مقالة منهجية

تقنية لدراسة المفصلية والمجتمعات الميكروبية داخل شجرة الأنسجة

DOI:

10.3791/50793

⸱

نوفمبر 16, 2014

 ,  ,  ,  , 
1School of Forestry, Northern Arizona University, 2Acoustic Ecology Institute

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نحن نقدم تقنية للحفاظ على لحاء الشجرة سليمة وإعدادها للمراقبة. نصنع جهازا يسمى شطيرة اللحاء يسمح بإدخال ومراقبة المفصليات والميكروبات والكائنات الحية الأخرى التي تعيش في أنسجة اللحاء.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

أنسجة اللحاء من الصنوبر هي موائل لعدة آلاف من الكائنات الحية. تستخدم المفصليات والميكروبات أنسجة اللحاء والكامبيوم للبحث عن رفقاء ، أو وضع البيض ، أو تربية الصغار ، أو التغذية ، أو الاختباء من الأعداء الطبيعيين أو الظروف البيئية القاسية خارج الشجرة. يصعب ملاحظة الكائنات الحية التي تستمر داخل موطن اللحاء نظرا لموقعها تحت اللحاء. نحن نقدم تقنية للحفاظ على اللحاء السليم وإعداده للتجارب على اللافقاريات والكائنات الحية الدقيقة. يطلق على الجهاز اسم "شطيرة اللحاء" ويسمح بإدخال ومراقبة المفصليات والميكروبات والكائنات الحية الأخرى. أدت هذه التقنية إلى فهم أفضل لسلوكيات التغذية ، وسمات تاريخ الحياة ، والتكاثر ، والتطور ، وتفاعلات الكائنات الحية داخل لحاء الشجرة. تشمل نقاط القوة في هذه التقنية استخدام مواد غير مكلفة ، والتباين في حجم الساندويتش ، والمرونة في إعادة فتح الساندويتش أو إدخال كائنات متعددة من خلال الثقوب المحفورة ، والحفاظ على سلامة اللحاء والحفاظ عليها. شطيرة اللحاء هي أداة تعليمية ممتازة للاكتشاف العلمي في كل من دورات العلوم K-12 ومختبرات الأبحاث الجامعية.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

اللحاء واللحاء الأنسجة من الصنوبريات هي المضيفة لآلاف الكائنات الحية. Phloeophagy والتغذية على أنسجة اللحاء من اللحاء الداخلي، هو عادة ترتبط عادة مع خنافس اللحاء، woodborers، وعدد آخر من الأصناف اللافقاريات والميكروبات التي تعيش داخل الأشجار 23 خنافس اللحاء. (غمدية الأجنحة: السدر) تطوير والعيش داخل اللحاء إلا ل فترات قصيرة عندما تسعى البالغين الأشجار المضيفة الجديدة. وقد تم دراسة 31 خنافس اللحاء على نطاق واسع بسبب الآثار الاقتصادية على الأشجار 18،19، ولكن كانت الملاحظات السلوكية المباشرة للحشرات داخل مواد شجرة محدود 4. وعلاوة على ذلك، فإن المعارض التي شيدت من قبل خنافس اللحاء أصبحت موئلا لعدد لا يحصى من الأنواع. 11 أعداد هائلة من الفطريات 30، 3 البكتيريا، عث 10،21، 16،19 والديدان الخيطية جنبا إلى جنب مع غيرها من مفصليات الأرجل المفترسة والطفيلية 22،24 تسكن مادة اللحاء. التقنيات المقدمة هناالسماح للمراقبة المباشرة من الخنافس اللحاء، العث، والحفارون الخشب التي تعيش عادة في بيئات تحت القشرية. ويمكن إجراء تغييرات طفيفة على بروتوكول لدراسة الفطريات والبكتيريا.

