Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Medicine
Click here for the English version

Medicine

إكس فيفو نموذج تجريبي للخنازير لدراسة وتدريس ميكانيكا الرئة

Published: April 19, 2024 doi: 10.3791/64850
Automatic Translation
1, 1, 1
1Faculdade de Medicina da, Universidade de São Paulo

Summary

نقدم نموذج رئة خنزير خارج الجسم الحي لعرض الميكانيكا الرئوية ومناورات التوظيف السنخية لأغراض التدريس. يمكن استخدام الرئتين لأكثر من يوم واحد (حتى خمسة أيام) مع الحد الأدنى من التغييرات في متغيرات الميكانيكا الرئوية.

Abstract

تستخدم التهوية الميكانيكية على نطاق واسع وتتطلب معرفة محددة للفهم والإدارة. قد يشعر المهنيون الصحيون في هذا المجال بعدم الأمان ويفتقرون إلى المعرفة بسبب عدم كفاية أساليب التدريب والتدريس. لذلك ، فإن الهدف من هذه المقالة هو تحديد الخطوات التي ينطوي عليها إنشاء نموذج رئة خنزير خارج الجسم الحي لاستخدامه في المستقبل ، لدراسة وتعليم ميكانيكا الرئة. لتوليد النموذج ، تمت إزالة خمس رئات خنزير بعناية من الصدر باتباع إرشادات لجنة أخلاقيات البحوث الحيوانية بعناية كافية وتم توصيلها بجهاز التنفس الصناعي الميكانيكي من خلال قنية القصبة الهوائية. ثم تعرضت هاتان الرئتان لمناورة التوظيف السنخية. تم تسجيل معلمات ميكانيكا الجهاز التنفسي ، وتم استخدام كاميرات الفيديو للحصول على مقاطع فيديو للرئتين خلال هذه العملية. تكررت هذه العملية لمدة خمسة أيام متتالية. عندما لا تستخدم ، تم الاحتفاظ بالرئتين في الثلاجة. أظهر النموذج ميكانيكا الرئة المختلفة بعد مناورة التوظيف السنخية كل يوم. عدم التأثر بالأيام ، فقط بالمناورة. لذلك ، نستنتج أن نموذج الرئة خارج الجسم الحي يمكن أن يوفر فهما أفضل لميكانيكا الرئة وآثارها ، وحتى مناورة التوظيف السنخية من خلال ردود الفعل المرئية خلال جميع مراحل العملية.

Introduction

تستخدم التهوية الميكانيكية (MV) على نطاق واسع في وحدات العناية المركزة (ICUs) والمراكز الجراحية. مراقبته ضرورية للمساعدة في التعرف على عدم التزامن ومنع الإصابات لجميع المرضى ، خاصة عندما يكون المريض يعاني من إصابات رئوية خطيرة1،2،3،4،5،6. يمكن أن تساهم مراقبة ميكانيكا الجهاز التنفسي أيضا في الفهم السريري لتطور المرض والتطبيقات العلاجية ، مثل استخدام ضغط الزفير النهائي الإيجابي (PEEP) أو مناورة التوظيف السنخية (ARM). ومع ذلك ، فإن استخدام هذه التقنيات يتطلب فهما بارعا للمنحنيات وميكانيكا الرئة الأساسية 3,4.

يشعر الطلاب والمقيمون والمهنيون الطبيون بعدم الأمان بشأن إدارة MV ، من تشغيل جهاز التنفس الصناعي والتعديلات الأولية إلى مراقبة الهضبة وضغوط القيادة ، ويرتبط انعدام الأمن هذا بنقص المعرفة والتدريب المسبق الكافي7،8،9،10. لاحظنا أن المهنيين الذين شاركوا في المحاكاة واستخدموا نموذج الرئة أبلغوا عن ثقة أكبر وفهم المعلمات وفهم مكونات ميكانيكا الرئة8،11،12.

يمكن لنماذج دراسة وتدريب MV مع اختبار الرئتين والمنفاخ والمكابس محاكاة الضغوط والأحجام المختلفة ، بالإضافة إلى ظروف ميكانيكا الرئة المختلفة13،14،15. تساهم النماذج الحسابية والبرمجية أيضا في دراسة التفاعل القلبي الرئوي من خلال إنشاء عمليات محاكاة يمكن استخدامها لتعليم مبادئ MV11 للمهنيين الصحيين 16,17.

في حين أن النماذج الحسابية قد تمثل صعوبات في تمثيل التباطؤ الرئوي16 ، فإن النماذج التي تحتوي على رئة اختبار ومنفاخ13،14،15يمكن أن تنتج منحنيات حجم الضغط مشابهة للمنحنى الفسيولوجي وتظهر ديناميكيات رئوية. كميزة ، تقدم رئة الخنازير خارج الجسم الحي تشريحا مشابها للبشر18 ، كما تنتج منحنيات MV ، والتباطؤ الرئوي ، وتوفر ملاحظات بصرية للرئتين داخل صندوق الأكريليك أثناء تحليل ميكانيكا الرئة. النماذج المرئية مهمة ويمكن أن تساعد في فهم المكونات والمفاهيم التي يصعب تخيلها. وبالتالي ، تمثل نماذج الرئة خارج الجسم الحي طريقة عملية للتدريس.

