Method Article

الإجراء لتنمية متعدد عمق التعميم مستعرضة Endothelialized Microchannels على واحد في رقاقة

DOI:

10.3791/50771

⸱

October 21st, 2013

 ,  ,  , 
1Lane Department of Computer Science and Electrical Engineering, West Virginia University, 2Department of Cell Biology and Neuroscience, University of California at Riverside

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد تم تطوير منصة microchannels على واحد في رقاقة من قبل مجموعة من الفوتوليتوغرافية تقنية reflowable مقاومة للضوء، والطباعة الحجرية الناعمة، وعلى microfluidics. منصة microchannels endothelialized يحاكي ثلاثية الأبعاد (3D) هندسة في الجسم الحي microvessels، يعمل تحت رقابة تدفق نضح المستمر، ويسمح للتصوير عالية الجودة في الوقت الحقيقي، ويمكن تطبيقها للبحوث الاوعية الدموية الدقيقة.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد تركزت الجهود على تطوير في فحوصات المختبر لدراسة microvessels لأن الدراسات على الحيوانات في الجسم الحي تستغرق وقتا طويلا أكثر، ومكلفة، والمراقبة والقياس الكمي هي صعبة للغاية. ومع ذلك، التقليدية في المختبر فحوصات microvessel لها حدود عندما تمثل في الجسم الحي microvessels فيما يتعلق ثلاثي الأبعاد (3D) الهندسة، وتوفير تدفق السوائل المستمر. باستخدام مزيج من الفوتوليتوغرافية تقنية reflowable مقاومة للضوء، والطباعة الحجرية الناعمة، وعلى microfluidics، قمنا بتطوير متعدد عمق دائرية endothelialized مستعرضة microchannels على واحد في رقاقة، الذي يحاكي الهندسة 3D من microvessels في الجسم الحي ويعمل تحت نضح المستمر للرقابة التدفق. تم استخدام مقاومة للضوء reflowable إيجابية لافتعال القالب الرئيسي مع شبكة متناهية مستعرضة نصف دائري. من المواءمة والربط بين الاثنين polydimethylsiloxane (PDMS) microchannels REPLicated من القالب الرئيسي، تم إنشاء شبكة متناهية أسطواني. يمكن للأقطار و microchannels يكون تسيطر عليها بشكل جيد. وبالإضافة إلى ذلك، أظهرت السري الوريد الخلايا الأولية البطانية الإنسان (HUVECs) المصنفة داخل الرقاقة أن الخلايا تصطف على السطح الداخلي للو microchannels تحت نضح رقابة دائمة لفترة زمنية ما بين 4 أيام إلى 2 أسابيع.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Microvessels، كجزء من نظام الدورة الدموية، وتوسط التفاعلات بين الدم والأنسجة، ودعم الأنشطة الأيضية، وتحديد المكروية الأنسجة، وتلعب دورا حاسما في العديد من الظروف الصحية والمرضية. خلاصة من microvessels وظيفية في المختبر يمكن أن توفر منبرا لدراسة الظواهر الأوعية الدموية المعقدة. ومع ذلك، التقليدية في المختبر microvessel المقايسات، مثل البطانية المقايسات خلية الهجرة، البطانية المقايسات تشكيل أنبوب، والجرذان والفئران الأبهر المقايسات حلقة، غير قادر على إعادة إنشاء في الجسم الحي microvessels فيما يتعلق ثلاثي الأبعاد (3D) الهندسة والتحكم في التدفق المستمر 1-8. دراسات من microvessels باستخدام نماذج حيوانية والمقايسات في الجسم الحي، مثل القرنية فحص الأوعية الدموية، فرخ مشيمائي غشاء فحص الأوعية الدموية، ومقايسة Matrigel المكونات، هي أكثر استهلاكا للوقت، وارتفاع في التكلفة، مما يشكل تحديا فيما يتعلق المراقبة وquantifications، ورفع القضايا الأخلاقية 1، 9-13.

