يبدأ مرض لحاء الزان عن طريق أنشطة تغذية حشرة الزان التي تخلق نقاط دخول فطرية في اللحاء. الأشجار المقاومة للحشرات القشرية مقاومة للأمراض. نقدم هنا البروتوكول الذي طورناه لفحص أشجار الزان الفردية بحثا عن مقاومة قشور الزان.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
مقالة منهجية
تقنية لشاشة الزان الأمريكية لمقاومة الحشرات والزان مقياس (
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
< p class = "jove_content" > ينتج عن مرض لحاء الزان (BBD) مستويات عالية من الوفيات الأولية ، تاركا وراءه أشجار ناجية ضعيفة ومشوهة بشكل كبير. يبدأ المرض عن طريق أنشطة تغذية حشرة الزان الغازية ، Cryptococcus fagisuga ، والتي تخلق نقاط دخول للعدوى بأحد Neonectria أنواع الفطريات. بدون الإصابة بالقشور ، هناك فرصة ضئيلة للعدوى الفطرية. أظهر استخدام البيض القشور لغزو الأشجار السليمة بشكل مصطنع في المدرجات المتأثرة بشدة ب BBD أن هذه الأشجار كانت مقاومة لجزء الحشرات القشرية من مجمع المرض1. نقدم هنا بروتوكولا قمنا بتطويره ، بناء على تقنية الإصابة الاصطناعية من قبل هيوستن2 ، والتي يمكن استخدامها للكشف عن الأشجار المقاومة للقشور في الحقل وفي الشتلات الصغيرة المحفوظة بوعاء والطعوم. تحديد الأشجار المقاومة للقشور هو عنصر مهم في إدارة BBD من خلال برامج تحسين الأشجار والتلاعب بزراعة الغابات
المقدمة
كان لمرض لحاء الزان (BBD) تأثير ضار على الزان الأمريكي في أمريكا الشمالية منذ إدخال حشرة الزان الغازية ، Cryptococcus fagisuga ، في مقاطعة نوفا سكوشا الكندية في أواخر تسعينيات القرن التاسععشر 3. يبدأ هذا المركب لأمراض الحشرات عندما تقوم حشرة الزان بإدخال نمط التغذية الخاص بها في اللحاء مما يخلق شقوقا صغيرة توفر مدخلا للعدوى بأحد Neonectria أنواع الفطريات (Neonectria ditissima أو Neonectria faginata). مع نمو الفطريات الفطرية ، قد تموت مساحات كبيرة من الأنسجة ، مما يؤدي في النهاية إلى ربط الشجرة بالكامل. يؤدي الضرر الناجم عن المرض إلى إضعاف الشجرة ، مما يجعلها عرضة للانفجار في الرياح العاتية4. تم الإبلاغ عن ارتفاع مستويات الوفيات في الموجة الأولى من المرض إلى 50٪ 5غالبا ما تكون الأشجار الباقية مشوهة بشدة حيث تشكل التقرحات قيمة أقل من قيمة الشجرة كمنتج خشبي. تميل هذه الأشجار إلى إنبات الجذور مما يؤدي إلى تكوين "غابة الزان" التي تمنع الأنواع الأخرى المرغوبة من التأسيس ، مما يقلل من القيمة الاقتصادية والبيئيةللجناح.على الرغم من أنه من غير المحتمل أن يؤدي مرض لحاء الزان إلى انقراض الزان الأمريكي ، إلا أنه يغير تكوين الحامل والصحة مما يؤدي إلى انخفاض الغذاء والموائل للحياة البرية7،8.
< p class = "jove_content" >في المدرجات المتأثرة ب BBD لسنوات عديدة ، تم الإبلاغ عن الأشجار التي تظل خالية من أي أعراض للمرض. أظهرت تجارب التلقيح الاصطناعي أن هذه الأشجار مقاومة للحشرة القشرية2. بدون الإصابة بالقشور ، هناك فرصة ضئيلة لعدوى Neonectria ، مما يقلل من تأثير الفطريات. وفيات واسعة النطاق في الزان الأمريكي بسبب Neonectria لم يتم الإبلاغ عن العدوى في حالة عدم وجود إصابة سابقة بالقشور ، لذا فإن مقاومة حشرة قشور الزان تؤدي إلى مقاومة BBD.
< p class = "jove_content" >ركزت الأبحاث الحديثة حول إدارة BBD على تحديد أشجار الزان الأمريكية وتكاثرها وتكاثرها والاحتفاظ بها مع مقاومة حشرة قشور الزان. أظهرت الدراسات الجينية أن مقاومة الحشرة القشرية وراثية ويمكن أن يؤدي الاختيار الدقيق للأشجار المقاومة وتكاثرها إلى تحسن كبير في جيل واحد9وقد غذت هذه النتيجة الجهود التي يبذلها مديرو الغابات على مستوى الولاية والوطنية في الولايات المتحدة لإنشاء بساتين بذور إقليمية من خشب الزان الأمريكي المقاوم لتوفير مصدر للبذور المتنوعة وراثيا المقاومة ل BBD لزراعة الترميم. أشارت الأبحاث أيضا إلى أن التلاعب بزراعة الغابات في علم الوراثة عن طريق إزالة الأشجار الحساسة والاحتفاظ بالأشجار المقاومة يمكن أن يؤدي إلى تحسين الحامل9،12.
< p class = "jove_content" >تتطلب إدارة BBD من خلال أنشطة تحسين الأشجار أو من خلال تنفيذ وصفات زراعة الغابات القدرة على اختيار وتمييز الأشجار المقاومة للقشور والحساسة للزان. تم تكييف الطرق المعروضة هنا من طريقة قدمها ديف هيوستن لأول مرة لتلقيح الشتلات بشكل مصطنع ببيض الزان1يمكن استخدام هذه الطريقة كأداة فحص لتحديد مواقع السمات الكمية (QTL) المرتبطة بالمقاومة أو للتمييز بين الشتلات المحفوظة بوعاء المقاومة والحساسة أو الراميت المطعمة في الدراسات الجينية. بدلا من ذلك ، يمكن استخدامه لفحص الأشجار الناضجة في الحقل لتحديد الأشجار المقاومة لتطوير بساتين البذور ، أو الاحتفاظ بها في الحقل. يمكن تحديد الأشجار الحساسة وإزالتها لتقليل آثار المرض.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
< p class = "jove_title" >1. المواد النباتية: أشجار الحقول الناضجة ، الشتلات المحفوظة بوعاء ، أو الطعوم المحفوظة بوعاء
- للاختبار الميداني ، اختر أشجار الزان الأمريكية الناضجة والصحية التي لا تظهر عليها علامات الإصابة بالقشور أو المرض لاختبار المقاومة المحتملة. ستحتاج أيضا إلى تحديد الأشجار المعرضة بشكل واضح لاستخدامها كعنصر تحكم (الشكل 1).
- لاختبار الشتلات أو الطعوم المحفوظة بوعاء ، اجمع وأنبت الزان كما هو موضح في Koch & Carey ، 2004 أو سليل الكسب غير المشروع كما هو موضح في Carey et al ، 2013.
- قم بزراعة الشتلات أو الطعوم في مزيج التربة المزروعة بمعدل 47 جم من المغذيات الدقيقة ، و 477 جم سماد بطيء الإطلاق 15N-3.9P-9.9K ، و 700 جم من البيرلايت الخشن و 75 جم من كبريتات الألومنيوم لكل كيس 2.8 قدم مكعب. إذا لزم الأمر في وقت لاحق من موسم النمو ، قم بتخصيب النباتات أسبوعيا بمحلول 17N-1.3P-14.1K عند 200 جزء في المليون من النيتروجين.
- خلال موسم النمو ، احتفظ بالنباتات في منزل مظلل. اسمح للنباتات بالسكون في الخارج في الخريف قبل نقلها إلى منشأة تخزين درجة حرارة يتم التحكم فيها (~ 4 درجة مئوية) من نوفمبر حتى أبريل.
- في حامل موبوء ب BBD ، افحص الأشجار الموبوءة بشدة (التي يمكن التعرف عليها بسهولة من خلال مظهرها "الأبيض" ، الشكل 1 أ) باستخدام عدسة مكبرة يدوية لتأكيد وجود البيض ، وعادة ما يكون وفيرا من منتصف يوليو إلى منتصف أغسطس.
- استخدم فرشاة الرسم لتنظيف الكتل الشمعية البيضاء من الحشرات القشرية البالغة والبيض وغيرها من الحطام برفق في كيس تجميع بلاستيكي قابل للغلق سعة جالون واحد (الشكل 1 ب). اجمع من ثلاث أشجار مختلفة على الأقل على بعد 12 مترا على الأقل.
- إذا لزم الأمر ، قم بتخزين البيض في كيس التجميع المغلق لمدة تصل إلى أسبوعين عند 4 درجات مئوية ، وقم بلصق قطعة صغيرة (2.5 سم مربع) من رغوة البولي إيثيلين المبللة داخل الكيس لمنع البيض من الجفاف.
- لفصل بيض المقياس (0.15 × 0.25 مم) عن البالغين (0.60 مم) والحطام ، قم ببناء غربال باستخدام قطعة قصيرة من أنبوب PVC 2 بوصة ووصلة لدعم قطعة مربعة من شبكة النايلون 250 ميكرون (الشكل 2).
- أفرغ خليط البالغين والشمع والبيض والحطام من كيس التجميع على المنخل واستخدم فرشاة طلاء صغيرة لتشجيع البيض برفق على المرور عبر الشبكة إلى طبق بتري زجاجي أدناه. يجب تجنب أطباق بتري البلاستيكية لأنها تحتوي على المزيد من الكهرباء الساكنة ، مما يجعل من الصعب تحريك البيض. يظهر البيض قبل وبعد الغربلة في الشكل 3.
- يمكن تخزين البيض المنقى في طبق بتري عند 4 درجات مئوية لمدة أسبوع على الأقل. لمنع البيض من الجفاف ، قم بلصق قطعة رطبة من الرغوة على الغطاء وأغلقها باستخدام Parafilm.
3. فحوصات بقاء البيض
- لتقييم صلاحية البيض ، استخدم حقنة 10 سم مكعب لتطبيق حلقة رقيقة من الفازلين حول محيط قاع طبق بتري زجاجي مقاس 60 مم (الشكل 4 أ).
- انقل حوالي 100 بيضة إلى وسط الحلقة ، ضع الغطاء على طبق بتري وأغلقها ببارافيلم. اترك طبق بتري المغلق دون إزعاج في درجة حرارة الغرفة لمدة أسبوعين ، أو 3 أسابيع إذا تم تخزين البيض عند 4 درجات مئوية قبل بدء الفحص.
- ستصبح الحوريات المفرغة عالقة في الفازلين ويمكن عدها بسهولة ، ويمكن تمييز البيض الفارغ بسهولة عن البيض غير المفرغ من خلال لونه ولمعانه (الشكل 4 ب). احسب الجدوى بقسمة عدد الحوريات على مجموع البيض الفارغ بالإضافة إلى البيض الكامل المتبقي. يجب أن تكون الجدوى الجيدة في نطاق 75٪ إلى 90٪ من البيض المفرغ.
- لإجراء اختبار كمي ، عد 500 بيضة باستخدام مجهر تشريح وباستخدام ملعقة صغيرة ، ورشها برفق عبر وسط مستطيل مفتوح الخلية مبلل مسبقا مقاس 10 × 15 × 1.3 سم من رغوة البولي إيثيلين. لترطيب الرغوة ، بللها ثم اعصر أكبر قدر ممكن من الماء. بالنسبة للاختبار النوعي ، يمكن عد 500 بيضة ووضعها في قارورة زجاجية صغيرة ورسم خط "تعبئة" يمكن استخدامه لقياس دفعات إضافية من حوالي 500 بيضة.
- ضع وسادة الرغوة على شجرة الاختبار بحيث يكون جانب البيضة متجها للحاء. أمسك الوسادة في مكانها بحبل أو خيط أو خيوط أو سلك أجهزة مطلي بالبلاستيك. يجب استخدام المواد البلاستيكية أو المعدنية بدلا من مواد الألياف الطبيعية التي يتم التخلص منها بسهولة أكبر بواسطة الحياة البرية.
- قم بتبطين الجزء العلوي والجوانب من قطعة مقاس 23 × 30 سم من غلاف المنزل المقاوم للماء المنفذ للبخار بمادة لاصقة من السيليكون أساسها الأسيتات وضعها فوق وسادة اختبار الرغوة. اضغط على حواف غلاف المنزل على الشجرة لإنشاء ختم مقاوم للماء. ضع خيوط من النايلون أو سلك الأجهزة المطلي بالبلاستيك حول الشجرة وغلاف المنزل ، لتثبيته في مكانه أثناء تثبيت المادة اللاصقة (الشكل 5).
- ضع وسادتي اختبار على الأقل على كل شجرة اختبار ، ويفضل أن يكون ذلك على جانبي العمود. في كل موقع ، ضع منصات اختبار على ما لا يقل عن 2 من الأشجار المعرضة للإصابة (مع الإصابة الطبيعية الواضحة) كعنصر تحكم. قبل وضع وسادات الاختبار على أشجار التحكم ، قم بإزالة أي حشرات أو بيض قشور طبيعي باستخدام فرشاة ذات شعيرات صلبة.
ملحوظة: يمكن أيضا وضع وسادات الرغوة مع البيض على الأشجار لغرض تربية البيض القشور ، والتي يمكن أن تكون مفيدة بشكل خاص في المناطق التي يكون فيها مستوى الإصابة منخفضا.
- للاختبار ، اختر الأشجار المحفوظة بوعاء بقطر لا يقل عن 1 سم (الفرجار 5 سم فوق خط التربة) والتي تكون طويلة بما يكفي لوضع وسادتين منفصلتين على الأقل عليها. قم بتقليم الفروع الجانبية الصغيرة عند الضرورة لإفساح المجال لمنصات الاختبار.
- استخدم مجهر تشريح لعد 150 بيضة ونثرها على وسادة رغوة بولي إيثيلين مفتوحة الخلية مقاس 2.5 × 7.6 × 1.3 سم ومبللة.
- قم بتثبيت وسادة الرغوة على الشتلات مع جانب البيضة على اللحاء باستخدام سلك مطلي بالبلاستيك. لف مربعا صغيرا من التفاف المنزل حول الشتلات فوق الرغوة مباشرة وأغلقها بالسيليكون القائم على الأسيتات (انظر الشكل 6 أ).
- قم بتضمين عائلات الشتلات أو الطعوم الحساسة المعروفة كضوابط.
6. جمع البيانات
< p class = "jove_content" >ملاحظة: بعد حوالي 52 إلى 57 أسبوعا من وضع وسادات الرغوة والبيض على أشجار الاختبار ، يمكن جمع البيانات. من المهم ألا يتم ذلك إلا بعد أن يبدأ البالغون في وضع البيض حتى يمكن تحديد قدرتهم على التكاثر. في بعض الأشجار المقاومة ، ليس من غير المعتاد رؤية عدد صغير من البالغين يؤسسون ولكن مع عدم حدوث تكاثر.- قم بإزالة وسادة الرغوة بعناية واحسب عدد الحشرات القشرية البالغة الموجودة على اللحاء باستخدام عدسة يدوية أو عدسة مكبرة (10X).
- عند إزالة وسادة الرغوة ، ليس من غير المألوف أن يتم سحب بعض البالغين ومعظم مجموعات البيض من الشجرة بالرغوة (انظر الشكل 7). باستخدام مجهر تشريح ، قم بحساب مجموعات البيض والبالغين الذين ظلوا ملتصقين بالوسادة الرغوية.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
يوضح الشكل 6 شتلة مقاومة (C) وشتلتين قابلتين للإصابة (D، E) تظهران درجات متفاوتة من القابلية للإصابة. ويظهر في الشكل 5B مثال لشكل شجرة ناضجة قابلة للإصابة بعد 57 أسبوعاً من إعداد اختبار الإصابة الاصطناعي. عند إزالة الرغوة عن الشجرة، ليس من غير الشائع أن تبقى الحشرات القشرية وعناقيد بيوضها ملتصقة بالرغوة كما هو موضح في الشكل 7، ولهذا السبب من الضروري جمع البيانات من كل من الشجرة ووسادة الرغوة.
...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
تشمل الخطوات الحاسمة المطلوبة لنجاح هذا الفحص إجراء اختبار الجدوى على البيض واستخدام أدوات التحكم الحساسة في كل موقع تم اختباره ، ومع المواد المحفوظة بوعاء. من المهم أيضا استخدام أكثر من وسادة اختبار واحدة لكل شجرة أو شتلة. لقد وجدنا أنه سواء في الحقل أو في الاختبارات الأكثر تحكما على النباتات المحفوظة بوعاء. يمكن أن يكون فشل الوسادة مصدرا متكررا للخطأ. على سبيل المثال ، في هذا المجال ، حتى مع تعديلنا لتغطية وسادة الاختبار بغلاف المنزل لمنع الرطوبة الزائدة ، يمكن أن تفضل المياه المتدفقة أسفل الجذع جانبا واحدا من الشجرة ...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
يعلن المؤلفون أنه ليس لديهم مصالح مالية متنافسة.
شكر وتقدير
يقر المؤلفون بامتنان بالتمويل المقدم من مراقبة تقييم حماية صحة الغابات التابعة لخدمة الغابات الأمريكية وبرامج تطوير التكنولوجيا الخاصة التي دعمت تطوير وتعديل وتطبيق البروتوكول الموضح هنا لتحديد الأشجار المقاومة والمعرضة لحشرة قشور الزان. كما أننا ممتنون لمشتل هولدن ، كيرتلاند ، أوه، لشراكتهم المستمرة ودعمهم لبرنامج فحص مقاومة الزان الأمريكي.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| ورقة شبكية من النايلون، ٢٥٠ ميكرون |  أجزاء صغيرة | CMN-0250-D | حجم فتحة الشبكة: 250 ميكرون مربع، نسبة المساحة المفتوحة: 34%، قطر السلك: 180 ميكرون، العرض: 24”، الطول: 12”كمية العبوة: 1 |
| غلاف تايفك للمنازل (Tyvek Home Wrap) | DuPont | D1349991 | لفة بمقاس 9 قدم × 150 قدم، ويمكن طلب قصها إلى النصف. |
| رغوة البولي إيثيلين، ½” سميك | كولومبوس لمنتجات الرغوة (Columbus Foam Products) | لفة بمقاس 2 قدم × 50 قدم | |
| MetroMix 510 | Sun Gro Horticulture | ٢.٨ قدم مكعب من لحاء الأشجار، وطحلب الخث، والفيرميكوليت، ورماد اللحاء، وشحنة مغذية أولية (مع الجبس)، ونيتروجين بطيء التحلل و الحجر الجيري الدولوميتي. | |
| أوسموكوت بلس 15-9-12 (Osmocote Plus 15-9-12) | Everris | E903206 | إصدار قياسي خلال 3-4 أشهر |
| سيت سيفرز 10X (Sight Savers 10X) | باوش & لومب | 813434 | عدسة كودينجتون مضيئة بقوة تكبير 10X |
| المجهر المجسم الميداني الصغير من Nikon | Nikon | 7314 | تكبير 20X |
| سيليكون II شفاف | الهندسة الوراثية | 159538 | نافذة شفافة بسعة 2.9 أونصة & مانع تسرب الأبواب |
المراجع
- Houston, D. R. A technique to artificially infest beech bark with the scale, Cryptococcus fagisuga (Lindinger). U.S. Forest Service. , Northeastern Forest Experiment Station. Broomhall, PA. (1982).
- Houston, D. R. American beech resistance to Cryptococcus fagisuga. Proceeding, IUFRO beech bark disease working party conference. , U.S. Department of Agriculture, Forest Service, Northeastern Forest Experiment Station. Washington, D.C. 38-42 (1983).
- Ehrlich, J. The beech bark disease: a nectria disease of Fagus, following Cryptococcus fagi. 10, 593-692 (1934).
- Papaik, M. J., Canham, C. D., Latty, E. F., Woods, K. D. Effects of an introduced pathogen on resistance to natural disturbance: beech bark disease and withdrow. 35, 1832-1843 (2005).
- Miller-Weeks, M. Current status of beech bark disease in New England and New York. Proceeding, IUFRO beech bark disease working party conference. , U.S. Department of Agriculture, Forest Service, Northeastern Forest Experiment Station. Washington, D.C. 21-23 (1983).
- Houston, D. R. Beech bark disease: The aftermath forests are structured for a new outbreak. J. For. 73, 660-663 (1975).
- Twery, M. J., Patterson, W. A. Variations in beech bark disease and its effects on species composition and structure of northern hardwood stands in central New. 14, 565-574 (1984).
- Jakubus, W. J., McLaughlin, C. R., Jensen, P. G., McNulty, S. A., et al. Alternate year beechnut production and its influence on bear and marten populations. Beech Bark Disease: Proceedings of the Beech Bark Disease Symposium. Evans, C. A., et al. , U.S. Forest Service, Northern Research Station. Newtown Square, PA. 79-87 (2005).
- Koch, J. L., Carey, D. W., Mason, M. E., Nelson, C. D. Assessment of beech scale resistance in full- and half-sib families. Can. J. For. Res. 40, 265-272 (2010).
- Koch, J. L. Beech bark disease: The oldest “new” threat to American beech in the United States. Outlooks Pest Manag. 21, 64-68 (2010).
- Koch, J. L., Mason, M. E., Carey, D. W., et al. Screening for resistance to beech bark disease: improvements and results from seedlings and grafted field selections. Proceedings of the 4th International Workshop on Genetics of Host-Parasite Interactions in Forestry. Palmieri, K., et al. , U.S. Forest Service, Pacific Southwest Research Station. Albany, CA. (2012).
- Leak, W. B. Fifty year impacts of the beech bark disease in the Bartlett Experimental Forest, New Hampshire. Northern J. Appl. For. 23, 141-143 (2006).
- Koch, J. L., Carey, D. W., et al. Controlled cross-pollinations with American beech trees that are resistant to beech bark disease. Proceedings of the 14th Central Hardwood Forest Conference. Yaussy, D. A., et al. , U.S. Forest Service, Northeastern Research Station. 358-364 (2004).
- Carey, D. W., Mason, M. E., Bloese, P., Koch, J. L. Hot callusing for propagation of American beech by grafting. HortSci. 48, 620-624 (2013).
- Koch, J. L., Carey, W. W., et al. The genetics of resistance of American beech to beech bark disease: knowledge through 2004. Beech Bark Disease: Proceedings of the Beech Bark Disease Symposium. Evans, C. A., et al. , U.S. Forest Service, Northern Research Station. Newtown Square, PA. 98-105 (2005).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
الوسوم