يمكن للدراسات التي أجريت على رئتي الخنازير خارج الجسم الحي ، مثل تلك الموجودة على MV ذات الضغط الإيجابي والسلبي19،20،21 ، وتحليل توزيع الهباء الجوي22،23 ، ومحاكاة الأطفال24 ، ونضح الرئة25 تحسين المعرفة على MV. أظهرت الدراسات الحديثة التي تحلل النماذج في الضغط الإيجابي والسلبي أن التهوية بالضغط الإيجابي يمكن أن تؤدي إلى تجنيد مفاجئ مع تشوه موضعي أكبر ، وانتفاخ أكبر ، واختلافات منحنى التباطؤ ، وآفات الأنسجة المحتملة مقارنة بضغط الضغط السلبي19،20،21. ومع ذلك ، فإن نماذج الضغط الإيجابي ضرورية لأن المرضى يتعرضون لضغط إيجابي أثناء ضغط MV19،20،21. يفتح تطوير نموذج الرئة للدراسات قبل السريرية إمكانيات لأبحاث وتطبيقات جديدة ، بما في ذلك التدريس والتدريب على الموجات فوق المتوسطة.

هنا ، نقدم نموذج رئة الخنازير خارج الجسم الحي لأغراض الدراسة والتدريب. هدفنا الأساسي هو وصف خطوات توليد نموذج رئة الخنازير خارج الجسم الحي تحت الضغط الإيجابي MV. يمكن استخدامه في المستقبل لدراسة وتعليم ميكانيكا الرئة.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

تمت الموافقة على البروتوكول من قبل لجنة أخلاقيات البحوث الحيوانية في مؤسستنا (بروتوكول رقم 1610/2021).

1. التخدير وإعداد

  1. في البداية ، ضع على مقياس وتحقق من الوزن لضبط الأدوية والتخدير اللازم لهذا الإجراء.
  2. يتم تطبيق الكيتامين 5 ملغ/ كغ والميدازولام 0.25 ملغ/كغ في العضل.
  3. ثقب وريد الأذن الهامشي بقسطرة وريدية 20 جم وتطبيق البروبوفول الوريدي (5 ملغ/كغ) لتحريض التخدير.
  4. تطبيق 3 مل من الهيبارين عن طريق الوريد في الوصول إلى الوريد المحيطي للمساعدة في الاستخراج القلبي الرئوي والتروية.
  5. بعد التخدير ، قم بإجراء التنبيب الرغامي الفموي باستخدام قنية فموية رغامية مقاس 6.5 مم (OTC) وقم بتثبيت OTC بشريط لاصق ، واتركه ثابتا بإحكام لتجنب الإزاحة أثناء العملية.
    ملاحظة: يتم فحص عمق التخدير من خلال مراقبة معلمات الدورة الدموية واستخدام محلل الغاز ، مثل متوسط الضغط الشرياني ومعدل ضربات القلب وتركيز الأيزوفلوران المستوحى / منتهي الصلاحية.

2. التهوية الميكانيكية أثناء العملية

  1. قم بتوصيل عبر OTC ب MV ، مع الحفاظ على التخدير بنسبة 1.5٪ إيزوفلوران عند 50٪ من الجزء المستوحى من الأكسجين (FiO2) والفنتانيل 10 ميكروغرام / كجم بلعة + 10 ميكروغرام / كجم / ساعة تسريب مستمر.
    1. اضغط على شاشة جهاز التنفس الصناعي وحدد وضع التهوية التي يتم التحكم فيها بمستوى الصوت (VCV) ، وحدد زر حجم المد والجزر (TV) ، وقم بتدوير عجلة التمرير حتى تتوافق قيمة حجم المد والجزر مع 8 مل / كجم.
    2. اضغط على شاشة جهاز التنفس الصناعي. حدد FiO2 وقم بتدوير عجلة التمرير حتى يتم الوصول إلى قيمة 50٪.
    3. اضغط على شاشة جهاز التنفس الصناعي وحدد معدل التنفس (RR). أدر العجلة حتى تصل إلى القيمة المثالية للحفاظ على ثاني أكسيد الكربون 2 منتهي الصلاحيةمن 35-45 مم زئبق تم قياسه بواسطة capnography مقترنا بجهاز التنفس الصناعي.
      ملاحظة: يتم فحص عمق التخدير من خلال مراقبة معلمات الدورة الدموية واستخدام محلل الغاز مثل متوسط الضغط الشرياني ومعدل ضربات القلب وتركيز الأيزوفلوران المستوحى / منتهي الصلاحية.