وقد مكنت التطورات في micromanufacturing وتقنيات شرائح ميكروفلويديك مجموعة متنوعة من نظرة ثاقبة العلوم الطبية الحيوية بينما الحد من تكاليف التجريبية العالية والتعقيدات المرتبطة مع الحيوانات في الجسم الحي والدراسات 14، مثل الظروف البيولوجية السيطرة عليها بسهولة وبإحكام والبيئات فلويديك الحيوية، والتي لن يكون كان ممكن مع التقنيات التقليدية macroscale.

هنا، فإننا نقدم هذا النهج لبناء endothelialized microchannels على واحد في رقاقة الذي يحاكي الهندسة 3D في الجسم الحي من microvessels ويعمل تحت رقابة تدفق نضح المستمر باستخدام مزيج من الفوتوليتوغرافية تقنية reflowable مقاومة للضوء، والطباعة الحجرية الناعمة، وعلى microfluidics.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. تلفيق ضوئيه من مقلب ماستر الواقي الضوئي

ويبين البروتوكول التالية العملية الى افتعال و microchannels مع أقطار بين 30-60 ميكرومتر. للحصول على متناهية التي يبلغ قطرها أصغر (أقل من 30 ميكرون)، واحدة تدور طلاء مقاوم الضوء هو مطلوب.

  1. نقل مقاومة للضوء إنحسر من الثلاجة عند 4 درجة مئوية لغرف الأبحاث 24 ساعة قبل استخدامها والسماح لها لتسخين إلى درجة حرارة الغرفة.
  2. تنظيف رقاقة السيليكون و خبز للموارد البشرية واحدة على 150 درجة مئوية لتمكينه من يذوى. فإن الجفاف مساعدة التصاق مقاومة للضوء إلى الركيزة السيليكون.
  3. تدور معطف الطبقة الأولى من مقاومة للضوء باستخدام الوصفة التالية:
خطوة الوقت (ثانية) السرعة (دورة في الدقيقة) تسارع
1 2 300 أعلى
2 10 0
3 3 300 أعلى
4 60 600 أعلى
5 10 500 أعلى
6 10 600 أعلى
  1. ثم، خبز الرقاقة على موقد مع درجة حرارة 110 درجة مئوية لمدة 90 ثانية. بعد خبز لينة سمك مقاومة للضوء ستكون 20-30 ميكرومتر.
  2. تدور معطف طبقة ثانية من مقاومة للضوء باتباع نفس الوصفة تستخدم للطبقة الأولى.
  3. لينة خبز الرقاقة مرة أخرى عن طريق وضعها على موقد مع درجة حرارة 110 درجة مئوية لمدة 90 ثانية. بعد هذا خبز لينة سمك مقاومة للضوء ستكون 40-60 ميكرومتر.
  4. توليد أنماط رئيسية إيجابية من خلال تعريض photoresist لضوء الأشعة فوق البنفسجية مع جرعة التعرض من 14،500 ميغا جول / سم 2 من خلال قناع الفيلم.
  5. تمييع المطور مع منزوع الأيونات (DI) الماء (1:2 (V / V)). شطف الرقاقة مرارا وتكرارا في حل حتى يتم تطوير هذا النمط تماما. ثم تغسل الرقاقة بالماء DI وجففها باستخدام غاز النيتروجين.
  6. إنحسر: مكان الرقاقة على موقد مع درجة حرارة 120 درجة مئوية لمدة 4 دقائق، وتغطي مع صحن من الزجاج بيتري لمنع تبخر المذيبات. إزالة الرقاقة من موقد والسماح لتبرد إلى درجة حرارة الغرفة. فإن سماكة مقاومة للضوء بعد إنحسر تكون 50-60 ميكرومتر.

