로겔을 개발하기 위해 더욱 최적화될 수 있습니다. 또한 이 기술은 다른 조직에 적용하여 조직 공학 및 재생 의학 응용 분야를 위한 생체 모방 하이드로겔을 개발할 수 있습니다. 전반적으로, 이 논문에 제시된 프로토콜은 조직 공학 분야의 연구자와 임상의에게 귀중한 리소스를 제공하며 연골 복구 및 재생을 위한 효과적인 조직 공학 전략의 개발을 향상시킬 수 있는 잠재력을 가지고 있습니다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
저자는 공개할 것이 없습니다.
Acknowledgments
이 작업은 절강성 의학 및 건강 기술 계획(2019KY050), 저장성 한의학 과학 기술 계획(2019ZA026), 절강성 중점 연구 개발 계획(보조금 번호 2020C03043), 절강성 한의학 과학 기술 계획(2021ZQ021), 중국 저장성 자연과학재단(LQ22H060007)의 후원을 받았습니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1 M Tris-HCl, pH7.6 | Beyotime | ST776-100 mL | |
| 1 M Tris-HCl, pH8.0 | Beyotime | ST780-500 mL | |
| -80 °C Freezer | Eppendorf | F440340034 | |
| Deoxyribonuclease | Aladdin | D128600-80KU | |
| DNEasy Blood &Tissue Kit | Qiagen | No. 69506 | |
| GAG colorimetric quantitative detection kit | Shanghai Haling | HL19236.2 | |
| HCP-2 dryer | Hitachi | N/A | |
| Nanodrop8000 | Thermo Fisher | N/A | Spectrophotometer |
| PBS (10x) | Gibco | 70011044 | |
| Ribonuclease | Aladdin | R341325-100 mg | |
| Sigma500 | ZIESS | N/A | Scanning electron microscope |
| Spectra S | Thermo Fisher | N/A | Transmission electron microscope |
| Stainless steel sieve | SHXB-Z-1 | Shanghai Xinbu | |
| Triton X-100 | Beyotime | P0096-500 mL | |
| Trypsin | Gibco | 15050065 | |
| Ultraviolet lamp | Omnicure 2000 | N/A | |
| Vitamin B2 | Gibco | R4500-5G | |
| Vortex mixer | Shanghai Qiasen | 78HW-1 |
References
- Vega, S. L., Kwon, M. Y., Burdick, J. A. Recent advances in hydrogels for cartilage tissue engineering. European Cells & Materials. 33, 59-75 (2017).
- Yang, J., Zhang, Y. S., Yue, K., Khademhosseini, A. Cell-laden hydrogels for osteochondral and cartilage tissue engineering. Acta Biomaterialia. 57, 1-25 (2017).
- Bejleri, D., Davis, M. E. Decellularized extracellular matrix materials for cardiac repair and regeneration. Advanced Healthcare Materials. 8 (5), e1801217 (2019).
- Brown, M., Li, J., Moraes, C., Tabrizian, M., Li-Jessen, N. Y. K. Decellularized extracellular matrix: New promising and challenging biomaterials for regenerative medicine. Biomaterials. 289, 121786 (2022).
- Barbulescu, G. I., et al. Decellularized extracellular matrix scaffolds for cardiovascular tissue engineering: Current techniques and challenges. International Journal of Molecular Sciences. 23 (21), 13040 (2022).
- Zhang, W., Du, A., Liu, S., Lv, M., Chen, S. Research progress in decellularized extracellular matrix-derived hydrogels. Regenerative Therapy. 18, 88-96 (2021).
- Zhu, W., et al. Cell-derived decellularized extracellular matrix scaffolds for articular cartilage repair. International Journal of Artificial Organs. 44 (4), 269-281 (2021).
- Li, T., Javed, R., Ao, Q. Xenogeneic decellularized extracellular matrix-based biomaterials for peripheral nerve repair and regeneration. Current Neuropharmacology. 19 (12), 2152-2163 (2021).
- Xia, C., et al. Decellularized cartilage as a prospective scaffold for cartilage repair. Materials Science & Engineering C-Materials for Biological Applications. 101, 588-595 (2019).
- Chen, P., et al. Desktop-stereolithography 3D printing of a radially oriented extracellular matrix/mesenchymal stem cell exosome bioink for osteochondral defect regeneration. Theranostics. 9 (9), 2439-2459 (2019).
- Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissues: Structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
- Yuan, X., et al. Stem cell delivery in tissue-specific hydrogel enabled meniscal repair in an orthotopic rat model. Biomaterials. 132, 59-71 (2017).
- Zheng, L., et al. Intensified stiffness and photodynamic provocation in a collagen-based composite hydrogel drive chondrogenesis. Advanced Science. 6 (16), 1900099 (2019).
- Young, J. L., Holle, A. W., Spatz, J. P.Nanoscale and mechanical properties of the physiological cell-ECM microenvironment. Experimental Cell Research. 343 (1), 3-6 (2016).
- Abdolghafoorian, H., et al. Effect of heart valve decellularization on xenograft rejection. Experimental and Clinical Transplantation. 15 (3), 329-336 (2017).