3. تشريح الأنسجة وتبادل OTC

  1. قم بعمل شق قصي وسطي من 2 سم فوق manubrium إلى 2 سم تحت عملية الخنجري في القص للوصول إلى التجويف الصدري. ضع مبعدات الضلع ، وتوسيع مجال الرؤية أثناء العملية.
  2. استخدم مشرطا لعمل شق أفقي في القصبة الهوائية في ارتفاع الغضروف الحلقي (فقط في حلقات القصبة الهوائية الأولى) بعرض كاف لإدخال قنية قصبة هوائية جديدة.
  3. قم بتفريغ الكفة التي لا تستلزم وصفة طبية الموجودة داخل مجرى الهواء واسحبها ببطء لإزالتها. في هذه الأثناء ، أدخل OTC الجديد في الشق الذي تم إجراؤه في القصبة الهوائية بعد إزالة OTC القديم. قد يحدث تسرب بسبب الكفة المفرغة ، والتوقف عند إعادة وضع OTC الجديد.
  4. قم بنفخ سوار أنبوب القصبة الهوائية الذي تم إدخاله حديثا عن طريق توصيل حقنة سعة 20 مل بالبالون الطيار. توفر المحقنة الهواء تحت الضغط وتضخم البالون التجريبي والكفة. بمجرد أن تنتفخ الكفة ، قم بإزالة المحقنة.
  5. اربط قنية القصبة الهوائية الجديدة مباشرة بالقصبة الهوائية باستخدام 2-0 بوليستر لمنع التسرب والحركة أثناء وضع الرئة في صندوق التهوية الزجاجي.
  6. مع مشرط ، تشريح الأنسجة لإزالة الأعضاء القلبية الرئوية من الصدر.

4. القتل الرحيم للحيوانات

  1. زيادة تركيز الأيزوفلوران إلى 5٪ وتطبيق 10 مل من كلوريد البوتاسيوم 19.1٪. في وقت لاحق ، تحقق من عدم وجود علامات حيوية.
    ملاحظة: تم تنفيذ هذا الإجراء وفقا لدليل المعاهد الوطنية للصحة لرعاية واستخدام حيوانات المختبر.

5. استخراج القلب والرئة

  1. بعد القتل الرحيم ، تشريح الرباط التنفسي لإزالة الرئتين.
  2. بعد تشريح الأنسجة ، قم بتثبيت OTC بملقط كيلي المناسب أثناء نهاية الإلهام ، مع الحفاظ على تضخم الرئتين.
  3. افصل OTC عن جهاز التنفس الصناعي الميكانيكي ، لكن احتفظ به مثبتا.
  4. قسم الشريان الأبهري ، ضع الشافطة داخل التجويف الصدري لإزالة الدم المتسرب ، والحفاظ على تصور التجويف أثناء الانتهاء من التشريح ، وتحرير الأعضاء المراد إزالتها من التجويف الصدري.
    ملاحظة: يجب تحرير الرباط الرئوي السفلي بعناية لتجنب التمزق الرئوي.
  5. قم بإزالة القلب والرئة من القفص الصدري مع تثبيت OTC ، دون فصلهما ، ووضعهما على صينية.

6. التحضير القلبي الرئوي

  1. مع وجود الرئة على صينية ، قم بتقليب الشريان الرئوي بقسطرة أحادية التجويف كبيرة التجويف وتوصيله بالتسريب الذي تم ضبطه لإدارة 2000 مل من محلول ملحي بارد بنسبة 0.9٪ (SS) باستمرار أو حتى يتدفق السائل الصافي من الشريان الأورطي.
    ملاحظة: يجب إعطاء SS بمعدل طبيعي ، وتجنب الضغط على الكيس الوريدي (IV).
  2. بعد تنظيف التدفق ، قم بخياطة الشريان الأبهري ب 2-0 بوليستر وتطبيق 100 مل أخرى من 0.9٪ SS. أغلق مخرج القسطرة أحادي التجويف حيث سيبقى السائل بالداخل حتى نهاية التجربة.
  3. قم بفك تثبيت OTC ، لاحظ أن الرئتين سوف تنكمش وتبقى مغلقة ، وعلى استعداد لاستقبال MV و ARM.

7. MV داخل صندوق الاكريليك

  1. بعد التحضير ، افتح صندوق الأكريليك وضع الرئتين عموديا داخل الصندوق. مرر OTC من خلال الفتحة الموجودة في الغطاء وقم بتوصيل قنية القصبة الهوائية بجهاز التنفس الصناعي.
    ملاحظة: تأكد من تثبيت قنية القصبة الهوائية بإحكام في القصبة الهوائية.
  2. حدد زر بدء التهوية .
    1. اضغط على شاشة جهاز التنفس الصناعي وحدد جهاز التنفس الصناعي ل VCV.
    2. اضغط على شاشة إعدادات وضع VCV ، وحدد زر التلفزيون ، أدر العجلة حتى تصل إلى قيمة 6 مل / كجم. افعل الشيء نفسه لضبط PEEP على 5 سم H2O ، FiO2 إلى 21٪ ، RR إلى 15 نفسا في الدقيقة ، ووقت التوقف الشهيقي إلى 10٪.