2. لينة تلفيق الطباعة الحجرية من PDMS شبكة متناهية

  1. إعداد polydimethylsiloxane (PDMS) حل في نسبة الوزن 10:1 (قاعدة: وكيل علاج) ويخلط جيدا باستخدام خلاط الطرد المركزي الكواكب.
  2. يلقي حل PDMS على reflowed مقاومة للضوء القالب الرئيسي. ضع PDMS مسبوكة في مجفف لمدة 15 دقيقة لديغا. استخدام غاز النيتروجين لإزالة أي فقاعات المتبقية إذا لزم الأمر.
  3. خبز PDMS في فرن عند درجة حرارة 60 درجة مئوية لمدة 3 دقائق للسماح لها علاج. ثم إزالة طبقة PDMS شفي من القالب الرئيسي.
  4. استخدام الناخس شحذ لإنشاء مدخل / مخرج الثقوب بواسطة اللكم ثقوب في شبكة القناة. تنظيف سطح PDMS باستخدام غاز النيتروجين.
  5. علاج طبقتين PDMS مع البلازما الأكسجين لمدة 30 ثانية داخل نظافة البلازما عند ضغط التشغيل من 4.5 × 10 -2 عربة ومعدل تدفق الأوكسجين من 3.5 قدم 3 / دقيقة. ثم، محاذاة السطوح من PDMS يدويا تحت المجهر الضوئي. استخدام قطرة ماء إذا لزم الأمر للحصول على تحكم أفضل من المحاذاة.
  6. خبز الجهاز في الفرن على 60 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة لتحقيق الترابط دائم.

3. الثقافة HUVEC والبذر في رقاقة

  1. ثقافة HUVECs مع الثقافة المتوسطة مع الجلوتامين L-تستكمل مع 10٪ مصل بقري جنيني (FBS). عن الاستخدمت البريد الممرات التجربة بين 2 و 5.
  2. مرة واحدة في HUVECs هي متكدسة، عد الخلايا وحصادها من قبل الشطف الأولى الخلايا مع HEPES مخزنة محلول ملحي (HEPES-BSS)، ثم علاج الخلايا مع التربسين / EDTA واحتضان لمدة 2-6 دقائق عند 37 درجة مئوية. بعد trypsinization كاملة، تحييد التربسين / EDTA مع التربسين حل تحييد. أجهزة الطرد المركزي وتعليق الخلايا في مستنبت مع 8٪ ديكستران لجمعها. تم استخدام ديكستران لزيادة اللزوجة المتوسطة للمساعدة في أفضل البذر الخلية والمرفقات.
  3. علاج الجهاز مع البلازما الأكسجين لمدة 5 دقائق مع ضغط التشغيل من 4.5 × 10 -2 عربة ومعدل تدفق الأوكسجين من 3.5 قدم 3 / دقيقة. ثم تحميل الجهاز مع الماء DI وعلاج مع ضوء الأشعة فوق البنفسجية لمدة 8 ساعة في الصفحي هود للسلامة الأحيائية التعقيم.
  4. قبل يوم واحد من الخلايا جاهزة، وغسل الجهاز مع 1X الفوسفات مخزنة المالحة (1X PBS) ثم معطف مع فبرونيكتين (100 ميكروغرام / مل، ديلuted مع 1X PBS)، واحتضان في الثلاجة عند 4 درجات مئوية خلال الليل.
  5. بعد طلاء فبرونيكتين، وغسل الجهاز مع 1X PBS ثم تحميل مع الثقافة المتوسطة. احتضان الجهاز عند درجة حرارة 37 درجة مئوية لمدة 15 دقيقة.
  6. تحميل الخلايا HUVEC في 8٪ ديكستران مستنبت مع تركيز الخلية من 3-4 × 10 6 خلية / مل. وضع 20 قطرات ميكرولتر من الخلايا في مدخل واحد للجهاز وإمالتها لإدخال الخلايا في قناة ميكروفلويديك. بعد 15-20 دقيقة وسوف تبدأ الخلايا لنعلق على الجدران الجانبية من القنوات. قم بتدوير الجهاز كل 15 دقيقة لإنشاء توزيع أكثر تجانسا من الخلايا. إذا لزم الأمر، وتحميل إضافية لا يمكن أن يؤديها.

4. إعداد الإرواء طويلة الأجل

بعد 5-6 ساعة من ثقافة ساكنة، وسوف تبدأ HUVECs المرفقة لنشر بشكل كامل. إعداد نضح باستخدام نظام للرقابة ضخ حقنة بعيد مع تدفق مستمر من 10 ميكرولتر / ساعة. نضح يمكن تعديلها وأو معدل تدفق أعلى، ويمكن أن تستمر لفترة زمنية ما بين 4 أيام إلى 2 أسابيع.

