Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Eyestalk ablatie om de ovariële rijping bij modderkrabben te verhogen

Published: March 31, 2023 doi: 10.3791/65039
Automatic Translation
1, 1, 1,2,3, 2,4, 5, 1,2,3
1Higher Institution Centre of Excellence (HICoE), Institute of Tropical Aquaculture and Fisheries, Universiti Malaysia Terengganu, 2Centre for Chemical Biology, Universiti Sains Malaysia, 3Department of Aquaculture, Faculty of Fisheries, Kasetsart University, 4School of Biological Sciences, Universiti Sains Malaysia, 5International Research Center for Marine Biosciences, Ministry of Science and Technology, Shanghai Ocean University

ERRATUM NOTICE

Summary

Twee eyestalk ablatieprotocollen (d.w.z. cauterisatie en chirurgische benaderingen) werden uitgevoerd op verdoofde vrouwelijke krabben. De oogsteblablatie van modderkrabben versnelde de rijping van eierstokken zonder de overlevingskans te verminderen.

Abstract

Modderkrabben (Scylla spp.) zijn commercieel belangrijke schaaldiersoorten die in de hele Indo-West Pacific-regio te vinden zijn. Tijdens de kweek is de inductie van ovariële rijping belangrijk om aan de vraag van de consument naar volwassen modderkrabben te voldoen en de zaadproductie te versnellen. Eyestalk ablatie is een effectief hulpmiddel om de rijping van de eierstokken bij modderkrabben te verbeteren. Er is echter geen standaardprotocol voor de oogsteel-ablatie van modderkrabben. In deze studie worden twee eyestalk ablatietechnieken beschreven: cauterisatie (het gebruik van heet metaal om de ogensteel van een verdoofde krab te aborteren) en chirurgie (het verwijderen van de oogsteel met behulp van een chirurgische schaar). Vóór de ablatie van de ogen werden geslachtsrijpe vrouwtjes (CW > 86 mm) verdoofd met behulp van een ijszak (−20 °C) met zeewater. Toen de watertemperatuur 4 °C bereikte, werd de ijszak uit het water gehaald. Stromend zeewater (omgevingstemperatuur: 28 °C) werd gebruikt voor herstel van de anesthesie onmiddellijk na oogsteelablatie. Mortaliteit trad niet op tijdens of na het proces van oogsteelablatie. Het hier gepresenteerde eyetalk-ablatieprotocol versnelde de rijping van de eierstokken van de modderkrabben.

Introduction

Alle vier de modderkrabsoorten die tot het geslacht Scylla behoren, zijn commercieel belangrijke schaaldiersoorten in de aquacultuur 1,2. De groei van schaaldieren, waaronder modderkrabben, en hun transformatie van de pre-volwassen (sub-volwassen of puberale) fase naar de geslachtsrijpe (volwassen) fase vindt plaats door een ruiproces waarbij oudere en kleinere exoskeletten periodiek worden afgestoten. Carapaxbreedte (CW), chelipeds en abdominale flapmorfologieën worden veel gebruikt om de geslachtsrijpheid van Scylla spp te bepalen. 3,4,5. Het proces van rui wordt gereguleerd door de werking van verschillende hormonen en vereist een enorme hoeveelheid energie6. Naast het normale ruiproces versnelt het verlies van ledematen, vrijwillig of geïnduceerd door externe factoren, de rui van krabben zonder hun overlevingskans te beïnvloeden 7,8,9. Daarom wordt limb autotomie vaak gebruikt voor ruiinductie in de soft-shell modderkrabkweekindustrie 7,9.

Unilaterale of bilaterale eyestalk ablatie is vooral populair in zoetwatergarnalen en zeegarnalen voor gonadrijping en zaadproductie10,11,12,13. Veel voorkomende eyestalk ablatietechnieken bij schaaldieren omvatten het volgende: (i) ligatie aan de basis van de ogensteel met behulp van een string14,15; ii) cauterisatie van de ogensteel met behulp van een hete tang of elektrocauterie16; iii) verwijdering of direct knijpen van de ogensteel om een open wond achter te laten12; en (iv) verwijdering van de inhoud van de ogensteel door incisie na het snijden van het distale deel van het oog met een scheermes17. De eyestalk X-organen zijn belangrijke endocriene organen in schaaldieren omdat ze schaaldieren hyperglycemische hormonen (CHH), vervellingsremmende hormonen (MIH) en vitellogenese-remmende hormonen (VIH) reguleren, 6,18,19,20,21,22. Eyestalk X-organen (of het sinuskliercomplex) synthetiseren en geven gonade-remmende hormonen (GIH) af, ook bekend als vitellogenese-remmende hormonen (VIH), behorend tot de neuropeptidehormoonfamilie6. Unilaterale of bilaterale eyestalk-ablatie vermindert de GIH-synthese, wat resulteert in de dominantie van stimulerende hormonen (d.w.z. gonadestimulerende hormonen, GSH) en de versnelling van het ovariële rijpingsproces bij schaaldieren23,24,25,26. Zonder de invloed van GIH na ablatie van de ogen, besteden vrouwelijke schaaldieren hun energie aan de ontwikkeling van de eierstokken27. Het is gebleken dat eenzijdige eyestalk-ablatie voldoende is voor de inductie van ovariële rijping bij schaaldieren11 en dat de geableerde ogensteel van garnalen en krabben kan regenereren na verschillende ruien28. Er zijn vier ovariële ontwikkelingsstadia geregistreerd in Scylla spp.: i) onrijp (stadium-1), ii) vroege rijping (stadium-2), iii) pre-rijping (stadium-3) en iv) volledig volwassen (stadium-4) 29,30. Het onrijpe ovariële stadium wordt gevonden bij onvolwassen vrouwtjes. Na puberale rui en paring begint de onrijpe eierstok zich te ontwikkelen en rijpt uiteindelijk (stadium-4) voordat hij31 paait.

Een eyetalk ablatieprotocol is essentieel voor de ontwikkeling van modderkrabbroed en zaadproductie. Op de wereldwijde voedselmarkt hebben volwassen modderkrabben met volledig volwassen eierstokken (stadium-4) in plaats van krabben met een hoger spiergehalte de voorkeur van consumenten en hebben ze dus een hogere commerciële waarde, zelfs hoger dan grote mannetjes. Er is geen volledig protocol voor de oogstekalving van modderkrabben. Het eyestalk ablatieprotocol in dit werk minimaliseert stress door volledig verdoofde krabben te gebruiken en minimaliseert lichamelijk letsel aan personeel door krabbeten. Dit protocol is eenvoudig en kosteneffectief. Hier presenteren we een protocol voor de eyestalk ablatie van Scylla spp. die de rijping van de gonade kan induceren. Twee technieken van eyestalk ablatie (cauterisatie en chirurgie) werden getest en hun efficiëntie vergeleken op basis van de gonadale ontwikkelingssnelheid van vrouwelijke modderkrabben.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Dit protocol volgt de Maleisische praktijkcode voor de verzorging en het gebruik van dieren voor wetenschappelijke doeleinden, zoals uiteengezet door de Laboratory Animal Science Association of Malaysia. Het offeren van de experimentele monsters werd gedaan volgens de National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (NIH Publications No. 8023, herzien 1978). Seksueel pre-volwassen vrouwelijke modderkrabben (oranje modderkrab S. olivacea) werden verzameld op de lokale markt (5°66′62′′N, 102°72′33′′E) in de Setiu Wetlands in Maleisië. De modderkrabsoort werd geïdentificeerd op basis van morfologische kenmerken1.

1. Monsterverzameling en desinfectie

  1. Verzamel gezonde, actieve en voorrijpe vrouwelijke modderkrabben (figuur 1).
    OPMERKING: Pre-volwassen vrouwelijke krabben hebben driehoekige en lichtgekleurde buikflappen samen met een CW-bereik van 80−85 mm.
  2. Was de krabben met gechloreerd kraanwater (zoet water) om vuil en osmofiele parasieten te verwijderen.
  3. Week de krabben in 150 ppm formaldehyde met 20 ppt zoutgehalte gedurende 30 minuten.
  4. Zorg voor continue en zachte beluchting met luchtstenen tijdens de formaldehydebehandeling. De beluchtingsbron kan afkomstig zijn van een centrale beluchtingslijn of een aquariumbeluchterpomp.
  5. Was de krabben met stromend zeewater om eventuele resterende formaldehyde te verwijderen.

Figure 1
Figuur 1: Abdominale morfologie van vrouwelijke modderkrabben gebruikt om de seksuele rijpingsstadia te identificeren. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

2. Acclimatisatie

  1. Breng elk gedesinfecteerd vrouwtje over in een aparte ronde tank van 32 L.
  2. Voed de vrouwtjes gedurende 3 dagen op in 20 ppt zoutgehalte en blijf twee keer per dag voeden (ochtend 09:00 uur en 's avonds 20:00 uur) met gehakte zeevissen op ongeveer 4% - 5% van het lichaamsgewicht van de krab.
  3. Verwijder overtollig en niet opgegeten voer door het overhevelen voor de ochtendvoeding.
  4. Ververs dagelijks 10% van het krabbenkweekwater (20 ppt).

3. Geïnduceerde rui voor geslachtsrijpheid

  1. Knip alle benen behalve de zwembenen met een gesteriliseerde schaar.
    1. Vang de krab met een schepnet en houd de krab voorzichtig vast. Knip eerst beide chelipeds en daarna de looppoten bij het tweede gewricht met een schaar. De krab zal de beschadigde aanhangsels automatisch automatiseren. Anesthesie is niet vereist voor autotomie van de ledematen.
  2. Was de krab in zoet water onmiddellijk na de autotomie van de ledematen.
  3. Breng de limb-autotomized krabben individueel over in geperforeerde plastic manden (28 cm L x 22 cm B x 7 cm H) en plaats ze in een glasvezeltank (305 cm L x 120 cm B x 60 cm H).
    OPMERKING: Twee manden kunnen worden vastgebonden en aan elkaar worden geknipt. De bovenste mand wordt gebruikt als afdekking zodat de krab niet uit de mand kan ontsnappen.
  4. Gebruik een recirculerend aquacultuursysteem (RAS) met een zoutgehalte van 20 ppt en een waterdiepte van ten minste 10 cm om ervoor te zorgen dat de hele plastic mand wordt ondergedompeld.
  5. Blijf de limb-autotomized vrouwelijke krab twee keer per dag voeren met gehakte zeevis op 5% - 7% van het lichaamsgewicht van de krab.
  6. Voed de krabben op tot ze geslachtsrijp zijn door rui (35 dagen).
    OPMERKING: Geïnduceerde rui kan worden overgeslagen voor commerciële ovariële rijping en zaadproductie met wilde volwassen vrouwelijke modderkrabben. Geoogste volwassen vrouwtjes uit het wild moeten worden geacclimatiseerd en direct worden onderworpen aan koude-shock-anesthesie en daaropvolgende oogsteelablatie.

4. Anesthesie

  1. Selecteer geslachtsrijpe vrouwtjes met een donkergekleurde ovaalvormige buikflap met een CW >86 mm (figuur 1).
  2. Vang de krabben met een schepnet en houd ze individueel in kleine aquaria voor anesthesie.
  3. Voeg na 5 minuten acclimatisatieperiode 2-fenoxyethanol (2-PE) met 2 ml / L toe aan elk aquarium en laat 15 minuten anesthesiebehandeling toe.
  4. Zorg ervoor dat de krabben volledig worden verdoofd door het gebrek aan spontane beweging.

5. Eyestalk ablatie

  1. Cauterisatie techniek
    1. Voer alle procedures uit bovenop een tafel en in een open ruimte.
    2. Neem een nikkel-stalen metalen staaf met platte kop (bijvoorbeeld een schroevendraaier) met een houten of plastic handvat en bedek het handvat met een natte katoenen handdoek.
    3. Steriliseer twee roestvrijstalen chirurgische tangen in een autoclaaf.
    4. Bereid 70% ethanol in een spuitfles en houd het uit de buurt van vuurgerelateerde bronnen, zoals blaasbrander en roodgloeiende schroevendraaier. Zorg dat je papieren zakdoekjes klaar hebt voor gebruik.
      OPMERKING: Ethanol is licht ontvlambaar. Houd een veilige afstand tot brandbronnen.
    5. Sluit een blowtorch stevig aan op een gasfles (butaan).
      LET OP: Volg de instructies op de blaastorch en gasfles. Zorg ervoor dat de blowtorch is uitgeschakeld bij het aansluiten op de gasfles. Lees en volg alle brandveiligheidsmaatregelen vermeld op de gasfles.
    6. Draag dikke katoenen handschoenen om letsel door hete voorwerpen te voorkomen.
    7. Onderwerp de punt van de metalen staaf aan het vuur van de blaaspijp totdat de metalen staaf felrood is.
    8. Bedek de verdoofde krab met een natte katoenen handdoek.
      OPMERKING: Bedek de antennes van de krab om onnodige schade te voorkomen.
    9. Houd een oog van de krab vast met een gesteriliseerde tang.
      OPMERKING: Steriliseer de tang in een autoclaaf voor het eerste gebruik en desinfecteer met 70% ethanol voor later gebruik op andere krabben.
    10. Houd de roodgloeiende metalen platte punt op het oog van de krab en druk lichtjes gedurende ongeveer 10−15 s totdat de ogensteel een oranje of roodachtig oranje kleur krijgt. Wees voorzichtig bij het uitvoeren van deze stap om schade aan aangrenzende structuren te voorkomen.
      OPMERKING: Er zijn twee mensen nodig om oogsteelablatie uit te voeren volgens de cauterisatiemethode: één om de krab vast te houden en een andere om de ablatieprocedure uit te voeren.
    11. Desinfecteer de tang met 70% ethanolspray om kruisbesmetting tussen krabben te voorkomen.
      OPMERKING: Voer deze stap alleen uit en wacht ten minste 5 minuten na de ablatieprocedure met de oogsteel om ervoor te zorgen dat de tang wordt afgekoeld voordat deze wordt gedesinfecteerd met 70% ethanol om mogelijk brandgevaar te voorkomen.
    12. Na het uitvoeren van de eyestalk ablatie op alle krabben, dompel je de hete nikkelstalen metalen staaf (schroevendraaier) in kraanwater.
    13. Desinfecteer de handdoek voor hergebruik. Meerdere handdoeken kunnen worden gebruikt om tijd te besparen.
      OPMERKING: Was de handdoek met kraanwater en dompel deze gedurende 5 minuten in 30 ppm gechloreerd water. Was vervolgens de handdoek opnieuw met kraanwater en dompel deze in een natriumthiosulfaatoplossing van 1 g / l.
    14. Bewaar de blowtorch op een veilige plaats nadat u deze hebt uitgeschakeld en wacht tot deze terugkeert naar de omgevingstemperatuur (ongeveer 30 minuten) voordat u de verbinding verbreekt.
  2. Operatietechniek
    1. Voer de procedure uit in een goed geventileerde ruimte.
    2. Steriliseer twee chirurgische scharen en tangen in een autoclaaf.
    3. Giet 50 ml 70% ethanol in een glazen bekerglas van 100 ml.
    4. Draag dikke katoenen handschoenen.
    5. Houd de verdoofde krab vast en bedek deze met een natte katoenen handdoek.
    6. Houd een oog van de krab vast met een gesteriliseerde tang.
    7. Knip snel de oogsteel af met een gesteriliseerde chirurgische schaar.
      OPMERKING: Hemolymfe kan verloren gaan van het gewonde deel van de krab.
    8. Dompel de schaar en tang na elk gebruik in 70% ethanol en droog ze met vloeipapier voor hergebruik.

6. Post-anesthesie zorg

  1. Bereid 20 ppt gefilterd zeewater voor en bewaar het in een bovengrondse tank met continue beluchting.
  2. Sluit een flexibele buis aan op de bovengrondse tank voor gravitationele waterstroom.
  3. Plaats de krab onmiddellijk na de ablatie van de oogsteel in de mand en onderwerp de krab aan stromend zeewater (omgevingswatertemperatuur: 28 °C) uit de bovengrondse tank.
  4. Houd het zeewater stromend en controleer de krab totdat deze spontaan kan bewegen, wat wijst op herstel van de anesthesie.
    OPMERKING: Zeewater kan worden bereid in een grondtank en een dompelwaterpomp kan worden gebruikt voor de waterstroom.
  5. Houd de krabben individueel in 20 ppt zeewater met beluchting in een aquarium gedurende 30 minuten voor verdere observatie.
    OPMERKING: De teruggevonden krabben zullen individueel worden gekweekt in het daaropvolgende broedkweekproces.

7. Observatie van de rijping van de eierstokken

  1. Fokkerij van fokdieren
    1. Breng de volwassen krabben over naar individuele ronde tanks van 32 L.
    2. Blijf twee keer per dag voeren met gehakte zeevis (bevroren bij −20 °C) ('s ochtends 09:00 uur en 's avonds 20:00 uur) en verwijder niet-opgegeten voer voor de ochtendvoeding.
    3. Kweek het broedbestand individueel gedurende 30 dagen in 20 ppt zoutgehalte.
    4. Verwijder uitwerpselen en ververs dagelijks 10% van het zeewater (20 ppt).
  2. Sectie
    1. Reinig een ontleedbak, schaar en tang met 70% ethanol.
    2. Verdoof de vrouwtjes individueel met de 2-PE onderdompelingsanesthesiemethode.
    3. Selecteer willekeurig nieuw volwassen vrouwtjes (na de rui van pre-volwassen vrouwtjes) die geen eyestalk-ablatie hebben ondergaan om hun gonadale stadia te bevestigen.
    4. Offer alle oog-ablated experimentele vrouwtjes individueel op en identificeer de gonad-rijpingsstadia. Vernietig de thoracale ganglia van de krab met behulp van een scherpe steriele priem. Verwijder eerst het bovenste schild en daarna de hepatopancreas om de eierstok zichtbaar te maken. Observeer de kleur van de eierstokken en identificeer de rijpingsfase van de eierstokken (figuur 2).
  3. Identificatie van ovariële rijpingsstadia
    1. Observeer de kleur van de eierstokken met het blote oog of onder een stereomicroscoop.
    2. Identificeer de rijpingsstadia van de eierstokken op basis van kleuring30: de onvolgroeide (stadium-1) vertoont een doorschijnende of roomwitte kleur; de vroege rijping (stadium-2) vertoont een bleke tot lichtgelige kleur; iii) de voorrijping (stadium-3) een gele tot lichtoranje kleur vertoont; en (iv) de volledig gerijpte (stadium-4) een donkeroranje tot roodachtige kleur vertoont.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Gonade rijping
Roomwitte eierstokweefsels (onrijpe eierstokken, stadium-1) werden gevonden bij 100% van de ontleedde vrouwtjes (n = 6) voordat de ogensteelablatie werd uitgevoerd (figuur 2). De gonadrijpingssnelheid van de oogsteel-ablated vrouwelijke krabben (n = 63; 31 vrouwtjes met de cauterisatietechniek en 32 vrouwtjes met de operatietechniek) was hoger in vergelijking met vrouwelijke krabben die na 30 dagen individuele opfok niet werden onderworpen aan oogsteelablatie (n = 31) (figuur 3). De hoogste percentages voorrijpe eierstokken (stadium-3) werden gevonden in de oogsteel-geableerde vrouwelijke krabben (figuur 3; zowel cauterisatie- als operatietechnieken), en een eenrichtingsanalyse van variantie (ANOVA) toonde significante verschillen (p < 0,05) tussen de rijpingsstadia van de experimentele vrouwelijke krabben (tabel 1). De controlegroep had een hogere prevalentie van onrijpe vrouwelijke krabben in vergelijking met de cauterisatie- en operatiebehandelingsgroepen (Tukey's HSD-test, p < 0,001). De cauterisatie- en operatiebehandelingen vertoonden geen significante verschillen in termen van het percentage vrouwelijke krabben in alle rijpingsstadia (Tukey's HSD-test, alle p > 0,1). Zowel de cauterisatie (Tukey's HSD-test , p = 0,004) als de chirurgie (Tukey's HSD-test, p = 0,006) behandelingen hadden significant hogere percentages pre-rijping stadium 3 vrouwelijke krabben dan de controlebehandeling, en alleen cauterisatie- en operatiebehandelingen waren in staat om stadium-4 vrouwelijke krabben te produceren uit een onvolgroeid stadium binnen 30 dagen na de behandeling (tabel 2).

Figure 2
Figuur 2: Vier ovariële rijpingsstadia van vrouwelijke modderkrabben. Verschillen in de kleuring en het volume van de eierstokken tussen de stadia worden duidelijk aangegeven door de zwarte pijlen. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Figure 3
Figuur 3: Ovariële rijpingsstadia van vrouwelijke krabben onderworpen aan oogsteelablatie (chirurgie en cauterisatie) en controle na de opfokperiode van 30 dagen (n = 94). De foutbalk vertegenwoordigt de standaarddeviatie. De superscriptletters geven significante verschillen aan tussen behandelingen in elk rijpingsstadium bij p < 0,05. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Rijpingsfase Som van kwadraten Df Mean Vierkant F P
Onvolwassen (fase-1) Tussen groepen 3755.556 2 1877.778 169 <0,001
Binnen groepen 66.667 6 11.111
Totaal 3822.222 8
Vroegrijping (fase-2) Tussen groepen 1355.556 2 677.778 8.714 0.017
Binnen groepen 466.667 6 77.778
Totaal 1822.222 8
Voorrijping (fase-3) Tussen groepen 4688.889 2 2344.444 17.58 0.003
Binnen groepen 800 6 133.333
Totaal 5488.889 8
Volledig gerijpt (fase-4) Tussen groepen 822.222 2 411.111 9.25 0.015
Binnen groepen 266.667 6 44.444
Totaal 1088.889 8
Opmerking: Het gemiddelde verschil is significant op p = 0,05 niveau.

Tabel 1: Vergelijking van de eyestalk-ablated (cauterisatie en chirurgie) en controle van de gonadale rijpingsstadia van vrouwelijke krabben na een eenrichtings ANOVA-test. Het gemiddelde verschil was significant bij p = 0,05.

Rijpingsfase Behandeling Vergelijking behandeling P
Onvolwassen (fase-1) Cauterisering Chirurgie 1
Cauterisering Beheersen <0,001
Chirurgie Beheersen <0,001
Vroegrijping (fase-2) Cauterisering Chirurgie 0.129
Cauterisering Beheersen 0.014
Chirurgie Beheersen 0.232
Voorrijping (fase-3) Cauterisering Chirurgie 0.934
Cauterisering Beheersen 0.004
Chirurgie Beheersen 0.006
Volledig gerijpt (fase-4) Cauterisering Chirurgie 0.109
Cauterisering Beheersen 0.012
Chirurgie Beheersen 0.237
Opmerking: Het gemiddelde verschil is significant op p = 0,05 niveau.

Tabel 2: Post-hoc Tukey's HSD-test van de verschillen tussen eyestalk-ablated (cauterisatie en chirurgisch) en controle van de gonadale rijpingsstadia van vrouwelijke krabben. Het gemiddelde verschil was significant bij p = 0,05.

Overlevingskans
De gemiddelde overlevingskans van de vrouwelijke krabben met een oogband was 95,45% ± 4,98% (gemiddelde ± standaarddeviatie) in de opfokperiode van 30 dagen. Er trad geen sterfte op binnen de eerste 7 dagen na ablatie en behandeling van de ogen. Tijdens de 30 dagen opfokperiode na oogsteelablatie was het sterftecijfer niet significant verschillend (Kruskal-Wallis-test, p = 0,67) tussen de behandelingen. Het ruisuccespercentage van de limb-autotomized vrouwelijke krabben was 80% ± 2,86% (n = 115).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Dit protocol is ontwikkeld voor de oogstekelablatie van de modderkrab, Scylla spp., en kan worden toegepast als een efficiënte methode om gonaderijping te induceren. Dit protocol kan gemakkelijk worden gerepliceerd voor de commerciële eierstokrijping van modderkrabben en kan worden geïmplementeerd om de latente periode (tijd van de ene spawning naar de andere) in de productie van modderkrabzaad te verminderen.

De eyestalk ablatie van schaaldieren (d.w.z. zoetwatergarnalen, zeegarnalen) wordt meestal gedaan om gonadrijping en buiten het seizoen paaien te induceren11,12,13. Eyestalk-ablatie bij brachyurankrabben is ook gedaan om rui 25,32,33, hormonale regulatie 18, gonadrijping34 en geïnduceerde fok- en voortplantingsprestaties35,36,37,38,39 te bestuderen. Anesthesie via onderdompeling in 2-fenoxyethanol werd gebruikt omdat het vergelijkbaar is met het gebruik van tricaïnemethaansulfonaat (MS-222) in arthopoden, maar goedkoper en vereist geen extra buffer40. Unilaterale of bilaterale eyestalk ablatie beïnvloedt de fysiologie van het schaaldier. Eyestalk-ablatie volgens het protocol dat in deze studie wordt vermeld, beïnvloedt ook de rijpingssnelheid van de eierstokken van modderkrabben. Bij de controlebehandeling (zonder oogsteelablatie) had 43,33% ± 5,77% van de vrouwelijke krabben een onvolgroeide eierstok (stadium-1). In dezelfde opfokperiode (30 dagen) hadden vrouwelijke krabben met ogensteel-ablated echter voorrijpe eierstokken (stadium-3; 56,67% ± 11,55% en 53,33% ± 15,28% met respectievelijk de cauterisatie- en operatietechnieken), waaruit blijkt dat oogsteelablatie de gonaderijping van modderkrabben kan verhogen. Eerdere studies hebben ook gemeld dat de ontwikkeling van de eierstokken van intacte krabben (zonder eyestalk ablatie) langzamer is dan die van oogsteel-ablated krabben25,31. Vanwege de langzamere gonadale ontwikkeling bij intacte schaaldieren, wordt oogsteelablatie op grote schaal gedaan in commerciële garnalen- en garnalenkwekerijen. In dit protocol bereikten de eyestalk-ablated vrouwelijke krabben hogere percentages van ovariële rijping in vergelijking met de vrouwelijke krabben zonder de eyestalk ablatiebehandeling (figuur 3).

De gonaderijping van de modderkrab wordt gereguleerd door hormonen21,41,42. De eyestalk bevat belangrijke endocriene klieren (d.w.z. het X-orgaan-sinuskliercomplex) die een vitale rol spelen in het gonadale rijpingsproces van modderkrabben18,21. Unilaterale eyestalk-ablatie, hetzij door cauterisatie of chirurgie, beschadigt een van de belangrijkste endocriene klieren die betrokken zijn bij de synthese en afgifte van remmende hormonen (bijv. VIH), wat resulteert in een hoger niveau van gonade-stimulerende hormonen (dwz VSH).

De ovariële rijpingsstadia van Scylla spp. kunnen worden onderscheiden door de kleuring van het eierstokweefsel met het blote oog te observeren 29,30,43. Doorschijnende of roomwitte eierstokweefsels zijn indicaties van onrijpe eierstokken 29,30,43,44. In deze studie werden nog steeds onrijpe eierstokken (stadium-1) gevonden in de groep vrouwelijke krabben zonder oogsteblablatie als gevolg van het langzamere ovariële rijpingsproces. De krabben in de eyestalk-ablated groepen (zowel door de cauterisatie- als operatietechnieken) vertoonden echter meestal pre-rijpende eierstokken (stadium-3), waarbij sommige individuen volledig gerijpte eierstokken vertoonden (stadium-4). Daarom kan het hier beschreven protocol van eyestalk-ablatie worden gebruikt om de rijping van de eierstokken bij vrouwelijke modderkrabben te verhogen. Dit protocol kan ook rechtstreeks worden toegepast op in het wild verzamelde volwassen vrouwelijke modderkrabben om hun zaadproductie te versnellen. Om de effectiviteit van cauterisatie en operatiemethoden op de rijping van modderkrabgonaden te evalueren en om de nauwkeurige schatting van de ruiduur te garanderen, werden seksueel pre-volwassen krabben gebruikt. Na de (geïnduceerde) rui van geslachtsrijpe vrouwelijke krabben merkten we dat hun eierstokken zich nog in de onrijpe of vroege ontwikkelingsstadia bevonden29,45. Na 30 dagen grootbrengen van de pas volwassen vrouwelijke krabben (ofwel met de ogen geableerd of zonder ablatie van de ogen, werden de ontwikkelingsstadia van de eierstokken (stadium-1 tot stadium-4) bepaald door de kleur van de eierstokweefsels. Dit protocol moedigt het gebruik van de cauterisatietechniek aan om oogsteelablatie uit te voeren in modderkrabben om hemolymfeverlies te voorkomen en infectie op de geableerde locaties te voorkomen. Cauterisatie sluit de wond onmiddellijk af, terwijl de operatietechniek tijd nodig heeft om de wond te genezen en dit zou de kans op infectie mogelijk maken. Voor commerciële doeleinden moeten grotere volwassen krabben, bij voorkeur in een later stadium van de rijping van de eierstokken, worden geselecteerd voor oogsteelablatie om de tijd te verkorten om het volledig gerijpte eierstokstadium te bereiken voor latere handel of broedcultuur. Naast oogsteel-ablatie kan individuele opfok met zandsubstraat en voldoende voeding, bij voorkeur met levend voer, de gonaderijpingssnelheid van modderkrabben in gevangenschap verhogen 30,35,46,47.

Schaaldierbloed wordt hemolymfe genoemd en kan verloren gaan tijdens ablatie van de ogen. Een overmatig verlies van hemolymfe kan leiden tot de dood van oogsteel-ablated krabben, vooral bij het uitvoeren van een operatie om de oogsteel te verwijderen. De hemolymfe kan stollen in het gewonde deel om verlies te voorkomen. In vergelijking met de operatietechniek verzegelt de cauterisatietechniek echter het gewonde deel onmiddellijk, waardoor het verlies van hemolymfe en mogelijke infectie wordt voorkomen.

Modderkrabsterfte na eenzijdige oogstekalving met cauterisatie of operatie werd niet gevonden binnen de eerste 7 dagen. Zo kan eyestalk ablatie worden gedaan met een hogere overlevingskans. Eenzijdige eyestalk ablatie belemmert de overlevingskans van de krabniet 33.

Stress tijdens het hanteren van krabben en ablatie van de ogen kan bijdragen aan de sterfte van krabben. Een goede anesthesie is nodig om de hanteringsstress tijdens de ablatie van de ogen te minimaliseren. Bij ablatie van de ogensteelt van schaaldieren worden chemische anesthetica (d.w.z. xylocaïne, lidocaïne) gebruikt aan de basis van de ogensteel vóór de ablatie van de ogensteek14,15,17,48. Vanwege de agressieve aard en de grote omvang van modderkrabben is het gebruik van anesthesie alleen aan de basis van de oogsteel echter niet voldoende en kan dit leiden tot extra stress voor de dieren tijdens de injectie. Aan de andere kant is anesthesie door ze aan een lagere watertemperatuur te onderwerpen zuiniger en veiliger. Het gebruik van koud water voor anesthesie bij modderkrabben is gebruikelijk en is in andere onderzoeken gebruikt vanwege de efficiëntie, eenvoud en minimale impact op herstel en overleving 37,49,50. Bovendien wordt toekomstig onderzoek naar pijnbeoordeling na ablatie van de ogen op modderkrabben aanbevolen om de gedragsverandering geassocieerd met pijn en stress te benadrukken, zoals duidelijk in zoetwatergarnalen Macrobrachium americanum51.

Hoewel eyestalk-ablatie met behulp van zowel cauterisatie- als operatiemethoden een minimaal effect heeft op de overleving van krabben en de rijping van de eierstokken verbetert, vereist het uitvoeren van eyestalk-ablatie professionele beheersing van de technieken. De timing tussen de stappen is van cruciaal belang, omdat elke vertraging tussen protocollen extra stress voor de krabben toevoegt. In tegenstelling tot de operatietechniek is de cauterisatietechniek gevaarlijk omdat het gaat om het gebruik van brandbare apparatuur (d.w.z. een blaasbrander en butaangas). Extra voorzichtigheid is dus geboden bij het uitvoeren van de cauterisatietechniek.

Krabben zijn kannibalistisch van aard en het is bekend dat ze jagen op anderen die net hun rui hebben voltooid en nog steeds in hun soft-shell-omstandigheden zijn 7,52,53. Zo kan het individueel fokken van de krabben onnodige sterfte als gevolg van kannibalisme voorkomen. Het gebruik van individuele kweek in modderkrabcultuur wordt vaak toegepast, zowel in cultuur met hoge dichtheid als in vijvercultuur, voor mest- en soft-shell krabkweekdoeleinden 8,53. Dit protocol maakte ook gebruik van individuele opfok en onderhoud. Tijdens het transport van de krabben voor opfok of handel, worden de krab-chelipeds stevig vastgebonden (of zelfs geautomatiseerd) om vechten, onnodig letsel en verlies van ledematen te voorkomen34.

Het beschreven protocol voor oogsteelablatie moet met meerdere personen worden uitgevoerd. Na het voltooien van de ablatie van de ogen, moet niet-wegwerpapparatuur (bijv. Het aquarium, de lade, de handdoek, enz.) worden gedesinfecteerd met 30 ppm chloor. De krabben moeten minstens twee keer per dag worden gecontroleerd. Alle dode krabben, niet-opgegeten voer, gebrepte ledematen of vervelde krabschelpen moeten snel worden weggegooid (d.w.z. begraven in grond met bleekpoeder) om mogelijke verspreiding van ziekten te voorkomen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Geen van de auteurs heeft belangenconflicten.

Acknowledgments

Deze studie werd ondersteund door het ministerie van Onderwijs, Maleisië, onder het Higher Institution Centre of Excellence (HICoE) -programma, Maleisië, geaccrediteerd bij het Institute of Tropical Aquaculture and Fisheries, Universiti Malaysia Terengganu (Vot No. 63933 & Vot No. 56048). We erkennen de steun van Universiti Malaysia Terengganu en Sayap Jaya Sdn. Bhd. via de Private Partnership Research Grant (Vot. No. 55377). Een adjunct Academic Fellow-positie van Universiti Sains Malaysia naar Khor Waiho en Hanafiah Fazhan wordt ook erkend.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Aeration tube  Ming Yu Three N/A aquarium and pet shop
Airstone Ming Yu Three N/A aquarium and pet shop
Autoclave machine HIRAYAMA MANUFACTURING CORPORATION N/A MADE IN JAPAN
Bleaching powder (Hi-Chlon 70%) Nippon Soda Co.Ltd,Japan N/A N/A
Blow torch  MR D.I.Y. Group Berhad N/A N/A
Circular tank (32L) BEST PLASTIC INDUSTRY SDN. BHD.  N/A N/A
Cotton hand gloves (thick)  MR D.I.Y. Group Berhad N/A N/A
Cotton towel MR D.I.Y. Group Berhad N/A N/A
Digital thermometer Hanna Instrument HI9814 Hanna Instruments GroLine Hydroponics Waterproof pH / EC / TDS / Temp. Portable Meter HI9814
Digital Vernier Caliper INSIZE Co., Ltd. N/A
Dissecting tray Hatcheri AKUATROP  N/A Research Center of Universiti Malaysia Terengganu
Dropper bottle/Plastic Pipettes Dropper Shopee Malaysia N/A N/A
Ethanol 70% Thermo Scientific Chemicals 033361.M1 Diluted to 70% using double distilled water
Fiberglass tank (1 ton) Hatcheri AKUATROP  N/A Research Center of Universiti Malaysia Terengganu
Fine sand N/A N/A collected from Sea beach of Universiti Malaysia Terengganu
First Aid Kits Watsons Malaysia N/A N/A
Flat head nickel steel metal rod (Screw driver) MR D.I.Y. Group Berhad N/A N/A
Formaldehyde Thermo Scientific Chemicals 119690010
Gas cylinder (butane gas) for blow  torch MR D.I.Y. Group Berhad N/A N/A
Gas lighter gun (long head) MR D.I.Y. Group Berhad N/A N/A
Glass beaker (100 mL)) Corning Life Sciences 1000-100
Ice bag  Watsons Malaysia N/A N/A
Perforated plastic baskets  Eco-Shop Marketing Sdn. Bhd. N/A N/A
PVC pipe 15mm Bina Plastic Industries Sdn Bhd (HQ) N/A N/A
Refractometer ATAGO CO.,LTD.
Refrigerator Sharp Corporation Japan N/A Chest Freezer SHARP 110L - SJC 118
Scoop net MR D.I.Y. Group Berhad N/A
Seawater Hatcheri AKUATROP  N/A Research Center of Universiti Malaysia Terengganu
Siphoning pipe MR D.I.Y. Group Berhad N/A N/A
Spray bottle Mr. DIY Sdn Bhd N/A N/A
Stainless surgical forceps  N/A N/A N/A
Stainless surgical scissors  N/A N/A N/A
Submersible water pump  AS N/A model: Astro 4000
Tincture of iodine solution  (Povidone Iodine) Farmasi Fajr Sdn Bhd N/A N/A
Tissue paper  N/A N/A
Transparent plastic aquarium Ming Yu Three N/A aquarium and pet shop
Waterproof table Hatcheri AKUATROP  N/A Research Center of Universiti Malaysia Terengganu

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Keenan, C. P., Davie, P. J. F., Mann, D. L. A revision of the genus Scylla de Haan, 1833 (Crustacea: Decapoda: Brachyura: Portunidae). Raffles Bulletin of Zoology. 46 (1), 217-245 (1998).
  2. Fazhan, H., et al. Morphological descriptions and morphometric discriminant function analysis reveal an additional four groups of Scylla spp. PeerJ. 8, e8066 (2020).
  3. Ikhwanuddin, M., Bachok, Z., Hilmi, M. G., Azmie, G., Zakaria, M. Z. Species diversity, carapace width-body weight relationship, size distribution and sex ratio of mud crab, genus Scylla from Setiu Wetlands of Terengganu coastal waters Malaysia. Journal of Sustainability Science and Management. 5 (2), 97-109 (2010).
  4. Ikhwanuddin, M., Bachok, Z., Mohd Faizal, W. W. Y., Azmie, G., Abol-Munafi, A. B. Size of maturity of mud crab Scylla olivacea (Herbst, 1796) from mangrove areas of Terengganu coastal waters. Journal of Sustainability Science and Management. 5 (2), 134-147 (2010).
  5. Waiho, K., et al. On types of sexual maturity in brachyurans, with special reference to size at the onset of sexual maturity. Journal of Shellfish Research. 36 (3), 807-839 (2017).
  6. Mykles, D. L., Chang, E. S. Hormonal control of the crustacean molting gland: Insights from transcriptomics and proteomics. General and Comparative Endocrinology. 294, 113493 (2020).
  7. Fujaya, Y., et al. Is limb autotomy really efficient compared to traditional rearing in soft-shell crab (Scylla olivacea) production. Aquaculture Reports. 18, 100432 (2020).
  8. Waiho, K., et al. Moult induction methods in soft-shell crab production. Aquaculture Research. 52 (9), 4026-4042 (2021).
  9. Rahman, M. R., et al. Evaluation of limb autotomy as a promising strategy to improve production performances of mud crab (Scylla olivacea) in the soft-shell farming system. Aquaculture Research. 51 (6), 2555-2572 (2020).
  10. Okumura, T., et al. Expression of vitellogenin and cortical rod proteins during induced ovarian development by eyestalk ablation in the kuruma prawn, Marsupenaeus japonicus. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 143 (2), 246-253 (2006).
  11. Pervaiz, P. A., Jhon, S. M., Sikdar-bar, M. Studies on the effect of unilateral eyestalk ablation in maturation of gonads of a freshwater prawn Macrobrachium dayanum. World Journal of Zoology. 6 (2), 159-163 (2011).
  12. Primavera, J. H. Induced maturation and spawning in five-month-old Penaeus monodon Fabricius by eyestalk ablation. Aquaculture. 13 (4), 355-359 (1978).
  13. Shyne Anand, P. S., et al. Reproductive performance of wild brooders of Indian white shrimp, Penaeus indicus: Potential and challenges for selective breeding program. Journal of Coastal Research. 86 (sp1), 65 (2019).
  14. Diarte-Plata, G., et al. Eyestalk ablation procedures to minimize pain in the freshwater prawn Macrobrachium americanum. Applied Animal Behaviour Science. 140 (3-4), 172-178 (2012).
  15. Vargas-Téllez, I., et al. Impact of unilateral eyestalk ablation on Callinectes arcuatus (Ordway, 1863) under laboratory conditions: Behavioral evaluation. Latin American Journal of Aquatic Research. 49 (4), 576-594 (2021).
  16. Chu, K. H., Chow, W. K. Effects of unilateral versus bilateral eyestalk ablation on molting and growth of the shrimp, Penaeus chinensis Osbeck, 1765) (Decapoda, Penaeidea). Crustaceana. 62 (3), 225-233 (1992).
  17. Taylor, J. Minimizing the effects of stress during eyestalk ablation of Litopenaeus vannamei females with topical anesthetic and a coagulating agent. Aquaculture. 233 (1-4), 173-179 (2004).
  18. Wang, M., Ye, H., Miao, L., Li, X. Role of short neuropeptide F in regulating eyestalk neuroendocrine systems in the mud crab Scylla paramamosain. Aquaculture. 560, 738493 (2022).
  19. Nagaraju, G. P. C. Reproductive regulators in decapod crustaceans: an overview. Journal of Experimental Biology. 214 (1), 3-16 (2011).
  20. Kornthong, N., et al. Characterization of red pigment concentrating hormone (RPCH) in the female mud crab (Scylla olivacea) and the effect of 5-HT on its expression. General and Comparative Endocrinology. 185, 28-36 (2013).
  21. Kornthong, N., et al. Molecular characterization of a vitellogenesis-inhibiting hormone (VIH) in the mud crab (Scylla olivacea) and temporal changes in abundances of VIH mRNA transcripts during ovarian maturation and following neurotransmitter administration. Animal Reproduction Science. 208, 106122 (2019).
  22. Liu, C., et al. VIH from the mud crab is specifically expressed in the eyestalk and potentially regulated by transactivator of Sox9/Oct4/Oct1. General and Comparative Endocrinology. 255, 1-11 (2018).
  23. Chen, H. -Y., Kang, B. J., Sultana, Z., Wilder, M. N. Variation of protein kinase C-α expression in eyestalk removal-activated ovaries in whiteleg shrimp, Litopenaeus vannamei. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 237 (300), 110552 (2019).
  24. Rotllant, G., Nguyen, T. V., Aizen, J., Suwansa-ard, S., Ventura, T. Toward the identification of female gonad-stimulating factors in crustaceans. Hydrobiologia. 825 (1), 91-119 (2018).
  25. Supriya, N. T., Sudha, K., Krishnakumar, V., Anilkumar, G. Molt and reproduction enhancement together with hemolymph ecdysteroid elevation under eyestalk ablation in the female fiddler crab, Uca triangularis (Brachyura: Decapoda). Chinese Journal of Oceanology and Limnology. 35 (3), 645-657 (2017).
  26. Wilder, M. N. Advances in the science of crustacean reproductive physiology and potential applications to new seed production technology. Journal of Coastal Research. 86 (sp1), 6-10 (2019).
  27. Arcos, G. F., Ibarra, A. M., Vazquez-Boucard, C., Palacios, E., Racotta, I. S. Haemolymph metabolic variables in relation to eyestalk ablation and gonad development of Pacific white shrimp Litopenaeus vannamei Boone. Aquaculture Research. 34 (9), 749-755 (2003).
  28. Desai, U. M., Achuthankutty, C. T. Complete regeneration of ablated eyestalk in penaeid prawn, Penaeus monodon. Current Science. 79 (11), 1602-1603 (2000).
  29. Wu, Q., et al. Growth performance and biochemical composition dynamics of ovary, hepatopancreas and muscle tissues at different ovarian maturation stages of female mud crab, Scylla paramamosain. Aquaculture. 515, 734560 (2020).
  30. Ghazali, A., Azra, M. N., Noordin, N. M., Abol-Munafi, A. B., Ikhwanuddin, M. Ovarian morphological development and fatty acids profile of mud crab (Scylla olivacea) fed with various diets. Aquaculture. 468 (Part 1), 45-52 (2017).
  31. Farhadi, A., et al. The regulatory mechanism of sexual development in decapod crustaceans. Frontiers in Marine Science. 8, (2021).
  32. Sukardi, P., Prayogo, N. A., Harisam, T., Sudaryono, A. Effect of eyestalk-ablation and differences salinity in rearing pond on molting speed of Scylla serrata. AIP Conference Proceedings. 2094, 020029 (2019).
  33. Stella, V. S., López Greco, L. S., Rodríguez, E. M. Effects of eyestalk ablation at different times of the year on molting and reproduction of the estuarine grapsid crab Chasmagnathus granulata (Decapoda, Brachyura). Journal of Crustacean Biology. 20 (2), 239-244 (2000).
  34. Jang, I. K., et al. The effects of manipulating water temperature, photoperiod, and eyestalk ablation on gonad maturation of the swimming crab, Portunus trituberculatus. Crustaceana. 83 (2), 129-141 (2010).
  35. Millamena, O. M., Quinitio, E. The effects of diets on reproductive performance of eyestalk ablated and intact mud crab Scylla serrata. Aquaculture. 181 (1-2), 81-90 (2000).
  36. Zeng, C. Induced out-of-season spawning of the mud crab, Scylla paramamosain (Estampador) and effects of temperature on embryo development. Aquaculture Research. 38 (14), 1478-1485 (2007).
  37. Rana, S. Eye stalk ablation of freshwater crab, Barytelphusa lugubris: An alternative approach of hormonal induced breeding. International Journal of Pure and Applied Zoology. 6 (3), 30-34 (2018).
  38. Yi, S. -K., Lee, S. -G., Lee, J. -M. Preliminary study of seed production of the Micronesian mud crab Scylla serrata (Crustacea: Portunidae) in Korea. Ocean and Polar Research. 31 (3), 257-264 (2009).
  39. Azra, M. N., Abol-Munafi, A. B., Ikhwanuddin, M. A review of broodstock improvement to brachyuran crab: Reproductive performance. International Journal of Aquaculture. 5 (38), 1-10 (2016).
  40. Archibald, K. E., Scott, G. N., Bailey, K. M., Harms, C. A. 2-phenoxyethanol (2-PE) and tricaine methanesulfonate (MS-222) immersion anesthesia of American horseshoe crabs (Limulus polyphemus). Journal of Zoo and Wildlife Medicine. 50 (1), 96-106 (2019).
  41. Muhd-Farouk, H., Abol-Munafi, A. B., Jasmani, S., Ikhwanuddin, M. Effect of steroid hormones 17α-hydroxyprogesterone and 17α-hydroxypregnenolone on ovary external morphology of orange mud crab, Scylla olivacea. Asian Journal of Cell Biology. 9 (1), 23-28 (2013).
  42. Muhd-Farouk, H., Jasmani, S., Ikhwanuddin, M. Effect of vertebrate steroid hormones on the ovarian maturation stages of orange mud crab, Scylla olivacea (Herbst, 1796). Aquaculture. 451, 78-86 (2016).
  43. Ghazali, A., Mat Noordin, N., Abol-Munafi, A. B., Azra, M. N., Ikhwanuddin, M. Ovarian maturation stages of wild and captive mud crab, Scylla olivacea fed with two diets. Sains Malaysiana. 46 (12), 2273-2280 (2017).
  44. Aaqillah-Amr, M. A., Hidir, A., Noordiyana, M. N., Ikhwanuddin, M. Morphological, biochemical and histological analysis of mud crab ovary and hepatopancreas at different stages of development. Animal Reproduction Science. 195, 274-283 (2018).
  45. Amin-Safwan, A., Muhd-Farouk, H., Mardhiyyah, M. P., Nadirah, M., Ikhwanuddin, M. Does water salinity affect the level of 17β-estradiol and ovarian physiology of orange mud crab, Scylla olivacea (Herbst, 1796) in captivity. Journal of King Saud University - Science. 31 (4), 827-835 (2019).
  46. Wu, X., et al. Effect of dietary supplementation of phospholipids and highly unsaturated fatty acids on reproductive performance and offspring quality of Chinese mitten crab, Eriocheir sinensis (H. Milne-Edwards), female broodstock. Aquaculture. 273 (4), 602-613 (2007).
  47. Azra, M. N., Ikhwanuddin, M. A review of maturation diets for mud crab genus Scylla broodstock: Present research, problems and future perspective. Saudi Journal of Biological Sciences. 23 (2), 257-267 (2016).
  48. Maschio Rodrigues, M., López Greco, L. S., de Almeida, L. C. F., Bertini, G. Reproductive performance of Macrobrachium acanthurus (Crustacea, Palaemonidae) females subjected to unilateral eyestalk ablation. Acta Zoologica. 103 (3), 326-334 (2022).
  49. Zhang, C., et al. Changes in bud morphology, growth-related genes and nutritional status during cheliped regeneration in the Chinese mitten crab, Eriocheir sinensis. PLoS One. 13 (12), e0209617 (2018).
  50. Zhang, C., et al. Hemolymph transcriptome analysis of Chinese mitten crab (Eriocheir sinensis) with intact, left cheliped autotomy and bilateral eyestalk ablation. Fish & Shellfish Immunology. 81, 266-275 (2018).
  51. Diarte-Plata, G., Sainz-Hernandez, J. C., Aguiñaga-Cruz, J. A., Fierro-Coronado, J. A., Polanco-Torres, A., Puente-Palazuelos, C. Eyestalk ablation procedures to minimize pain in the freshwater prawn Macrobrachium americanum. Applied Animal Behaviour Science. 130 (3-4), 172-178 (2012).
  52. Mirera, D. O., Moksnes, P. O. Comparative performance of wild juvenile mud crab (Scylla serrata) in different culture systems in East Africa: Effect of shelter, crab size and stocking density. Aquaculture International. 23 (1), 155-173 (2015).
  53. Ut, V. N., Le Vay, L., Nghia, T. T., Hong Hanh, T. T. Development of nursery cultures for the mud crab Scylla paramamosain (Estampador). Aquaculture Research. 38 (14), 1563-1568 (2007).
  54. Fazhan, H., et al. Limb loss and feeding ability in the juvenile mud crab Scylla olivacea: Implications of limb autotomy for aquaculture practice. Applied Animal Behaviour Science. 247, 105553 (2022).

Tags

Deze maand in JoVE nummer 193 Scylla olivacea koude-shock anesthesie cauterisatie gonadale ontwikkeling geïnduceerde fokkerij

Erratum

Formal Correction: Erratum: Eyestalk Ablation to Increase Ovarian Maturation in Mud Crabs
Posted by JoVE Editors on 05/26/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Eyestalk Ablation to Increase Ovarian Maturation in Mud Crabs. The Introduction, Protocol, Discussion and References were updated.

The forth sentence in the third paragraph of the Introduction has been updated from:

The eyestalk ablation protocol in this work minimizes stress by using fully sedated crabs and minimizes physical injury to personnel from crab bites. 

to:

The eyestalk ablation protocol in this work minimizes stress by using fully anesthetized crabs and minimizes physical injury to personnel from crab bites. 

The start of the Protocol has been updated from:

This protocol follows the Malaysian Code of Practice for the Care and Use of Animals for Scientific Purposes outlined by the Laboratory Animal Science Association of Malaysia. The sacrifice of the experimental samples was done according to the National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (NIH Publications No. 8023, revised 1978). Sexually pre-mature female mud crabs (orange mud crab S. olivacea) were collected from the local market (5°66′62′′N, 102°72′33′′E) at the Setiu Wetlands in Malaysia. The mud crab species was identified based on morphological characteristics1.

to:

This protocol follows the Malaysian Code of Practice for the Care and Use of Animals for Scientific Purposes outlined by the Laboratory Animal Science Association of Malaysia and was approved by the Universiti Malaysia Terengganu's Research Ethics Committee (Animal ethics approval number: UMT/JKEPHMK/2023/96). The sacrifice of the experimental samples was done according to the AVMA Guidelines for the Euthanasia of Animals: 2020 Edition. Sexually pre-mature female mud crabs (orange mud crab Scylla olivacea) were collected from the local market (5°66′62′′N, 102°72′33′′E) at the Setiu Wetlands in Malaysia. The mud crab species was identified based on morphological characteristics1.

Section 4 of the Protocol has been updated from:

4. Cold-shock anesthesia

  1. Select sexually mature females with a dark-colored oval-shaped abdominal flap with a CW >86 mm (Figure 1).
  2. Catch the crabs with a scoop net, and keep them individually in small aquariums for cold shock anesthesia.
  3. Prepare 2 L of 4 °C to 1 °C seawater (20 ppt) in a transparent plastic aquarium. Maintain the temperature using (−20 °C) ice bags for cold shock anesthesia.
    NOTE: Check the temperature with a digital thermometer.
  4. Immerse the crab in the 4 °C seawater until sedated (about 3−5 min).
  5. Ensure the crabs are fully anesthetized by the lack of spontaneous movement. The legs and chelipeds joints will still show minor movements when touched with forceps.

to:

4. Anesthesia

  1. Select sexually mature females with a dark-colored oval-shaped abdominal flap with a CW >86 mm (Figure 1).
  2. Catch the crabs with a scoop net, and keep them individually in small aquariums for anesthesia.
  3. After 5 min of acclimatization period, add 2-phenoxyethanol (2-PE) at 2 mL/L into each aquarium and allow 15 min of anesthesia treatment.
  4. Ensure the crabs are fully anesthetized by the lack of spontaneous movement.

Section 5 of the Protocol has been updated from:

5. Eyestalk ablation

  1. Cauterization technique
    1. Perform all procedures on top of a table and in an open area.
    2. Take a flat head nickel-steel metal rod (e.g., a screwdriver) with a wooden or plastic handle, and cover the handle with a wet cotton towel.
    3. Sterilize two stainless surgical forceps in an autoclave.
    4. Prepare 70% ethanol in a spray bottle. Have tissue paper ready for use.
      NOTE: Ethanol is highly flammable. Maintain a safe distance from fire sources.
    5. Connect a blowtorch to a gas cylinder (butane) securely.
      CAUTION: Follow the instructions on the blowtorch and gas cylinder. Make sure that the blowtorch is switched off when connecting with the gas cylinder. Read and follow all the fire safety precautions mentioned on the gas cylinder.
    6. Wear thick cotton gloves to avoid injury from hot objects.
    7. Subject the tip of the metal rod to the fire of the blowtorch until the metal rod is bright red.
    8. Cover the anesthetized (sedated) crab with a wet cotton towel.
      NOTE: Cover all the tentacles of the crab to avoid unnecessary damage.
    9. Hold one eye of the crab with sterilized forceps.
      NOTE: Sterilize the forceps in an autoclave for first-time use, and disinfect using 70% ethanol for subsequent use on other crabs.
    10. Hold the red-hot metal flat tip onto the eye of the crab and press slightly for about 10−15 s until the eyestalk turns an orange or reddish-orange color.
      NOTE: Two people are needed to execute eyestalk ablation following the cauterization method: one to hold the crab and another to perform the ablation procedure.
    11. Disinfect the forceps with 70% ethanol spray to ensure no cross-contamination between crabs.
    12. After performing the eyestalk ablation on all crabs, dip the hot nickel steel metal rod (screwdriver) into tap water.
    13. Disinfect the towel before reuse. Multiple towels can be used to save time.
      NOTE: Wash the towel with tap water, and dip it into 30 ppm chlorinated water for 5 min. Then, wash the towel with tap water again, and dip it in a 1 g/L sodium thiosulphate solution.
    14. Keep the blowtorch in a safe place after turning it off, and wait until it returns to environmental temperature (about 30 min) before disconnecting.
  2. Surgery technique
    1. Perform the procedure in a well-ventilated area.
    2. Sterilize two surgical scissors and forceps in an autoclave.
    3. Pour 50 mL of 70% ethanol into a 100 mL glass beaker.
    4. Prepare the tincture of iodine solution in a dropper bottle.
      NOTE: Tincture of iodine (iodine tincture or weak iodine solution) is made up of 2%-7% elemental iodine and potassium iodide, or sodium iodide, dissolved in ethanol and water.
    5. Wear thick cotton gloves.
    6. Hold the sedated crab, and cover it with a wet cotton towel.
    7. Hold one eye of the crab with sterilized forceps.
    8. Swiftly cut off the eyestalk using sterilized surgical scissors.
      NOTE: Hemolymph may be lost from the wounded part of the crab.
    9. Dip the scissors and forceps in 70% ethanol after every use, and dry them using tissue paper before reuse.
    10. Apply two to three drops of iodine tincture to the wounded part of the eyestalk immediately after cutting it off.
      NOTE: Tincture of iodine is used for healing and to prevent infection.

to:

5. Eyestalk ablation

  1. Cauterization technique
    1. Perform all procedures on top of a table and in an open area.
    2. Take a flat head nickel-steel metal rod (e.g., a screwdriver) with a wooden or plastic handle, and cover the handle with a wet cotton towel.
    3. Sterilize two stainless surgical forceps in an autoclave.
    4. Prepare 70% ethanol in a spray bottle and keep it away from any fire-related sources, such as blow torch and red hot screwdriver. Have tissue paper ready for use.
      NOTE: Ethanol is highly flammable. Maintain a safe distance from fire sources.
    5. Connect a blowtorch to a gas cylinder (butane) securely.
      CAUTION: Follow the instructions on the blowtorch and gas cylinder. Make sure that the blowtorch is switched off when connecting with the gas cylinder. Read and follow all the fire safety precautions mentioned on the gas cylinder.
    6. Wear thick cotton gloves to avoid injury from hot objects.
    7. Subject the tip of the metal rod to the fire of the blowtorch until the metal rod is bright red.
    8. Cover the anesthetized crab with a wet cotton towel.
      NOTE: Cover the antennae of the crab to avoid unnecessary damage.
    9. Hold one eye of the crab with sterilized forceps.
      NOTE: Sterilize the forceps in an autoclave for first-time use, and disinfect using 70% ethanol for subsequent use on other crabs.
    10. Hold the red-hot metal flat tip onto the eye of the crab and press slightly for about 10−15 s until the eyestalk turns an orange or reddish-orange color. Be careful when conducting this step to avoid damage to adjacent structures. 
      NOTE: Two people are needed to execute eyestalk ablation following the cauterization method: one to hold the crab and another to perform the ablation procedure.
    11. Disinfect the forceps with 70% ethanol spray to ensure no cross-contamination between crabs.
      NOTE: Only perform this step at least waiting for 5 min after the eyestalk ablation procedure to ensure the forceps are cooled down before disinfection using 70% ethanol to prevent potential fire hazards.
    12. After performing the eyestalk ablation on all crabs, dip the hot nickel steel metal rod (screwdriver) into tap water.
    13. Disinfect the towel before reuse. Multiple towels can be used to save time.
      NOTE: Wash the towel with tap water, and dip it into 30 ppm chlorinated water for 5 min. Then, wash the towel with tap water again, and dip it in a 1 g/L sodium thiosulphate solution.
    14. Keep the blowtorch in a safe place after turning it off, and wait until it returns to environmental temperature (about 30 min) before disconnecting.
  2. Surgery technique
    1. Perform the procedure in a well-ventilated area.
    2. Sterilize two surgical scissors and forceps in an autoclave.
    3. Pour 50 mL of 70% ethanol into a 100 mL glass beaker.
    4. Wear thick cotton gloves.
    5. Hold the anesthetized crab, and cover it with a wet cotton towel.
    6. Hold one eye of the crab with sterilized forceps.
    7. Swiftly cut off the eyestalk using sterilized surgical scissors.
      NOTE: Hemolymph may be lost from the wounded part of the crab.
    8. Dip the scissors and forceps in 70% ethanol after every use, and dry them using tissue paper before reuse.

Step 7.2.2 of the Protocol has been updated from:

Sedate the females individually with the cold shock anesthesia method.

to:

Anesthetize the females individually with the 2-PE immersion anesthesia method.

The Discussion has been updated from:

This protocol was developed for the eyestalk ablation of the mud crab, Scylla spp., and can be applied as an efficient method to induce gonad maturation. This protocol can be easily replicated for the commercial ovary maturation of mud crabs and can be implemented to reduce the latent period (time from one spawning to another) in mud crab seed production.

The eyestalk ablation of crustaceans (i.e., freshwater prawn, marine shrimp) is typically done to induce gonad maturation and out-of-season spawning11,12,13. Eyestalk ablation in brachyuran crabs has also been done to study molting25,32,33, hormonal regulation18, gonad maturation34, and induced breeding and reproductive performance35,36,37,38,39. Unilateral or bilateral eyestalk ablation influences the physiology of the crustacean. Eyestalk ablation following the protocol stated in this study also influences the ovarian maturation rate of mud crabs. In the control treatment (without eyestalk ablation), 43.33% ± 5.77% of female crabs had an immature ovary (stage-1). However, in the same rearing period (30 days), eyestalk-ablated female crabs had pre-maturing ovaries (stage-3; 56.67% ± 11.55% and 53.33% ± 15.28% with the cauterization and surgery techniques, respectively), which shows that eyestalk ablation can increase the gonad maturation of mud crabs. Previous studies have also reported that the ovarian development of intact crabs (without eyestalk ablation) is slower than that of eyestalk-ablated crabs25,31. Due to the slower gonadal development in intact crustaceans, eyestalk ablation is widely done in commercial prawn and shrimp hatcheries. In this protocol, the eyestalk-ablated female crabs achieved higher percentages of ovarian maturation compared to the female crabs without the eyestalk ablation treatment (Figure 3).

The gonad maturation of the mud crab is regulated by hormones21,40,41. The eyestalk contains important endocrine glands (i.e., the X-organ-sinus gland complex) that play vital roles in the gonadal maturation process of mud crabs18,21. Unilateral eyestalk ablation, either by cauterization or surgery, damages one of the major endocrine glands that is involved in the synthesis and release of inhibiting hormones (e.g., VIH), thereby resulting in a higher level of gonad-stimulating hormones (i.e., VSH).

The ovarian maturation stages of Scylla spp. can be differentiated by observing the ovarian tissue coloration with the naked eye29,30,42. Translucent or creamy white ovarian tissues are indications of immature ovaries29,30,42,43. In this study, immature ovaries (stage-1) were still found in the group of female crabs without eyestalk ablation due to the slower ovarian maturation process. However, the crabs in the eyestalk-ablated groups (both by the cauterization and surgery techniques) mostly showed pre-maturing ovaries (stage-3), with some individuals exhibiting fully matured ovaries (stage-4). Therefore, the protocol of eyestalk ablation described here can be used to increase ovarian maturation in female mud crabs. This protocol can also be applied directly to wild-collected mature female mud crabs to hasten their seed production. To evaluate the effectiveness of cauterization and surgery methods on mud crab gonad maturation and to ensure the accurate estimation of molting duration, sexually pre-mature crabs were used. After the (induced) molting of sexually pre-mature female crabs, we noticed that their ovaries were still in the immature or early developing stages29,44. After 30 days of rearing the newly mature female crabs (either eyestalk-ablated or without eyestalk ablation), the ovarian development stages (stage-1 to stage-4) were determined by the color of the ovarian tissues. This protocol encourages the use of the cauterization technique to perform eyestalk ablation in mud crabs to avoid any hemolymph loss and prevent infection at the ablated sites. Cauterization immediately seals the wound, whereas the surgery technique requires an additional step of disinfection using iodine. For commercial purposes, larger mature crabs, preferably at a later stage of ovarian maturation, should be selected for eyestalk ablation to shorten the time to reach the fully matured ovary stage for subsequent commerce or brood stock culture. In addition to eyestalk ablation, individual rearing with sand substrate and sufficient feeding, preferably with live feed, can increase the gonad maturation rate of mud crabs in captivity30,35,45,46.

Crustacean blood is called hemolymph and can be lost during eyestalk ablation. An excessive loss of hemolymph may lead to the death of eyestalk-ablated crabs, especially when performing surgery to remove the eyestalk. The hemolymph can coagulate in the wounded part to prevent loss. The application of a tincture of iodine can prevent infection of the wounded part. However, in comparison to the surgery technique, the cauterization technique seals the wounded part immediately, thereby preventing the loss of hemolymph and possible infection.

Mud crab mortality after unilateral eyestalk ablation with either cauterization or surgery was not found within the first 7 days. Thus, eyestalk ablation can be done with a higher survival rate. Unilateral eyestalk ablation does not hamper the survival rate of the crab33.

Stress during crab handling and eyestalk ablation may contribute to crab mortality. Proper anesthesia is needed to minimize handling stress during eyestalk ablation. In crustacean eyestalk ablation, chemical anesthetics (i.e., xylocaine, lidocaine) are used at the base of the eyestalk before eyestalk ablation14,15,17,47. However, due to the aggressive nature and large size of mud crabs, the use of anesthesia only at the base of the eyestalk is not sufficient and might result in additional stress to the animals during the injection. On the other hand, anesthesia by subjecting them to a lower water temperature is more economical and safer. The use of cold water for anesthesia in mud crabs is common and has been used in other studies due to its efficiency, simplicity, and minimal impact on recovery and survival37,48,49.

Although eyestalk ablation using both cauterization and surgery methods has a minimal effect on crab survival and enhances ovarian maturation, performing eyestalk ablation requires professional mastery of the techniques. The timing between the steps is critical as any delay between protocols adds additional stress for the crabs. Unlike the surgery technique, the cauterization technique is dangerous because it involves the use of flammable equipment (i.e., a blow torch and butane gas). Thus, extra caution is needed when performing the cauterization technique.

Crabs are cannibalistic in nature, and they are known to prey on others that have just completed their molt and are still in their soft-shell conditions7,50,51. Thus, rearing the crabs individually can avoid unnecessary mortality due to cannibalism. The use of individual rearing in mud crab culture is commonly practiced, both in high-density culture and pond culture, for fattening and soft-shell crab farming purposes8,52. This protocol also utilized individual rearing and maintenance. During the transportation of the crabs for rearing or commerce, the crab chelipeds are tied up securely (or even autotomized) to prevent fighting, unnecessary injury, and limb loss34.

The described protocol for eyestalk ablation should be performed with multiple persons. After completing the eyestalk ablation, non-disposable equipment (e.g., the aquarium, tray, towel, etc.) should be disinfected with 30 ppm chlorine. The crabs must be monitored at least twice per day. Any dead crabs, uneaten feed, ablated limbs, or molted crab shells should be swiftly disposed of (i.e., buried in soil with bleaching powder) to prevent any potential for disease spread.

to:

This protocol was developed for the eyestalk ablation of the mud crab, Scylla spp., and can be applied as an efficient method to induce gonad maturation. This protocol can be easily replicated for the commercial ovary maturation of mud crabs and can be implemented to reduce the latent period (time from one spawning to another) in mud crab seed production.

The eyestalk ablation of crustaceans (i.e., freshwater prawn, marine shrimp) is typically done to induce gonad maturation and out-of-season spawning11,12,13. Eyestalk ablation in brachyuran crabs has also been done to study molting25,32,33, hormonal regulation18, gonad maturation34, and induced breeding and reproductive performance35,36,37,38,39. Anesthesia via immersion in 2-phenoxyethanol was used as it is comparable to the use of tricaine methanesulfonate (MS-222) in arthopods but cheaper and does not require the use of additional buffer40. Unilateral or bilateral eyestalk ablation influences the physiology of the crustacean. Eyestalk ablation following the protocol stated in this study also influences the ovarian maturation rate of mud crabs. In the control treatment (without eyestalk ablation), 43.33% ± 5.77% of female crabs had an immature ovary (stage-1). However, in the same rearing period (30 days), eyestalk-ablated female crabs had pre-maturing ovaries (stage-3; 56.67% ± 11.55% and 53.33% ± 15.28% with the cauterization and surgery techniques, respectively), which shows that eyestalk ablation can increase the gonad maturation of mud crabs. Previous studies have also reported that the ovarian development of intact crabs (without eyestalk ablation) is slower than that of eyestalk-ablated crabs25,31. Due to the slower gonadal development in intact crustaceans, eyestalk ablation is widely done in commercial prawn and shrimp hatcheries. In this protocol, the eyestalk-ablated female crabs achieved higher percentages of ovarian maturation compared to the female crabs without the eyestalk ablation treatment (Figure 3).

The gonad maturation of the mud crab is regulated by hormones21,41,42. The eyestalk contains important endocrine glands (i.e., the X-organ-sinus gland complex) that play vital roles in the gonadal maturation process of mud crabs18,21. Unilateral eyestalk ablation, either by cauterization or surgery, damages one of the major endocrine glands that is involved in the synthesis and release of inhibiting hormones (e.g., VIH), thereby resulting in a higher level of gonad-stimulating hormones (i.e., VSH).

The ovarian maturation stages of Scylla spp. can be differentiated by observing the ovarian tissue coloration with the naked eye29,30,43. Translucent or creamy white ovarian tissues are indications of immature ovaries29,30,43,44. In this study, immature ovaries (stage-1) were still found in the group of female crabs without eyestalk ablation due to the slower ovarian maturation process. However, the crabs in the eyestalk-ablated groups (both by the cauterization and surgery techniques) mostly showed pre-maturing ovaries (stage-3), with some individuals exhibiting fully matured ovaries (stage-4). Therefore, the protocol of eyestalk ablation described here can be used to increase ovarian maturation in female mud crabs. This protocol can also be applied directly to wild-collected mature female mud crabs to hasten their seed production. To evaluate the effectiveness of cauterization and surgery methods on mud crab gonad maturation and to ensure the accurate estimation of molting duration, sexually pre-mature crabs were used. After the (induced) molting of sexually pre-mature female crabs, we noticed that their ovaries were still in the immature or early developing stages29,45. After 30 days of rearing the newly mature female crabs (either eyestalk-ablated or without eyestalk ablation), the ovarian development stages (stage-1 to stage-4) were determined by the color of the ovarian tissues. This protocol encourages the use of the cauterization technique to perform eyestalk ablation in mud crabs to avoid any hemolymph loss and prevent infection at the ablated sites. Cauterization immediately seals the wound, whereas the surgery technique takes time for the wound to heal and this would allow for chance of infection. For commercial purposes, larger mature crabs, preferably at a later stage of ovarian maturation, should be selected for eyestalk ablation to shorten the time to reach the fully matured ovary stage for subsequent commerce or brood stock culture. In addition to eyestalk ablation, individual rearing with sand substrate and sufficient feeding, preferably with live feed, can increase the gonad maturation rate of mud crabs in captivity30,35,46,47.

Crustacean blood is called hemolymph and can be lost during eyestalk ablation. An excessive loss of hemolymph may lead to the death of eyestalk-ablated crabs, especially when performing surgery to remove the eyestalk. The hemolymph can coagulate in the wounded part to prevent loss. However, in comparison to the surgery technique, the cauterization technique seals the wounded part immediately, thereby preventing the loss of hemolymph and possible infection.

Mud crab mortality after unilateral eyestalk ablation with either cauterization or surgery was not found within the first 7 days. Thus, eyestalk ablation can be done with a higher survival rate. Unilateral eyestalk ablation does not hamper the survival rate of the crab33.

Stress during crab handling and eyestalk ablation may contribute to crab mortality. Proper anesthesia is needed to minimize handling stress during eyestalk ablation. In crustacean eyestalk ablation, chemical anesthetics (i.e., xylocaine, lidocaine) are used at the base of the eyestalk before eyestalk ablation14,15,17,48. However, due to the aggressive nature and large size of mud crabs, the use of anesthesia only at the base of the eyestalk is not sufficient and might result in additional stress to the animals during the injection. On the other hand, anesthesia by subjecting them to a lower water temperature is more economical and safer. The use of cold water for anesthesia in mud crabs is common and has been used in other studies due to its efficiency, simplicity, and minimal impact on recovery and survival37,49,50. In addition, future research on pain assessment following eyestalk ablation on mud crabs is recommended to highlight the change in behaviours associated with pain and stress, as evident in freshwater prawn Macrobrachium americanum51.

Although eyestalk ablation using both cauterization and surgery methods has a minimal effect on crab survival and enhances ovarian maturation, performing eyestalk ablation requires professional mastery of the techniques. The timing between the steps is critical as any delay between protocols adds additional stress for the crabs. Unlike the surgery technique, the cauterization technique is dangerous because it involves the use of flammable equipment (i.e., a blow torch and butane gas). Thus, extra caution is needed when performing the cauterization technique.

Crabs are cannibalistic in nature, and they are known to prey on others that have just completed their molt and are still in their soft-shell conditions7,52,53. Thus, rearing the crabs individually can avoid unnecessary mortality due to cannibalism. The use of individual rearing in mud crab culture is commonly practiced, both in high-density culture and pond culture, for fattening and soft-shell crab farming purposes8,53. This protocol also utilized individual rearing and maintenance. During the transportation of the crabs for rearing or commerce, the crab chelipeds are tied up securely (or even autotomized) to prevent fighting, unnecessary injury, and limb loss34.

The described protocol for eyestalk ablation should be performed with multiple persons. After completing the eyestalk ablation, non-disposable equipment (e.g., the aquarium, tray, towel, etc.) should be disinfected with 30 ppm chlorine. The crabs must be monitored at least twice per day. Any dead crabs, uneaten feed, ablated limbs, or molted crab shells should be swiftly disposed of (i.e., buried in soil with bleaching powder) to prevent any potential for disease spread.

The References have been updated from:

  1. Keenan, C. P., Davie, P. J. F., Mann, D. L. A revision of the genus Scylla de Haan, 1833 (Crustacea: Decapoda: Brachyura: Portunidae). Raffles Bulletin of Zoology. 46 (1), 217-245 (1998).
  2. Fazhan, H. et al. Morphological descriptions and morphometric discriminant function analysis reveal an additional four groups of Scylla spp. PeerJ. 8, e8066 (2020).
  3. Ikhwanuddin, M., Bachok, Z., Hilmi, M. G., Azmie, G., Zakaria, M. Z. Species diversity, carapace width-body weight relationship, size distribution and sex ratio of mud crab, genus Scylla from Setiu Wetlands of Terengganu coastal waters, Malaysia. Journal of Sustainability Science and Management. 5 (2), 97-109 (2010).
  4. Ikhwanuddin, M., Bachok, Z., Mohd Faizal, W. W. Y., Azmie, G., Abol-Munafi, A. B. Size of maturity of mud crab Scylla olivacea (Herbst, 1796) from mangrove areas of Terengganu coastal waters. Journal of Sustainability Science and Management. 5 (2), 134-147 (2010).
  5. Waiho, K. et al. On types of sexual maturity in brachyurans, with special reference to size at the onset of sexual maturity. Journal of Shellfish Research. 36 (3), 807-839 (2017).
  6. Mykles, D. L., Chang, E. S. Hormonal control of the crustacean molting gland: Insights from transcriptomics and proteomics. General and Comparative Endocrinology. 294, 113493 (2020).
  7. Fujaya, Y. et al. Is limb autotomy really efficient compared to traditional rearing in soft-shell crab (Scylla olivacea) production? Aquaculture Reports. 18, 100432 (2020).
  8. Waiho, K. et al. Moult induction methods in soft-shell crab production. Aquaculture Research. 52 (9), 4026-4042 (2021).
  9. Rahman, M. R. et al. Evaluation of limb autotomy as a promising strategy to improve production performances of mud crab (Scylla olivacea) in the soft-shell farming system. Aquaculture Research. 51 (6), 2555-2572 (2020).
  10. Okumura, T. et al. Expression of vitellogenin and cortical rod proteins during induced ovarian development by eyestalk ablation in the kuruma prawn, Marsupenaeus japonicus. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 143 (2), 246-253 (2006).
  11. Pervaiz, P. A., Jhon, S. M., Sikdar-bar, M. Studies on the effect of unilateral eyestalk ablation in maturation of gonads of a freshwater prawn Macrobrachium dayanum. World Journal of Zoology. 6 (2), 159-163 (2011).
  12. Primavera, J. H. Induced maturation and spawning in five-month-old Penaeus monodon Fabricius by eyestalk ablation. Aquaculture. 13 (4), 355-359 (1978).
  13. Shyne Anand, P. S. et al. Reproductive performance of wild brooders of Indian white shrimp, Penaeus indicus: Potential and challenges for selective breeding program. Journal of Coastal Research. 86 (sp1), 65 (2019).
  14. Diarte-Plata, G. et al. Eyestalk ablation procedures to minimize pain in the freshwater prawn Macrobrachium americanum. Applied Animal Behaviour Science. 140 (3-4), 172-178 (2012).
  15. Vargas-Téllez, I. et al. Impact of unilateral eyestalk ablation on Callinectes arcuatus (Ordway, 1863) under laboratory conditions: Behavioral evaluation. Latin American Journal of Aquatic Research. 49 (4), 576-594 (2021).
  16. Chu, K. H., Chow, W. K. Effects of unilateral versus bilateral eyestalk ablation on molting and growth of the shrimp, Penaeus chinensis (Osbeck, 1765) (Decapoda, Penaeidea). Crustaceana. 62 (3), 225-233 (1992).
  17. Taylor, J. Minimizing the effects of stress during eyestalk ablation of Litopenaeus vannamei females with topical anesthetic and a coagulating agent. Aquaculture. 233 (1-4), 173-179 (2004).
  18. Wang, M., Ye, H., Miao, L., Li, X. Role of short neuropeptide F in regulating eyestalk neuroendocrine systems in the mud crab Scylla paramamosain. Aquaculture. 560, 738493 (2022).
  19. Nagaraju, G. P. C. Reproductive regulators in decapod crustaceans: an overview. Journal of Experimental Biology. 214 (1), 3-16 (2011).
  20. Kornthong, N. et al. Characterization of red pigment concentrating hormone (RPCH) in the female mud crab (Scylla olivacea) and the effect of 5-HT on its expression. General and Comparative Endocrinology. 185, 28-36 (2013).
  21. Kornthong, N. et al. Molecular characterization of a vitellogenesis-inhibiting hormone (VIH) in the mud crab (Scylla olivacea) and temporal changes in abundances of VIH mRNA transcripts during ovarian maturation and following neurotransmitter administration. Animal Reproduction Science. 208, 106122 (2019).
  22. Liu, C. et al. VIH from the mud crab is specifically expressed in the eyestalk and potentially regulated by transactivator of Sox9/Oct4/Oct1. General and Comparative Endocrinology. 255, 1-11 (2018).
  23. Chen, H.-Y., Kang, B. J., Sultana, Z., Wilder, M. N. Variation of protein kinase C-α expression in eyestalk removal-activated ovaries in whiteleg shrimp, Litopenaeus vannamei. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 237 (300), 110552 (2019).
  24. Rotllant, G., Nguyen, T. V., Aizen, J., Suwansa-ard, S., Ventura, T. Toward the identification of female gonad-stimulating factors in crustaceans. Hydrobiologia. 825 (1), 91-119 (2018).
  25. Supriya, N. T., Sudha, K., Krishnakumar, V., Anilkumar, G. Molt and reproduction enhancement together with hemolymph ecdysteroid elevation under eyestalk ablation in the female fiddler crab, Uca triangularis (Brachyura: Decapoda). Chinese Journal of Oceanology and Limnology. 35 (3), 645-657 (2017).
  26. Wilder, M. N. Advances in the science of crustacean reproductive physiology and potential applications to new seed production technology. Journal of Coastal Research. 86 (sp1), 6-10 (2019).
  27. Arcos, G. F., Ibarra, A. M., Vazquez-Boucard, C., Palacios, E., Racotta, I. S. Haemolymph metabolic variables in relation to eyestalk ablation and gonad development of Pacific white shrimp Litopenaeus vannamei Boone. Aquaculture Research. 34 (9), 749-755 (2003).
  28. Desai, U. M., Achuthankutty, C. T. Complete regeneration of ablated eyestalk in penaeid prawn, Penaeus monodon. Current Science. 79 (11), 1602-1603 (2000).
  29. Wu, Q. et al. Growth performance and biochemical composition dynamics of ovary, hepatopancreas and muscle tissues at different ovarian maturation stages of female mud crab, Scylla paramamosain. Aquaculture. 515, 734560 (2020).
  30. Ghazali, A., Azra, M. N., Noordin, N. M., Abol-Munafi, A. B., Ikhwanuddin, M. Ovarian morphological development and fatty acids profile of mud crab (Scylla olivacea) fed with various diets. Aquaculture. 468 (Part 1), 45-52 (2017).
  31. Farhadi, A. et al. The regulatory mechanism of sexual development in decapod crustaceans. Frontiers in Marine Science. 8 (2021).
  32. Sukardi, P., Prayogo, N. A., Harisam, T., Sudaryono, A. Effect of eyestalk-ablation and differences salinity in rearing pond on molting speed of Scylla serrata. AIP Conference Proceedings. 2094, 020029 (2019).
  33. Stella, V. S., López Greco, L. S., Rodríguez, E. M. Effects of eyestalk ablation at different times of the year on molting and reproduction of the estuarine grapsid crab Chasmagnathus granulata (Decapoda, Brachyura). Journal of Crustacean Biology. 20 (2), 239-244 (2000).
  34. Jang, I. K. et al. The effects of manipulating water temperature, photoperiod, and eyestalk ablation on gonad maturation of the swimming crab, Portunus trituberculatus.Crustaceana. 83 (2), 129-141 (2010).
  35. Millamena, O. M., Quinitio, E. The effects of diets on reproductive performance of eyestalk ablated and intact mud crab Scylla serrata. Aquaculture. 181 (1-2), 81-90 (2000).
  36. Zeng, C. Induced out-of-season spawning of the mud crab, Scylla paramamosain (Estampador) and effects of temperature on embryo development. Aquaculture Research. 38 (14), 1478-1485 (2007).
  37. Rana, S. Eye stalk ablation of freshwater crab, Barytelphusa lugubris: An alternative approach of hormonal induced breeding. International Journal of Pure and Applied Zoology. 6 (3), 30-34 (2018).
  38. Yi, S.-K., Lee, S.-G., Lee, J.-M. Preliminary study of seed production of the Micronesian mud crab Scylla serrata (Crustacea: Portunidae) in Korea. Ocean and Polar Research. 31 (3), 257-264 (2009).
  39. Azra, M. N., Abol-Munafi, A. B., Ikhwanuddin, M. A review of broodstock improvement to brachyuran crab: Reproductive performance. International Journal of Aquaculture. 5 (38), 1-10 (2016).
  40. Muhd-Farouk, H., Abol-Munafi, A. B., Jasmani, S., Ikhwanuddin, M. Effect of steroid hormones 17α-hydroxyprogesterone and 17α-hydroxypregnenolone on ovary external morphology of orange mud crab, Scylla olivacea. Asian Journal of Cell Biology. 9 (1), 23-28 (2013).
  41. Muhd-Farouk, H., Jasmani, S., Ikhwanuddin, M. Effect of vertebrate steroid hormones on the ovarian maturation stages of orange mud crab, Scylla olivacea (Herbst, 1796). Aquaculture. 451, 78-86 (2016).
  42. Ghazali, A., Mat Noordin, N., Abol-Munafi, A. B., Azra, M. N., Ikhwanuddin, M. Ovarian maturation stages of wild and captive mud crab, Scylla olivacea fed with two diets. Sains Malaysiana. 46 (12), 2273-2280 (2017).
  43. Aaqillah-Amr, M. A., Hidir, A., Noordiyana, M. N., Ikhwanuddin, M. Morphological, biochemical and histological analysis of mud crab ovary and hepatopancreas at different stages of development. Animal Reproduction Science. 195, 274-283 (2018).
  44. Amin-Safwan, A., Muhd-Farouk, H., Mardhiyyah, M. P., Nadirah, M., Ikhwanuddin, M. Does water salinity affect the level of 17β-estradiol and ovarian physiology of orange mud crab, Scylla olivacea (Herbst, 1796) in captivity? Journal of King Saud University - Science. 31 (4), 827-835 (2019).
  45. Wu, X. et al. Effect of dietary supplementation of phospholipids and highly unsaturated fatty acids on reproductive performance and offspring quality of Chinese mitten crab, Eriocheir sinensis (H. Milne-Edwards), female broodstock. Aquaculture. 273 (4), 602-613 (2007).
  46. Azra, M. N., Ikhwanuddin, M. A review of maturation diets for mud crab genus Scylla broodstock: Present research, problems and future perspective. Saudi Journal of Biological Sciences. 23 (2), 257-267 (2016).
  47. Maschio Rodrigues, M., López Greco, L. S., de Almeida, L. C. F., Bertini, G. Reproductive performance of Macrobrachium acanthurus (Crustacea, Palaemonidae) females subjected to unilateral eyestalk ablation. Acta Zoologica. 103 (3), 326-334 (2022).
  48. Zhang, C. et al. Changes in bud morphology, growth-related genes and nutritional status during cheliped regeneration in the Chinese mitten crab, Eriocheir sinensis. PLoS One. 13 (12), e0209617 (2018).
  49. Zhang, C. et al. Hemolymph transcriptome analysis of Chinese mitten crab (Eriocheir sinensis) with intact, left cheliped autotomy and bilateral eyestalk ablation. Fish & Shellfish Immunology. 81, 266-275 (2018).
  50. Mirera, D. O., Moksnes, P. O. Comparative performance of wild juvenile mud crab (Scylla serrata) in different culture systems in East Africa: Effect of shelter, crab size and stocking density. Aquaculture International. 23 (1), 155-173 (2015).
  51. Ut, V. N., Le Vay, L., Nghia, T. T., Hong Hanh, T. T. Development of nursery cultures for the mud crab Scylla paramamosain (Estampador). Aquaculture Research. 38 (14), 1563-1568 (2007).
  52. Fazhan, H. et al. Limb loss and feeding ability in the juvenile mud crab Scylla olivacea: Implications of limb autotomy for aquaculture practice. Applied Animal Behaviour Science. 247, 105553 (2022).

to:

  1. Keenan, C. P., Davie, P. J. F., Mann, D. L. A revision of the genus Scylla de Haan, 1833 (Crustacea: Decapoda: Brachyura: Portunidae). Raffles Bulletin of Zoology. 46 (1), 217-245 (1998).
  2. Fazhan, H. et al. Morphological descriptions and morphometric discriminant function analysis reveal an additional four groups of Scylla spp. PeerJ. 8, e8066 (2020).
  3. Ikhwanuddin, M., Bachok, Z., Hilmi, M. G., Azmie, G., Zakaria, M. Z. Species diversity, carapace width-body weight relationship, size distribution and sex ratio of mud crab, genus Scylla from Setiu Wetlands of Terengganu coastal waters, Malaysia. Journal of Sustainability Science and Management. 5 (2), 97-109 (2010).
  4. Ikhwanuddin, M., Bachok, Z., Mohd Faizal, W. W. Y., Azmie, G., Abol-Munafi, A. B. Size of maturity of mud crab Scylla olivacea (Herbst, 1796) from mangrove areas of Terengganu coastal waters. Journal of Sustainability Science and Management. 5 (2), 134-147 (2010).
  5. Waiho, K. et al. On types of sexual maturity in brachyurans, with special reference to size at the onset of sexual maturity. Journal of Shellfish Research. 36 (3), 807-839 (2017).
  6. Mykles, D. L., Chang, E. S. Hormonal control of the crustacean molting gland: Insights from transcriptomics and proteomics. General and Comparative Endocrinology. 294, 113493 (2020).
  7. Fujaya, Y. et al. Is limb autotomy really efficient compared to traditional rearing in soft-shell crab (Scylla olivacea) production? Aquaculture Reports. 18, 100432 (2020).
  8. Waiho, K. et al. Moult induction methods in soft-shell crab production. Aquaculture Research. 52 (9), 4026-4042 (2021).
  9. Rahman, M. R. et al. Evaluation of limb autotomy as a promising strategy to improve production performances of mud crab (Scylla olivacea) in the soft-shell farming system. Aquaculture Research. 51 (6), 2555-2572 (2020).
  10. Okumura, T. et al. Expression of vitellogenin and cortical rod proteins during induced ovarian development by eyestalk ablation in the kuruma prawn, Marsupenaeus japonicus. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 143 (2), 246-253 (2006).
  11. Pervaiz, P. A., Jhon, S. M., Sikdar-bar, M. Studies on the effect of unilateral eyestalk ablation in maturation of gonads of a freshwater prawn Macrobrachium dayanum. World Journal of Zoology. 6 (2), 159-163 (2011).
  12. Primavera, J. H. Induced maturation and spawning in five-month-old Penaeus monodon Fabricius by eyestalk ablation. Aquaculture. 13 (4), 355-359 (1978).
  13. Shyne Anand, P. S. et al. Reproductive performance of wild brooders of Indian white shrimp, Penaeus indicus: Potential and challenges for selective breeding program. Journal of Coastal Research. 86 (sp1), 65 (2019).
  14. Diarte-Plata, G. et al. Eyestalk ablation procedures to minimize pain in the freshwater prawn Macrobrachium americanum. Applied Animal Behaviour Science. 140 (3-4), 172-178 (2012).
  15. Vargas-Téllez, I. et al. Impact of unilateral eyestalk ablation on Callinectes arcuatus (Ordway, 1863) under laboratory conditions: Behavioral evaluation. Latin American Journal of Aquatic Research. 49 (4), 576-594 (2021).
  16. Chu, K. H., Chow, W. K. Effects of unilateral versus bilateral eyestalk ablation on molting and growth of the shrimp, Penaeus chinensis (Osbeck, 1765) (Decapoda, Penaeidea). Crustaceana. 62 (3), 225-233 (1992).
  17. Taylor, J. Minimizing the effects of stress during eyestalk ablation of Litopenaeus vannamei females with topical anesthetic and a coagulating agent. Aquaculture. 233 (1-4), 173-179 (2004).
  18. Wang, M., Ye, H., Miao, L., Li, X. Role of short neuropeptide F in regulating eyestalk neuroendocrine systems in the mud crab Scylla paramamosain. Aquaculture. 560, 738493 (2022).
  19. Nagaraju, G. P. C. Reproductive regulators in decapod crustaceans: an overview. Journal of Experimental Biology. 214 (1), 3-16 (2011).
  20. Kornthong, N. et al. Characterization of red pigment concentrating hormone (RPCH) in the female mud crab (Scylla olivacea) and the effect of 5-HT on its expression. General and Comparative Endocrinology. 185, 28-36 (2013).
  21. Kornthong, N. et al. Molecular characterization of a vitellogenesis-inhibiting hormone (VIH) in the mud crab (Scylla olivacea) and temporal changes in abundances of VIH mRNA transcripts during ovarian maturation and following neurotransmitter administration. Animal Reproduction Science. 208, 106122 (2019).
  22. Liu, C. et al. VIH from the mud crab is specifically expressed in the eyestalk and potentially regulated by transactivator of Sox9/Oct4/Oct1. General and Comparative Endocrinology. 255, 1-11 (2018).
  23. Chen, H.-Y., Kang, B. J., Sultana, Z., Wilder, M. N. Variation of protein kinase C-α expression in eyestalk removal-activated ovaries in whiteleg shrimp, Litopenaeus vannamei. Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology. 237 (300), 110552 (2019).
  24. Rotllant, G., Nguyen, T. V., Aizen, J., Suwansa-ard, S., Ventura, T. Toward the identification of female gonad-stimulating factors in crustaceans. Hydrobiologia. 825 (1), 91-119 (2018).
  25. Supriya, N. T., Sudha, K., Krishnakumar, V., Anilkumar, G. Molt and reproduction enhancement together with hemolymph ecdysteroid elevation under eyestalk ablation in the female fiddler crab, Uca triangularis (Brachyura: Decapoda). Chinese Journal of Oceanology and Limnology. 35 (3), 645-657 (2017).
  26. Wilder, M. N. Advances in the science of crustacean reproductive physiology and potential applications to new seed production technology. Journal of Coastal Research. 86 (sp1), 6-10 (2019).
  27. Arcos, G. F., Ibarra, A. M., Vazquez-Boucard, C., Palacios, E., Racotta, I. S. Haemolymph metabolic variables in relation to eyestalk ablation and gonad development of Pacific white shrimp Litopenaeus vannamei Boone. Aquaculture Research. 34 (9), 749-755 (2003).
  28. Desai, U. M., Achuthankutty, C. T. Complete regeneration of ablated eyestalk in penaeid prawn, Penaeus monodon. Current Science. 79 (11), 1602-1603 (2000).
  29. Wu, Q. et al. Growth performance and biochemical composition dynamics of ovary, hepatopancreas and muscle tissues at different ovarian maturation stages of female mud crab, Scylla paramamosain. Aquaculture. 515, 734560 (2020).
  30. Ghazali, A., Azra, M. N., Noordin, N. M., Abol-Munafi, A. B., Ikhwanuddin, M. Ovarian morphological development and fatty acids profile of mud crab (Scylla olivacea) fed with various diets. Aquaculture. 468 (Part 1), 45-52 (2017).
  31. Farhadi, A. et al. The regulatory mechanism of sexual development in decapod crustaceans. Frontiers in Marine Science. 8 (2021).
  32. Sukardi, P., Prayogo, N. A., Harisam, T., Sudaryono, A. Effect of eyestalk-ablation and differences salinity in rearing pond on molting speed of Scylla serrata. AIP Conference Proceedings. 2094, 020029 (2019).
  33. Stella, V. S., López Greco, L. S., Rodríguez, E. M. Effects of eyestalk ablation at different times of the year on molting and reproduction of the estuarine grapsid crab Chasmagnathus granulata (Decapoda, Brachyura). Journal of Crustacean Biology. 20 (2), 239-244 (2000).
  34. Jang, I. K. et al. The effects of manipulating water temperature, photoperiod, and eyestalk ablation on gonad maturation of the swimming crab, Portunus trituberculatus.Crustaceana. 83 (2), 129-141 (2010).
  35. Millamena, O. M., Quinitio, E. The effects of diets on reproductive performance of eyestalk ablated and intact mud crab Scylla serrata. Aquaculture. 181 (1-2), 81-90 (2000).
  36. Zeng, C. Induced out-of-season spawning of the mud crab, Scylla paramamosain (Estampador) and effects of temperature on embryo development. Aquaculture Research. 38 (14), 1478-1485 (2007).
  37. Rana, S. Eye stalk ablation of freshwater crab, Barytelphusa lugubris: An alternative approach of hormonal induced breeding. International Journal of Pure and Applied Zoology. 6 (3), 30-34 (2018).
  38. Yi, S.-K., Lee, S.-G., Lee, J.-M. Preliminary study of seed production of the Micronesian mud crab Scylla serrata (Crustacea: Portunidae) in Korea. Ocean and Polar Research. 31 (3), 257-264 (2009).
  39. Azra, M. N., Abol-Munafi, A. B., Ikhwanuddin, M. A review of broodstock improvement to brachyuran crab: Reproductive performance. International Journal of Aquaculture. 5 (38), 1-10 (2016).
  40.  Archibald, K. E., Scott, G. N., Bailey, K. M., Harms, C. A. 2-phenoxyethanol (2-PE) and tricaine methanesulfonate (MS-222) immersion anesthesia of American horseshoe crabs (Limulus polyphemus). Journal of Zoo and Wildlife Medicine. 50 (1), 96-106 (2019).
  41. Muhd-Farouk, H., Abol-Munafi, A. B., Jasmani, S., Ikhwanuddin, M. Effect of steroid hormones 17α-hydroxyprogesterone and 17α-hydroxypregnenolone on ovary external morphology of orange mud crab, Scylla olivacea. Asian Journal of Cell Biology. 9 (1), 23-28 (2013).
  42. Muhd-Farouk, H., Jasmani, S., Ikhwanuddin, M. Effect of vertebrate steroid hormones on the ovarian maturation stages of orange mud crab, Scylla olivacea (Herbst, 1796). Aquaculture. 451, 78-86 (2016).
  43. Ghazali, A., Mat Noordin, N., Abol-Munafi, A. B., Azra, M. N., Ikhwanuddin, M. Ovarian maturation stages of wild and captive mud crab, Scylla olivacea fed with two diets. Sains Malaysiana. 46 (12), 2273-2280 (2017).
  44. Aaqillah-Amr, M. A., Hidir, A., Noordiyana, M. N., Ikhwanuddin, M. Morphological, biochemical and histological analysis of mud crab ovary and hepatopancreas at different stages of development. Animal Reproduction Science. 195, 274-283 (2018).
  45. Amin-Safwan, A., Muhd-Farouk, H., Mardhiyyah, M. P., Nadirah, M., Ikhwanuddin, M. Does water salinity affect the level of 17β-estradiol and ovarian physiology of orange mud crab, Scylla olivacea (Herbst, 1796) in captivity? Journal of King Saud University - Science. 31 (4), 827-835 (2019).
  46. Wu, X. et al. Effect of dietary supplementation of phospholipids and highly unsaturated fatty acids on reproductive performance and offspring quality of Chinese mitten crab, Eriocheir sinensis (H. Milne-Edwards), female broodstock. Aquaculture. 273 (4), 602-613 (2007).
  47. Azra, M. N., Ikhwanuddin, M. A review of maturation diets for mud crab genus Scylla broodstock: Present research, problems and future perspective. Saudi Journal of Biological Sciences. 23 (2), 257-267 (2016).
  48. Maschio Rodrigues, M., López Greco, L. S., de Almeida, L. C. F., Bertini, G. Reproductive performance of Macrobrachium acanthurus (Crustacea, Palaemonidae) females subjected to unilateral eyestalk ablation. Acta Zoologica. 103 (3), 326-334 (2022).
  49. Zhang, C. et al. Changes in bud morphology, growth-related genes and nutritional status during cheliped regeneration in the Chinese mitten crab, Eriocheir sinensis. PLoS One. 13 (12), e0209617 (2018).
  50. Zhang, C. et al. Hemolymph transcriptome analysis of Chinese mitten crab (Eriocheir sinensis) with intact, left cheliped autotomy and bilateral eyestalk ablation. Fish & Shellfish Immunology. 81, 266-275 (2018).
  51. Diarte-Plata, G., Sainz-Hernandez, J. C., Aguiñaga-Cruz, J. A., Fierro-Coronado, J. A., Polanco-Torres, A., Puente-Palazuelos, C. Eyestalk ablation procedures to minimize pain in the freshwater prawn Macrobrachium americanum. Applied Animal Behaviour Science. 140 (3-4), 172-178 (2012). 
  52. Mirera, D. O., Moksnes, P. O. Comparative performance of wild juvenile mud crab (Scylla serrata) in different culture systems in East Africa: Effect of shelter, crab size and stocking density. Aquaculture International. 23 (1), 155-173 (2015).
  53. Ut, V. N., Le Vay, L., Nghia, T. T., Hong Hanh, T. T. Development of nursery cultures for the mud crab Scylla paramamosain (Estampador). Aquaculture Research. 38 (14), 1563-1568 (2007).
  54. Fazhan, H. et al. Limb loss and feeding ability in the juvenile mud crab Scylla olivacea: Implications of limb autotomy for aquaculture practice. Applied Animal Behaviour Science. 247, 105553 (2022).
Eyestalk ablatie om de ovariële rijping bij modderkrabben te verhogen
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Asmat-Ullah, M., Rozaimi, R.,… More

Asmat-Ullah, M., Rozaimi, R., Fazhan, H., Shu-Chien, A. C., Wang, Y., Waiho, K. Eyestalk Ablation to Increase Ovarian Maturation in Mud Crabs. J. Vis. Exp. (193), e65039, doi:10.3791/65039 (2023).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter