يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

نموذج الفأر الليزر التي يسببها ارتفاع ضغط الدم المزمن المقلة لتوصيف العيوب البصرية

12.8K مشاهدات

⸱

DOI:

10.3791/50440

⸱

أغسطس 14, 2013

 ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology, Northwestern University, 2Department of Neurobiology, Northwestern University

في هذه المقالة

ملخص

ويتسبب ارتفاع ضغط الدم المزمن العين باستخدام الليزر الضوئي من الشبكة التربيقية في عيون الماوس. هو ارتفاع ضغط العين (IOP) لعدة أشهر بعد العلاج بالليزر. ويتم رصد انخفاض حدة البصر وحساسية النقيض من حيوانات التجارب باستخدام اختبار optomotor.

الملخص

الزرق، ويرتبط في كثير من الأحيان مع ارتفاع ضغط العين (IOP)، هي واحدة من الأسباب الرئيسية للعمى. سعينا إلى إنشاء نموذج الفأر من فرط ضغط العين لتقليد الإنسان التوتر العالي الزرق. هنا يتم تطبيق إضاءة الليزر إلى حوف القرنية إلى photocoagulate تدفق مائي، الأمر الذي أدى إغلاق زاوية. ويتم رصد التغيرات في معهد جامعة هارفارد باستخدام مقياس توتر العين انتعاش قبل وبعد العلاج بالليزر. يتم استخدام اختبار السلوكية optomotor لقياس التغيرات المناظرة في القدرة البصرية. يظهر نتيجة ممثل من الماوس واحد التي وضعت حقت IOP الارتفاع بعد إضاءة الليزر. ويلاحظ وجود انخفاض حدة البصر وحساسية التباين في هذه العين الماوس ارتفاع ضغط الدم. معا، ويدخل دراستنا نظام نموذجا قيما للتحقيق تنكس الخلايا العصبية والآليات الجزيئية الكامنة في الفئران زرقي.

البروتوكول

الإجراءات

تثار C57BL/6J الفئران (مختبر جاكسون، بار هاربور، ME) في منشأة رعاية الحيوان جامعة نورث وسترن. وتستخدم كل الحيوانات وفقا للبروتوكولات المعتمدة من جامعة نورث وسترن المؤسسي رعاية الحيوان واللجنة الاستخدام ومطابقة للمبادئ التوجيهية بشأن استخدام الحيوانات في البحوث العصبية من المعاهد الوطنية للصحة.

1. الليزر الضوئي

يتم تعديل هذا الإجراء من الليزر الضوئي من البروتوكولات نشرت سابقا 5-7.

  1. تخدير ماوس القديمة 40-60 يوم عن طريق الحقن داخل الصفاق الكيتامين (100 ملغ / كغ، بتلر شين صحة الحيوان، OH) وزيلازين (10 ملغم / كغم، لويد وشركة من ولاية ايوا، شيناندواه، IA).
  2. تمدد التلميذ من العين اليمنى للحيوانات التجارب عن طريق العلاج الموضعي مع واحد أو اثنين من قطرات الأتروبين 1٪ محلول كبريتات (ألكون مختبرات، وشركة، فورت وورث، تكساس).
  3. بعد توسيع حدقة العين، تتسطح علىغرفة nterior لتعزيز الاستقراء ليزر 6. إدراج micropipette الزجاج مع طرف حاد (عالم الآلات الدقيقة شركة، ساراسوتا، فلوريدا) في الفضاء الأمامي تحت المصباح الشقي (SL-3E، توبكون، أوكلاند، NJ) لتجفيف السوائل في الغرفة الأمامية.
  4. كبح الماوس في حامل مخروط من البلاستيك (برينتري الخيال العلمي وشركة، MA) وقيدوا على منصة محلية الصنع (انظر الشكل 1A). عقد الماوس مع كابح ويفضح العين اليمنى من الماوس لمصدر الضوء وراء المصباح الشقي. محاذاة العين اليمنى من الفأرة تخدير تحت المصباح الشقي.
  5. في حين الضغط على كابح الماوس بكلتا يديه، وتطبيق إضاءة الليزر إلى حوف القرنية باستخدام الليزر الأرجون (ألتيما 2000SE ومتماسكة، سانتا كلارا، كاليفورنيا). تسليم حوالي 80-100 اماكن ليزر (514 نانومتر، و 100 ميغاواط، 50 ميللي ثانية النبض، و 200 بقعة ميكرون) عموديا حول محيط الشبكة التربيقية. وC57BL / 6 الفئران ديك قزحية المصطبغة التي هي بمثابة حاجز لأي عالطاقة الضالة otential 7.
  6. غرس موضعي 0.5٪ موكسيفلوكساسين (ألكون مختبرات، وشركة، فورت وورث، تكساس) على سطح العين لتطهير المنطقة المعالجة بالليزر و 0.5٪ بروباراكايين (بوش ولومب، روتشستر، نيويورك) لتخفيف الألم.
  7. الحفاظ على الحيوان على وسادة التدفئة (شعاع الشمس المنتجات المؤتمر الوطني العراقي، بوكا راتون، فلوريدا) لاسترداد لمدة ساعة تقريبا حتى يصبح مستيقظا تماما.
  8. العين اليسرى هو غير المعالجة لتكون بمثابة السيطرة.

2. القياسات IOP

  1. ضع الماوس مستيقظا في أنبوب لتحميل في حامل مخروط من البلاستيك ومن ثم كبح جماح ذلك على منصة (انظر الشكل 2A).
  2. تسمح خمس إلى عشر دقائق للسماح للحصول على تكييفها الماوس إلى موقف حامل. نقترب من مقياس توتر العين انتعاش (TonoLab، المستعمرة التموين الطبي، فرانكونيا، NH) للعين الماوس حتى تلميح التحقيق هو 2-3 ملم بعيدا من سطح القرنية 14.
  3. اضغط على زر القياس لترك ضرب تلميح التحقيق سطح مركزمن القرنية بلطف. يتم الحصول على ثلاث مجموعات متتالية من ستة قياسات IOP من نفس العين وبلغ متوسط ​​كما IOP من العين. يتم قياس العين السيطرة غير المعالجة دائما في المقام الأول للحصول على قراءة خط الأساس للعين المعالجة بأشعة الليزر التي يتم قياسها المقبل.

3. اختبار Optomotor

ويتم اختبار حدة البصر وحساسية النقيض 14،15. يتم فحص عيون اثنين من الفئران على حدة عن طريق عكس اتجاه الانجراف صريف، أي يتم استخدام صريف الانجراف في اتجاه عقارب الساعة لتحديد وظيفة البصرية من العين اليسرى وصريف الانجراف عكس اتجاه عقارب الساعة لعينه اليمنى 16. كل اختبار يستغرق حوالي 15 دقيقة، ويتكرر من قبل اثنين من المراقبين بشكل مستقل.

  1. ضع الماوس والسماح الماوس على التحرك بحرية على منصة مرتفعة تحيط بها أربع شاشات الكمبيوتر (الشكل 3A-B).
  2. إعداد مراقبين حتى يتمكنوا العرض أفقيا الانجراف الجيبيةحواجز شبكية ومحفزات بصرية مع الإنارة متوسط ​​39 شمعة / م 2. يجب الاتجاه تتحرك من صريف بالتناوب على التوالي بين اتجاه عقارب الساعة وعكس.
  3. تحليل حركات الحيوان. وتعتبر حركات الحيوان في الحفل مع حواجز شبكية الانجراف "ايجابية" خلال 15 ثانية بعد التحفيز البصري على وثم تزداد تدريجيا. يتم تعريف أعلى استجابة انتزاع التحفيز البصرية وحدة البصر الحيوان 17.
  4. دراسة حساسية التباين في ثلاثة ترددات محددة مسبقا المكانية: 0.075، 0.16، و 0.3 دورة في درجة (CPD). يتم تعريف عتبة النقيض لكل عين وأقل النقيض الذي يتسبب الاستجابات البصرية في وتيرة ما قبل الثابتة. حساسية النقيض هو متبادلة من عتبة 17.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

كما هو موضح في الإجراءات، ويهدف إضاءة الليزر في الشبكة التربيقية في المنطقة الحوفي إلى photocoagulate تدفق مائي، الأمر الذي أدى إغلاق زاوية (الشكل 1). عيون معظم lasered عرضت قوع أضرار مادية كبيرة، مفرزة الصباغ أو عدوى، بما يتفق مع النتائج السابقة 6. عندما قامت مجموعة صغيرة من الفئران (أقل من 5٪ من جميع الحيوانات lasered) أظهرت علامات جسدية من أضرار جسيمة مثل كرات مفرغة من الهواء العين، وإعتام عدسة العين، انفصال الصباغ كبيرة الشديدة، أو نزيف، ونحن الموت ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

نحن التقرير المذكور أن فرط ضغط العين المستمر يمكن أن يتسبب من خلال إضاءة الليزر في عيون الماوس. بالمقارنة مع نموذج الحقن بالمحلول الملحي 18 ونموذج الكي الوريد 11 وكلاهما تتطلب مهارات المجهرية واسعة، وإضاءة الليزر هو بسيط نسبيا وسهلة لتنفيذ. وعادة ما يمكن أن تؤدي إضاءة الليزر لمدة 4-6 الفئران في 2-3 ساعة. الخطوات الحاسمة لتحقيق استدامة IOP الارتفاع هي الغرفة الأمامية تسطيح قبل الليزر والمعلمات للإضاءة الليزر. نصريف السوائل في الغرفة الأمامية سهلت لاستهداف اللي...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن الكتاب أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.

الكتاب والعاملين بدوام كامل من جامعة نورث وسترن.

تلقى الكتاب NO التمويل الذي تم توفيره من قبل الشركات التي تنتج الكواشف والأدوات المستخدمة في هذه المقالة.

شكر وتقدير

وقد تم دعم العمل الواردة في هذه الورقة من قبل دوغلاس جائزة الدكتور H. جونسون لأبحاث الزرق من مؤسسة الصحة الأمريكية المساعدة (XL)، وجائزة الباحث غريف الخاص وليام وماري من البحوث للوقاية من العمى (XL)، في جمعية إلينوي للوقاية من العمى (HC) والمعاهد الوطنية للصحة منح R01EY019034 (XL).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
Reagent< / strong>
moxifloxacinAlcon Labs، Inc.NDC 0065-4013-030.5٪ ، Rx فقط
بروباراكائين هيدروكلوريدBausch LombNDC 24208-730-060.5٪ ، Rx فقط
محلول العيون USPBausch LombNDC 24208-730-06.5٪ ، Rx فقط
الكيتامينButler Schein صحةNDC 11695-0550-1100 مجم / كجم
زيلازينLLOYD Inc. من ولاية أيواNADA 139-23610 مجم / كجم
محلول كبريتات الأتروبينAlcon Labs، Inc.NDC 61314-303-021٪ ، Rx فقط
مصباح شق ، TOPCON Visual Systems IncSL-3Eمدعوم من PS-30A
OptoMotry 1.8.0 VirtualCerebralMechanics Inc.
نظام الاختبار البصري الحركيCerebralMechanics Inc.
مقياس توتر العين ، TonoLab ، للفئرانوسادة تسخين الإمدادات
Sunbeam Products Inc722-810
أرجون ليزر متماسك شركةUltima 2000SE
DECAPICONE حامل مخروط بلاستيكي Braintree Sci Inc.MDC-200للماوس
< TD colspan = "4" ><قوي>معدات < / قوية>الطبية الاستعمارية

المراجع

  1. Gupta, N., Yucel, Y. H. Glaucoma as a neurodegenerative disease. Curr. Opin. Ophthalmol. 18, 110-114 (2007).
  2. Quigley, H. A. Neuronal death in glaucoma. Prog. Retin. Eye Res. 18, 39-57 (1999).
  3. McKinnon, S. J., Schlamp, C. L., Nickells, R. W. Mouse models of retinal ganglion cell death and glaucoma. Experimental Eye Research. 88, 816-824 (2009).
  4. Pang, I. H., Clark, A. F. Rodent models for glaucoma retinopathy and optic neuropathy. J. Glaucoma. 16, 483-505 (2007).
  5. Levkovitch-Verbin, H., et al. Translimbal laser photocoagulation to the trabecular meshwork as a model of glaucoma in rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 43, 402-410 (2002).
  6. Aihara, M., Lindsey, J. D., Weinreb, R. N. Experimental mouse ocular hypertension: establishment of the model. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 44, 4314-4320 (2003).
  7. Grozdanic, S. D. Laser-induced mouse model of chronic ocular hypertension. Investigative ophthalmology & visual science. 44, 4337-4346 (2003).
  8. Sappington, R. M., Carlson, B. J., Crish, S. D., Calkins, D. J. The microbead occlusion model: a paradigm for induced ocular hypertension in rats and mice. Investigative ophthalmology & visual science. 51, 207-216 (2010).
  9. Ding, C., Wang, P., Tian, N. Effect of general anesthetics on IOP in elevated IOP mouse model. Experimental Eye Research. 92, 512-520 (2011).
  10. Kalesnykas, G., et al. Retinal ganglion cell morphology after optic nerve crush and experimental glaucoma. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53, 3847-3857 (2012).
  11. Shareef, S. R., Garcia-Valenzuela, E., Salierno, A., Walsh, J., Sharma, S. C. Chronic ocular hypertension following episcleral venous occlusion in rats. Experimental Eye Research. 61, 379-382 (1995).
  12. Chiu, K., Chang, R., So, K. F. Laser-induced chronic ocular hypertension model on SD rats. J. Vis. Exp. (10), e549(2007).
  13. Fu, C. T., Sretavan, D. Laser-induced ocular hypertension in albino CD-1 mice. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 51, 980-990 (2010).
  14. Rangarajan, K. V. Detection of visual deficits in aging DBA/2J mice by two behavioral assays. Curr. Eye Res. 36, 481-491 (2011).
  15. Wang, L., et al. Direction-specific disruption of subcortical visual behavior and receptive fields in mice lacking the beta2 subunit of nicotinic acetylcholine receptor. J. Neurosci. 29, 12909-12918 (2009).
  16. Douglas, R. M., et al. Independent visual threshold measurements in the two eyes of freely moving rats and mice using a virtual-reality optokinetic system. Visual Neuroscience. 22, 677-684 (2005).
  17. Prusky, G. T., Alam, N. M., Beekman, S., Douglas, R. M. Rapid quantification of adult and developing mouse spatial vision using a virtual optomotor system. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45, 4611-4616 (2004).
  18. Morrison, J. C., et al. A rat model of chronic pressure-induced optic nerve damage. Experimental Eye Research. 64, 85-96 (1997).
  19. Cone, F. E., et al. The effects of anesthesia, mouse strain and age on intraocular pressure and an improved murine model of experimental glaucoma. Experimental Eye Research. 99, 27-35 (2012).
  20. Liu, X., et al. Brain-derived neurotrophic factor and TrkB modulate visual experience-dependent refinement of neuronal pathways in retina. J. Neurosci. 27, 7256-7267 (2007).
  21. Liu, X., et al. Regulation of neonatal development of retinal ganglion cell dendrites by neurotrophin-3 overexpression. The Journal of Comparative Neurology. 514, 449-458 (2009).
  22. Sun, W., Li, N., He, S. Large-scale morphological survey of mouse retinal ganglion cells. The Journal of Comparative Neurology. 451, 115-126 (2002).
  23. Feng, L., et al. Sustained Ocular Hypertension Induces Dendritic Degeneration of Mouse Retinal Ganglion Cells that Depends on Cell-type and Location. Investigative Ophthalmology & Visual Science. , (2013).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

نموذج الفأر الليزر التي يسببها ارتفاع ضغط الدم المزمن المقلة لتوصيف العيوب البصرية
اتصل بنا
أوصِ بها للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

2026 © حقوق الطبع والنشر MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.