5. تلوين الخلية وتوصيف مجهر

  1. عندما تصل إلى نقطة التقاء الخلايا داخل الجهاز، أولا، وغسل الجهاز مع 1X PBS لإزالة بدقة متوسطة. ثم تحميل الجهاز مع صبغة حمراء المخفف مع مخفف (4 ميكرولتر-1 مل). تحميل صبغ مماثلة للإجراء التحميل الخلية. احتضان الجهاز في الظلام لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة، ثم يغسل الجهاز مع مستنبت لوقف تلطيخ. حضانة طويلة من الصبغة يمكن أن يسبب السمية الخلوية وdisadhesion.
  2. تحميل الجهاز مع صبغة زرقاء المخفف مع 1X PBS (2 قطرات لكل مل). احتضان في الظلام لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة ثم يغسل جيدا الجهاز مع 1X PBS.
  3. دراسة تلوين الخلية تحت المجهر الضوئي المقلوب. إذا كان تلطيخ كانت جيدة، تحميل و microchannels مع تحديد المتوسطة (3.5٪ بارافورمالدهيد المخفف مع 1X PBS)، ثم يغرقالجهاز في تحديد المتوسطة وتغطية تماما مع رقائق الألومنيوم. حافظ على بقاء الجهاز في الثلاجة عند درجة حرارة 4 درجات مئوية لمنع الجهاز من الجفاف وphotobleaching. الجهاز الثابتة هو الآن جاهزة للتصوير متحد البؤر، والتي يمكن أن يتم عن طريق المسح الضوئي ليزر متحد البؤر المجهر.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نهجنا لافتعال شبكة متناهية متعدد عمق يحاكي هندستها 3D المعقدة في الجسم الحي microvessels، التي اعتقلت و microchannels المقاطع العرضية 15. بالإضافة إلى ذلك، بأقطار من القنوات المتفرعة الأم والقنوات ابنة طاعة حوالي القانون موراي للحفاظ على تدفق السوائل في المستوى المطلوب بحيث مقاومة القناة العامة منخفضة وسرعات تدفق أكثر موحدة في جميع أنحاء الشبكة 16-18. وقد أثبتت العمليات والنتائج لاختلاق نصف دائري مقاوم الضوء القالب الرئيسي ومستعرضة PDMS شبكة متناهية ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. القالب الرئيسي تلفيق

واحدة من المبادئ التوجيهية لتصميم وقياس الأشكال الأوعية الدموية يعرف باسم قانون موراي 16، التي تنص على أن توزيع بأقطار السفينة في جميع أنحاء الشبكة تحكمه النظر الطاقة الحد الأدنى. كما تنص الاتفاقية على أن المكعب من أقطار سفينة الأم في التشعب يساوي مجموع مكعبات من أقطار الأوعية ابنة (

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن الكتاب أنه ليس لديهم مصالح مالية المتنافسة.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وأيد هذا البحث جزئيا من قبل مؤسسة العلوم الوطنية (NSF 1227359)، وفو برنامج EPSCoR بتمويل من مؤسسة العلوم الوطنية (EPS-1003907)، مكتب ADVANCE وفو برعاية مؤسسة العلوم الوطنية (1007978)، ووفو PSCoR، على التوالي. تم إنجاز العمل في التصنيع الدقيق وفو مرافق البحوث المشتركة (مرافق غرف الأبحاث) وميكروفلويديك البحوث الخلوية تكاملية على مختبر رقاقة (رقاقة مختبر) في جامعة وست فرجينيا. وقد تم التصوير متحد البؤر في وفو مرفق التصوير المجهر.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
<قوي > كاشف / مادة < / قوي >
إعادة التدفق مقاوم للضوءAZ مواد إلكترونيةمطور AZP4620
AZ Electronic MaterialsAZ 400K
PDMSDow Corning CorporationSylgard 184
MCDB 131 Culture MediumInvitrogen10372-019
NacBlue Nuclei StainingInvitrogenH1399
PKH Red StainSigmaMINI26 و PKH26GL
FibronectinGibcoPHE0023
L-GlutamineSigmaG7513
Phosphate Buffered SalineInvitrogen14040-133
HEPES محلول ملحي مخزنLonzaCC-5024
محلول تحييد التربسين / EDTAInvitrogen25300-062
تحييد التربسينLonzaCC-5002
عامل معالجة PDMSشركة داو كورنينجسيلجارد 184
الخلايا البطانية للوريدالأولي LonzaCC-2517
مصل الأبقار الجنينيLonza14-501F
المخفف CSigmaCGLDIL
Hoechst33342Invitrogen ، المجسات الجزيئيةR37605
DexterSigma95771
المجهر الإلكترونيParaformaldehyde15710-S
Equipment< / strong>
SpinnerLaurell Technologies CorporationWS-400BZ-6NPP / LITE
DesiccatorBelArt Products999320237
المجهر المقلوبنيكونEclipse Ti
نظام مضخة الحقنةهارفارد جهاز هارفاردPHD Ultra
Laminar BioSafetyHood Thermo Scientific1300 Series A2
خلاط الطرد المركزي الكوكبيThinkyARE-310
فرن Isotempفيشر Scientific13-246-516GAQ
مجهر بصريZeissInvertoskop 40C
منظف البلازماHarrick PlasmaPDC-32G
HotplateBarnstead / Thermolyne CimarecSP131635
مجهر متحد البؤر للمسح الضوئي بالليزرZeissLSM 510
محلول السري البشري 3.5٪ علم

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Adair, T. H. Angiogenesis: Integrated systems physiology: from molecule to function to disease. , 1st edition, Biota Publishing. (2011).
  2. Goodwin, A. M. In vitro assays of angiogenesis for assessment of angiogenic and anti-angiogenic agents. Microvasc. Res. 74, 172-183 (2007).
  3. Smith, E. J., Staton, C. A. Tubule formation assays. Angiogenesis assays: A critical appraisal of current techniques. , John Wiley & Sons Ltd. West Sussex, UK. 65-87 (2006).
  4. Nakatsu, M. N., Davis, J. J., Hughes, C. C. W. Optimized fibrin gel bead assay for the study of angiogenesis. J. Vis. Exp. (3), e186(2007).
  5. Nicosia, R. F., Ottinetti, A. Growth of microvessels in serum-free matrix culture of rat aorta. A quantitative assay of angiogenesis in vitro. Lab. Invest. 63, 115-122 (1990).
  6. Aplin, A. C., Fogel, E., Zorzi, P., Nicosia, R. F. The aortic ring model of angiogenesis. Methods Enzymol. 443, 119-136 (2008).
  7. Nicosia, R. F. The aortic ring model of angiogenesis: A quarter century of search and discovery. J. Cell. Mol. Med. 13, 4113-4136 (2009).
  8. Griffith, L. G., Swart, M. A. Capturing complex 3D tissue physiology in vitro. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 7, 211-224 (2006).
  9. Folkman, J. History of angiogenesis. Angiogenesis: An integrative approach from science to medicine. , Springer. (2008).
  10. Auerbach, R., Lewis, R., Shinners, B., Kubai, L., Akhtar, N. Angiogenesis assays: A critical overview. Clin. Chem. 49, 32-40 (2003).
  11. Auerbach, R., Akhtar, N., Lewis, R. L., Shinners, B. L. Angiogenesis assays: Problems and pitfalls. Cancer Metastasis Rev. 19, 167-172 (2000).
  12. Staton, C. A., Reed, M. W., Brown, N. J. A critical analysis of current in vitro and in vivo angiogenesis assays. Int. J. Exp. Pathol. 90, 195-221 (2009).
  13. Staton, C. A., Stribbling, S. M., et al. Current methods for assaying angiogenesis in vitro and in vivo. Int. J. Exp. Pathol. 85, 233-248 (2004).
  14. Moraes, C., Mehta, G., Lesher-Perez, S. C., Takayama, S. Organs-on-a-Chip: A focus on compartmentalized microdevices. Ann. Biomed. Eng. 40 (6), 1211-1227 (2012).
  15. Huang, Z., Li, X., Martins-Green, M., Liu, Y. Microfabrication cylindrical microfluidic channel networks for microvascular research. Biomedical Microdevices. 14 (5), 873-883 (2012).
  16. Murray, C. D. The physiological principle of minimum work applied to the angle of branching of arteries. J. Gen. Physiol. 9 (6), 835-841 (1926).
  17. Zamir, M., Medeiros, J. A. Arterial branching in man and monkey. J. Gen. Physiol. 79, 353-360 (1982).
  18. Gafiychuk, V. V., Lubashevsky, I. A. On the principles of the vascular network branching. J. Theor. Biol. 212, 1-9 (2001).
  19. Sherman, T. F. On connecting large vessels to small. The meaning of Murray's law. J. Gen. Physiol. 78 (4), 431-453 (1981).
  20. Kamiya, A., Bukhari, R., Togawa, T. Adaptive regulation of wall shear stress optimizing vascular tree function. Bull Math Biol. 46 (1), 127-137 (1984).
  21. LaBarbera, M. Principles of design of fluid transport systems in zoology. Science. 249, 992-1000 (1990).
  22. Emerson, D. R., Cieslicki, K., Gu, X., Barber, R. W. Biomimetic design of microfluidic manifolds based on a generalized Murray's law. Lab Chip. 6, 447-454 (2006).
  23. Lu, H., Koo, L. Y., et al. Microfluidic shear devices for quantitative analysis of cell adhesion. Anal. Chem. 76, 5257-5264 (2004).
  24. Shevkoplyas, S. S., Gifford, S. C., Yoshida, T., Bitensky, M. W. Prototype of an in vitro model of the microcirculation. Microvasc. Res. 65, 132-136 (2003).
  25. Kaihara, S., Borenstein, J., et al. Silicon micromachining to tissue engineer branched vascular channels for liver fabrication. Tissue Eng. 6, 105-117 (2000).
  26. Fisher, A. B., Chien, S., Barakat, A. I., Nerem, R. M. Endothelial cellular response to altered shear stress. Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol. 281 (3), L529-L533 (2001).
  27. Nerem, R. M., Alexander, R. W., et al. The study of the influence of flow on vascular endothelial biology. Am. J. Med. Sci. 316 (3), 169-175 (1998).
  28. Daly, D., Stevens, R. F., Hutley, M. C., Davies, N. The manufacture of microlenses by melting photoresist. Meas. Sci. Technol. 1 (8), 759-766 (1990).
  29. Schilling, A., Merz, R., Ossmann, C., Herzig, H. P. Surface profiles of reflow microlenses under the influence of surface tension and gravity. Opt. Eng. 39 (8), 2171-2176 (2000).
  30. Young, B., Heath, J. W. Wheater's functional histology: A text and colour atlas. , 4th edition, Churchill Livingstone. (2000).
  31. O'Neill, F. T., Sheridan, J. T. Photoresist reflow method of microlens production. Part 1: Background and experiments. Optik Int. J. Light Electron Opt. 113, 391-404 (2002).
  32. de Gennes, P. G. Wetting: statics and dynamics. Rev. Mod. Phys. 57, 827-863 (1985).
  33. Elias, H. G. An Introduction to Polymer Science. , VCH Publishers. New York. (1997).
  34. Voinov, O. V. Dynamic edge angles of wetting upon spreading of a drop over a solid surface. J. Appl. Mech. Tech. Phys. 40, 86-92 (1999).
  35. Daly, D., Stevens, R. F., Hutley, M. C., Davies, N. The manufacture of microlenses by melting photoresist. Meas. Sci. Technol. 1, 759(1990).
  36. Jay, T. R., Stern, M. B. Preshaping photoresist for refractive microlens fabrication. Opt. Eng. 33, 3552-3555 (1994).
  37. Nerem, R. M., Alexander, R. W., et al. The Study of the influence of flow on vascular endothelial biology. Am. J. Med. Sci. 316 (3), 169-175 (1998).
  38. Chien, S., Li, S., Shyy, Y. J. Effects of mechanical forces on signal transduction and gene expression in endothelial cells. Hypertension. 31, 162-169 (1998).
  39. Li, Y. S., Haga, J. H., Chien, S. Molecular basis of the effects of shear stress on vascular endothelial cells. J. Biomech. 38, 1949-1971 (2005).
  40. Lee, E. J., Vunjak-Novakovic, G., Wang, Y., Niklason, L. E. A biocompatible endothelial cell delivery system for in vitro tissue engineering. Cell Transplant. 18, 731-743 (2009).
  41. Lee, E. J., Niklason, L. E. A novel flow bioreactor for in vitro microvascularization. Tissue Eng. Part C Methods. 16, 1191-1200 (2010).
  42. Chau, L., Doran, M., Cooper-White, J. A novel multishear microdevice for studying cell mechanics. Lab Chip. 9, 1897-1902 (2009).
  43. Meeson, A., Palmer, M., Calfon, M., Lang, R. A relationship between apoptosis and flow during programmed capillary regression is revealed by vital analysis. Development. 122, 3929-3938 (1996).
  44. Van Royen, N. J., Piek, J., Schaper, W., Bode, C., Buschmann, I. Arteriogenesis: mechanisms and modulation of collateral artery development. J. Nucl. Cardiol. 8, 687-693 (2001).
  45. Schaper, W. Therapeutic arteriogenesis has arrived. Circulation. 104 (17), 1994-1995 (2001).
  46. Tarbell, J. M. Shear stress and the endothelial transport barrier. Cardiovas. Res. 87 (2), 320-330 (2010).
  47. Potter, C. M., Lundberg, M. H., et al. Role of shear stress in endothelial cell morphology and expression of cyclooxygenase isoforms. Arterioscler. Thromb. Vasc Biol. 31, 384-391 (2011).
  48. Montesano, R. In vitro rapid organization of endothelial cells into capillary-like networks is promoted by collagen matrices. J. Cell Biol. 97, 1648-1652 (1983).
  49. Darland, D. C., D'Amore, P. A. TGF beta is required for the formation of capillary-like structures in three-dimensional cocultures of 10T1/2 and endothelial cells. Angiogenesis. 4 (1), 11-20 (2001).
  50. Lawley, T. J., Kubota, Y. Induction to morphologic differentiation of endothelial cells in culture. J. Invest. Dermatol. 93, 59S-61S (1989).
  51. Kanzawa, S., Endo, H., Shioya, N. Improved in vitro angiogenesis model by collagen density reduction and the use of type III collagen. Ann. Plast. Surg. 30, 244-251 (1993).
  52. Davis, G. E., Bayless, K. J., Mavila, A. Molecular basis of endothelial cell morphogenesis in three-dimensional extracellular matrices. Anat. Rec. 268, 252-275 (2002).
  53. Velazquez, O. C., Snyder, R., Liu, Z., Fairman, R. M., Herlyn, M. Fibroblast-dependent differentiation of human microvascular endothelial cells into capillary-like 3-dimensional networks. FASEB J. 16, 1316-1318 (2002).
  54. Donovan, D., Brown, N. J., Bishop, E. T. Comparison of three in vitro human "angiogenesis" assays with capillaries formed in vivo. Angiogenesis. 4, 113-121 (2001).
  55. Tang, D. G., Conti, C. J. Endothelial cell development, vasculogenesis, angiogenesis, and tumor neovascularization: an update. Semin. Thromb. Hemost. 30, 109-117 (2004).
  56. Takayama, S., McDonald, J. C., et al. Patterning cells and their environments using multiple laminar fluid flows in capillary networks. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 96, 5545-5548 (1999).
  57. Cho, B. S., Schuster, T. G., et al. Passively driven integrated microfluidic system for separation of motile sperm. Anal. Chem. 75, 1671-1675 (2003).
  58. Parsa, H., Upadhyay, R., Sia, S. K. Uncovering the behaviors of individual cells within a multicellular microvascular community. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (12), 5133-5138 (2011).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Microchannel FabricationPhotolithographic ReflowPDMS MoldingEndothelial Cell SeedingContinuous Perfusion FlowCircular Cross sectionMicrovascular Biomimetic SystemsHUVEC Cell CultureConfocal ImagingSyringe Pump Perfusion

Related Articles