مقالة منهجية

تحديد مجموعات الخلايا العصبية الحسية المحددة لدراسة القنوات الأيونية المعبر عنها

DOI:

10.3791/50782

⸱

ديسمبر 24, 2013

 ,  , 
1Baker Laboratory of Pharmacology, Department of Pharmacology, Kirksville College of Osteopathic Medicine, AT Still University of Health Sciences

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
< p class = "jove_content" > تشير الخلايا العصبية الحسية الواردة إلى المعلومات الحسية من المحيط إلى الجهاز العصبي المركزي. سيساعد تحديد الخلايا العصبية الواردة المحددة في فهم فسيولوجيتها. نصف طريقة وضع العلامات الرجعية لتحديد الخلايا العصبية الواردة ، وندرس القنوات الأيونية ذات الجهد الكهربائي في هذه الخلايا العصبية باستخدام الفيزيولوجيا الكهربية لمشبك التصحيح والكيمياء المناعية.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تنقل الخلايا العصبية الحسية إشارات من أجزاء مختلفة من الجسم إلى الجهاز العصبي المركزي. تقع سوما هذه الخلايا العصبية في العقد الجذرية الظهرية التي تبطن العمود الفقري. يمكن أن يؤدي فهم المستقبلات والقنوات التي تعبر عنها هذه الخلايا العصبية الحسية الواردة إلى علاجات جديدة للمرض. تتمثل الخطوة الأولى في تحديد مجموعة فرعية محددة من الخلايا العصبية الحسية ذات الأهمية. نصف هنا طريقة لتحديد الخلايا العصبية الواردة التي تغذي العضلات عن طريق وضع العلامات الرجعية باستخدام صبغة الفلورسنت DiI (1،1'-dioctadecyl-3،3،3 '، 3'-tetramethylindocarbocyanine perchlorate). يمكن أن يساعد فهم مساهمة القنوات الأيونية في إثارة الوافدين العضلي في التحكم بشكل أفضل في الاستثارة المفرطة التي تسببها حالات مرضية معينة مثل أمراض الأوعية الدموية الطرفية أو قصور القلب. استخدمنا طريقتين لتحديد القنوات الأيونية المعتمدة على الجهد التي تعبر عنها هذه الخلايا العصبية ، الفيزيولوجيا الكهربية لمشبك التصحيح والكيمياء المناعية. بينما يمكن للفيزيولوجيا الكهربية بالإضافة إلى الحاصرات الدوائية تحديد أنواع القنوات الأيونية الوظيفية ، استخدمنا كيمياء الخلايا المناعية لتحديد القنوات التي لم تكن حاصرات محددة متوفرة لها ولفهم نمط توزيع القناة الأيونية بشكل أفضل في مجموعة الخلايا. يمكن تطبيق هذه التقنيات على مناطق أخرى من الجهاز العصبي لدراسة مجموعات عصبية معينة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تتكون العقد الجذرية الظهرية (DRG) من سوما من الخلايا العصبية الواردة التي تعصب أجزاء مختلفة من الجسم ، ويمكن اكتساب رؤى مهمة من دراسة الخلايا العصبية الحسية ذات أهداف التعصيب المختلفة1. يتم استخدام طرق مختلفة غير مباشرة أو جراحية لعزل وتحديد الخلايا العصبية الواردة ، على سبيل المثال حقن العصب بعلامات مثل الفلوروجولد1 ، وحقن الصبغة في العضلات بالطريقةالجراحية 2. من بين الأصباغ المختلفة التي تم استخدامها بنجاح لتسمية الخلايا العصبية والمسالك العصبية ، تستخدم الأصباغ الفلورية مثل DiI على نطاق واسع في التتبعات التشريحية العصبية بسبب امتصاصها السريع بواسطة محطات الخلايا العصبية ، والاحتفاظ على المدى الطويل في الخلايا العصبية ، وعدم النقل بين الخلاياالعصبية 3. يمكن تصور الخلايا العصبية الواردة المسماة ب DiI بسهولة باستخدام مجهر الفلورسنت لدراسة مفصلة. ومع ذلك ، فإن أحد القيود هو أن علامات مثل DiI يمكن أن تفقد من الخلايا أثناء نفاذية الخلية اللازمة للكيمياء الخلوية المناعية مع الحلقات داخل الخلايا4. نصف هنا طريقة تستخدم DiI المحقون في العضلات الهيكلية لتحديد الخلايا العصبية العضلية الواردة في DRG. نصف أيضا طريقة نفاذية الخلية التي تحتفظ ب DiI في الخلايا العصبية مع السماح بوصول الأجسام المضادة إلى الحلقات داخل الخلايا. نوضح استخدام كل من الفيزيولوجيا الكهربية لمشبك التصحيح والكيمياء الخلوية المناعية لدراسة هذه الخلايا العصبية المحددة ، بالإضافة إلى وصف المزايا المميزة لكل تقنية في دراسة القنوات الأيونية التي تتحكم في استثارة الخلايا العصبية. أخيرا ، نصف المشكلات المحتملة التي يمكن أن تعيق تفسير البيانات الفيزيولوجية الكهربية. لقد استخدمنا هذه الطرق لتحديد الخلايا العصبية الواردة للعضلات والجلد وتحديد قنوات الصوديوم ذات الجهد الكهربائي (NaV) المعبر عنها في هذه الخلايا العصبية المحددة8. ومع ذلك ، يمكن تكييف هذه الطرق مع مجموعة متنوعة من الاستعدادات لدراسة مجموعات فرعية محددة من الخلايا العصبية التي تغذي نسيجا مستهدفا معينا أو نواة دماغ.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ملاحظة: يجب تنفيذ جميع الأعمال الحيوانية وفقا لإرشادات المؤسسات ورعاية.