8. الذراع

  1. لبدء التوظيف ، قم بزيادة PEEP من 5 سم H2O إلى 6 سم H2O ثم قم بزيادته بزيادات خطوة بخطوة قدرها 2 سم H2O حتى تصل إلى 14 سم H2O.PEEP يتم زيادة باستخدام الزر الذي يظهر على الشاشة أسفل قيمة PEEP المعروضة على الشاشة. أدر العجلة لزيادة القيمة.
    1. لكل PEEP ، اكتب ضغط الذروة وضغط الهضبة والامتثال الديناميكي وقيم مقاومة مجرى الهواء المعروضة على شاشة جهاز التنفس الصناعي الميكانيكي. اكتب ضغط القيادة ، وهو قيمة ضغط الهضبة مطروحا منها قيمة PEEP المعدلة في ذلك الوقت.
  2. بعد الوصول إلى 14 سم H2O ، قم بتقليل PEEP في انخفاضات خطوة بخطوة بمقدار 2 سم H2O حتى تصل إلى 6 سم H2O ، ثم قم بتقليله إلى 5 سم H2O. يتم تقليل PEEP باستخدام الزر الذي يظهر على الشاشة أسفل قيمة PEEP المعروضة على الشاشة. أدر العجلة لتقليل القيمة.
    1. لكل PEEP ، اكتب ضغط الذروة وضغط الهضبة والامتثال الديناميكي وقيم مقاومة مجرى الهواء المعروضة على شاشة جهاز التنفس الصناعي الميكانيكي. اكتب ضغط القيادة ، وهو قيمة ضغط الهضبة مطروحا منها قيمة PEEP المعدلة في ذلك الوقت.
      ملاحظة: حافظ على قيمة PEEP لمدة 10 دقائق أثناء الزيادة ولمدة 5 دقائق في كل خطوة أثناء النقصان.

9. الصيانة القلبية الرئوية

  1. في نهاية مرحلة التوظيف ، قم بتثبيت قنية القصبة الهوائية برفق مع المشبك أثناء الإلهام ، مع الحفاظ على تضخم الرئتين. افتح صندوق الأكريليك.
  2. أخرج الرئتين من صندوق الأكريليك وضعها بعناية في وعاء زجاجي.
    ملاحظة: تأكد من تثبيت قنية القصبة الهوائية بإحكام في القصبة الهوائية.
  3. صب 500 مل من 0.9 ٪ SS.
  4. قم بتخزينه في الثلاجة في وعاء زجاجي مغلف بالبلاستيك عند درجة حرارة تتراوح من 2 إلى 8 درجات مئوية لمدة 24 ساعة.
  5. كرر الخطوات 7 و8 و9 لمدة خمسة أيام متتالية.

Figure 1
الشكل 1: المخطط الانسيابي للدراسة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

استخدمنا خمسة إناث خنازير يتراوح وزنها بين 23.4-26.9 كجم واتبعنا البروتوكول الموصوف للاستخراج القلبي الرئوي وتحليل ميكانيكا الرئة. هدفنا هو أن يكون النموذج مفيدا لدراسة ميكانيكا الرئة من خلال تحليل ضغط الذروة وضغط الهضبة والمقاومة وضغط القيادة ومتغيرات الامتثال الديناميكي التي تم جمعها مباشرة من شاشة جهاز التنفس الصناعي الميكانيكي. يظهر المخطط الانسيابي للنموذج في الشكل 1.

تم تحليل الرئتين لمدة خمسة أيام متتالية ، مع تكرار العملية بأكملها الموضحة في البنود 7.2 و 8.1 و 8.2 و 9.1 و 9.2 و 9.3 من البروتوكول. حاولنا إظهار كيف تصرفت متغيرات الرئة قبل وبعد التوظيف والتحقق من متانة النموذج الرئوي خارج الجسم الحي في الفترة المحددة.

لوحظت فروق ذات دلالة إحصائية (p < 0.05) لجميع المتغيرات بين ما قبل وما بعد ARM. انخفض ضغط الذروة وضغط الهضبة (الشكل 2) وضغط القيادة (الشكل 3) بعد المناورة (p = 0.0005) ، بينما زاد الامتثال الديناميكي (p = 0.0007) (الشكل 4) ، مما يدل على الحويصلات الهوائية المنهارة المفتوحة وكسب منطقة الرئة. كما زادت المقاومة (الشكل 5) بعد التجنيد (p = 0.0348). لم يتأثر أي من المتغيرات بشكل كبير باليوم.