وقد تم دراسة الخنافس النباح والكائنات الحية المرتبطة بها داخل الأنسجة شجرة باستخدام "شطيرة اللحاء." استخدام المبكر لهذه التقنية يمكن العثور عليها في الأدبيات التي يعود تاريخها إلى عام 1933، عندما كانت تستخدم لمراقبة الأعمار اليرقية للخنفساء دوغلاس التنوب (Dendroctonus pseudotsugae). 2 وقد ذهبت شطيرة اللحاء من خلال العديد من الاشتقاقات كما أصبحت المواد المختلفة المتاحة. في الأصل، يتألف هذا الجهاز من قطعة من اللحاء وضعها بين لوحين من الزجاج، والضغط معا عن طريق أربطة مرنة. 2 وفي وقت لاحق، وقد تم استخدام المشابك، والشريط، الغراء، والبلاستيك، وغيرها من المواد في بناء شطيرة 13،14. ، 15،17،26،28 بروتوكول الموصوفة هنا يوفر تحسينات على بعض التصاميم السابقة. على سبيل المثال، فيفي الماضي، تم إدخال أنواع الاختبار إلى جانب شطيرة، بين لوحات من الزجاج أو البلاستيك. يقتصر هذا على بناء صالات عرض لاتجاه واحد. استخدام فتحات دخول في الصفيحة العلوية يتيح حرية أكبر للأنواع الاختبار لبدء البناء معرض الطبيعي. ميزة أخرى لبروتوكول المعروضة هي تصميمها المبسط، والتي يمكن بناؤها بسهولة مع قليل من الأدوات. وقد سمح استخدام شطيرة اللحاء لالملاحظات المباشرة لسلوك التغذية والتكاثر والتطور، والتفاعل بين الكائنات الحية التي لولاها لم يكن ممكنا. 1،5، 22 وهذا الأسلوب هو أيضا أداة ممتازة لK-12 التعليم والعلوم البرامج والعروض.

هناك العديد من الخفايا في خلق شطيرة اللحاء التي يصعب تفسيرها أو من لم يبلغ عنها في المخطوطات. نحن نعتقد أن هناك حاجة ل(أي الفيديو) وصف المرئي للإنتاج شطيرة اللحاء وسيكونمن قيمة العلماء والمربين المهتمين بدراسة الكائنات الحية phloeophagous. وينص بروتوكول لدينا طريقة بسيطة وغير مكلفة لمراقبة المفصليات، الميكروبات، والكائنات الحية الأخرى التي تعيش أنسجة اللحاء.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. اختيار وإزالة اللحاء من شجرة