< p class = "jove_title" >1. تحضير ووضع العلامات

  1. تخدير الفئران: تخدير الفئران (عادة 150-400 جم) باستخدام حقن داخل الصفاق من خليط من الكيتامين (50 مجم / كجم من وزن الجسم) والزيلازين (5 مجم / كجم) وأسيبرومازين (1 مجم / كغ). تحقق من ردود الفعل عن طريق الضغط على القدم ، وانتظر حتى لا يكون هناك استجابة. نظرا لأن استجابة التخدير تختلف بين ، فمن الأفضل تحديد تأثير التخدير عن طريق اختبار ردود أفعال الألم.
  2. محلول DiI: قم بوزن مسحوق DiI ويذوب في DMSO معقم بنسبة 100٪ للحصول على محلول 1.5٪ (15 مجم / مل). قم بتخزين المحلول في درجة حرارة الغرفة في جو جاف حتى الاستخدام.
  3. حقن DiI: حلق الشعر فوق منطقة ربلة الساق على ساقي الجرذ المخدر باستخدام ماكينة حلاقة كهربائية.
    1. املأ حقنة معقمة سعة 1 مل (إبرة 11/4 في 27 جم) ب 200 ميكرولتر من محلول DiI 1.5٪. أدخل الإبرة ببطء بالتوازي مع المحور الطويل لكل عضلة معدية ، وحقن 100 ميكرولتر DiI في العضلات مع دعم الإبرة ببطء خارج العضلة (~ 10 ثوان) دون الانسحاب من العضلات.
    2. قبل سحب الإبرة من العضلات, سحب على المكبس حقنة لضمان أن الصبغة لم تعد تتدفق من الحافة, انتظر 10 ثوان, ثم سحب الإبرة من العضلات. تمنع هذه الخطوة تسرب DiI من الإبرة إلى الجلد ، مما قد يؤدي إلى تسمية الوافدين الجلديين.
    3. كرر مع الساق الأخرى.
    4. اترك 4-5 أيام حتى يتم نقل DiI من العضلات إلى DRG.

