يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

داخل عضلة القلب توصيل الخليوي: ملاحظات في قلوب الفئران

13.4K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/51064

⸱

يناير 24, 2014

 ,  ,  , 
1Magdi Yacoub Institute, Imperial College London, 2National Heart and Lung Institute, Imperial College London, 3Australian Regenerative Medicine Institute, Monash University

في هذه المقالة

ملخص

تسليم خلية داخل عضلة القلب في نماذج الفئران من أمراض القلب والأوعية الدموية، مثل ارتفاع ضغط الدم أو احتشاء عضلة القلب، ويستخدم على نطاق واسع لاختبار الإمكانات العلاجية من أنواع مختلفة من الخلايا في الدراسات التجدد. ولذلك، فإن وصفا مفصلا وتصورا واضحا لهذا الإجراء الجراحي يساعد على تحديد حدود ومزايا خلية التحليلات العلاجية القلب والأوعية الدموية في القوارض الصغيرة.

الملخص

وأظهرت دراسات سابقة أن تسليم خلية يعزز تحسين وظيفة القلب عن طريق الإفراج عن السيتوكينات والعوامل التي تزيد من عودة التوعي أنسجة القلب وبقاء الخلية. بالإضافة إلى ذلك، كشفت المزيد من الملاحظات أن الخلايا الجذعية محددة، مثل الخلايا الجذعية القلبية، الخلايا الجذعية الوسيطة وcardiospheres لديهم القدرة على الاندماج داخل عضلة القلب المحيطة عن طريق التفريق في العضلية، خلايا العضلات الملساء والخلايا البطانية.

هنا، نقدم المواد والأساليب لتقديم موثوق الخلايا noncontractile في جدار البطين الأيسر من الفئران immunodepleted. الخطوات البارزة لهذا الإجراء المجهرية تشمل التخدير وحقن تسكين، داخل الرغامى التنبيب، شق لفتح الصدر وكشف القلب والتسليم من الخلايا العقيمة عيار 30 إبرة وحقنة الدقة ميكروليتر.

معالجة الأنسجة التي تتكون من حصاد القلب، embeddiنانوغرام، باجتزاء وأظهرت تلطيخ النسيجية أن حقن الخلايا داخل عضلة القلب أنتج الضرر صغيرة في منطقة النخابية، وكذلك في جدار البطين. تم الإبقاء على الخلايا Noncontractile في جدار عضلة القلب لدى الفئران المناعة وكانت محاطة بطبقة من الأنسجة متليفة، من المحتمل للحماية من الضغط القلب وتحميل الميكانيكية.

المقدمة

وقد تم اختبار مختلف البروتوكولات تسليم خلية في الفئران والجرذان نماذج من أمراض القلب والشرايين وذلك بهدف ترجمة كفاءة وفعالية وسلامة هذا الإجراء التجريبي في المرضى من البشر. في قلوب القوارض الصغيرة، والتسليم خلية داخل عضلة القلب هو الأسلوب الأكثر جدوى من تسليم خلية 1،2، في حين أنه في تقدمي الفئران القلب 3 و 4 إلى الوراء خلية داخل التاجي التسريب يمكن أن تستخدم أيضا. كلتا الطريقتين لها حدود ومزايا. تسليم الخليوي عبر الطريق داخل التاجي مزاياه النظرية على الحقن العضلي المباشر في تعزيز نشر خلية العالمية 3، ولكن كما أن لديها خطر التسبب في انسداد الشريان التاجي 3،5. وترتبط القيود على تسليم داخل عضلة القلب مع اصابة الميكانيكية، والتهاب حاد، وعضلة القلب الضرر 6،7. في البشر، يتم تسليم خلايا لإصلاح القلب عن طريق الحقن داخل عضلة القلب من خلال النخابية الشغاف أو الجراحيالاقتراب أو الطريق الشرياني داخل التاجي 8. هي مناسبة حقن عبر طرق transvascular في المرضى الذين يعانون من احتشاء عضلة القلب الحاد وإشباعها، ولكن قد لا يكون ممكنا في حالة انسداد أو مجموع ضعف تدفق داخل الأوعية من أراضي تنفذ 9. الحقن المباشر في جدار البطين عن طريق الحقن أو transendocardial transepicardial مجدية تقنيا تبعا لحالة المريض الصحية. في الواقع، وقد تبين أن هذه التقنية آمنة 10،11، على الرغم من حقن transepicardial عملية جراحية مفتوحة الصدر ضروري وللtransendocardial نهج مخطط الكهربية لكل مريض مطلوب للتمييز مواقع قابلة للحياة الدماغية أو شوه عضلة القلب 9.

