مقالة منهجية

عزل وحقن في الوريد من الفئران نخاع العظام المستمدة حيدات

DOI:

10.3791/52347

⸱

ديسمبر 27, 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department for Cardiology, Angiology and Pneumology, Otto von Guericke University Magdeburg, 2Herzzentrum Dresden, Universitätsklinikum an der Technischen Universität Dresden, Technische Universität Dresden, 3Department of Public Health and Primary Care, University of Cambridge

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نقدم هنا بروتوكولا يولد كميات كبيرة من الخلايا الوحيدة الفئران من نخاع العظام غير المتجانسة للتطبيقات الانتقالية. بالمقارنة مع الآخرين ، تساعد هذه الطريقة الجديدة في تقليل عدد المضحية بها وخفض التكاليف عن طريق تجنب الطرق باهظة الثمن مثل فصل الخلايا المغناطيسية عالية التدرج (MACS).

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

كنوع فرعي من الكريات البيض وأسلاف الضامة ، تشارك الخلايا الوحيدة في العديد من العمليات المهمة للكائنات الحية وغالبا ما تكون موضوعا لمجالات مختلفة في العلوم الطبية الحيوية. الطريقة الموضحة أدناه هي طريقة بسيطة وفعالة لعزل الخلايا الوحيدة في الفئران عن نخاع العظام غير المتجانس. < p class = 'jove_content'>يتم حصاد نخاع العظم من عظم الفخذ والساق لفئران Balb / c عن طريق التنظيف بالمحلول الملحي المخزنة بالفوسفات (PBS). يتم استكمال تعليق الخلية بعامل تحفيز مستعمرة البلاعم (M-CSF) ويتم زراعته على أسطح تعلق منخفضة للغاية لتجنب تمايز الخلايا الوحيدة الناجم عن الالتصاق. تتميز خصائص الخلايا الوحيدة وتمايزها على فترات مختلفة. يتم استخدام فرز الخلايا المنشطة بالفلورة (FACS) ، مع علامات مثل CD11b و CD115 و F4 / 80 ، للتنميط الظاهري. في نهاية الزراعة ، يتكون المعلق من 45٪ ± 12٪ من الخلايا الوحيدة. عن طريق إزالة البلاعم اللاصقة ، يمكن رفع النقاء إلى 86٪ ± 6٪. بعد العزل ، يمكن استخدام الخلايا الوحيدة بطرق مختلفة ، وواحدة من أكثر الطرق فعالية وشيوعا للولادة في الجسم الحي هي حقن وريد الذيل في الوريد.

هذه التقنية للعزل والتطبيق مهمة لدراسات نموذج الفئران ، خاصة في مجالات الالتهاب أو علم المناعة. يمكن أيضا استخدام الخلايا الوحيدة علاجيا في نماذج أمراض الفئران.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعد عزل الخلايا الوحيدة أمرا مهما وحاسما للكثيرين في الدراسات المختبرية وفي الجسم الحي. هذه الخلايا هي أهداف لأمراض مثل أمراض الشرايين الطرفية أو أمراض القلب التاجية أو الأمراض الإقفارية الأخرى ، لأن نمو الأوعية الجانبية مدفوع بشدة بالالتهاب الموضعي. تشمل الاستجابات الالتهابية التنشيط البطاني والتجنيد الموضعي للكريات البيض ، وخاصة الخلايا الوحيدة ، والتي تنضج بعد ذلك إلى الضامة وتخلق بيئة شديدة الشرايين عن طريق إفراز عوامل نمو متعددة للحث على إعادة تشكيل الشريان في شريان جانبي وظيفي1-3. تنضج الخلايا الوحيدة أيضا إلى الخلايا المتغصنة ، والتي تستخدم بشكل متكرر في الدراسات المناعية4،5 وأبحاثالسرطان 6،7.