2. التشريح والعزل العصبي

  1. محاليل:
    1. قم بإعداد محلول الملح المتوازن من Hank (HBSS) ومحلول الملح المتوازن من Earle's (EBSS) وفقا لتعليمات الشركة المصنعة ، وقم بتعقيمه وتخزينه في درجة حرارة 4 درجات مئوية.
    2. وسائط الاستزراع (MEM Plus): اخلطي 89 مل من الحد الأدنى من الوسائط الأساسية (MEM) ، و 10 مل من مصل الأبقار الجنينية (FBS) ، و 1 مل من محلول البنسلين والستربتومايسين ، وقم بتعقيمها وتخزينها في درجة حرارة 4 درجات مئوية.
    3. محلول البولي ليسين: قم بإذابة مسحوق هيدروبروميد بولي إل ليسين (10 مجم / 100 مل) في محلول بورات الصوديوم 0.1 مولار ، ودرجة الحموضة 8.4 ، وتعقيم الترشيح وتخزين الحصص عند -20 درجة مئوية.
  2. أغطية الطلاء
    1. قم بتنظيف الأغطية الزجاجية (دائرية 12 مم) في 70٪ من الإيثانول لمدة 3-4 ساعات وجففها في الهواء في غطاء مزرعة معقم.
    2. ضع الغطاء المجفف في محلول البوليليسين O / N.
    3. يرفع من محلول البوليليسين ويغسل بالماء المقطر المعقم 2 مرة لمدة 5 دقائق لكل منهما لإزالة أي فائض من البولي ليسين.
    4. افصل الغطاء وجففه في غطاء المزرعة وخزنه في درجة حرارة 4 درجاتمئوية.
  3. الإعداد للتشريح
    1. ضع على الثلج دورق مع 10 مل HBSS وطبق بتري 35 مم وطبق بتري 100 مم.
    2. وزن الإنزيمات: 7 ملغ كولاجيناز ، 1 مجم من الحمض النووي و 10 مجم من التربسين.
    3. سخني حمام مائي مهتز إلى 37 درجةمئوية وضعي في الحمام أنبوب طرد مركزي سعة 15 مل يحتوي على 10 مل من EBSS للإحماء.
  4. تشريح:
    1. فأر التضحية وفقا لبروتوكول معتمد من IACUC. تم استخدام C أربون ثاني أكسيد للقتل الرحيم للفأر.
    2. قم بإزالة الظهر بسرعة عن طريق قطع الجلد المفتوح على الظهر ، وإزالة النسيج الضام والعضلي على طول العمود الفقري لتحسين التعرض وإزالة الجزء القطني من العمود الفقري (نهاية المنطقة الصدرية إلى العظم الحرقفي. الشكل 1).
    3. ضع العمود الفقري المعزول في طبق بتري مقاس 100 مم ، وباستخدام ماصة باستور معقمة ، ضع محلول HBSS المبرد للحفاظ على المستحضر رطبا وباردا.
    4. قطع العضلات من جانبي العمود الفقري. قم بإجراء استئصال الصفيحة الفقرية الظهرية ، باستخدام rongeurs أو المقص ، وقم بإزالة العظم المحيط بالتجاويف التي تحتوي على DRG برفق.
    5. ضع بشكل متكرر HBSS البارد (~ 1 مل) أثناء هذا الإجراء.
    6. عزل DRG عن طريق قطع الأعصاب الطرفية والمركزية (ترك 1-2 مم من العصب لتسهيل التعامل مع العقد)
    7. ضع DRG المعزول في طبق بتري مقاس 35 مم الذي يحتوي على عازلة HBSS مثلجة.
    8. كرر حتى يتم عزل جميع L-4 و L-5 DRG. يمكن عزل DRG الصدري ومعالجته بشكل منفصل كعنصر تحكم سلبي لوضع العلامات على DiI.
    9. ضع الطبق مع DRG المعزول تحت مجهر تشريح وقم بإزالة الأعصاب والأوعية الدموية الزائدة باستخدام مقص دقيق وملقط.
    10. اقطع DRG للتعرض بشكل أفضل للإنزيمات ، لكن لا تقم بإزالة DRG.
  5. تفكك الخلايا العصبية DRG:
    1. أضف الإنزيمات إلى وسائط EBSS الدافئة (محفوظة في الحمام المائي). يرج لفترة وجيزة حتى يذوب ، وقم بتعقيمه.
    2. باستخدام ماصة باستور معقمة، ضع كل DRG في محلول الإنزيم. قم بتقليل حجم HBSS المضاف مع DRG لأن HBSS سيخفف خليط الإنزيم. قم بغاز القارورة بنسبة 95٪ O2 و 5٪ CO2 لمدة 60 ثانية قبل تغطية القارورة بإحكام.
    3. احتضان القارورة في الحمام المائي المهتز على درجة حرارة 37 درجة مئوية لمدة 60 دقيقة عند 240 دورة في الدقيقة.
    4. في نهاية الحضانة ، رج القارورة بقوة 50x لفصل DRG5.
    5. في ظل ظروف معقمة ، أضف 5 مل من MEM Plus إلى القارورة لإيقاف الإنزيمات.
    6. انقل محتويات القارورة إلى أنبوب طرد مركزي معقم سعة 15 مل وجهاز طرد مركزي بحجم 16 × جم لمدة 6 دقائق.
    7. قم بإزالة المادة الطافية والتخلص منها ، وأضف 5 مل من MEM Plus إلى العينة. قم بتريليتر برفق باستخدام الماصة لتفتيت الحبيبات.
    8. كرر خطوة الطرد المركزي ، وقم بإزالة المادة الطافية والتخلص منها وإضافة 500 ميكرولتر من MEM Plus. قم بترتيتر برفق باستخدام طرف ماصة سعة 1 مل على ماصة لعمل تعليق خلية.
    9. ضع غطاء زجاجي مطلي بالبولي ليسين في طبق فارغ معقم مقاس 35 مم. أضف قطرة (~ 50 ميكرولتر) من تعليق الخلية إلى وسط الغطاء.
    10. كرر حتى ينفد محلول الخلية.
    11. ضع الأطباق مقاس 35 مم في حاضنة 37 درجة مئوية و 5٪ ثاني أكسيد الكربون2 لمدة ساعة واحدة للسماح للخلايا العصبية بالالتصاق بالغطاء.
    12. أضف 2 مل إضافية من الوسائط إلى كل طبق وأعدها إلى الحاضنة.
< p class = "jove_title" >3. تسجيل مشبك التصحيح

  1. حلول للتسجيل: هذه الحلول مخصصة لتسجيل تيارات NaV. يمكن العثور على أمثلة على الحلول ذات التركيبة المختلفة في هذه المراجع5-7.
    1. المحلول الخارجي: (بالملليمتر) 45 كلوريد الصوديوم ، 100 N-methyl-d-glucamine (NMG) • Cl ، 4 MnCl2 ، 10 Na • HEPES و 10 جلوكوز ، مع درجة الحموضة = 7.4 والأسمولية = 320 mOsm.
    2. المحلول الداخلي: (بالملليمتر) 104 NMG • Cl ، 14 الكرياتين • PO4 ، 6 MgCl2 ، 10 NMG • HEPES ، 5 Tris • ATP ، 10 NMG2 • EGTA ، و 0.3 Tris2 • GTP مع درجة الحموضة 7.4 والأوسمولية = 300 mOsm.
  2. قياس التيارات الأيونية:
    1. اسحب أقطاب التسجيل من الشعيرات الدموية الزجاجية على مجتذب القطب الكهربائي وقم بتلميع الأطراف بالحرارة باستخدام أداة microforge. عادة ما تكون مقاومة الأقطاب الكهربائية 2-3 MΩ
    2. حدد الخلايا العصبية DRG المسماة DiI باستخدام مجهر مع epifluorescence ومكعب TRITC. DiI له طول موجة إثارة يبلغ 550 نانومتر وطول موجة انبعاث يبلغ 570 نانومتر.
    3. املأ القطب الزجاجي بمحلول داخلي (قم بحفظ ~ 1 سم فقط من طرف القطب) واضغط برفق لإزالة أي فقاعات محاصرة. ضعه في حامل القطب الكهربائي وانتقل إلى الخلية باستخدام مناور دقيق.
    4. بمجرد أن يلمس القطب الخلية ، قم بتطبيق شفط لطيف عبر أنبوب الشفط ، حتى يتم تشكيل ختم محكم (يحدده زيادة مقاومة القطب).
    5. قم بتثبيت جهد الغشاء عند إمكانات التثبيت المطلوبة (عادة -60 إلى -120 مللي فولت).
    6. احصل على تكوين مشبك التصحيح للخلية الكاملة عن طريق تطبيق شفط أقوى لإزالة رقعة الغشاء عند طرف القطب. لوحظ الانتقال إلى تكوين الخلية الكاملة كهربائيا كزيادة في التيار السعوي8-10.
    7. قم بتعويض مقاومة السلسلة باستخدام دوائر التعويض لمضخم مشبك التصحيح (استخدم تعويضا بنسبة 80٪ على الأقل)8،10.
< p class = "jove_title" >4. الكيمياء المناعية

  1. قم بإصلاح الخلايا العصبية على الغطاء باستخدام 4٪ بارافورمالدهيد لمدة ساعة واحدة ثم تتخلل 2٪ توين 20 في محلول ملحي مخزن بالفوسفات (PBS) لمدة 10 دقائق.
  2. احتضان الخلايا الثابتة O / N في محلول مانع (مصل طبيعي أو ألبومين مصل البقري) بالإضافة إلى الجسم المضاد الأساسي ، وهو جسم مضاد تم تطويره للارتباط بمستضد معين ذي أهمية.
  3. احتضان مجموعة تحكم من الخلايا العصبية O / N في محلول حجب يفتقر إلى الأجسام المضادة الأولية.
  4. اغسل الغطاء باستخدام PBS buffer 3x لمدة 5 دقائق متبوعا بغسلتين لمدة 5 دقائق لكل منهما بنسبة 1٪ Tween 20 لإزالة الجسم المضاد الأساسي غير المرتبط.
  5. احتضان أغطية الاختبار والتحكم باستخدام الجسم المضاد الثانوي المناسب الموسوم بالفلورسنت ، والذي يرتبط بالجسم المضاد الأساسي للسماح بالتصور.
  6. اغسل الغطاء باستخدام PBS 3x لمدة 5 دقائق لإزالة الأجسام المضادة الثانوية الزائدة.
  7. قم بتركيب أغطية الغطاء على شريحة زجاجية نظيفة باستخدام وسائط التثبيت.
  8. ضعي طلاء أظافر شفاف على حافة الغطاء لتثبيته في مكانه. بمجرد أن تجف ، تصور الخلايا العصبية والتقط الصور باستخدام البرنامج المصاحب للمجهر الفلوري.
    ملاحظة: في هذا العمل، تم استخدام مجهر نيكون مع برنامج NIS-elements BR 3.2. تم تحسين وقت التعرض والحفاظ عليه كما هو لشرائح التحكم والاختبار.
  9. قياس شدة التألق وحجم الخلية من الخلايا العصبية الفردية باستخدام برنامج التصوير مثل ImageJ (rsbweb.nih.gov/ij/index.html).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

باستخدام الطريقة الموضحة هنا ، حددنا الخلايا العصبية العضلية الواردة في DRG وواصلنا تحديد قنوات الصوديوم ذات الجهد الكهربائي (NaV) التي تعبر عنها هذه الخلايا العصبية. تتكون الخلايا العصبية العضلية الواردة المسماة DiI (الشكل 1C) من جزء صغير من إجمالي عدد الخلايا العصبية في DRG بمتوسط 16٪ من الخلايا العصبية (167/1047). تم إجراء القياس الكمي عن طريق قياس التألق أولا باستخدام ImageJ ورسم الرسوم البيانية لبيانات الشدة لتحديد عتبة الخلايا العصبية ذات العلامات الإيجابية. تم تحديد العتبة من خلال تركيب توزيع غاوس...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم استخدام العضلات الواردة الناتجة عن عضلات ثلاثية الرؤوس (مثل المعدة والقناة) في دراسات متعددة للتحقيق في منعكس مثبط التمرين (EPR) 13. نظرا للاهتمام بدراسة الخلايا العصبية الحسية التي تتوسط EPR ، تم اختيار عضلات المعدة لحقن الصبغة. تم اختيار DiI نظرا لطبيعته المحبة للدهون ولأنه لا يضيع من الخلايا العصبية عن طريق الانتشار من خلال غشاء البلازما السليم3،14. باستخدام هذه الطريقة كدليل ، يمكن للمرء حقن الصبغة في أي عضو مستهدف محل اهتمام لتحديد الخلايا العصبية الواردة العصبية. سيوفر البحث في الأ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن المؤلفون عدم وجود تضارب في المصالح.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم تمويل هذا العمل من قبل المعاهد الوطنية للصحة AR059397 المنحة (KSE).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
NaV 1.8AbcamAb93616
NaV 1.1 / 1.6 / 1.7 و 1.9Alamone Labs ، القدس ، إسرائيلASC- 001/009/008/017
Alexa Fluor الأجسام المضادة الثانويةInvitrogen
Normal مصل
علومالمجهرفلورو هلام 17985
الماعز الإلكتروني