بناء على هذه النتائج ، أظهرنا أن النموذج فعال في إظهار تغييرات ميكانيكا الرئة البصرية من خلال ARM (الشكل 6) وفي دراسة وتعليم ميكانيكا الرئة (الشكل 7). بالإضافة إلى ذلك ، أظهرنا أنه يمكن استخدام النموذج لمدة خمسة أيام متتالية على الأقل. نظرا لأننا لم نقم بتقييم النموذج بعد هذه الفترة ، لا يمكننا تأكيد المتانة النهائية لنموذج الرئة.

Figure 2
الشكل 2: الضغوط. أ: ضغط الذروة. تراوحت ذروة ما قبل ARM من 21 ± 3.2 إلى 23 ± 2.3 سمH 2O ، بينما تراوحت ذروة ما بعد ARM بين 9 ± 0.6 و 12.6 ± 1.4 سم H2O في الرئتين الخمس. تم استخدام التحليل الإحصائي ANOVA ثنائي الاتجاه لحساب القيمة p ل 0.0005 ، والتي اعتبرت مهمة. ب: ضغط الهضبة. تراوحت هضبة ما قبل ARM من 21 ± 3.2 إلى 22 ± 2.3 سمH 2O ، بينما تراوحت هضبة ما بعد ARM بين 8.8 ± 0.4 و 11.6 ± 1.6 سم H2O في الرئتين الخمس. تم استخدام التحليل الإحصائي ANOVA ثنائي الاتجاه لحساب القيمة p ل 0.0005 ، والتي اعتبرت مهمة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 3
الشكل 3: ضغط القيادة. تراوح ضغط القيادة قبل ARM من 16 ± 3.2 إلى 17 ± 2.3 سمH 2O ، بينما تراوح ضغط القيادة بعد ARM بين 3.8 ± 0.4 و 6.6 ± 1.6 سمH 2O في الرئتين الخمس. تم استخدام التحليل الإحصائي ANOVA ثنائي الاتجاه لحساب القيمة p ل 0.0005 ، والتي اعتبرت مهمة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 4
الشكل 4: التوافق الديناميكي. تراوح الامتثال الديناميكي قبل ARM من 9.1 ± 1.2 إلى 10.2 ± 2.6 مل / سم H2O ، بينما تراوح الامتثال الديناميكي لما بعد ARM بين 23.6 ± 3.5 و 43.8 ± 11.3 مل / سمH 2O في الرئتين الخمس. تم استخدام التحليل الإحصائي ANOVA ثنائي الاتجاه لحساب القيمة p البالغة 0.0007 ، والتي اعتبرت مهمة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 5
الشكل 5: المقاومة. تراوحت مقاومة ما قبل ARM من 1.4 ± 1.0 إلى 7 ± 3.2 سم H2O / L / seg ، بينما تراوحت مقاومة ما بعد ARM بين 2.4 ± 0.4 و 6.6 ± 5.1 سم H2O / L / seg في الرئتين الخمس. تم استخدام التحليل الإحصائي ثنائي الاتجاه ANOVA لحساب القيمة p ل 0.0348 ، والتي اعتبرت مهمة. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 6
الشكل 6: نموذج الرئة. (أ) رئة ذات زقزقة ٥ سم. (ب) رئة ٦ سم. (ج) رئة ٨ سم. (د) رئة ١٠ سم. ه: رئة ١٢ سم. (و) رئة ١٤ سم. الرجاء الضغط هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.

Figure 7
الشكل 7. مخططات التهوية الميكانيكية. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

البروتوكول الموصوف مفيد لإنتاج نموذج رئة خنزير خارج الجسم الحي تحت الضغط الإيجابي MV. يمكن استخدامه لدراسة وتعليم ميكانيكا الرئة من خلال ردود الفعل البصرية من الرئتين أثناء التوظيف وتحليل المنحنيات والقيم المعروضة على شاشة الجهاز. لتحقيق هذه النتيجة ، هناك حاجة إلى دراسات تجريبية لفهم سلوك الرئتين خارج القفص الصدري وتحديد الحاجة إلى التكيف.