المشكلة في نهج عزل الخلايا الأحادية عن الدم المحيطي8 هي العدد الكبير من المتبرعة اللازمة لإنتاج كمية كافية من الخلايا الوحيدة لمعظم التحليلات. تصف البروتوكولات السابقة طرقا مثل الطرد المركزي المتدرج للكثافة واستنفاد الخلايا عبر MACS9 عند عزل الخلايا الوحيدة. ومع ذلك ، يمكن لهذه التقنيات أن تغير خصائص ووظائف الخلايا الوحيدة مما قد يؤدي إلى صعوبات في التفسير10 ، 11. علاوة على ذلك ، فإن هذه الطرق صعبة ويمكن أن تقلل من قابلية التكاثر التجريبي.

هدفنا من هذا البروتوكول هو توفير طريقة بسيطة وفعالة من حيث التكلفة لتوليد كميات كبيرة من الخلايا الوحيدة المشتقة من نخاع العظام. نظرا لارتفاع إنتاجية الخلايا البالغ 11 × 106 ± 3 × 106 خلايا تم الحصول عليها بواسطة هذا البروتوكول ، يمكننا تقليل عدد الفئران المطلوبة بشكل كبير أثناء عزل الخلايا الوحيدة المشتقة من نخاع العظام. يمكن إكمال الإجراء في أقل فترة زمنية ، ودون استخدام تقنيات باهظة الثمن ومعقدة كما هو مشار إليه أعلاه. هنا ، نقوم باستخراج الخلايا الوحيدة من تعليق نخاع العظم الأصلي للفئران المانحة ، وزراعة التعليق على ألواح مرفقة منخفضة للغاية ، ونكمل المحلول ب 20 نانوغرام / مل M-CFS. في اليوم الخامس من الحضانة ، يتم حصاد الخلايا وتمييزها لتأكيد الخصائص الوظيفية والظاهرية.

للتجارب في مجال تكوين الشرايين ، يعد الزرع عن طريق الوريد لهذه الخلايا الوحيدة المشتقة من نخاع العظام في الفئران طريقة فعالة لتوصيل الأدوية الجهازية ، والتي يمكن دمجها مع ربط الشريان الفخذي في نماذج أمراض الشرايين المحيطية الشائعة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وقد أجريت هذه الدراسة بإذن من الدولة من ولاية سكسونيا وسكسونيا-أنهالت، Regierungspraesidium درسدن / هال، وفقا للمادة 8 من القانون الألماني لحماية الحيوان (24D-9168،11-1 / 2008-24).

عزل خلية 1

1.1 إعداد عظم الفخذ والساق

  1. تخدير الماوس باستخدام تركيز الأيزوفلورين 5٪ بواسطة تبخير الأيزوفلورين في صندوق مغلق. بعد الماوس قد توقفت عن الحركة لمدة 3 ثانية، تنفيذ خلع عنق الرحم.
  2. تطهير أطرافه الخلفية مع الإيثانول (96٪). إزالة الجلد والعضلات والعظام فصل مع مشرط معقم.
    1. تبدأ مع شق الجلد الإربي، وتوسيع شق نحو الكعب الإنسي وإجراء تشريح دائرية من الجلد حول انخفاض في ربلة الساق. إزالة الجلد في الساقين بالكامل من قبل تقشير أنه قريب.
    2. فصل عضلة الفخذ من عظم الفخذ مع مشرط حاد، وإزالة كل من الشظوي الأماميوالجماعات عضلة الساق وdisarticulate الساق في مفصل الورك من خلال تحديد موقع وتشريح الأربطة.
    3. بدء الأمامية والمضي قدما حول المفصل عن طريق تناوب بعناية ساقه وtransecting الأربطة، وبالتالي disarticulating المفصل.
  3. غسل عظم الفخذ والساق مع 96٪ من الإيثانول لمدة لا تقل عن 90 ثانية لضمان إعداد خلية العقيم. تستمر عملية الغسيل مع برنامج تلفزيوني العقيمة لشطف الإيثانول المتبقية.
    ملاحظة: يجب أن تكون جميع الخطوات اللاحقة معقمة لتجنب التلوث.

1.2 حصاد نخاع العظام

  1. قطع نهاية القريبة والبعيدة كل العظم مع زوج من مقص غرامة للوصول إلى مهاوي الفخذ وعظام الساق. كن حذرا مع هذه الخطوة، لأن هذه العظام كسر بسهولة جدا.
  2. مسح العظام مع المتوسط ​​الدافئة (M199 + 10٪ مصل العجل الجنين (FCS)، + 1٪ البنسلين / الستربتوميسين). استخدام معقم 28-G إبرة، حقنة 1 مل، وبين 10-15 مل لكل متوسطةالعظام لالشطف.
  3. عقد العظام مع ملقط غرامة وشطف واحدا تلو الآخر حتى يتحول شبه شفافة. تطبيق بعناية لضغوط لنهاية المكبس حقنة من أجل تقليل الإجهاد الخلية.
  4. تصفية نخاع العظام من خلال 70 ميكرومتر شبكة النايلون وجمع الراشح. لاستخراج الكمية القصوى من نخاع العظام، وشطف مرارا وتكرارا من نهايات القاصي والداني.
  5. شطف غربال مع برنامج تلفزيوني وجمع الراشح. طرد بعناية الحطام والتكتلات الخلوية بواسطة التحريك لطيف وpipetting ل.

1.3 زراعة

  1. الطرد المركزي تعليق خلية في 250 x ج لمدة 10 دقيقة في RT. تجاهل وطاف resuspend الخلايا مع ما يقرب من 25 مل من المتوسط. أكرر مرة واحدة.
  2. resuspend الخلايا في 6 مل من المتوسط ​​بعد خطوة الغسيل الثانية. مزيج 50 ميكرولتر من الحل زنزانة مع 50 ميكرولتر من التريبان الأزرق. عدد الخلايا في غرفة الفرز تحت المجهر الضوئي. احسب عدد جells في الحل باستخدام هذه الصيغة:
    figure-protocol-1
  3. البذور الخلايا على 6 جيدا لوحات سطح مرفق منخفضة للغاية لمنع التصاق دائم في الجزء السفلي من لوحة. استخدام تركيز 10 6 خلايا لكل مل مع ما يصل الى 6 مل لكل بئر.
  4. تكملة تعليق مع 20 نانوغرام / مل M-CSF لتعزيز تمايز الخلايا.
  5. ثقافة الخلايا لمدة 5 أيام في 37 درجة مئوية و 5٪ ثاني أكسيد الكربون ومراقبة يوميا.

1.4 حصاد الخلايا

ملاحظة: يجب أن يتم تنفيذ هذه الخطوات على الجليد. المضي قدما إما 1.4.1 أو 1.4.2 وفقا لذلك.

  1. عند هذه النقطة، حصاد ثقافة بأكملها، بما في ذلك الضامة المتباينة التي ستلتزم الثقافة لوحات، حتى لو كانت لوحات سطح فائقة منخفضة المرفق.
    1. حصاد ثقافة كاملة من قبل pipetting لطيف وفصل بمحلول مكون من 4 ° C PBS، 0.5٪ ألبومين المصل البقري (BSA) و 2 ملي EDTA. كرر حتى لوحات واضحة ما تبقى من الخلايا الملتصقة - تأكيد تحت المجهر إذا لم تكن متأكدا.
  2. بدلا من ذلك، تجاهل الضامة ملتصقة عن طريق حصاد طاف مع الخلايا في تعليق، والتي تحتوي في الغالب حيدات.
    1. حصاد الخلايا غير ملتصقة مع حل PBS خالية من EDTA و 0.5٪ BSA. لا تنطبق الكثير من القوة من أجل تجنب طرد الضامة ملتصقة أقل ما يقال.

1.5 FACS-تحليل (اختياري)

ملاحظة: من الممكن أن تستنفد تعليق خلية من خلايا CD117 + stem- والسلف عن طريق استخدام MACS. استخدام بروتوكولات الشركة المصنعة لهذا الإجراء.

  1. حصاد الخلايا وفقا لخطوات إما 1.4.1 أو 1.4.2.
  2. أجهزة الطرد المركزي الخلايا في 250 x ج لمدة 10 دقيقة في 4 درجات مئوية، وتكرار هذه الخطوة مرة أخرى.
  3. في resuspend 250،000 على الأقل الخلايا في 300 ميكرولتر من FACS بuffer في التحقيق.
  4. نقل الحل خلية على 96-جيدا لوحة (30 ميكرولتر لكل بئر).
  5. الطرد المركزي تعليق خلية في 250 x ج لمدة 5 دقائق في 4 درجات مئوية.
  6. إزالة طاف وإضافة 25 ميكرولتر من الأجسام المضادة إلى كل بئر (استخدام مصنع تمييع).
  7. وصمة عار على الخلايا مع الأجسام المضادة (بعد بروتوكولات المصنعة للحصول على phenotyping الخلية بعد خطوات 1.5.1-1.5.6. وتشمل علامات يشيع استخدامها لتحديد الوحيدات / بلعم CD11b، F4 / 80 (الشكل 3)، CD115 (الشكل 2)، وGr- 1.
    ملاحظة: للحصول على وصف مزيد من الحلول المحمولة، ويوصى باستخدام علامات مثل CD4، CD8a، CD11c و، CD25، CD45، CD45R، CD62L، CD80، CD86، CD145، CD117، MHCⅡ، Ly6C، Ly6G، وCD192. تم الخصائص الخلوية ووصف سابقا 12.
  8. احتضان تحقيقات لمدة 20 دقيقة على 4 درجات مئوية.
  9. الطرد المركزي تحقيقات في 250 x ج لمدة 5 دقائق في 4 درجات مئوية و resuspend مع 200 ميكرولتر من العازلة FACS. تكرار عشرهو خطوة مرتين.
  10. نقل تحقيقات في أنابيب FACS وإجراء تحليل FACS 12.
  11. لتحليل FACS 12 يوم 0 و 3 و 5 لتحليل تمايز الخلايا.

2. الذيل الوريد حقن

2.1 إعداد

  1. تدفئة الحيوانات على لوحة التدفئة على 37 درجة مئوية لمدة 10 دقيقة. مراقبة الحيوانات في حين أن ارتفاع درجات الحرارة إلى التعرف على علامات الانهاك.
  2. Resuspend وحيدات، معزولة في الخطوات 1.1- 1.4، في 150 ميكرولتر من كلوريد الصوديوم، وتحميل الخلايا في حقنة 1 مل الأنسولين بإبرة 30G. دوامة بخفة الحل قبل تحميل حقنة لضمان يتم حقن كل حيدات. التعامل دائما الخلايا على الجليد لتجنب التعلق بوساطة الحرارة وتفعيل حيدات.

2.2 الزجرية

  1. تجنب إزعاج الفئران الأخرى في القفص عند اختيار الماوس للحقن في الوريد.
  2. ضع الماوس في رادع. تجنب الكثير من العلاقات العامةessure ويكون حذرا مع الأطراف الخلفية. (الشكل 4)
    ملاحظة: بدلا من ذلك، استخدم التخدير العام لضمان معالجة الإجهاد خالية من الحيوانات.
  3. تأكد من أن الفأر لديه مساحة للتنفس قبل أن يغلق رادع.

2.3 حقن

  1. تطهير مكان الحقن مع وكيل التطهير. رش على ذيل الماوس واسمحوا الوقوف لمدة 1 دقيقة على الأقل.
  2. وقف تدفق الدم الوريدي من الذيل من خلال تطبيق ضغط لطيف على الجانب الذيل الأفقي فوق موقع الحقن، لتحسين الرؤية من الأوردة.
  3. تحويل الذيل 90 درجة، قبل الحقن. (الشكل 5)
  4. حقن في زاوية 45 درجة. حقن ببطء وليس أكثر من 5 غ لكل ميكرولتر لتجنب إيذاء الحيوانات.
  5. إذا كان هناك نفطة، وهو علامة على وجود حقن فشلت، والتوقف فورا عن تكرار الحقن أكثر قريب.
  6. وقف النزيف في الجانب حقن عن طريق تطبيق ع لطيفressure لمدة 1 دقيقة.
  7. في نهاية هذا الإجراء، فتح ضام ووضع الماوس في قفصه.
  8. مراقبة الماوس لمدة 20 دقيقة لضمان أن الحيوان لم تتضرر من الحقن ويتم الحفاظ الاستلقاء القصية. تمديد وقت الرصد حتى يستعيد وعيه الماوس كافية. العودة الماوس للشركة من الحيوانات الأخرى إلا بعد أن تعافى تماما.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

حل الخلية المستخرجة من نخاع عظام الفئران يتكون من أنواع الخلايا المختلفة. أنواع الخلايا الرئيسية هي اللمفاويات، وحيدات والمحببة. ويمكن تقدير أنواع الخلايا حسب الحجم وتحبب، والذي يظهر في الشكل رقم 1 لكلا تعليق الأم والخلايا تحصد بعد 5 أيام من التمايز. ملاحظة تكوين الخلايا المتغيرة خلال زراعة. ومع ذلك، تصنيف دقيق للسكان يجب أن تعتمد على التعبير مميزة من علامات الخلوية.

علامة أهم تستخدم لتحديد الخلا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نحن تصف طريقة بسيطة وفعالة من حيث التكلفة لعزل كميات كبيرة من وحيدات الفئران من نخاع العظام. بالمقارنة مع غيرها من البروتوكولات باستخدام الدم المحيطي، التي تحصل على عائدات الوحيدات 5 من 1.4 X10 6، ونحن قادرون على الحصول على عائدات أعلى من 11 × 10 6 ± 3 × 10 6 حيدات من ماوس متبرع واحد.

وعند النظر في التحديات مع هذا الأسلوب، من المهم أن نشير إلى احتمال تلوث عند العمل تحت ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

يعلن المؤلفون أنه ليس لديهم مصالح مالية متنافسة.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تم دعم هذا العمل من قبل DFG (مؤسسة البحوث الألمانية) SFB 854 (Sonderforschungsbereich ، مركز البحوث التعاوني).

شكرا ل Hans-Holger Gärtner ، Audiovisuelles Medienzentrum ، جامعة Otto-von-Guericke Magdeburg ، Magdeburg ، ألمانيا ، للدعم الفني.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
6-well-low-attachment plateCorning Incorporated, NY, USA6-well-low-attachment plate, with cap, معقمة
8-12 أسبوعا, ذكر, balb / c الفئران  نهر تشارلز ، سولزفيلد ، ألمانيا
96-well-plateGreiner bio one GmbH ، Frickenhausen ، ألمانيا
بقعة الخلايا الميتة الزرقاءLife technologies GmbH ، دارمشتات ، ألمانيا
زلاليم مصل البقرGE Healthcare ، فرايبورغ ، ألمانياFraction V ، درجة الحموضة 7.0
CanulesB. Braun ، Melsungen AG ، Melsungen ، ألمانيا28G ، 30G
CD115eBioscience ، سان دييغو ، الولايات المتحدة الأمريكية12-1152
CD11beBioscience ، سان دييغو ، الولايات المتحدة الأمريكية53-0112
طبق ثقافة الخليةGreiner Bio-One GmbH ، Frickenhausen ، ألمانيامع غطاء ،
جهاز طرد مركزيBeckman Coulter GmbH ، Krefeld ، ألمانياAllegra & reg ؛ X-15R جهاز الطرد المركزي
كريم إزالة الشعرVeet ، مانهايم ، ألمانيا
عامل التطهيرSch ü. lke& Mayr GmbH ، Norderstedt ، ألمانياKodan Tinktur forte
مشرط يمكن التخلص منه رقم 10   ؛Co.Ltd شفرة حلاقة السلامة من الريش, أوساكا, اليابان 
EDTASigma Aldrich ، هامبورغ ، ألمانيا
الإيثانول 96٪  Otto Fischar GmbH und Co KG, Saarbrü cken ، ألمانيا
وحدة الاستخراج PipetusHirschmann Laborger & auml ؛ te GmbH & Co.KG ، إبرشتات ، ألمانيا
F4 / 80AbD Serotec ، Dü. sseldorf, GermanyMCA497APC
FACS buffer تم تصنيعها من قبل مجموعتنا بمكوناتمفردة PBS ، 0.5٪ BSA ، 0.1٪ NaN3< / sub>
FACS جهازBecton ، Dickinson and Company ، Franklyn Lakes ، نيو جيرسي ، الولايات المتحدة الأمريكيةBD FACS أنابيب Canto II
FACS   ؛      بيكتون ، ديكنسون وشركاه ، بحيرات فرانكلين ، نيو جيرسي ، الولايات المتحدة الأمريكية
فالكون & ريج ؛ ماصةبيكتون ديكنسون لابوير ، نيويورك ، الولايات المتحدة الأمريكية
مصل عجل الجنينسيجما ألدريتش ، هامبورغ ، ألمانيا
ملقط ناعمروبيس ، ستابيو ، سويسرا
قفازاتR & ouml ؛ sner-Matby Meditrade GmbH ، Kiefersfelden ، ألمانيا
Gr1eBioscience ، سان دييغو ، الولايات المتحدة الأمريكية53-5931
لوحة التدفئة  ؛Labotect GmbH ، G & ouml. ttingen, Germany Hot Plate 062
IncubatorEwald Innovationstechnik GmbH ، Bad Nenndorf ، ألمانياIncu آمنة
IsofluranBaxter Deutschland GmbH ، Unterschlei & szlig ؛ heim ، ألمانيا
المجهر الخفيفCarl Zeiss SMT GmbH ، Oberkochen ، ألمانياAxiovert 40 & deg. C
عامل تحفيز مستعمرة البلاعمسيجما ألدريتش ، هامبورغ ، ألمانياSRP3110  < / a>
شاكر ميكانيكيIKA ، Staufen ، ألمانياms2 minishaker
متوسط 199PAA Laboratories GmbH ، Pasching ، النمسادافئ في 37 درجة ؛ حمام مائي C قبل الاستخدام
أنابيب الاختبار الدقيقةEppendorf AG ، هامبورغ ، ألمانيا
مقعد عمل ميكروبيولوجيThermo Electron ، LED GmbH ، Langenselbold ، ألمانياHera Safe
Monocyte wash buffer   ؛تم تصنيعها من قبل مجموعتنا بمكوناتPBS ، 0.5٪ BSA ، 2 ملي مولار EDTA
ماوس مصفاةمختلفة
كلوريد الصوديومبرلين Chemie AG ، برلين ، ألمانيا
NaN3 < / sub> (حمض الصوديوم)Sigma Aldrich ، هامبورغ ، ألمانيا
غرفة العد NeubauerPaul Marienfeld GmbH und Co.KG ، Lauda-K & ouml. nigshofen ، ألمانيا
Nylon cellieveBecton ، Dickinson and Company ، Franklyn Lakes ، نيو جيرسي ، الولايات المتحدة الأمريكيةمصفاة الخلية ، 70 & micro ؛ m حجم شبكة
البنسلين / الستربتومايسينسيجما ألدريتش ، هامبورغ ، ألمانيا
الفوسفات المخزنة محلولملحي Life technologies GmbH ، دارمشتات ، ألمانيادرجة الحموضة 7.4 ،
الماصاتEppendorf AG ، هامبورغ ، ألمانيا10 & micro ؛ ل / 100 وميكرو ؛ لتر / 200 وميكرو ؛ لتر / 1،000 وميكرو ؛ ل
رؤوس سحبالعينات Eppendorf AG ، هامبورغ ، ألمانيا
ماصة مصليةGreiner Bio-One GmbH ، Frickenhausen ، ألمانياCellstar 5 مل ، 10 مل
وحدة شفطIntegra bioscience ، Fernwald ، ألمانيامقص فراغي
مريح مقص جراحيWord Precision Instruments، Inc. ، ساراسوتا ، الولايات المتحدة الأمريكية
حقنةB. Braun ، Melsungen AG ، Melsungen ، ألمانيا1 مل Omnifix < sup> & reg < / sup>-F أنابيب حقنة إنسولين
مع غطاءGreiner bio one GmbH ، Frickenhausen ، ألمانيا15 مل / 50 مل أنابيب Cellstar
حمام الماء الدافئJulabo Labortechnik GmbH ، سيلباخ ، ألمانياJulabo SW22
معقم مفردة المعقمة

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Herold, J., et al. Transplantation of monocytes: a novel strategy for in vivo augmentation of collateral vessel growth. Hum Gene Ther. 15 (1), 1-12 (2004).
  2. Herold, J., Tillmanns, H., Xing, Z., Strasser, R. H., Braun-Dullaeus, R. C. Isolation and transduction of monocytes: promising vehicles for therapeutic arteriogenesis. Langenbecks Arch Surg. 391 (2), 72-82 (2006).
  3. Francke, A., Weinert, S., Strasser, R. H., Braun-Dullaeus, R. C., Herold, J. Transplantation of bone marrow derived monocytes: a novel approach for augmentation of arteriogenesis in a murine model of femoral artery ligation. American Journal Of Translational Research. 5 (2), 155-169 (2013).
  4. Leon, B., et al. Dendritic cell differentiation potential of mouse monocytes: monocytes represent immediate precursors of CD8- and CD8+ splenic dendritic cells. Blood. 103 (7), 2668-2676 (2004).
  5. Timmerman, J. M., Levy, R. Dendritic cell vaccines for cancer immunotherapy. Annu Rev Med. 50, 507-529 (1999).
  6. Salem, M. L. The use of dendritic cells for Peptide-based vaccination in cancer immunotherapy. Methods Mol Biol. 1139, 479-503 (2014).
  7. Timmerman, J. M., et al. Idiotype-pulsed dendritic cell vaccination for B-cell lymphoma: clinical and immune responses in 35 patients. Blood. 99 (5), 1517-1526 (2002).
  8. Berthold, F. Isolation of human monocytes by Ficoll density gradient centrifugation. Blut. 43 (6), 367-371 (1981).
  9. Houthuys, E., Movahedi, K., De Baetselier, P., Van Ginderachter, J. A., Brouckaert, P. A method for the isolation and purification of mouse peripheral blood monocytes. Journal Of Immunological Methods. 359 (1-2), 1-10 (2010).
  10. Seeger, F. H., Tonn, T., Krzossok, N., Zeiher, A. M., Dimmeler, S. Cell isolation procedures matter: a comparison of different isolation protocols of bone marrow mononuclear cells used for cell therapy in patients with acute myocardial infarction. European Heart Journal. 28 (6), 766-772 (2007).
  11. Auffray, C., et al. CX3CR1+ CD115+ CD135+ common macrophage/DC precursors and the role of CX3CR1 in their response to inflammation. The Journal Of Experimental Medicine. 206 (3), 595-606 (2009).
  12. Francke, A., Herold, J., Weinert, S., Strasser, R. H., Braun-Dullaeus, R. C. Generation of mature murine monocytes from heterogeneous bone marrow and description of their properties. J. Histochem. Cytochem. 59 (9), 813-825 (2011).
  13. Sneider, E. B., Nowicki, P. T., Messina, L. M. Regenerative medicine in the treatment of peripheral arterial disease. Journal Of Cellular Biochemistry. 108 (4), 753-761 (2009).
  14. Van Royen, N., Piek, J. J., Schaper, W., Fulton, W. F. A critical review of clinical arteriogenesis research. J Am Coll Cardiol. 55 (1), 17-25 (2009).
  15. Lawall, H., Bramlage, P., Amann, B. Treatment of peripheral arterial disease using stem and progenitor cell therapy. J Vasc Surg. 53 (2), 445-453 (2011).
  16. Herold, J., et al. Tetanus toxoid-pulsed monocyte vaccination for augmentation of collateral vessel growth. Journal of the American Heart Association. 3 (2), e000611(2014).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

M CSF CD11b CD115 F4 80

مقالات ذات صلة