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hu, P., McLachlan, E. M. Selective reactions of cutaneous and muscle afferent neurons to peripheral nerve transection in rats. J. Neurosci. 23, 10559-10567 (2003).
  2. Wang, H. J., et al. Endogenous reactive oxygen species modulates voltage-gated sodium channels in dorsal root ganglia of rats. J. Appl. Physiol. 110, 1439-1447 (2011).
  3. Köbbert, C., et al. Current concepts in neuroanatomical tracing. Prog. Neurobiol. 62, 327-351 (2000).
  4. Matsubayashi, Y., Iwai, L., Kawasaki, H. Fluorescent double-labeling with carbocyanine neuronal tracing and immunohistochemistry using a cholesterol-specific detergent digitonin. J. Neurosci. Methods. 174, 71-81 (2008).
  5. Ikeda, S. R., Schofield, G. G., Weight, F. F. Na+ and Ca2+ currents of acutely isolated adult rat nodose ganglion cells. J. Neurophysiol. 55, 527-539 (1986).
  6. Yarotskyy, V., Elmslie, K. S. Roscovitine Inhibits CaV3.1 (T-Type) Channels by Preferentially Affecting Closed-State Inactivation. J. Pharmacol. Exp.Ther. 340, 463-472 (2012).
  7. Ganapathi, S. B., Kester, M., Elmslie, K. S. State-dependent block of HERG potassium channels by R-roscovitine: implications for cancer therapy. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 296, 701-710 (2009).
  8. Jones, S. W. Neuromethods Vol. 14 Neurophysiological Techniques: Basic Methods and Concepts. Baker, G. B., Vanderwolf, C. H., Boulton, A. A. , The Humann Press, Inc. 143-192 (1990).
  9. Penner, R. Single-Channel Recording. Sakmann, B., Neher, E. rwin 1, Plenum Press. 3-30 (1995).
  10. Marty, A. aN., Erwin, Single-Channel Recording. Sakmann, B., Neher, E. rwin 2, Plenum Press. 31-52 (1995).
  11. Ramachandra, R., McGrew, S. Y., Baxter, J. C., Kiveric, E., Elmslie, K. S. Tetrodotoxin-resistant voltage-dependent sodium (NaV) channels in identified muscle afferent neurons. J. Neurophysiol. , (2012).
  12. Ramachandra, R., McGrew, S. Y., Baxter, J. C., Howard, J. R., Elmslie, K. S. NaV1.8 channels are expressed in large, as well as small, diameter sensory afferent neurons. Channels. 7, 0-1 (2013).
  13. Smith, S. A., Mitchell, J. H., Garry, M. G. The mammalian exercise pressor reflex in health and disease. Exp. Physiol. 91, 89-102 (2006).
  14. Honig, M. G., Hume, R. I. Dil and diO: versatile fluorescent dyes for neuronal labelling and pathway tracing. Trends Neurosci. 12, 333-335 (1989).
  15. von Bartheld, C. S., Cunningham, D. E., Rubel, E. W. Neuronal tracing with DiI: decalcification, cryosectioning, and photoconversion for light and electron microscopic analysis. J. Histochem. Cytochem. 38, 725-733 (1990).
  16. Fuller, B. C., Sumner, A. D., Kutzler, M. A., Ruiz-Velasco, V. A novel approach employing ultrasound guidance for percutaneous cardiac muscle injection to retrograde label rat stellate ganglion neurons. Neurosci. Lett. 363, 252-256 (2004).
  17. Takahashi, Y., Nakajima, Y. Dermatomes in the rat limbs as determined by antidromic stimulation of sensory C-fibers in spinal nerves. Pain. 67, 197-202 (1996).
  18. Zhou, W., Jones, S. W. Surface charge and calcium channel saturation in bullfrog sympathetic neurons. J Gen Physiol. 105, 441-462 (1995).
  19. Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391, 85-100 (1981).
  20. Margas, W., Mahmoud, S., Ruiz-Velasco, V. Muscarinic Acetylcholine Receptor Modulation of Mu ({micro}) Opioid Receptors in Adult Rat Sphenopalatine Ganglion Neurons. J. Neurophysiol. 103, 172-182 (2010).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

DiI

مقالات ذات صلة