حددنا أن النقطة الحرجة كانت تكوين الفقاعات والناسور والآفات في غشاء الجنب التي تم تصورها عند توصيل جهاز التنفس الصناعي الميكانيكي ، مع وجود فرق بين التلفزيون المستوحى ومنتهي الصلاحية والتغيرات في منحنى الحجم. وهكذا ، كان أحد تعديلات البروتوكول الأولى هو استخدام فتحة جراحية واسعة للصدر ، مع شق الحجاب الحاجز في بداية الإجراء أثناء تشريح الأعضاء القلبية الرئوية ، والتي يمكن أن تحسن تصور الهياكل وتساعد على الإفراج الدقيق عن الرباط الرئوي السفلي ، والحفاظ على سلامة الرئة. علاوة على ذلك ، أظهر التضخم اليدوي للرئتين التجريبيتين بعد تشريح الهياكل أن هذا التضخم يتجاوز حدود الضغط ويساهم في تكوين البثور والناسور. قدمت بعض الدراسات التي تستخدم الرئتين خارج الجسم الحي إمكانية استخدام غراء الفيبرين للتسريبات ، مع نتائج إيجابية. على الرغم من أننا لم نستخدم هذا النهج في الدراسة ، إلا أنه يمكن أن يكون بديلا لتحسين النموذج26,27. نقطة أخرى ذات صلة هي أن الرئتين تمت إزالتهما وتفريغهما تماما في الدراسة التجريبية ، مما أبقاهما منهارين تماما من تحضير الأعضاء إلى بدء MV ، مما جعل من الصعب فتح الرئتين أمام MV وزاد من إمكانية تكوين الناسور. ومن ثم ، بدأنا في تثبيت OTC والحفاظ على تضخم الرئتين أثناء التشريح حتى تم إعطاء SS. بعد ذلك ، تم تحرير OTC ، وتفريغه ، وتوصيل الرئتين بجهاز التنفس الصناعي لبدء ARM ، وتم إجراء تحليل لميكانيكا الرئة لإثبات منحنى التباطؤ الرئوي. هذا لم يضر بتوظيف الرئة أو تحليل ميكانيكا الرئة لأن المرضى الذين تم تخديرهم يعانون من انخماص الرئة وانخفاض امتثال الرئة حتى أثناء MV28،29،30،31.

في الدراسة التجريبية ، تم استخدام PEEP أولي من 5 سم H2O وزاد بزيادات 5 سم H2O حتى 25 سم H2O32,33. ومع ذلك ، وصلت ضغوط الذروة والهضبة إلى قيم أكبر من 40 و 30 سم H2O ، على التوالي ، مع تكوين الناسور. وبالتالي ، تم إجراء زيادة تدريجية بزيادات 2 سم H2O لتحليل سلوك الضغوط بشكل أفضل بمرور الوقت وفهم حدود PEEP في نموذج الرئة خارج الجسم الحي. لم يكن هناك فرق في معدل الوفيات بين التضخم المستمر والإضافي ، ولكن التضخم التدريجي هو الأكثر استخداما ويمكن أن يسهل التحليل التدريجي لميكانيكا الرئة34. أما بالنسبة لاستخدام الضغط السلبي20,21 ، فقد تم اختبار النموذج فقط تحت ضغط إيجابي لأن المرضى على MV يتعرضون لضغط إيجابي. نحن لا نستبعد استخدام الضغط السلبي في المستقبل ، لكنه سيتطلب تغييرات في حالة الأكريليك.

تقدم الأدبيات بعض النماذج التي تم إنتاجها باستخدام رئة اختبار ومكابس ونموذج خارج الجسم الحي 13,14 تم وضعها في صناديق محكمة الغلق تحاكي القفص الصدري. تم وضع نموذجنا في صندوق أكريليك تقليدي ، والذي ، على الرغم من تقليل إمكانية تطبيق الضغط السلبي ، يمكن أن يسهل إنتاج النموذج. نموذج آخر تم إنتاجه للدراسات قبل السريرية18 مشابه لنموذجنا ، ولكن تم وضع الرئتين أفقيا بينما تم الحفاظ على رئتينا عموديا ، وتلقي عمل الجاذبية دون دعم الأعضاء والقفص الصدري. تم استخدام هذه الرئتين خلال التجارب في غضون 48 ساعة بعد القتل الرحيم18،19،20،21،35. تم استخدام نموذجنا لما مجموعه 120 ساعة ، حيث تم الاحتفاظ به عند درجة حرارة 2-8 درجة مئوية خلال 24 ساعة من التجربة ، مما يدل على النتائج الإيجابية الموضحة في قسم النتائج التمثيلية.

لم تتم معالجة الفجوة في التدريس والتدريب في هذه اللحظة الأولى ، ولكن النموذج فعال لتحليل ميكانيكا الرئة ويمكن استخدامه كأداة للبحث والتدريس. بالإضافة إلى ذلك ، لم نهدف إلى دراسة حلول التروية ، ولكن بنفس الطريقة التي غرسنا بها SS في الخطوة 6.1 ، يمكن استخدام حلول التروية والحفظ ، مما يفتح إمكانيات جديدة للدراسات بنفس النموذج المقدم.

هذه التقنية لها بعض القيود: 1) معرفة تشريح لضمان إزالة الرئتين بشكل صحيح. 2) لم يتم تقييم النموذج بعد خمسة أيام ؛ 3) يبدو أن النموذج مناسب لتهوية التدريس ولكن لم يتم اختباره في سياق التدريس ؛ 4) إنه نموذج حيواني ، لذلك من المهم مراعاة قيود تطبيقه على البشر.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

يعلن أصحاب البلاغ عدم وجود تضارب في المصالح.

Acknowledgments

نشكر جميع الزملاء والمهنيين الذين ساهموا ودعموا بناء بروتوكول نموذج الرئة الخنازير خارج الجسم الحي.

لم يكن لهذه الدراسة مصادر تمويل.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.9% Saline solution 2500ml
Anesthesia machine - Primus Drager REF 8603800-18 Anesthesia work station used in the procedure
Aspirator For blood aspiration from thorax
Bedside Monitor - Life Scope Nihon Kohden BSM-7363 Multiparameter monitor used during the procedure
Bonney Tissue Forceps Any tissue forceps is suitable
Disposable scalper, #23 Any scalper is suitable
Disposable syringe needles, 18G x 1 1/2", 23G x 1" BD 302814 Widely available
Disposable syringes, 10ml Widely available
Electrosurgical unit - SS-501 WEM For cutting and coagulation during thorax incision
Fentanyl 10 mcg/kg bolus + 10 mcg/kg/hour continuous infusion
Finochietto retractor Any finochietto retractor is suitable
heparin 3ml
Infusion set Any infusion set is suitable
Isoflurane 1.5%
Kelly Forceps Curved Any kelly forceps is suitable
Ketamine 5mg/kg
Lactated Ringer solution 500ml
Mechanical ventilator - Servo I Maquet REF 6449701 Mechanical ventilator used in the procedure
Metzenbaum Scissor (Straight and curved) Any metzenbaum scissor is suitable
Midazolam 0.25mg/kg
Orotracheal intubation cannula, #6.5 Rusch 112282 Widely available
Plexiglass Custom made plexiglass box: 30x45x60cm
Polyester suture, 2-0 Widely available
Potassium choride 10 ml, 19.1% potassium chloride.
propofol 5mg/kg
Three way stopcock Widely available
Venous catheter, G20 x 1" BD 38183314 Widely available