الأهم من ذلك، في الدراسات العلاج بالخلايا اختيار أفضل الخلية المراد زرعها لا يزال قيد التحقيق. وأظهرت التحليلات على المدى القصير (4 أسابيع) أن حقن الخلايا الجذعية في القلب يعرف بأنه cardiospheres 12 أو الخلايا السكان الجانب من نخاع العظام التي يسببها 13 الانتعاش وظيفية القلب في الفئران والجرذ 14 15 احتشاء عضلة القلب نماذج من خلال خفض حجم ندبة وموت الخلايا. تم العثور على زرع خيفي من cardiospheres في الفئران نموذج احتشاء عضلة القلب دون كبت المناعة لتكون آمنة، وروجت تجديد القلب، وتحسين وظيفة القلب من خلال تحفيز آليات إصلاح الذاتية 15. عرضت Lin-/c-kit + الكبار الخلايا الاصلية في القلب ليكون تجديد الذات، مولد الرمع، ومتعددة القدرات في المختبر والمجراة، وعند حقنه في قلب الفئران الدماغية المعاد أجزاء كبيرة من الجدار عضلة القلب المصاب 16 وكان القدرة على تكوين موصل والمتوسطة الحجم الشرايين التاجية 17. المرحلة غذت هذه البيانات واعدة الأول والثانية من التجارب السريرية في البشر: حقن الخلايا الجذعية الوسيطة ذاتي وخيفي (MSC) 18، 19 cardiospheres20 في كل قلوب البشر الدماغية أظهرت، أو ج كيت الخلايا الجذعية القلبية الإيجابية (CSC) الآثار المفيدة في وظيفة القلب في دراسات على المدى الطويل. ومع ذلك، واسعة المدى الطويل المتابعة وبأثر رجعي التحليل التلوي أثبتت أن العلاج بالخلايا الجذعية يوفر فوائد كبيرة لبعض المرضى، ولكن ليس في الآخرين مع مجموعة من نتائج لا يمكن التنبؤ بها 21. فمن الممكن أن هذه القيود سوف يستلزم تصميم بروتوكولات محددة لتسليم خلية لكل فرد ولكل مرض.

في الماوس والفئران نماذج، كشفت دراسات طويلة الأجل التي حقن الخلايا لم مواصلة تحسين وظيفة القلب (12 شهرا). في الواقع، تم عزل ترقيع الخلايا العضلية الجنينية الجذعية البشرية المستمدة من الخلايا (HESC-CM) إلى حد كبير من عضلة القلب المضيف طبقة من الأنسجة متليفة 22،23. وقد لوحظت نتائج مماثلة بعد زرع داخل عضلة القلب والهيكل العظمي من myoblasts في قلب الفئران احتشاء 24. Furthermoإعادة، والقدرة على المدى الطويل من اللجان الدائمة خيفي للحفاظ على وظيفة في قلب احتشاء كان محدودا بسبب الانتقال من immunoprivileged إلى حالة مناعة بعد التمايز 25.

مع الأخذ بعين الاعتبار التحديات والآفاق المذكورة أعلاه، وتبين لنا هنا كيفية إيصال الخلايا عن طريق الحقن داخل عضلة القلب في الفئران. نلاحظ أن الخلايا دون cardiomyocyte خصائص مقلص لا ترتبط عضلة القلب المضيف وتشكل كتلة متماسكة مع حاجز متليفة رقيقة. على الرغم من أن في بعض الحالات هذه النتيجة قد يكون من المفيد، قد يكون التحليل التالي المفيد أن نفهم كيف يمكن التضمين engraftment الخلايا لتوليد هياكل عضلة القلب متصلة وظيفيا كذلك.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

أجريت جميع الدراسات الحيوانية في الامتثال الدولي (التوجيه 2010/63/EU في البرلمان الأوروبي) والوطنية (وزارة الداخلية في المملكة المتحدة، لعام 1986) اللوائح. الإجراءات المذكورة هنا هي جزء من خطة عملنا تحت رخصة السلطات في المملكة المتحدة والتي لم يتم الاضطلاع بها لغرض التسجيل.

1. إعداد خلايا

يصف هذا البروتوكول إعداد خط خلية معينة (الكلى الجنينية البشرية، وخلايا HEK293) لأغراض العرض التوضيحي. يجب أن توظف بروتوكولات خلية محددة لزراعة والتفريق المحفزة أو الكبار الخلايا الجذعية في الأنساب خلية معينة في نهاية المطاف.

  1. تنمو الخلايا في وسائل الاعلام DMEM (الجلوكوز عالية، 4،500 مجم / لتر) يحتوي على 1٪ البيروفات الصوديوم، 2 مم الجلوتامين، 1٪ للمضادات الحيوية القلم / بكتيريا و 10٪ مصل بقري جنيني (FBS). ينبغي تقسيم واحد 10 سم لوحة عادة في 1:03 وتستكمل وسائل الإعلام الجديدة كل يومين.
  2. علاج الخلايا أقل ما يقال مع trypsفي 1X و resuspend في DMEM المتوسطة كما هو موضح في 1:1.
  3. عد الخلايا في غرفة عدادة الكريات وجمع 3 × 10 6 خلايا في أنبوب منفصل.
  4. أجهزة الطرد المركزي في دلو الدوار أرجوحة في 100 غ لمدة 5 دقائق.
  5. تجاهل طاف ويغسل بيليه الخلية مع العازلة الفوسفات العقيمة 2X.
  6. resuspend في برنامج تلفزيوني 1X بتركيز 10 6/50 شباط للحقن في البطين الأيسر من الفئران immunodepleted.

2. شروط سابق للجراحة

  1. الحفاظ على الفئران immunodepleted (NOD.CB17-Prkdscid/JHliHSD) مع الكريات العقيمة الغذاء والماء في المعزل التي تسيطر عليها درجة الحرارة (22 درجة مئوية؛ الجدول 1) قبل كل عملية جراحية.
  2. إجراء عملية جراحية من الفئران immunodepleted تحت غطاء تدفق الصفحي. تنظيف المنطقة العمل مع الايثانول 70٪ والأوتوكلاف الأدوات الجراحية (ملقط ومقص).
  3. بدوره على منصات التدفئة لعملية جراحية والانتعاش. منصات التدفئة مهمةلمنع انخفاض درجة حرارة الجسم التي تحدث أثناء وبعد الجراحة.
  4. وضع قفص نظيفة وتعقيمها على لوحة الانتعاش التدفئة.
  5. نقل الفئران في أقفاص الأصلية من المعزل إلى غرفة الجراحة في كيس معقم تعقيمها.
  6. تزن الماوس وفقا لوزن الجسم حقن تحت الجلد (الشوري) محلول يحتوي على medetomidine والكيتامين هيدروكلوريد المخفف في 0.9٪ محلول ملحي معقم لتخدير الماوس، وكذلك للاسترخاء عضلات (medetomidine 1 ملغ / كغ؛ الكيتامين هيدروكلوريد 75 ملغم / كغم).
  7. إزالة الماوس من القفص عندما تخدير كامل (في غضون 1-2 دقيقة، لا ارادي إصبع القدم قرصة بعد التحفيز)
  8. تطبيق كريم إزالة الشعر على الجانب الأيسر من الصدر ومنطقة الحلق. بعد كمية مناسبة من الوقت (حوالي 2-5 دقائق)، يمسح الشعر فضفاضة بمنديل مبلل بالماء.
  9. ضع الماوس على لوحة جراحة في موقف ضعيف. منوجهة نظر الجراح موقف عمودي، ذيل أسفل الرأس حتى.
  10. حقن مسكنة في حل 0.1-0.2 ميكروغرام / غرام مخففة في محلول ملحي معقم (البوبرينورفين) في أطرافهم الخلفيتين تحت الجلد، وتغطي منطقة حلق مع العقيم اليود البوفيدون حل باستخدام قضيب من القطن غيض.
  11. تركيز المجهر (الهدف 2.5X) على منطقة الحلق.

3. شروط الجراحية

  1. مع مقص حادة جعل خط الوسط بطني شق الجلد حوالي 0.5-1 سم طول أقل قليلا من الغضروف الحلقي. فصل الجلد من النسيج الضام لتصور الغدد اللعابية.
  2. تقسيم الغدد اللعابية على تقسيم خط الوسط الطبيعي من خلال سحب في وقت واحد كل جزء sideward مع forcep والمغناطيسية ضام الصدر وفضح القصبة الهوائية.
  3. سحب اللسان بلطف إلى الجانب لفضح الحنجرة. حرك أنبوب التنبيب بعناية في القصبة الهوائية. غيض أنبوب مرئيا من خلال عرض لarynx والقصبة الهوائية. الأهم من ذلك، إذا كان الأنبوب هو في، ولكن غير مرئية بشكل واضح، هو في المريء. إزالته وتغيير الموقف من طرف الأنبوب.
  4. توصيل أنبوب إلى الجهاز التهوية. تعيين حجم المخ في 200 ميكرولتر و 150 سكتة دماغية / دقيقة. تأمين أنابيب التهوية على لوحة الجراحة مع الشريط.
  5. مع مقص حادة وملقط، وجعل الذيل العمودي لرئاسة 1 - إلى 1.5 سم طويلة شق الجلد فوق منطقة الصدر اليسرى.
  6. ترخي البشرة من طبقات الأنسجة الضامة / العضلات والعضلات الصدرية الكبرى والصغرى دون شقوق.
  7. أداء بضع الصدر بين الأضلاع الثالث والرابع على النحو التالي:
    1. خرم طبقة العضلات الوربية التي كتبها معسر والخدش مع، ملقط صغيرة مدورة.
    2. بمجرد مثقبة طبقة العضلات الوربية، ضع ضام الصدر لفتح الحد الأقصى تجويف الصدر. الأجزاء العليا والوسطى من البطين الأيسر (LV) بفضل الأذن المغطي (الأذين) هيمرئية الآن.
  8. تحضير حقنة الدقة مع الخلايا. يجب أن تكون الحقنة قادرة على تقديم مبلغ من حجم 10 ماي لكل الحقن. يلقي G 30 إبرة في طرف الحقنة.
  9. مع تحديد الشريط قنية بلاستيكية صغيرة (من introcan-W 20 G) على الإبرة، وترك يتعرض فقط 1 ملم بما في ذلك غيض من الإبرة مفتوحة. وهذا منع الإبرة من تثقيب كامل جدار البطين الأيسر وحقن الخلايا في تجويف البطين الأيسر.
  10. مع مساعدة من الهدف 5X، تصور في هذا التكبير البطين الأيسر وحقن الخلايا في جدار البطين الأيسر في 5 مواقع مختلفة (كل حقنة سيلقي 10 شباط ليصبح المجموع 106 حقن الخلايا). إذا كان حقن ناجحا، فإن المنطقة البيضاء وغياب العكسى الرئيسية للخلايا تكون مرئية (إذا كان الحقن لم يكن ناجحا، ستستبعد الحيوان من التحليل الوظيفي).
  11. إزالة ضام. إغلاق جدار الصدر ب ذ تضم اثنين من أضلاعه منفصلة مع اثنين من غرز خياطة الحرير 6-0.
  12. ترطيب الجلد وعضلات الصدر مع طرف القطن منقوع في برنامج تلفزيوني 1X ووضع بلطف عضلات الظهر إلى الوضع الأصلي مع ملقط.
  13. إغلاق الجلد مع 3-4 غرز خياطة الحرير 6-0 من. خياطة شق الحلق 2-3 مع غرز لإغلاق الجلد.
  14. حقن atipamezole (1 ملغ / كغ تركيز النهائي) أن تعود آثار مخدر.
  15. حالما يبدأ الماوس التنفس بشكل مستقل، واخراج أنبوب من القصبة الهوائية ووضع الماوس على جانبها الأيمن. من المتوقع أن يتعافى في غضون دقائق الماوس.
  16. عندما يبدأ الماوس لتشغيل والمشي، وضعه في قفص الانتعاش الدافئة (IVC قفص صغير مع مغلقة أعلى تصفيتها) لمدة ساعة.
  17. ترك بين عشية وضحاها الحيوانات في مربع ساخنة للرقابة (37 درجة مئوية).
  18. ملء طبق بالماء والغذاء بيليه لدعم الانتعاش خلال الأيام الأولى بعد الجراحة 2.

ق ق = "jove_title"> 4. تحليلات الجراحة آخر

ويتم تحليل عشرة قلوب حقنها بخلايا و10 السيطرة قلوب لا حقن تشريحيا على النحو التالي:

  1. إجراء تحليل الخلايا المطعمة بعد 1 أسبوع حقن (الشكلان 1 و 3).
    1. بعد القتل الرحيم بواسطة جرعة زائدة من isoflurane و، يروي قلوب مع 20 مل من 4٪ بارافورمالدهيد (PFA) لإصلاح الأنسجة. يذوى الأنسجة الثابتة في زيادة نسبة الإيثانول (70-100٪) وتغرس في كتل البارافين.
    2. القسم قلوب في البارافين مع مشراح في 5 ميكرون وصمة عار مع الهيماتوكسيلين ويوزين للتحليل الصرفي.
    3. تصور النسيج الضام باستخدام ماسون ثلاثي الألوان وصمة عار.
    4. تحليل الصور تحت المجهر الماسح الضوئي الشريحة (أرقام 1A، 2A، 3A، 3B، و 3C) وتصور قلب كامل في عرض المحور قصيرة باستخدام المجهر الماسح الضوئي الشريحة الرقمية (فيقوالدقة 1B و 1C).
  2. بعد التحليلات أعلاه، deparaffinize أنسجة القلب في الزيلين، ترطيب قبل غمر العينات في خفض نسبة الايثانول (من 100٪ الى الماء) وعملية المجهر الإلكتروني (SEM) على النحو التالي:
    1. احتضان كتل deparaffinized مع حمض التانيك 1٪ في 0.1 م العازلة الفوسفات لمدة 1 ساعة.
    2. يذوى العينات في زيادة نسبة الإيثانول (25-100٪).
    3. العينات الجافة مع HMDS (hexamethyldisilazane).
    4. جبل العينات على ستابس مع اتشيسون فضة داغ ومعطف لهم مع الذهب والبلاديوم.
    5. عرض العينات التحليلية في المجهر الإلكتروني الماسح (الشكل 2B).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

نحن حقن HEK293 الخلايا، والتي يمكن تمييزها من خلايا القلب من قبل التشكل المختلفة (الشكل 1)، مع شكل حصوه مقارنة العضلية ممدود (الشكل 1A). كانت الخلايا أكثر استجابة لمطالب HEK293 صبغ الهيماتوكسيلين (اللون الأزرق) مقارنة العضلية (اللون الوردي)، من المحتمل بسبب زيادة المحتوى النووية الخاصة بهم (الشكل 1A). لمزيد من التمييز حقن الخلايا من الأنسجة المضيفة، وصفت الخلايا HEK293 مع دابي 2 ساعات قبل الحقن. كانت الخلايا المسمى مرئية في أنسجة ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

في هذا المخطوط، لقد أظهرنا كيفية إجراء الحقن داخل عضلة القلب من الخلايا في قلوب الفئران. كدليل على هذه المنهجية، وقد استخدمنا HEK293 الخلايا. من المهم التأكيد على أن خلايا HEK293 لا تستخدم في أي دراسة العلاج بالخلايا وبالتالي فإن نتائج هذه المخطوطة ليست مناسبة لترجمة مباشرة إلى نهج العلاجية. ومع ذلك، فإن حقيقة أن الخلايا HEK293 ليست خلايا مقلص ولا تحورها في أنواع الخلايا الأخرى يركز الاهتمام على الجوانب الفنية مثل خصائص الخلايا ليتم تسليمها ومسار التسليم.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

والكتاب ليس لديهم ما يكشف.

شكر وتقدير

نشكر معهد مجدي يعقوب (MYI) لدعم التحليل المجهري والمشاريع التي تنطوي على إصلاح القلب، وفنيي ومدير منشأة الحيوانية لدينا. وقد تم دعم هذا العمل من قبل مؤسسة القلب البريطانية (فتقول)، ومنحة مشروع PG/10/019. ويدعم MPS من قبل MYI وفتقول. TP هو التميز زميل فتقول البحوث. NR هو NH & MRC أستراليا زميل.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
المعزلأنظمةالاقتباس المطلوب
وسادة التدفئةحلول التكنولوجيا البيطريةHE006للحيوانات الصغيرة
الطبيةالوطنية للخدمةالطبية ضرورية
هيدروكلوريد الكيتامين هيدروكلوريدالبيطريةبيطرية
أتيباميزولالوصفة البيطرية
إزالة الشعرالمتاجر
الوصفة البيطريةBuprenorphineNVS
Leica MZFLIII مجهرLeicaModel S6Eمع حامل ذراع متأرجح TS0
Hamamatsu Nanozoomer الماسح الضوئي الرقمي للشرائحHamamatsuRS
مسح المجهر الإلكترونيJeolJSM-6610
مقص حادFST14084-09
MiniventHarvard Apparatus73-0043بما في ذلك محول Y صغير (73-0027) وقنية التنبيب (73-2844)
ملقطFST11052-10
نظام التراجعFST18200-20Kit للحيوانات حتى 200 جرام
30 جم 12 مم ؛ & frac12 ؛ بوصةBBraunA210حقنة ميكرولتر صفراء ناعمة
ESSLAB81201تشمل أيضا موزع هاميلتون المتكرر PB 600-1 رقم الكتالوج 83700
6-0 خياطة الحريرEthiconW1614T
Pfi الطبية البيطرية الطبية الخدمة الوطنية وصفة ضرورية للخدمة البيطرية الوطنية ضرورية كريم التجارية ضرورية سلسلة

المراجع

  1. Menasche, P., et al. Myoblast transplantation for heart failure. Lancet. 357, 279-280 (2001).
  2. Taylor, D. A., et al. Regenerating functional myocardium: improved performance after skeletal myoblast transplantation. Nat. Med. 4, 929-933 (1998).
  3. Suzuki, K., et al. Cell transplantation for the treatment of acute myocardial infarction using vascular endothelial growth factor-expressing skeletal myoblasts. Circulation. 104, 207-212 (2001).
  4. Suzuki, K., et al. Targeted cell delivery into infarcted rat hearts by retrograde intracoronary infusion: distribution, dynamics, and influence on cardiac function. Circulation. 110, 225-230 (2004).
  5. Robinson, S. W., et al. Arterial delivery of genetically labelled skeletal myoblasts to the murine heart: long-term survival and phenotypic modification of implanted myoblasts. Cell Transplant. 5, 77-91 (1996).
  6. Muller-Ehmsen, J., et al. Survival and development of neonatal rat cardiomyocytes transplanted into adult myocardium. J. Mol. Cell Cardiol. 34, 107-116 (2002).
  7. Reinecke, H., Zhang, M., Bartosek, T., Murry, C. E. Survival, integration, and differentiation of cardiomyocyte grafts: a study in normal and injured rat hearts. Circulation. 100, 193-202 (1999).
  8. Dimmeler, S., Zeiher, A. M., Schneider, M. D. Unchain my heart: the scientific foundations of cardiac repair. J. Clin. Invest. 115, 572-583 (2005).
  9. Oettgen, P., Boyle, A. J., Schulman, S. P., Hare, J. M. Cardiac Stem Cell Therapy. Need for Optimization of Efficacy and Safety Monitoring. Circulation. 114, 353-358 (2006).
  10. Krause, K., et al. Percutaneous intramyocardial stem cell injection in patients with acute myocardial infarction: first-in-man study. Heart. 95, 1145-1152 (2009).
  11. Rodrigo, S. F., et al. Intramyocardial injection of bone marrow mononuclear cells in chronic myocardial ischemia patients after previous placebo injection improves myocardial perfusion and anginal symptoms: an intra-patient comparison. Am. Heart J. 164, 771-778 (2012).
  12. Smith, R. R., et al. Regenerative potential of cardiosphere-derived cells expanded from percutaneous endomyocardial biopsy specimens. Circulation. 115, 896-908 (2007).
  13. Sadek, H. A., Martin, C. M., Latif, S. S., Garry, M. G., Garry, D. J. Bone-marrow-derived side population cells for myocardial regeneration. J. Cardiovasc. Transl. Res. 2, 173-181 (2009).
  14. Messina, E., et al. Isolation and expansion of adult cardiac stem cells from human and murine heart. Circ Res. 95, 911-921 (2004).
  15. Malliaras, K., et al. Safety and efficacy of allogeneic cell therapy in infarcted rats transplanted with mismatched cardiosphere-derived cells. Circulation. , 125-1100 (2012).
  16. Beltrami, A. P., et al. Adult cardiac stem cells are multipotent and support myocardial regeneration. Cell. 114, 763-776 (2003).
  17. Bearzi, C., et al. Identification of a coronary vascular progenitor cell in the human heart. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 15885-15890 (2009).
  18. Hare, J. M., et al. Comparison of allogeneic vs autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells delivered by transendocardial injection in patients with ischemic cardiomyopathy: the POSEIDON randomized trial. JAMA. 308, 2369-2379 (2012).
  19. Makkar, R. R., et al. Intracoronary cardiosphere-derived cells for heart regeneration after myocardial infarction (CADUCEUS): a prospective, randomised phase 1 trial. Lancet. 379, 895-904 (2012).
  20. Bolli, R., et al. Cardiac stem cells in patients with ischaemic cardiomyopathy (SCIPIO): initial results of a randomised phase 1 trial. Lancet. 378, 1847-1857 (2011).
  21. Brunt, K. R., Weisel, R. D., Li, R. K. Stem cells and regenerative medicine - future perspectives. Can. J. Physiol. Pharmacol. 90, 327-335 (2012).
  22. Laflamme, M. A., et al. Cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells in pro-survival factors enhance function of infarcted rat hearts. Nat. Biotechnol. 25, 1015-1024 (2007).
  23. van Laake, L. W., et al. Human embryonic stem cell-derived cardiomyocytes survive and mature in the mouse heart and transiently improve function after myocardial infarction. Stem Cell Res. 1, 9-24 (2007).
  24. Leobon, B., et al. Myoblasts transplanted into rat infarcted myocardium are functionally isolated from their host. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 100, 7808-7811 (2003).
  25. Huang, X. P., et al. Differentiation of allogeneic mesenchymal stem cells induces immunogenicity and limits their long-term benefits for myocardial repair. Circulation. 122, 2419-2429 (2010).
  26. Reinecke, H., Poppa, V., Murry, C. E. Skeletal muscle stem cells do not transdifferentiate into cardiomyocytes after cardiac grafting. J. Mol. Cell Cardiol. 34, 241-249 (2002).
  27. Springer, M. L., et al. Closed-chest cell injections into mouse myocardium guided by high-resolution echocardiography. Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 289, 1307-1314 (2005).
  28. Hamdi, H., et al. Cell delivery: intramyocardial injections or epicardial deposition? A head-to-head comparison. Ann. Thorac. Surg. 87, 1196-1203 (2009).
  29. Terrovitis, J. V., Smith, R. R., Marban, E. Assessment and optimization of cell engraftment after transplantation into the heart. Circ. Res. 106, 479-494 (2008).
  30. Kehat, I., et al. Electromechanical integration of cardiomyocytes derived from human embryonic stem cells. Nat. Biotechnol. 22, 1282-1289 (2004).
  31. van Laake, L. W., et al. Improvement of mouse cardiac function by hESC-derived cardiomyocytes correlates with vascularity but not graft size. Stem Cell Res. 3, 106-112 (2009).
  32. Fernandes, S., et al. Autologous myoblast transplantation after myocardial infarction increases the inducibility of ventricular arrhythmias. Cardiovasc. Res. 69, 348-358 (2006).
  33. Scherschel, J. A., Soonpaa, M. H., Srour, E. F., Field, L. J., Rubart, M. Adult bone marrow-derived cells do not acquire functional attributes of cardiomyocytes when transplanted into peri-infarct myocardium. Mol. Ther. 16, 1129-1137 (2008).
  34. Wei, F., et al. Mesenchymal stem cells neither fully acquire the electrophysiological properties of mature cardiomyocytes nor promote ventricular arrhythmias in infarcted rats. Basic Res Cardiol. 107, 274 (2012).
  35. Fukushima, S., et al. Direct intramyocardial but not intracoronary injection of bone marrow cells induces ventricular arrhythmias in a rat chronic ischemic heart failure model. Circulation. 115, 2254-2261 (2007).
  36. Bartunek, J., et al. Intracoronary injection of CD133-positive enriched bone marrow progenitor cells promotes cardiac recovery after recent myocardial infarction: feasibility and safety. Circulation. 112, 178-183 (2005).
  37. Britten, M. B., et al. Infarct remodeling after intracoronary progenitor cell treatment in patients with acute myocardial infarction (TOPCARE-AMI): mechanistic insights from serial contrast-enhanced magnetic resonance imaging. Circulation. 108, 2212-2218 (2003).
  38. Smits, P. C., et al. Catheter-based intramyocardial injection of autologous skeletal myoblasts as a primary treatment of ischemic heart failure: clinical experience with six-month follow-up. J. Am. Coll. Cardiol. 42, 2063-2069 (2003).
  39. Kang, H. J., et al. Effects of intracoronary infusion of peripheral blood stem-cells mobilised with granulocyte-colony stimulating factor on left ventricular systolic function and restenosis after coronary stenting in myocardial infarction: the MAGIC cell randomised clinical trial. Lancet. 363, 751-756 (2004).
  40. Fernandez-Aviles, F., et al. Experimental and clinical regenerative capability of human bone marrow cells after myocardial infarction. Circ. Res. 95, 742-748 (2004).
  41. Vulliet, P. R., Greeley, M., Halloran, S. M., MacDonald, K. A., Kittleson, M. D. Intra-coronary arterial injection of mesenchymal stromal cells and microinfarction in dogs. Lancet. 363, 783-784 (2004).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

حقن قلب الفئرانإجراء بضع الصدرتصوير DPI لتتبع الخلاياالتلوين النسيجيالمجهر الإلكتروني الماسحفئران مستنفدة مناعياًجدار البطين الأيسرتكوين الأنسجة الليفيةتقنية الحقن بالإبرة
داخل عضلة القلب توصيل الخليوي: ملاحظات في قلوب الفئران
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.