  1. حدد شجرة ذات خصائص معينة. جمع اللحاء من الصنوبر (أي الأشجار في جنس صنوبر) لما لها من طبقة مميزة اللحاء الذي هو عدة ملليمترات سميكة. 18،27 مرة واحدة تقع الشجرة التي لديها عدد قليل من الفروع السفلى، وتفتيشها عن أي عيوب أخرى مثل هجمات الحشرات و / أو مسببات الأمراض. بدلا من ذلك، استخدم اللحاء من الأشجار الصنوبرية الأخرى مثل أشجار التنوب في السندويشات اللحاء. قد تكون على 9 أنواع أشجار أخرى مناسبة لإزالة اللحاء مثل الأخشاب الصلبة.
    ملاحظة: الأشجار الصنوبرية مع التيجان الكبيرة وعادة ما يكون سمكا أنسجة اللحاء. لتحقيق أقصى قدر من اللحاء، فمن الأفضل أن قطع الأشجار التي لديها عدد قليل من العيوب والفروع على الجذع (بولي). أنواع الصنوبر التي هي عمل تشذيب الذات أفضل. اللحاء هو عادة سمكا خلال موسم النمو و هو أكثر سمكا على مستوى اعلى من الجذع بالقرب من سطح الأرض. اللحاء من الصعب أحيانا ازالتهاالبريد من الأشجار خلال الخريف أو الشتاء مواسم.
  2. قطع شجرة أسفل أو استخدام سجلات خفض في الآونة الأخيرة للحصول على أنسجة اللحاء. اختيار اتجاه السقوط من شأنها تقليل الضرر إلى شجرة، فضلا عن الأشجار القريبة. فروع قطع جذع للسماح سهولة الوصول إلى المواد النباح أثناء إزالة اللحاء.
  3. بمجرد أن يتم قطع شجرة (قطعها، أسقطت على الأرض) تبدأ كشط النباح قبالة الجذع مع شفرة حادة التعادل (الشكل 1A). كشط مساحة لحاء قبالة حتى يتم الوصول إلى طبقة اللحاء.
    ملاحظة: طبقة اللحاء هو عادة أخف في اللون (على سبيل المثال، لون كريم) ورطبة، في حين أن اللحاء الخارجي هو أكثر جفافا وأكثر قتامة في اللون (الشكل 1B). رعاية خاصة لا لكشط اللحاء. منطقة اللحاء كشط يعتمد على حجم قطعة اللحاء (ق) المطلوبة.
  4. بعد إزالة اللحاء، وقطع الخطوط العريضة للقطعة اللحاء بسكين حاد. تأكد يقطع السكين على طول الطريق إلى الخشب (الشكل 2A).
  5. لإزالة اللحاء، تبدأ في زاوية من قطعة اللحاء باستخدام الأصابع لقشر بعناية إلى الخلف اللحاء. استخدام سكين للمساعدة في كشط قبالة اللحاء الخشب. مواصلة سحب قبالة اللحاء حتى تتم إزالة قطعة بأكمله.
    ملاحظة: اللحاء القشور عادة الخروج من شجرة أسهل في الصيف. لاللحاء التي من الصعب جدا لإزالة، يمكن للأداة على شكل ملعقة تساعد في هذا الجهد.
  6. ضع قطعة اللحاء على الفور في كيس معقم. للحصول على أفضل النتائج، فراغ ختم حقيبة (الشكل 2B) أو، إذا كان استخدام أكياس زيبلوك، وإزالة كل الهواء من الكيس. هذا يزيد من طول العمر من اللحاء. اختياريا، ضع أجزاء متعددة من اللحاء في كيس واحد. متجر اللحاء في أكياس محكمة الإغلاق أعلى قليلا من التجمد (بين 1 و 10C) للاحتفاظ نضارة.

2. إنشاء ساندويتش اللحاء

  1. قطع قطعتين متساوية من الاكريليك واضحة، والبولي، أو الصلبة، المواد واضحة مماثلة (مثل الزجاج) كبيرة قليلاص من قطعة من اللحاء (الشكل 2C). جولة حواف الاكريليك لمنع تمزق من زوايا ختم بارافيلم. يستخدم هذا البروتوكول في 1/8. الاكريليك واضحة سميكة.
    ملاحظة: حجم القطع قطع تعتمد على احتياجات الكائن الموضوع وطول فترة الدراسة. على سبيل المثال، وزوج من الخنافس النباح يستخدم 4 دسم 2 من اللحاء خلال فترة الشهر، ولكن سوف تحتاج فقط 1 DM 2 إذا تأخذ الدراسة في غضون عدة أيام.
  2. حفر حفرة في واحدة من القطع الاكريليك للسماح بدخول الحي الدراسة (ق). حجم وعدد من الثقوب يعتمد على الأهداف (الشكل 2D).
  3. قبل وضع اللحاء بين قطع الاكريليك، وتعقيم سطح الاكريليك (مع> 70٪ من الإيثانول)، أو إذا باستخدام الاكريليك الجديد، وإزالة فيلم واقية.
  4. وضع قطعة جديدة من اللحاء بين القطع الاكريليك معقمة. توجيه قطعة الاكريليك مع فتحة (ق) على الجانب الداخلي أو الخارجي من اللحاء، whicheveوهناك حاجة ص. عادة، تواجه الجانب الخارجي من اللحاء (الجانب الذي كان النباح على ذلك) نحو ثقوب الدخول.

3. ختم ساندويتش اللحاء

  1. لإنشاء ختم مؤقت حول شطيرة اللحاء، استخدام 2 في. بارافيلم شرائح واسعة سحبت حول حواف شطيرة اللحاء (الشكل 2C). بالتناوب، واستخدام كلوريد البولي فينيل التفاف لختم الحواف. 6 وبعد ذلك، وضع المشبك على كل جانب من الساندويتش للضغط على الاكريليك إلى اللحاء. تأكد يشد كامل السطح الأسفل لمنع الفضاء الجوي بين الاكريليك واللحاء (الشكل 2C). إذا لم فرضت بشكل صحيح، قد تتحرك في العينات بين الاكريليك واللحاء.
  2. لإنشاء ختم شبه دائم إضافة غير الإلتصاق، الايبوكسي أو الفازلين حول اللحاء. تأكد من أن المواد يحيط تماما اللحاء. المقبل، واستخدام المشابك أو مسامير مع براغي (قد تحتاج لحفر ثقوب في وقت سابق) لعقد الاكريليك ضيق إلى اللحاء.تبقى السندويشات فقط قابلة للحياة لمدة تصل إلى شهر أو شهرين.
  3. تبعا لاحتياجات الأكسجين للكائنات الحية الدراسة، إضافة فلتر الهواء على الجانبين واحدة أو أكثر من الساندويتش. وهذا يسمح للهواء للدخول في شطيرة اللحاء ولكن الحد من فقدان المياه من اللحاء. نستخدم مرشحات الفحم البسيطة التي تقلل أيضا من خطر الإصابة الفطرية والتلوث البكتيري.
  4. لعينات الدراسة التي تتطلب الدخول والخروج متى شاءت، تحل محل واحدة من القطع الاكريليك مع الخشب أو المواد المماثلة التي حشرة يمكن أن تحمل في. هذا مهم بشكل خاص لمراقبة الحفارون الخشب، لأنه بعد اكتمال دولتهم اليرقات في طبقة اللحاء، ثم أنها تحمل في الخشب.
  5. لمنع اختبار المواضيع من الخروج من ثقوب الدخول ووضع أطباق بتري صغيرة (أو غيرها من الأشياء، والشريط) خلال الثقوب، ومنع هروب. منذ الكائنات الحية الموجودة في هذه المساحات هي تعويد على ضوء المستويات المنخفضة، قد يكون من الضروري وضع الشطائر في غرفة مظلمة أو مربع، أو مكان سالمواد paque على رأس لحجب ضوء.

4. مراقبة الكائنات في ساندويتش اللحاء

  1. تقديم عينات الدراسة في حفرة دخول شطيرة اللحاء (الشكل 2D). مراقبة العينات باستخدام مجهر تشريح تحت الضوء الأحمر أو الضوء الأبيض وضعت في إعداد منخفض (الشكل 2E).
  2. لتسجيل أنشطة أو نمو العينات داخل شطيرة اللحاء إرفاق كاميرا أو كاميرا الفيديو إلى المجهر. نعلق كاميرات فيديو خاصة لالعدسة المجهر (الشكل 2E & F). للكائنات صغيرة جدا مثل العث، الديدان الخيطية، وpseudoscorpions، استخدم كاميرا فيديو عالية الوضوح تعلق على المجهر.
  3. لتسجيل الأصوات، وإدراج الميكروفونات في حفرة دخول شطيرة اللحاء أو من خلال الجانب من الساندويتش اللحاء. لأن حفرة دخول صغير، واستخدام ميكروفون صغير مثل مكثف ميكروفون الإلكتريت.
  4. لتسجيل من الجانب أو من السطحشطيرة اللحاء استخدام عنصر بيزو (الشكل 3B). لتشغيل الصوت، استخدم العنصر بيزو نفسه أو إرفاق محول اللمس (excitor) على سطح العلوي أو السفلي من الاكريليك.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

فإن بروتوكول المذكورة أعلاه تمكن الباحث لمراقبة الكائنات الحية التي تعيش في البيئة خفي تحت لحاء شجرة. لتوضيح استخدام هذه التقنية وصفنا دراسة تمثيلية من مختبرنا يستخدم هذه التقنية. 12 في هذه التجربة، واستخدمت السندويشات اللحاء لمراقبة تأثيرات المعالجات الصوتية ناتج التكاثر، وبعد المسافة نفق، وبقاء خنافس اللحاء (الشكل . 2E و 2F). الملاحظة المباشرة من الخنافس، الذي أصبح ممكنا بفضل استخدام شطيرة اللحاء، وكشف العديد من النتائج المثيرة للاهتمام. أولا، سجلنا مسافات نفق اليومية عن طريق وضع علامة موقع الخنافس "على الاكريليك مع علامة كل 24H. وكشفت هذه العملية اختلافات كبيرة بين المعالجات السليمة التي كانت مخبأة دون شطيرة اللحاء. بعد ذلك، لاحظنا انخفاض في إنتاج البيض مع علاجات معينة الصوت. الطبيعة المتنقلة للشطيرة اللحاء يسمح للبريدالملاحظات زز إلى أن تكتمل تحت مجهر تشريح دون إزعاج الخنافس. خلال هذه الملاحظات، ونحن القبض البيض خنفساء زرع السلوك مع كاميرا عالية الوضوح التي تعلق على المجهر. وتضمنت الملاحظات البارزة الأخرى قتل زملائه والشروع في رحلة خاصة المرتبطة مع العلاجات الصوتية. كان الفحص شطيرة اللحاء حاسم لدراستنا لاستجابات خنفساء اللحاء لعلاج الصوتية. هذه الاكتشافات، والتي سيكون من المستحيل مراقبة تحت لحاء شجرة، هي مساهمات قيمة لتطوير خيارات إدارة لمكافحة انتشار خنفساء اللحاء.

figure-results-1
الشكل 1. أ) الأدوات اللازمة لإزالة اللحاء من شجرة. البنود 1 و 2 شفرات التعادل تستخدم لكشط قبالة اللحاء من شجرة. البنود 3 (بلطة) و 4 (سحب ص) هي مفيدة لإزالة الفروعمنطقة الحلاقة القريب. ب) استخدام شفرة التعادل لإزالة اللحاء من شجرة. لاحظ لون فاتح من اللحاء تحت لحاء المحمر.

figure-results-2
الشكل 2. أ) إزالة اللحاء بعد النباح تم كشط قبالة الشجرة. ب) اللحاء الطازجة المخزنة في فراغ كيس مختوم. C) اللحاء شطيرة مع المشابك يمسك القطع معا الاكريليك وبارافيلم حول حواف لمنع التلوث وجفاف اللحاء. D ) خنفساء اللحاء ثقب حفر في القريب الاكريليك. E) باستخدام المجهر لمراقبة شطيرة اللحاء. عرض F) فيديو من خنافس اللحاء داخل شطيرة اللحاء.

figure-results-3
الرقم 3. ب) تسجيل وتشغيل الصوت عبر محول بيزو الكهربائية (وسط الصورة) لخنافس الصنوبر الجبلية داخل شطيرة اللحاء.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

شطيرة اللحاء يسمح لإدخال والمراقبة من المفصليات، الميكروبات، والكائنات الحية الصغيرة الأخرى التي تعيش في أنسجة اللحاء. 1،7،8،9،17،18 وقد أدى هذا الأسلوب في الاكتشافات الجديدة وفهم أفضل للسلوك، احلياة الصفات التاريخ، والتنمية، والتفاعلات بين الكائنات الحية داخل اللحاء الشجرة. 1،5،10 وصف بروتوكول شطيرة هنا هو مزيج من التصاميم السابقة، وسيوفر شطيرة الاقتصادية التي يتم بناؤها بسهولة مع الحد الأدنى من المعدات والمواد. يمكن إعادة استخدام قطع الزجاج، والاكريليك أو البولي، والمواد الاستهلاكية الوحيدة هي بارافيلم واللحاء.

على الرغم من كل الخطوات في بروتوكول مهمة، ينبغي اتباع خطوات معينة بدقة لضمان أعلى درجة من النجاح. أولا، شجرة يجب أن يكون موجودا لديه جزء من بولي حرة أو حرة نسبيا، والفروع. أشجار التي لها فروع كثيرة يصعب حلاقة وسوف ذبضع قطع اللحاء قابلة للحياة درع، كما يجب أن تقطع كل فرع في جميع أنحاء عند إزالة اللحاء. بعد ذلك، فمن المهم لتقليل التعرض الهواء من اللحاء. نضع كل قطعة بسرعة اللحاء في كيس على إزالة. مرة واحدة تتم إزالة 3-6 قطعة، ويتم نقلها في حقيبة مختومة فراغ. نستخدم السلطة العاكس لتشغيل سداده قبالة بطارية السيارة في هذا المجال. أخيرا، التعقيم وقطع الاكريليك والنظافة العامة عند تنفيذ هذا البروتوكول سوف يقلل نمو الفطريات في شطيرة. هذا مهم بشكل خاص للملاحظات الموسعة.

كما ذكر أعلاه، هناك قيود من الجهاز شطيرة اللحاء. منذ طبقة اللحاء رقيقة، ويمكن إدخال الكائنات الصغيرة فقط التي تبقى عادة في اللحاء في شطيرة. الحشرات الكبيرة مثل الحفارون الخشب (أي Buprestid والأنواع Cerambycid) يمكن إدخال ويلاحظ في المراحل المبكرة من دورة حياتها. هذا الإطار الزمني عادة ما يقتصر على اثنين لثلاثة أسابيع. بعد هذه النقطة اليرقات تتطلب الخشب الخشب إلى تجويف في لالتشرنق. في المقابل، لخنافس اللحاء، وخاصة تلك الموجودة في جنس IPS، دورة حياة كاملة يمكن ملاحظتها، بما في ذلك التزاوج والبيض فقس، والتغذية، pupating، وeclosion إلى خنفساء الكبار. في هذه المرحلة، وعادة ما استنفدت جدوى من الساندويتش بسبب جفاف ونمو الفطريات. 28 وبالإضافة إلى ذلك، فإن هذا الجهاز لا يسمح للحشرات بحرية وبشكل طبيعي استعمار أو الخروج من شطيرة اللحاء. 27

بروتوكول لدينا هو المرونة من حيث الحجم والشكل ونوع من اللحاء المستخدمة. دراسات قصيرة وتتطلب كمية أقل من مادة اللحاء وحجم شطيرة يمكن تحجيمها وفقا لذلك. وقد استخدمت العديد من الأنواع الصنوبرية الجهات المانحة اللحاء في شطيرة اللحاء (مثل الصنوبر الثقيل 12، دوغلاس التنوب 2، 29 شجرة التنوب، والصنوبر الأرض الطينية 27، longleaf الصنوبر 27). كما يمكن تغيير المواد في شطيرة. لالسابقينوافرة، لوحات زجاجية يمكن استخدامها بدلا من الاكريليك والايبوكسي أو الشريط بدلا من بارافيلم.

أصعب جزء من هذا البروتوكول هو عملية إزالة اللحاء. الأشجار بجانب بعضها البعض قد تختلف في مدى صعوبة اللحاء منها هو إزالة. عند شجرة لها اللحاء صعبا، والصبر أمر بالغ الأهمية. في هذه الحالات، تشغيل بعناية سكينا بين الخشب الصلب واللحاء الاسفنجية. هذه العملية يشعر حرفيا مثل السلخ الشجرة.

بعد اتقان هذه التقنية شطيرة الأساسية، ويمكن تعديلات على بروتوكول تساعد تناسب الاحتياجات المحددة. على سبيل المثال، من خلال شحذ التقنيات اللازمة لإزالة اللحاء، أكبر قطعة يمكن إزالتها واستخدامه لإنشاء السندويشات أكبر. أيضا، يمكن إجراء تعديلات على استيعاب صكوك محددة، على سبيل المثال، ثقوب إضافية لرصد الانبعاثات الكيميائية (الشكل 3A)، أو سجل أو تشغيل الأصوات (الشكل 3B). ويمكن إجراء تعديلات للسماح للحفاظ شبه دائم من اللحاء وجهازهاالمذهبين، أو الملاحظات مؤقتة من الكائنات الحية التي يمكن أن تسمح لاحقا مجانا.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

لم يتم الإعلان عن تضارب في المصالح

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نشكر إيلي جنسن وستيفانو باديلا وكيسي يتورالدي على المساعدة وكارين لندن والمراجعين المجهولين للمخطوطة. نشكر جيك بيكر وكارلا توريس على لقطات الفيديو. تم توفير التمويل إلى RWH من قبل كلية NAU للغابات وصندوق مبادرة NAU للتكنولوجيا والبحوث (TRIF).

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
رسم شفرةالعلامة التجارية Big Horn  2026511 "شفرة
فيليه سكينأمريكي الصياد305309" شفرة
البولي كربوناتNexanGE-330.093 بوصة. سمك
بارافيلم Mفيشر ScientificS374412 "
المشابك واسعة المهرالفك فتح3201-HT-K4" × 1 "
فراغ السدادة  وأكياسFoodSaverV2840 ؛ FSFSBF0742-015مكنسة كهربائية VacLoc  أكياس على شكل لفات

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Aukema, B. H., Raffa, K. F. Behavior of adult and larval Platysoma cylindrical. (Coleoptera: Histeridae) and larval Medetera bistriata. (Diptera: Dolichopodidae) during subcortical predation of Ips pini (Coleoptera: Scolytidae). J Insect Behav. 17, 115-128 (2004).
  2. Bedard, W. D. The number of larval instars and the appropriate length of the larval stadia of Dendroctonus pseudotsugae. Hopk., with a method for their determination in relation to other bark beetle. J Econ Entomol. 26, 128-134 (1933).
  3. Bridges, J. R. Nitrogen-fixing bacteria associated with bark beetles. Microb Ecol. 7, 131-137 (1981).
  4. Cardoza, Y. J., Klepzig, K. D., Raffa, K. F. Bacteria in oral secretions of an endophytic insect inhibit antagonistic fungi. Ecol Entomol. 31, 636-635 (2006).
  5. Cardoza, Y. J., Moser, J. C., Klepzig, K. D., Raffa, K. F. Multipartite symbioses among fungi, mites, nematodes, and the spruce beetle, Dendroctonus rufipennis. Environ Entomol. 37, 956-963 (2008).
  6. Chen, H. -F., Salcedo, C., Sun, J. -H. Male mate choice by chemical cues leads to higher reproductive success in a bark beetle. Animal Behavior. 83, 421-427 (2012).
  7. Dodds, K. J., Graber, C., Stephen, F. M. Facultative intra guild predation by larval Cerambycidae (Coleoptera) on bark beetle larvae (Coleoptera: Scolytidae). Environmental Entomology. 30, 17-22 (2001).
  8. Franklin, R. T. A technique for studying the insect parasites of Dendroctonus frontalis. and other bark beetles (Coleoptera: Scolytidae). Journal of Georgia Entomology Society. 2, 43-44 (1967).
  9. Gries, G., Pierce, H. D. Jr, Lindgren, B. S., Borden, J. H. New techniques for capturing and analyzing semiochemicals for Scolytid beetles (Coleoptera: Scolytidae). J Econ Entomol. 81, 1715-1720 (1988).
  10. Hofstetter, R. W., Moser, J. C., McGuire, R. Observations of the mite Schizosthetus lyriformis. (Acari: Parasitidae) preying on bark beetle eggs and larvae. Entomology. News. 120, 397-400 (2009).
  11. Hofstetter, R. W. Chapter 11: Mutualists and Phoronts of the Southern Pine Beetle. United States Dept. of Agriculture Forest Service, Southern Research Station General Technical Report SRS-140. Klepzig, K. D., Coulson, R. , 161-181 (2011).
  12. Hofstetter, R. W., Dunn, D. D., McGuire, R., Potter, K. A. Using acoustic technology to reduce bark beetle reproduction). Pest Manag Sci. 70, 24-27 (2014).
  13. Hopping, G. R. Techniques for rearing Ips. De Geer (Coleoptera: Scolytidae). Can Entomol. 93, 1050-1063 (1961).
  14. Hougardy, E., Gregoire, J. -C. Cleptoparasitism increases the host finding ability of a polyphagous parasitoid species, Rhopalicus tutela (Hymenoptera: Pteromalidae). Behav Ecol Sociobiol. 55, 184-189 (2003).
  15. Kaston, B. J., Riggs, D. S. Studies on the larvae of the native elm bark beetle. J Econ Entomol. 30, 98-108 (1937).
  16. Kinn, D. N. Life cycle of Dendrolaelaps neodisetus. (Mesostigmata: Digamasellidae), a nematophagous mite associated with pine bark beetles (Coleoptera: Scolytidae). Environ Entomol. 13, 1141-1144 (1984).
  17. Kinn, D. N., Miller, M. C. A phloem sandwich unit for observing bark beetles, associated predators, and parasites. USDA FS Res. Notes SO-269. , 3(1981).
  18. Lieutier, F., Day, K. R., Battisti, A., Gregoire, J. -C., Evans, H. F. Bark and wood boring insects in living trees in Europe, a synthesis. , Kluwer Academic Publishers. Boston, USA. 569(2004).
  19. Massey, C. L. The influence of nematode parasites and associates on bark beetles in the United States. Bulletin of the Entomology Society of America. 12, 384-386 (1966).
  20. Moser, J. C., Roton, L. M. Mites associated with southern pine bark beetles in. Allen Parish, Louisiana. Can Entomol. 103, 1775-1798 (1971).
  21. Mills, N. J. The natural enemies of scolytids infesting conifer bark in Europe in relation to the biological control of Dendroctonus. spp in Canada. Biocontrol News Information. 4, 305-328 (1983).
  22. Nagel, W. P., Fitzgerald, T. D. Medetera aldrichii. larval feeding behavior and prey consumption [Dipt.: Dolichopodidae]. Entomophaga. 20, 121-127 (1975).
  23. Paine, T., Raffa, K., Harrington, T. Interactions among scolytid bark beetles, their associated fungi, and live host conifers. Annu Rev Entomol. 42, 179-206 (1997).
  24. Reeve, J. D. Predators of the southern pine beetle. Southern Pine Beetle II. Coulson, R. N., Klepzig, K. D. , U.S. Department of Agriculture Forest Service, Southern Research Station. Asheville, NC. 153-160 Forthcoming.
  25. Reid, R. W. The behavior of the mountain pine beetle, Dendroctonus monticolae. Hopkins, during mating, egg laying and gallery construction. Can Entomol. 90, 505-509 (1958).
  26. Taylor, A. D., Hayes, J. L., Roton, L., Moser, J. C. A phloem sandwich allowing attack and colonization by bark beetles (Coleoptera: Scolytidae) and associates. J. Entomol. Soc. Amer. 27, 101-116 (1992).
  27. Yu, C. C., Tsao, C. H. Gallery construction and sexual behavior in the southern pine beetle, Dendroctonus frontalis. Zimm. (Coleoptera: Scolytidae). Georgia Entomology Society. 2, 95-98 (1967).
  28. Yturralde, K. The Acoustic Ecology of Bark Beetles and Bed Bugs. PhD. Dissertation. , Northern Arizona University. 323 (2013).
  29. Wermelinger, B., Seifert, M. Analysis of the temperature dependent development of the spruce bark beetle Ips typographus (L.) (Col., Scolytidae). Journal of Applied Entomology. 122, 185-191 (1998).
  30. Whitney, H. S. Relationships between bark beetles and symbiotic organisms. Bark Beetles in North American Conifers. Mitton, J. B., Sturgeon, K. B. , University of Texas Press. Austin, TX. 183-211 (1982).
  31. Wood, S. L. The bark and ambrosia beetles of North and Central America (Coleoptera: Scolytidae), a taxonomic monograph. , Brigham Young University. Provo, Utah. 1359 (1982).

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

مقالات ذات صلة