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Roberto, C., Carvalho, R., Toufen Jr, C., Franca, S. A. Mechanical Ventilation: Principles, graphic analysis and ventilation modalities. Jornal Brasileiro de Pneumologia. 33 (2), 54-55 (2007).
  2. Barbas, C. S. V., et al. Brazilian recommendations for mechanical ventilation 2013. Part I. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 26 (2), 89-121 (2014).
  3. Walter, J. M., Corbridge, T. C., Singer, B. D. Invasive mechanical ventilation. Southern Medical Journal. 111 (12), 746-753 (2018).
  4. Faustino, E. A. Concepts and monitoring of pulmonary mechanics in patients under ventilatory support in the intensive care unit. Revista Brasileira de Terapia Intensiva. 19 (2), 161-169 (2007).
  5. Holanda, M. A., Vasconcelos, R. S., Ferreira, J. C., Pinheiro, B. V. Patient-ventilator asynchrony. Jornal Brasileiro de Pneumologia. 44 (2), 321-333 (2018).
  6. Rezoagli, E., Laffey, J. G., Bellani, G. Monitoring lung injury severity and ventilation intensity during mechanical ventilation. Seminars in Respiratory and Critical Care Medicine. 43 (3), 346-368 (2022).
  7. Tallo, F. S. Evaluation of self-perception of mechanical ventilation knowledge among Brazilian final-year medical students, residents, and emergency physicians. Clinics. 72 (2), 65-70 (2017).
  8. Schroedl, C. J., et al. Impact of simulation-based mastery learning on resident skill managing mechanical ventilators. American Thoracic Society Scholar. 2 (1), 34-48 (2021).
  9. Wilcox, S. R., et al. Academic emergency medicine physicians' knowledge of mechanical ventilation. The Western Journal of Emergency Medicine. 17 (3), 271-279 (2016).
  10. Cox, C. E., et al. Effectiveness of medical resident education in mechanical ventilation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 167 (1), 32-38 (2003).
  11. Keegan, R., Henderson, T., Brown, G. Use of the virtual ventilator, a screen-based computer simulation, to teach the principles of mechanical ventilation. Journal of Veterinary Medical Education. 36 (4), 436-443 (2009).
  12. Spadaro, S., et al. Simulation training for residents focused on mechanical ventilation: A randomized trial using mannequin-based versus computer-based simulation. Simulation in Healthcare. 12 (6), 349-355 (2017).
  13. Chase, J. G., Yuta, T., Mulligan, K. J., Shaw, G. M., Horn, B. A novel mechanical lung model of pulmonary diseases to assist with teaching and training. BMC Pulmonary Medicine. 6 (21), 1-11 (2006).
  14. Kuebler, W. M., Mertens, M., Pries, A. R. A two-component simulation model to teach respiratory mechanics. Advances in Physiology Education. 31 (2), 218-222 (2007).
  15. Heili-Frades, S., Peces-Barba, G., Rodríguez-Nieto, M. J. Design of a lung simulator for learning lung mechanics in mechanical ventilation. Archivos de Bronconeumología. 43 (12), 674-679 (2007).
  16. Ngo, C., Dahlmanns, S., Vollmer, T., Misgeld, B., Leonhardt, S. An object-oriented computational model to study cardiopulmonary hemodynamic interactions in humans. Computer Methods and Programs in Biomedicine. 159, 167-183 (2018).
  17. Lazzari, C. D., Genuini, I., Pisanelli, D. M., D'Ambrosi, A., Fedele, F. Interactive simulator for e-Learning environments: a teaching software for health care professionals. Biomedical Engineering Online. 13 (172), 1-18 (2014).
  18. Perinel, S., et al. Development of an ex vivo human-porcine respiratory model for preclinical studies. Scientific Reports. 7, 1-6 (2017).
  19. Aboelnazar, N. S., et al. Negative pressure ventilation decreases inflammation and lung edema during normothermic ex-vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (4), 520-530 (2018).
  20. Sattari, S., et al. Introducing a custom-designed volume-pressure machine for novel measurements of whole lung organ viscoelasticity and direct comparisons between positive- and negative-pressure ventilation. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 1-12 (2020).
  21. Sattari, S., et al. Positive- and negative-pressure ventilation characterized by local and global pulmonary mechanics. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 207 (5), 577-586 (2023).
  22. Montigaud, Y., et al. Development of an ex vivo preclinical respiratory model of idiopathic pulmonary fibrosis for aerosol regional studies. Scientific Reports. 9 (1), 17949 (2019).
  23. Montigaud, Y., et al. Aerosol delivery during invasive mechanical ventilation: development of a preclinical ex vivo respiratory model for aerosol regional deposition. Scientific Reports. 9 (1), 17930 (2019).
  24. Montigaud, Y., et al. Development of an ex vivo respiratory pediatric model of bronchopulmonary dysplasia for aerosol deposition studies. Scientific Reports. 9 (1), 5720 (2019).
  25. Buchko, M. T., et al. A low-cost perfusate alternative for ex vivo. lung perfusion. transplantation proceedings. 52 (10), 2941-2946 (2020).
  26. Kondo, N. Development of an effective method utilizing fibrin glue to repair pleural defects in an ex-vivo pig model. Journal of Cardiothoracic Surgery. 15 (1), 110 (2020).
  27. Gasek, N., et al. Development of alginate and gelatin-based pleural and tracheal sealants. Acta Biomaterialia. 131, 222-235 (2021).
  28. Li, X., et al. Effects of individualized positive end-expiratory pressure combined with recruitment maneuver on intraoperative ventilation during abdominal surgery: a systematic review and network meta-analysis of randomized controlled trials. Journal of Anesthesia. 36 (2), 303-315 (2022).
  29. Hu, M. C., Yang, Y. L., Chen, T. T., Lee, C. I., Tam, K. W. T. Recruitment maneuvers to reduce pulmonary atelectasis after cardiac surgery: A meta-analysis of randomized trials. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 164 (1), 171-181 (2020).
  30. Hu, M. C., et al. Recruitment maneuvers in patients undergoing thoracic surgery: a meta-analysis. General Thoracic and Cardiovascular Surgery. 69 (12), 1553-1559 (2021).
  31. Zeng, C., Lagier, D., Lee, J. W., Melo, M. F. V. Perioperative pulmonary atelectasis: Part I. Biology and mechanisms. Anesthesiology. 136 (1), 181-205 (2022).
  32. Niman, E., et al. Lung recruitment after cardiac arrest during procurement of atelectatic donor lungs is a protective measure in lung transplantation. Journal of Thoracic Disease. 14 (8), 2802-2811 (2022).
  33. Calvo, R. N., et al. Comparison of the efficacy of two alveolar recruitment maneuvers in improving the lung mechanics and the degree of atelectasis in anesthetized healthy sheep. Research in Veterinary Science. 150 (5), 164-169 (2022).
  34. Pensier, J., et al. Effect of lung recruitment maneuver on oxygenation, physiological parameters and mortality in acute respiratory distress syndrome patients: a systematic review and meta-analysis. Intensive Care Medicine. 45 (12), 1691-1702 (2019).
  35. Mariano, C. A., Sattari, S., Quiros, K. A. M., Nelson, T. M., Eskandari, M. Examining lung mechanical strains as influenced by breathing volumes and rates using experimental digital image correlation. Respiratory Research. 23 (1), 92 (2022).

Tags

الطب ، العدد 206 ، التنفس بالضغط الإيجابي ، التنفس ، الاصطناعي ، النموذج ، ، الرئة
<em>إكس فيفو</em> نموذج تجريبي للخنازير لدراسة وتدريس ميكانيكا الرئة
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Parzianello Egúsquiza, M. G.,… More

Parzianello Egúsquiza, M. G., Otsuki, D. A., Costa Auler Junior, J. O. Ex Vivo Porcine Experimental Model for Studying and Teaching Lung Mechanics. J. Vis. Exp. (206), e64850, doi:10.3791/64850 (2024).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter