Summary
Dit protocol demonstreert een uniek muismodel van verstikking van hartstilstand waarbij geen borstcompressie nodig is voor reanimatie. Dit model is nuttig voor het monitoren en in beeld brengen van de dynamiek van de hersenfysiologie tijdens een hartstilstand en reanimatie.
Abstract
De meeste overlevenden van een hartstilstand (CA) ervaren verschillende gradaties van neurologische stoornissen. Om de mechanismen te begrijpen die ten grondslag liggen aan CA-geïnduceerd hersenletsel en vervolgens effectieve behandelingen te ontwikkelen, is experimenteel CA-onderzoek essentieel. Daartoe zijn enkele muis-CA-modellen opgesteld. In de meeste van deze modellen worden de muizen in rugligging geplaatst om borstcompressie uit te voeren voor cardiopulmonale reanimatie (CPR). Deze reanimatieprocedure maakt de real-time beeldvorming/monitoring van hersenfysiologie tijdens CA en reanimatie echter een uitdaging. Om dergelijke kritische kennis te verkrijgen, presenteert het huidige protocol een CA-model voor verstikking van muizen waarvoor de reanimatiestap voor borstcompressie niet nodig is. Dit model maakt het mogelijk om dynamische veranderingen in de bloedstroom, vasculaire structuur, elektrische potentialen en zuurstof in het hersenweefsel te bestuderen vanaf de pre-CA-basislijn tot vroege post-CA-reperfusie. Belangrijk is dat dit model van toepassing is op oudere muizen. Er wordt dus verwacht dat dit CA-model van muizen een cruciaal hulpmiddel zal zijn voor het ontcijferen van de impact van CA op de hersenfysiologie.
Introduction
Hartstilstand (CA) blijft een wereldwijde volksgezondheidscrisis1. Alleen al in de VS worden jaarlijks meer dan 356.000 gevallen van CA buiten het ziekenhuis en 290.000 gevallen in het ziekenhuis gemeld, en de meeste CA-slachtoffers zijn ouder dan 60 jaar. Met name post-CA neurologische stoornissen komen vaak voor bij overlevenden, en deze vormen een grote uitdaging voor CA-management 2,3,4,5. Om pathologische veranderingen in de hersenen na CA en hun effecten op neurologische uitkomsten te begrijpen, zijn verschillende neurofysiologische monitoring- en hersenweefselmonitoringtechnieken toegepast bij patiënten 6,7,8,9,10,11,12. Met behulp van nabij-infraroodspectroscopie is ook real-time hersenmonitoring uitgevoerd bij CA-ratten om neurologische uitkomsten te voorspellen13.
In CA-modellen van muizen wordt een dergelijke beeldvormingsbenadering echter bemoeilijkt door de noodzaak van borstcompressies om de spontane bloedsomloop te herstellen, wat altijd aanzienlijke fysieke beweging met zich meebrengt en dus delicate beeldvormingsprocedures belemmert. Bovendien worden CA-modellen normaal gesproken uitgevoerd met muizen in rugligging, terwijl de muizen voor veel hersenbeeldvormingsmodaliteiten in buikligging moeten worden gedraaid. Daarom is in veel gevallen een muismodel met minimale lichaamsbeweging tijdens de operatie nodig om real-time beeldvorming/monitoring van de hersenen uit te voeren tijdens de hele CA-procedure, van pre-CA tot post-reanimatie.
Eerder rapporteerden Zhang et al. een muis-CA-model dat nuttig zou kunnen zijn voor beeldvorming van dehersenen14. In hun model werd CA geïnduceerd door bolusinjecties van vecuronium en esmolol, gevolgd door het stoppen van mechanische ventilatie. Ze toonden aan dat na 5 minuten CA reanimatie kon worden bereikt door een reanimatiemengsel in te brengen. Opmerkelijk is echter dat de circulatiestilstand in hun model slechts ongeveer 10 seconden na de osmomol-injectie plaatsvond. Dit model recapituleert dus niet de progressie van door verstikking geïnduceerde CA bij patiënten, waaronder hypercapnie en weefselhypoxie tijdens de periode voorafgaand aan de arrestatie.
Het algemene doel van de huidige chirurgische procedure is het modelleren van klinische verstikking CA bij muizen, gevolgd door reanimatie zonder borstcompressies. Dit CA-model maakt het daarom mogelijk om complexe beeldvormingstechnieken te gebruiken om de hersenfysiologie bij muizen te bestuderen15.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle hier beschreven procedures zijn uitgevoerd in overeenstemming met de richtlijnen van de National Institutes of Health (NIH) voor de verzorging en het gebruik van dieren in onderzoek, en het protocol is goedgekeurd door het Duke Institute of Animal Care and Use Committee (IACUC). C57BL/6 mannelijke en vrouwelijke muizen van 8-10 weken oud werden gebruikt voor de huidige studie.
1. Chirurgische voorbereiding
- Weeg een muis op een digitale weegschaal en plaats deze in een 4 x 4 x 7 in plexiglas anesthesie-inductiedoos.
- Stel de anesthesieverdamper in op 5% isofluraan, de zuurstofstroommeter op 30 en de stikstofstroommeter op 70 (zie Materiaaltabel).
- Haal het dier uit de inductiebox en leg het in rugligging op de operatiebank wanneer de ademhalingsfrequentie is afgenomen tot 30-40 ademhalingen per minuut.
- Trek de tong met een stompe tang naar buiten en houd deze vast met de niet-dominante hand. Gebruik de dominante hand om een laryngoscoop (zie Materiaaltabel) in de mond van de muis te steken en visualiseer de stemband.
- Gebruik de niet-dominante hand om een voerdraad en een 20 G intraveneuze katheter in de mond te brengen. Steek de voerdraad voorzichtig in de luchtpijp.
- Duw de katheter in de luchtpijp totdat het vleugelgedeelte van de katheter gelijk is met de neuspunt.
NOTITIE: Intubeer een muis niet die niet volledig verdoofd is, aangezien dit de luchtpijp kan beschadigen en luchtwegbloedingen kan veroorzaken. - Sluit de geïntubeerde muis aan op een ventilator voor kleine dieren (zie Materiaaltabel) en verlaag de isofluraan tot 1,5%.
- Voer het lichaamsgewicht van de muis in het bedieningspaneel van de ventilator in om het ademvolume en de ademhalingsfrequentie te bepalen.
- Houd de muis in rugligging onder een warmtelamp en houd de rectale temperatuur op 37 °C met een temperatuurregelaar.
- Scheer de liesstreek, desinfecteer het operatiegebied minstens drie keer met jodium en alcohol (zie Materiaaltabel) en bedek het gebied met een steriel operatielaken.
- Breng oogzalf aan op beide ogen en dien 5 mg/kg carprofen subcutaan toe vóór de operatie.
- Open de verpakking van het steriele instrument voor de operatie. Maak een huidincisie van 1 cm met een chirurgische schaar om toegang te krijgen tot de dijbeenslagaders aan beide kanten. Ontleed en ligate de distale dijbeenslagader met een enkele streng 4-0 zijdehechting (zie Materiaaltabel) en breng één druppel lidocaïne aan.
- Breng een aneurysmaclip aan op de proximale dijbeenslagader en maak een kleine snede in de slagader distaal van de clip. Breng een katheter van polyethyleen 10 (PE-10, zie materiaaltabel) in de linker en rechter dijbeenslagader.
OPMERKING: De linker arteriële lijn wordt gebruikt voor bloeddrukmeting, terwijl de rechter wordt gebruikt voor bloedafname en infusie van reanimatiemengsels. - Injecteer 50 μL 1:10 gehepariniseerde zoutoplossing in elke arteriële lijn om stolling in de lijn te voorkomen.
- Draai de muis naar de buikligging en monteer hem op een stereotaxisch hoofdframe.
- Sluit drie naaldelektroden (rood, groen en zwart) aan op de linkerarm, het linkerbeen en de rechterarm voor bewaking van het elektrocardiogram (ECG, zie Materiaaltabel).
- Lijm een flexibele sonde van kunststofvezel op de intacte temporale schedel via een huidincisie van 0,5 cm voor cerebrale bloedstroombewaking. Deze stap is optioneel.
- Scheer de bovenkant van het hoofd, desinfecteer het operatiegebied minstens drie keer met jodium en alcohol en bedek het gebied met een steriel chirurgisch laken.
- Snijd een incisie van 2,5 cm in de middellijn van de huid en gebruik vier kleine retractors om het hele schedeloppervlak bloot te leggen voor beeldvorming van de hersenen.
- Plaats een bewakingscamera (bijv. een contrastcamera met laserspikkels, zie Materiaaltabel) boven het hoofd.
OPMERKING: Een paar druppels zoutoplossing kunnen aan het schedeloppervlak worden toegevoegd om de beeldvorming van het contrastcontrast met laserspikkels te vergemakkelijken.
2. Inductie van hartstilstand
- Vul een plastic spuit van 1 ml met 26 μL van de reanimatiecocktailbouillonoplossing.
OPMERKING: Elke milliliter van deze oplossing bevat 400 μL 1 mg/ml epinefrine, 500 μL 8,4% natriumbicarbonaat, 50 μL 1.000 E/ml heparine en 50 μL 0,9% natriumchloride (zie tabel met materialen). - Wacht tot de lichaamstemperatuur 37 °C bereikt. Stel de zuurstofmeter in op 100% om het bloed gedurende 2 minuten van zuurstof te voorzien.
- Zuig het zuurstofrijke arteriële bloed tot 200 μl via de rechter dijbeenslagader op in de voorbereide plastic spuit met 26 μl reanimatiecocktailbouillonoplossing.
- Schakel de zuurstof uit en verhoog de stikstof tot 100% om anoxie te induceren.
OPMERKING: Na ongeveer 45 s zal het hart niet meer functioneren en zal de hartslag snel afnemen, wat wijst op het begin van CA. Na ongeveer 2 minuten zuurstofgebrek zal de ECG-monitoring een asystolie aangeven en zal er geen meetbare systemische bloeddruk en verwaarloosbare cerebrale bloedstroom zijn. - Schakel de ventilator, isofluraanverdamper, temperatuurregelaar en stikstofdebietmeter uit. Stel de zuurstof in op 100% ter voorbereiding op reanimatie.
3. Reanimatie procedure
- Schakel de ventilator 8 minuten na het begin van de CA in.
- Begin onmiddellijk met het infuustoedienen van het onttrokken zuurstofrijke bloed vermengd met de reanimatiecocktail in de bloedcirculatie via de rechter dijbeenslagader in 1 minuut.
OPMERKING: De infusie leidt tot een geleidelijke verhoging van de hartslag en het herstel van de bloedperfusie; uiteindelijk wordt de terugkeer van de spontane circulatie (ROSC) bereikt.
4. Herstel na CA
- Plaats de muis in rugligging nadat u deze uit het stereotaxische frame hebt verwijderd en verwijder de PE-10-katheters uit de dijbeenslagaders.
- Breng 0,25% bupivacaïne aan op de huidincisie en hecht de huidincisies met een 6-0 nylon hechtdraad (zie Materiaaltabel). Breng antibiotische zalf aan op het oppervlak van de huidincisie.
- Koppel de muisventilator los wanneer de spontane ademhaling is hersteld.
- Breng de muis over naar een verkoeverkamer met een gecontroleerde temperatuur van 32 °C.
- Na 2 uur herstel extubeert u de muis en keert u terug naar de thuiskooi. Injecteer 0,5 ml normale zoutoplossing subcutaan om uitdroging te voorkomen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Om CA te induceren, werd de muis verdoofd met 1,5% isofluraan en beademd met 100% stikstof. Deze aandoening leidde tot ernstige bradycardie in 45 s (Figuur 1). Na 2 minuten anoxie daalde de hartslag dramatisch (Figuur 2), daalde de bloeddruk tot onder de 20 mmHg en stopte de cerebrale bloedstroom volledig (Figuur 1). Omdat de isofluraan werd uitgeschakeld, werd de lichaamstemperatuur niet langer onder controle gehouden en daalde deze langzaam tot ongeveer 32 °C aan het einde van CA (Figuur 1).
Onmiddellijk na 8 minuten CA werd de ventilator ingeschakeld en werd de muis voorzien van 100% zuurstof. Het bloedreanimatiemengsel werd via de arteriële katheter in de bloedsomloop gebracht. Kort na de injectie van het bloedreanimatiemengsel begon de hartfunctie zich te herstellen. Na een korte pauze werd de systemische en cerebrale doorbloeding hersteld en werd ROSC vastgesteld. Het slagingspercentage van ROSC is bijna 100% in ons lab. Dit model is met succes uitgevoerd bij jonge en oudere muizen.
Mogelijk gemaakt door dit model, werden in deze studie twee beeldvormingsmodaliteiten gebruikt, waaronder laserspikkelcontrastbeeldvorming (LSCI) en fotoakoestische beeldvorming, om de cerebrale bloedstroom en bloedoxygenatie op het niveau van de hele hersenen tijdens CA en reanimatie te volgen. LSCI bevestigde de volledige afwezigheid van bloedstroom in de hersenen tijdens CA (Figuur 3). Meer gedetailleerde veranderingen in de bloedstroom, structuur en oxygenatie tijdens de CA-procedure kunnen worden verkregen uit de fotoakoestische beelden (Figuur 4).
Figuur 1: Fysiologische opname tijdens CA en reanimatie. Cerebrale bloedstroom (% baseline; gemeten met laser Doppler-flowmetrie), bloeddruk (mmHg), hartactiviteit (slagen per minuut) en lichaamstemperatuur (°C) verandert voor, tijdens CA en na CA. De x-as geeft de tijd in minuten weer. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Hartactiviteit tijdens CA en reanimatie. De hartslag werd continu geregistreerd en panelen (A), (B) en (C) zijn representatief voor de hartslag respectievelijk pre-CA, tijdens CA en post-CA. De y-as geeft de absolute spanningswaarden (mV) weer. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Afbeelding 3: Contrastbeelden met laserspikkels tijdens CA en reanimatie. De globale cerebrale bloedstroom werd gemonitord. CA leidde tot een volledig verlies van cerebrale bloedstroom (B) in vergelijking met baseline (A). Hyperperfusie was aanwezig in de hersenen onmiddellijk na reanimatie (C) , en dit werd gevolgd door hypoperfusie tijdens de late fase (D). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Fotoakoestische beelden tijdens CA en reanimatie. Lokale vasculaire veranderingen werden benaderd met behulp van fotoakoestische beeldvorming. De slagaders en vertakkingen waren niet doorbloed met bloed tijdens CA (B) in vergelijking met baseline (A). Alle slagaders en vertakkingen werden onmiddellijk na de reanimatie doorbloed, inclusief zelfs enkele kleine bruggen tussen vertakkingen (C, pijlen). Deze bruggen verdwenen echter laat (D) als gevolg van hypoperfusie. De balk toont het niveau sO2 . Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
In experimentele CA-onderzoeken zijn verstikking, kaliumchloride-injecties of van elektrische stroom afgeleide ventriculaire fibrillatie gebruikt om CA 16,17,18,19,20,21,22,23 te induceren. Normaal gesproken is reanimatie vereist voor reanimatie in deze CA-modellen, vooral bij muizen. We hebben een reanimatiemengsel geformuleerd dat spontane reanimatie na verstikking CA bij muizen mogelijk maakt. Het elimineren van de reanimatiestap opent meer mogelijkheden voor het monitoren van de hersenfysiologie tijdens CA en reanimatie met behulp van de huidige beeldvormingsmodaliteiten.
Deze reanimatiecocktailvoorraadoplossing bevat natriumbicarbonaat, heparine, zuurstofrijk arterieel bloed en epinefrine. Het is algemeen bekend dat CA zowel metabole als respiratoire acidose induceert. Van natriumbicarbonaat wordt verwacht dat het de pH in het bloed normaliseert. Heparine is een antistollingsmiddel en wordt gebruikt om schadelijke stolselvorming tijdens reperfusie te voorkomen. Zuurstofrijk bloed en epinefrine zijn de meest kritische componenten voor reanimatie in dit model. Hoewel de exacte mechanismen die ten grondslag liggen aan deze spontane reanimatie nog onbekend zijn, wordt gespeculeerd dat wanneer een voldoende hoeveelheid zuurstofrijk bloed de kransslagaders bereikt en zo zuurstof en epinefrine afgeeft, het herstel van de myocardiale contractiliteit en het genereren van cardiale output kan worden bereikt zonder borstcompressies. In dit proces is de infusiedruk, die alleen haalbaar is in de niet-ingeklapte en dikwandige arteriële vasculatuur, van cruciaal belang, omdat dit de toevoer van zuurstofrijk bloed naar het hart vergemakkelijkt. Ter ondersteuning van dit idee ontdekten we dat het toedienen van hetzelfde mengsel via de dijbeenader niet resulteerde in het herstel van de hartfunctie en dat reanimatie niet kon worden bereikt. Daarom moet deze reanimatiecocktail via de arteriële lijn worden toegediend om het herstel van de hartfunctie te bereiken zonder borstcompressies.
De dosering van epinefrine die in het huidige model wordt gebruikt, is vergelijkbaar met wat wordt gebruikt in standaard CA-experimenten. Elke milliliter reanimatiecocktailvoorraadoplossing bevat 400 μg epinefrine. De spuit wordt bereid met 26 μL reanimatiecocktailbouillonoplossing en arterieel bloed wordt in de spuit opgezogen tot 200 μL. Aangezien de plastic spuit van 1 ml een dode ruimte van 60 μl aan de voorkant heeft, is het bloed dat na reanimatie in de spuit achterblijft 60 μl, inclusief 6 μl reanimatiecocktailvoorraadoplossing. De uiteindelijke oplossing van de geïnjecteerde reanimatiecocktail is dus 20 μL in elke muis, wat neerkomt op een dosis van 8 μg epinefrine in deze procedure. In dit protocol wordt de hoeveelheid reanimatieoplossing niet aangepast aan het lichaamsgewicht, zoals in klinische omgevingen. We hebben geen reanimatieproblemen ondervonden bij muizen met een lichaamsgewicht van 20-32 g.
Merk op dat dit reanimatieprotocol alleen met succes werd gebruikt in dit CA-model voor verstikking. In onze pilotstudie slaagde dit protocol er niet in om muizen te reanimeren na KCl-geïnduceerde CA. Het hier beschreven model is dus specifiek nuttig voor het bestuderen van de hersenfysiologie van verstikking CA.
Samenvattend, aangezien dit model geen borstcompressies vereist tijdens reanimatie, 1) kan de muis in buikligging worden gehouden en 2) kan het hoofd in een stereotaxisch hoofdframe worden gemonteerd, waardoor beeldvorming en elektrofysiologische metingen mogelijk zijn zonder enige beweging tijdens de hele opnamefase. Dit voldoet perfect aan de vereisten voor beeldvorming/monitoring van de hersenfysiologie tijdens CA en reanimatie. Dit model is met succes gebruikt in experimenten die gericht zijn op het dynamisch volgen van de cerebrale bloedstroom, vasculaire reacties en zuurstof in hersenweefsel bij CA-muizen, en deze experimenten hebben onschatbare gegevens opgeleverd over vasculaire veranderingen en reacties op toediening van geneesmiddelen in CA.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben geen belangenconflicten.
Acknowledgments
De auteurs danken Kathy Gage voor haar redactionele ondersteuning. Deze studie werd ondersteund door fondsen van de afdeling Anesthesiologie (Duke University Medical Center), American Heart Association-subsidie (18CSA34080277) en National Institutes of Health (NIH)-subsidies (NS099590, HL157354, NS117973 en NS127163).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adrenalin | Par Pharmaceutical | NDC 42023-159-01 | |
| Alcohol swabs | BD | 326895 | |
| Animal Bio Amp | ADInstruments | FE232 | |
| BP transducer | ADInstruments | MLT0699 | |
| Bridge Amp | ADInstruments | FE117 | |
| Heparin sodium injection, USP | Fresenius Kabi | NDC 63323-540-05 | |
| Isoflurane | Covetrus | NDC 11695-6777-2 | |
| Laser Doppler perfusion monitor | Moor Instruments | moorVMS-LDF1 | |
| Laser speckle imaging system | RWD | RFLSI III | |
| Lubricant eye ointment | Bausch + Lomb | 339081 | |
| Micro clip | Roboz | RS-5431 | |
| Mouse rectal probe | Physitemp | RET-3 | |
| Needle electrode | ADInstruments | MLA1213 | 29 Ga, 1.5 mm socket |
| Nitrogen | Airgas | UN1066 | |
| Optic plastic fibre | Moor Instruments | POF500 | |
| Otoscope | Welchallyn | 728 | 2.5 mm Speculum |
| Oxygen | Airgas | UN1072 | |
| PE-10 tubing | BD | 427401 | Polyethylene tubing |
| Povidone-iodine | CVS | 955338 | |
| PowerLab 8/35 | ADInstruments | ||
| Rimadyl (carprofen) | Zoetis | 6100701 | Injectable 50 mg/ml |
| Small animal ventilator | Kent Scientific | RoVent Jr. | |
| Temperature controller | Physitemp | TCAT-2DF | |
| Triple antibioric & pain relief | CVS | NDC 59770-823-56 | |
| Vaporizer | RWD | R583S | |
| 0.25% bupivacaine | Hospira | NDC 0409-1159-18 | |
| 0.9% sodium chroride | ICU Medical | NDC 0990-7983-03 | |
| 1 mL plastic syringe | BD | 309659 | |
| 4-0 silk suture | Look | SP116 | Black braided silk |
| 6-0 nylon suture | Ethilon | 1698G | |
| 8.4% sodium bicarbonate Inj., USP | Hospira | NDC 0409-6625-02 | |
| 20 G IV catheter | BD | 381534 | 20GA 1.6 IN |
| 30 G PrecisionGlide needle | BD | 305106 | 30 G X 1/2 |
References
- Smith, A., Masters, S., Ball, S., Finn, J. The incidence and outcomes of out-of-hospital cardiac arrest in metropolitan versus rural locations: A systematic review and meta-analysis. Resuscitation. 185, 109655 (2022).
- Amacher, S. A., et al. Predicting neurological outcome in adult patients with cardiac arrest: systematic review and meta-analysis of prediction model performance. Critical Care. 26 (1), 382 (2022).
- Matsuyama, T., Ohta, B., Kiyohara, K., Kitamura, T. Intra-arrest partial carbon dioxide level and favorable neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest: A nationwide multicenter observational study in Japan (the JAAM-OHCA registry). European Heart Journal of Acute Cardiovascular Care. 12 (1), 14-21 (2023).
- Takahagi, M., Sawano, H., Moriyama, T. Long-term neurological outcome of extracorporeal cardiopulmonary resuscitation for out-of-hospital cardiac arrest patients with nonshockable rhythms: A single-center, consecutive, retrospective observational study. The Journal of Emergency Medicine. 63 (3), 367-375 (2022).
- Mork, S. R., Botker, M. T., Christensen, S., Tang, M., Terkelsen, C. J. Survival and neurological outcome after out-of-hospital cardiac arrest treated with and without mechanical circulatory support. Resuscition Plus. 10, 100230 (2022).
- Koenig, M. A., Kaplan, P. W., Thakor, N. V. Clinical neurophysiologic monitoring and brain injury from cardiac arrest. Neurologic Clinics. 24 (1), 89-106 (2006).
- Cavazzoni, E., Schibler, A. Monitoring of brain tissue oxygen tension and use of vasopressin after cardiac arrest in a child with catecholamine-induced cardiac arrhythmia. Critical Care & Resuscitation. 10 (4), 316-319 (2008).
- Topjian, A. A., et al. Multimodal monitoring including early EEG improves stratification of brain injury severity after pediatric cardiac arrest. Resuscitation. 167, 282-288 (2021).
- Beekman, R., et al. Bedside monitoring of hypoxic ischemic brain injury using low-field, portable brain magnetic resonance imaging after cardiac arrest. Resuscitation. 176, 150-158 (2022).
- Sinha, N., Parnia, S. Monitoring the brain after cardiac arrest: A new era. Current Neurology Neuroscience Report. 17 (8), 62 (2017).
- Reis, C., et al. Pathophysiology and the monitoring methods for cardiac arrest associated brain injury. International Journal of Molecular Sciences. 18 (1), 129 (2017).
- Zhou, H., Lin, C., Liu, J., Wang, X. Continuous monitoring of brain perfusion by cerebral oximetry after spontaneous return of circulation in cardiac arrest: A case report. BMC Neurology. 22 (1), 365 (2022).
- Takegawa, R., et al. Real-time brain monitoring by near-infrared spectroscopy predicts neurological outcome after cardiac arrest and resuscitation in rats: A proof of concept study of a novel prognostic measure after cardiac arrest. Journal Clinical Medicine. 11 (1), 131 (2021).
- Zhang, C., et al. Invasion of peripheral immune cells into brain parenchyma after cardiac arrest and resuscitation. Aging and Disease. 9 (3), 412-425 (2018).
- Duan, W., et al. Cervical vagus nerve stimulation improves neurologic outcome after cardiac arrest in mice by attenuating oxidative stress and excessive autophagy. Neuromodulation. 25 (3), 414-423 (2022).
- Liu, H., et al. Novel modification of potassium chloride induced cardiac arrest model for aged mice. Aging and Disease. 9 (1), 31-39 (2018).
- Shen, Y., et al. Aging is associated with impaired activation of protein homeostasis-related pathways after cardiac arrest in mice. Journal of American Heart Association. 7 (17), e009634 (2018).
- Wang, P., et al. Manganese porphyrin promotes post cardiac arrest recovery in mice and rats. Biology. 11 (7), 957 (2022).
- Wang, W., et al. Development and evaluation of a novel mouse model of asphyxial cardiac arrest revealed severely impaired lymphopoiesis after resuscitation. Journal of American Heart Association. 10 (11), e019142 (2021).
- Li, R., et al. Activation of the XBP1s/O-GlcNAcylation pathway improves functional outcome after cardiac arrest and resuscitation in young and aged mice. Shock. 56 (5), 755-761 (2021).
- Shen, Y., et al. Activation of the ATF6 (activating transcription factor 6) signaling pathway in neurons improves outcome after cardiac arrest in mice. Journal American Heart Association. 10 (12), e020216 (2021).
- Jiang, M., et al. MCC950, a selective NLPR3 inflammasome inhibitor, improves neurologic function and survival after cardiac arrest and resuscitation. Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 256 (2020).
- Zhao, Q., et al. Cardiac arrest and resuscitation activates the hypothalamic-pituitary-adrenal axis and results in severe immunosuppression. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 41 (5), 1091-1102 (2021).
