نقدم هنا بروتوكولا يصف نضح آلة الأكسجين خارج الموقع لترقيع الكبد المتبرع. تحتوي هذه المقالة على بروتوكول خطوة بخطوة لشراء وإعداد طعم الكبد للتروية الآلية ، وإعداد سائل التروية ، وتجهيز آلة التروية وإجراء نضح آلة الحرارة العادية المؤكسجة لطعم الكبد.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
مقالة منهجية
خارج الموقع سوي الحرارة آلة الإرواء من الأكباد المانحة
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
وعلى النقيض من الحفاظ البارد ثابت التقليدي (0-4 ° C)، قد توفر السابقين نضح الجهاز خارج الموقع الحفاظ بشكل أفضل على كبد المانحة. نضح المستمر لأجهزة يتيح الفرصة لتحسين نوعية الجهاز ويسمح السابقين تقييم قابلية الموقع للكبد المتبرع قبل الزرع. توفر هذه المقالة الفيديو خطوة بخطوة بروتوكول للخارج الموقع سوي الحرارة نضح آلة (37 ° C) من كبد المانحة الإنسان باستخدام الجهاز الذي يوفر الضغط ودرجة الحرارة للرقابة نابض نضح من الشريان الكبدي ونضح المستمر من الوريد البابي. والاوكسيجين السائل نضح من قبل اثنين من جوفاء الأوكسجين غشاء الألياف ودرجة الحرارة يمكن أن تنظم بين 10 درجة مئوية و 37 درجة مئوية. خلال التروية، والنشاط الأيضي للكبد وكذلك درجة الإصابة يمكن تقييمها من خلال تحليل الكيمياء الحيوية للعينات المأخوذة من السائل نضح. آلة نضح هو أداة واعدة جدالزيادة عدد الأكباد التي هي مناسبة للزرع.
المقدمة
تعتمد الطريقة الحالية لحفظ الأعضاء في زراعة الكبد على غسل أكباد المتبرعين ومن ثم تخزينها في سائل حفظ بارد (0-4 °C) (مثل محلول جامعة ويسكونسن أو محلول الهيستيدين والتريبتوفان والكيتوجلوتارات). ويُشار إلى هذه الطريقة باسم التخزين البارد الساكن (SCS). وعلى الرغم من أن معدل التمثيل الغذائي للكبد عند 0-4 °C منخفض جداً، إلا أنه لا يزال هناك طلب على 0.27 µmol من الأكسجين/دقيقة/جم من أنسجة الكبد، وهو ما لا يمكن توفيره أثناء التخزين البارد الساكن1. لذا، تؤدي الطريقة التقليدية للتخزين البارد الساكن إلى درجة معينة من الإصابة (الإضافية) لأكباد المتبرعين. وبينما لا يمثل هذا القدر من إصابة الحفظ مشكلة في أكباد المتبرعين ذات الجودة الجيدة، فقد يصبح عاملاً حرجاً ومقيداً في الأكباد دون المثالية التي عانت بالفعل من درجة معينة من الإصابة لدى المتبرع. لهذا السبب، غالباً ما تُرفض الأكباد ذات الجودة دون المثالية أو ما يسمى أكباد المتبرعين وفق المعايير الموسعة (ECD) لعمليات الزراعة، حيث يُعتبر خطر فشل الطعم المبكر مرتفعاً للغاية. وقد تم وصف معدلات عالية من تأخر وظيفة الطعم، وعدم الوظيفة الأولية، والتضيقات الصفراوية غير الوصلية (NAS) لدى متلقي الأكباد من المتبرعين بعد الوفاة الدورية (DCD)، أو المتبرعين الأكبر سناً، أو متلقي الطعوم الدهنية2. وتعد التضيقات الصفراوية غير الوصلية سبباً رئيسياً للمراضة والوفيات بعد زراعة الكبد. وقد تحدث هذه التضيقات في القنوات الصفراوية للمتبرع سواء خارج أو داخل الكبد، ويمكن أن يصاحبها تكون حمأة صفراوية وقوالب داخل القنوات3,4. ورغم الاعتقاد بأن مسببات التضيقات الصفراوية غير الوصلية متعددة العوامل، فقد تم تحديد إصابة نقص التروية/إعادة التروية للقنوات الصفراوية أثناء حفظ الطعم وزراعته كآلية أساسية كامنة2,5. كما تم تحديد زراعة طعم من متبرع بعد الوفاة الدورية كأحد أقوى عوامل الخطر لتطور التضيقات الصفراوية غير الوصلية. ويُعتقد أن الجمع بين فترة نقص التروية الدافئ في متبرع DCD، ونقص التروية البارد أثناء حفظ العضو، وإصابة إعادة التروية اللاحقة في المتلقي هو المسؤول عن الإصابة غير العكوسة للقنوات الصفراوية، والتي تؤدي، بالاقتران مع ضعف القدرة التجديدية للقنوات الصفراوية، إلى تندب ليفي وتضيق في القنوات الصفراوية بعد زراعة الكبد2,5. وقد تم الإبلاغ عن حدوث التضيقات الصفراوية غير الوصلية في ما يصل إلى 30% من المرضى الذين يتلقون كبداً من متبرع DCD6-8. وقد أصبح من الواضح أن الطريقة الحالية للتخزين البارد الساكن لطعوم الكبد المخصصة للزراعة غير كافية لأكباد المتبرعين وفق المعايير الموسعة المصابة مسبقاً مثل تلك القادمة من متبرعي DCD. لذا، هناك حاجة إلى طرق بديلة لزيادة وتحسين استخدام أكباد المتبرعين وفق المعايير الموسعة في عمليات الزراعة.
يعد التروية الآلية (MP) طريقة لحفظ الأعضاء قد توفر حفظاً أفضل للأعضاء المتبرع بها، مقارنة بالحفظ بالتبريد الساكن (SCS). وقد تكون التروية الآلية ذات صلة خاصة بحفظ الطعوم ذات المعايير الممتدة (ECD). ومن المزايا الهامة للتروية الآلية إمكانية تزويد الطعم بالأكسجين خلال فترة الحفظ. ويمكن إجراء التروية الآلية في درجات حرارة مختلفة، والتي صُنفت إلى تروية آلية خافضة للحرارة (0-10 °C)، وتروية آلية دون الطبيعية (10-36 °C)، وتروية آلية طبيعية الحرارة (36-37 °C) (NMP). وبناءً على درجة الحرارة المستخدمة في التروية الآلية، يجب تعديل نوع سائل التروية، ومع ارتفاع درجة الحرارة يجب توفير المزيد من الأكسجين. وقد استند التطبيق السريري الأول للتروية الآلية في زراعة الكبد البشري إلى التروية خافضة الحرارة دون أكسجة نشطة لسائل التروية9,10. وفي النماذج الحيوانية، ثبت أن التروية الآلية المؤكسجة خافضة الحرارة (0-10 °C) لها تأثيرات واقية ضد إصابة نقص التروية/إعادة التروية لطعوم الكبد11 وتوفر حفظاً أفضل للضفيرة الوعائية المحيطة بالقنوات الصفراوية12. كما دُرست التروية الآلية المؤكسجة دون الطبيعية عند 20 °C أو 30 °C في نماذج حيوانية، وأظهرت استعادة أسرع لوظيفة الطعم في أكباد المتبرعين بعد الوفاة بالتبرع الموجه (DCD)، مقارنة بالحفظ بالتبريد الساكن (SCS)13,14. وقد تم مؤخراً الإبلاغ عن جدوى التروية الآلية المؤكسجة دون الطبيعية للأكباد البشرية في سلسلة من سبعة أكباد بشرية متبرع بها تم استبعادها15. وتسمح التروية الآلية طبيعية الحرارة (NMP) (37 °C) بتقييم حيوية ووظائف الطعم قبل الزرع16,17. بالإضافة إلى ذلك، تسمح التروية الآلية بإعادة تدفئة تدريجية لطعم الكبد قبل الزرع، وهو ما ثبت أنه يسهل تعافي وإنعاش الطعم18.
يتيح جهاز التروية المستخدم في البروتوكول الحالي للتروية الآلية الكبدية إجراء تروية مزدوجة (عبر الوريد البابي والشريان الكبدي) باستخدام مضختين طرد مركزي، توفران تدفقاً بابياً مستمراً وتدفقاً شريانياً نابضاً. يتم التحكم في النظام عن طريق الضغط، مما يسمح بالتنظيم الذاتي للتدفق عبر الكبد، اعتماداً على المقاومة داخل الكبد. ويسمح وجود مُؤكسجين جهازين بغشاء من الألياف المجوفة بأكسجة الطعم الكبدي، بالإضافة إلى إزالة CO2. يمكن ضبط درجة الحرارة بناءً على النوع المقصود من التروية الآلية (الحد الأدنى لدرجة الحرارة 10 °C). ويتم عرض التدفق والضغط ودرجة الحرارة على الجهاز في الوقت الفعلي، مما يسمح بالتحكم المستمر في عملية التروية. تتوفر مجموعة جديدة ومعقمة تستخدم لمرة واحدة من الأنابيب والخزان والمؤكسجينات لتروية كل طعم (الشكل 1).
الهدف من هذا المقال المرئي هو تقديم بروتوكول خطوة بخطوة لعملية التروية الآلية بشرط درجة الحرارة الطبيعية ex situ للكبد البشري المتبرع به باستخدام جهاز تروية الكبد المطور حديثاً هذا.
الشكل 1: (أ) رسم تخطيطي، (ب) صورة لجهاز التروية، (ج) عرض مقرب لجهاز الأكسجة، و(د) المضخة الطاردة المركزية المستخدمة في التروية طبيعية الحرارة لأكباد المتبرعين البشر. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
تمت الموافقة على هذا البروتوكول من قبل لجنة الأخلاقيات الطبية (Medisch Ethische Toetsingscommissie) في المركز الطبي الجامعي بخرونينجن، هولندا.
1. تحضير سائل التروية
ملاحظة: يبلغ الحجم الإجمالي لسائل التروية الذي تم تحضيره للتروية الآلية متساوية الحرارة وفقاً لهذا البروتوكول 2,233 ml، والاسموزية المستهدفة لسائل التروية هي 302 mOsmol/L.
- من مكونات سائل التروية الموضحة في الجدول 1، احتفظ بكرات الدم الحمراء البشرية المكثفة والبلازما الطازجة المجمدة والألبومين البشري منفصلة. اخلط بقية المكونات بطريقة معقمة وخزن المحلول في كيس معقم لنقله إلى غرفة العمليات (OR). قم بإجراء ذلك في بيئة معقمة (ويفضل أن يكون مرفقاً يتبع ممارسات التصنيع الجيدة Good Manufacturing Practice) أو في خزانة تدفق صفائحي في غرفة استنبات.
| المكونات | الكمية |
| خلايا دم حمراء مركزة (هيماتوكريت 60%) | ٨٤٠ مل |
| بلازما طازجة مجمدة | ٩٣٠ مل |
| ألبومين بشري 200 جم/لتر (Albuman, Sanquin) | ١٠٠ مل |
| تغذية وريدية معدلة (Clinimix N17G35E, Baxter International Inc.) | 7.35 مل |
| فيتامينات متعددة للتسريب (Cernevit, Baxter international Inc.) | 7 μl |
| عناصر شحيحة مركزة للتسريب الوريدي (Nutritrace , B. Braun Melsungen AG) | 7.35 مل |
| مترونيدازول للحقن الوريدي (5 مجم/مل) (Flagyl, Sanofi-Aventis) | ٤٠ مل |
| سيفازولين 1,000 مجم، قارورة 5 مل مسحوق للحقن الوريدي (Servazolin, Sandoz) | ٢ مل |
| إنسولين سريع المفعول (100 وحدة دولية/مل) (Actrapid®, Novo Nordisk) | ٢٠ مل |
| جلوبيونات الكالسيوم، محلول وريدي 10%، 137.5 مجم/مل (Sandoz) | ٤٠ مل |
| H معقمة2أو | ٥١.٣ مل |
| محلول NaCl بنسبة 0.9% | 160 مل |
| محلول بيكربونات الصوديوم بتركيز 8.4% | 31 مل |
| هيبارين 5,000 وحدة دولية/مل للإعطاء الوريدي | ٤ مل |
| الإجمالي | ٢,٢٣٣ مل |
الجدول 1: مكونات سائل التروية16.
- انقل كريات الدم الحمراء البشرية المكدسة (840 ml)، والبلازما الطازجة المجمدة (930 ml)، والألبومين البشري 200 g/L (100 ml)، والمحلول الذي تم تحضيره في الخطوة 1.1 إلى غرفة العمليات ليتم إعطاؤها لجهاز التروية.
2. تحضير جهاز التروية
- أضف مكونات سائل التروية، بما في ذلك خلايا الدم الحمراء البشرية المكدسة، والبلازما المجمدة الطازجة، والألبومين البشري، والمحلول الذي تم تحضيره في الخطوة 1.1 إلى الجهاز عبر الموصل الموجود أعلى أجهزة الأكسجة، ثم قم بإزالة جميع فقاعات الهواء من الأنابيب.
- قم بتشغيل المضخة الوريدية واتبع تعليمات الشركة المصنعة الظاهرة على الشاشة. بعد ذلك، قم بتشغيل المضخة الشريانية واتبع تعليمات الشركة المصنعة الظاهرة على الشاشة.
- قم بتصفير مقاييس الضغط مقابل الضغط الجوي باتباع التعليمات الموجودة على الشاشة. يضمن ذلك أن يكون الضغط المقاس أثناء التروية هو الضغط الحقيقي عند مستوى الوريد البابي والشريان الكبدي.
- ابدأ عملية الأكسجة باستخدام غاز الكاربوجين (95% O2 + 5% CO2) بمعدل تدفق 4 L/min. سيتم تقسيم تدفق الهواء بين جهازي الأكسجة (2 L/min لكل جهاز أكسجة)، مما يؤدي إلى وصول pO2 إلى حوالي 60 kPa (أو 450 mmHg) في سائل التروية. بالنسبة لعمليات التروية الطويلة، يُنصح باستخدام مصادر منفصلة للأكسجين وثاني أكسيد الكربون؛ حيث يسمح ذلك بإجراء تعديلات طفيفة في نسبة O2/CO2، والتي يمكن استخدامها لضبط pH و pCO2 لسائل التروية.
- خذ عينة من سائل التروية لقياس غازات الدم بعد 15-20 min من تحضير الجهاز، وراقب pH والإلكتروليتات بناءً على ذلك.
ملاحظة: تأكد من التخلص من حوالي 3 ml من سائل التروية قبل أخذ العينات، لأن هذا السائل يتواجد في الأنابيب الطرفية ولا يمثل سائل التروية الموجود في النظام. أضف محلول بيكربونات الصوديوم بتركيز 8.4% لزيادة السعة التنظيمية (buffering capacity)، بهدف الوصول إلى pH فسيولوجي (7.35-7.45). على سبيل المثال، أضف 25-35 ml من محلول بيكربونات الصوديوم بتركيز 8.4%، وتحقق من مستويات pH والبيكربونات في سائل التروية عن طريق أخذ عينات لقياس غازات الدم على فترات منتظمة.
3. الحصول على أكباد المتبرعين وتحضيرها
ملاحظة: يتم الحصول على العضو باستخدام التقنية القياسية للتبريد in situ وغسله بسائل حفظ بارد (0-4 °C)19. ولتسهيل عملية تقنيّن الشريان، اترك جزءاً من الأبهر فوق الجذعي متصلاً بالشريان الكبدي (الشكل 2A).
- قم بغسل القنوات الصفراوية باستخدام سائل الحفظ (أي محلول جامعة ويسكونسن). ثم اربط القناة المرارية باستخدام خيط جراحي.
- قم بتعبئة العضو وتخزينه في حقيبة وصندوق قياسيين معقمين لأعضاء المتبرعين مع الثلج المجروش لنقله لاحقاً إلى مركز MP.
- ابدأ إجراءات طاولة التحضير (back table procedure) فور وصول كبد المتبرع إلى غرفة العمليات.
- خذ عينة لا تقل عن 10 ml من سائل الحفظ لإجراء الاختبارات الميكروبيولوجية.
- أزل الروابط الحجابية للمنطقة العارية من الكبد، بالإضافة إلى أي بقايا من عضلة القلب من الطرف العلوي للوريد الأجوف باستخدام مقص جراحي.
- قم بتشريح الشريان والوريد البابي باستخدام مقص التشريح واربط الفروع الجانبية باستخدام خيوط جراحية أو مشابك دموية (hemoclips).
- أغلق الطرف القاصي من قطعة الأبهر فوق الجذع باستخدام خيط أحادي الخيط غير قابل للامتصاص (مثل 3-0 Prolene). أدخل القنية الشريانية في الطرف الداني من الأبهر فوق الجذع وثبتها بالخيوط (الشكل 2A). استخدم القنية المتوفرة في العبوة المخصصة للاستخدام مرة واحدة والموردة من قبل الشركة المصنعة لجهاز التروية.
- أدخل القنية الوريدية في الوريد البابي وثبتها بالخيوط. استخدم القنية المتوفرة في العبوة المخصصة للاستخدام مرة واحدة. يبقى الوريد الكبدي بدون قنيّة.
- قم بغسل القناة الصفراوية بمحلول الحفظ. أدخل قسطرة سيليكون في القناة الصفراوية وثبتها بالخيوط.
ملاحظة: لا تدفع القسطرة بعمق شديد داخل القناة الصفراوية لأن ذلك قد يسبب إصابة للظهارة الصفراوية. - قم بغسل الكبد بمحلول 0.9% NaCl عبر قنية الوريد البابي كما يلي:
- إذا تم حفظ الطعم في محلول جامعة ويسكونسن كسائل حفظ، فاغسل الكبد بـ 2,000 ml من محلول 0.9% NaCl البارد (0-4 °C) متبوعاً بـ 500 ml من محلول 0.9% NaCl الدافئ (37 °C).
- إذا تم حفظ الطعم في محلول Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate كسائل حفظ، فاغسل الكبد بـ 1,000 ml من محلول 0.9% NaCl البارد (0-4 °C) متبوعاً بـ 500 ml من محلول 0.9% NaCl الدافئ (37 °C). والهدف من الغسل الدافئ هو منع حدوث انخفاض كبير في درجة حرارة سائل التروية.
- أجرِ الغسل الدافئ مباشرة قبل توصيل الكبد بجهاز التروية.
ملاحظة: حافظ دائماً على أن تكون المدة بين الغسل الدافئ وبدء NMP أقل من 1-2 min.
| خصائص المتبرعين (العدد = 12) | العدد (%) أو الوسيط (المدى الربيعي) |
| العمر (سنوات) | 61 (50-64) |
| الجنس (ذكر) | 8 (67%) |
| نوع المتبرع الوفاة بعد تبرع القلب بعد توقف الدورة الدموية، من النوع الثالث وفق تصنيف ماستريخت تفريغ الحاجز العازل | 10 (83%) 2 (17%) |
| مؤشر كتلة الجسم (BMI) | 27 (25-35) |
| سبب الرفض العمر في حالات الوفاة بعد التبرع المخطط له (DCD+) >٦٠ عاماً مؤشر كتلة الجسم المرتفع مع اضطراب التنسيق النمائي (DCD+) مجموعة من الأسباب المتنوعة لـ DCD+* التشحم الكبدي الشديد | 5 (41%) 3 (25%) 2 (17%) 2 (17%) |
| محلول حفظ محلول UW محلول HTK | 6 (50%) 6 (50%) |
| وقت نقص التروية الدافئ للمتبرع في حالات التبرع بعد الوفاة القلبية (دقيقة) | 14 (17 - 20) |
| زمن نقص التروية البارد (دقيقة) | 389 (458-585) |
| مؤشر مخاطر المتبرع (DRI) | 2.35 (2.01-2.54) |
الجدول 2: خصائص المتبرعين. * تاريخ من تعاطي المخدرات عن طريق الوريد لأحد المتبرعين، وانخفاض مستمر في مستويات sO2 <30% لدى متبرع آخر بعد سحب أجهزة دعم الحياة. الاختصارات: DCD، التبرع بعد الوفاة القلبية الوعائية؛ DBD، التبرع بعد الوفاة الدماغية؛ UW، محلول جامعة ويسكونسن؛ HTK، محلول هيستيدين-تريبتوفان-كيتوجلوتارات
الشكل 2: (A) صور لطعم كبد بشري من متبرع تم تحضيره على طاولة التحضير الخلفية و(B-D) تم ترويته لاحقاً بدرجة حرارة طبيعية. (A) يتم إدخال القُنَيّة الشريانية في الشريان الأورطي فوق الجذع وإدخال القُنَيّة الوريدية في الوريد البابي. يتم تركيب قُنَيّة في القناة الصفراوية باستخدام قسطرة صفراوية من السيليكون. (B) يتم وضع الكبد في غرفة الأعضاء بحيث يكون سطحه الأمامي موجهاً للأسفل وتُوصل القُنَيّات بأنابيب جهاز التروية. (C) بعد 30 min من بدء التروية الآلية بدرجة حرارة طبيعية. (D) بعد 6 hr من بدء التروية الآلية بدرجة حرارة طبيعية. أثناء العملية، تُغطى غرفة الأعضاء بغطاء شفاف للحفاظ على بيئة رطبة ومعقمة للكبد (غير موضح في هذه الصور). يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الشكل.
4. التروية الآلية في درجة الحرارة الطبيعية
- ضع الكبد في غرفة الأعضاء بحيث يكون السطح الأمامي مواجهاً للأسفل. قم بتوصيل الكبد فوراً بجهاز التروية المجهز عن طريق توصيل كانيولا الوريد البابي بأنبوب التدفق البابي لجهاز التروية وكانيولا الشريان بأنبوب التدفق الشرياني للجهاز.
- ابدأ التروية في كل من الجانبين البابي والشرياني باتباع تعليمات الشركة المصنعة الظاهرة على الشاشة. اضبط متوسط الضغط الشرياني عند 70 mmHg ومتوسط الضغط الوريدي البابي عند 11 mmHg.
- خذ عينات من سائل التروية كل 30 min للتحليل الفوري لمعاملات غازات الدم (pO2، pCO2، sO2، HCO2- و pH) والمعاملات الكيميائية الحيوية (الغلوكوز، والكالسيوم، واللاكتات، والبوتاسيوم، والصوديوم) باستخدام محلل غازات الدم التقليدي. تأكد من التخلص من حوالي 3 ml من سائل التروية قبل أخذ العينات، حيث أن هذا السائل موجود في الأنابيب الطرفية ولا يمثل سائل التروية الموجود في النظام.
- لأخذ هذه العينات، اسحب سائل التروية باستخدام حقنة سعة 1 ml من موصلات أخذ العينات التي تشكل جزءاً من مجموعة الأنابيب ذات الاستخدام الواحد الخاصة بجهاز التروية. استخدم حقنة جديدة لكل عينة وقم بإزالة أي فقاعات هواء من الحقنة فور سحب سائل التروية. ثم أدخل الحقنة في محلل غازات الدم واتبع تعليمات الشركة المصنعة الواردة في دليل المحلل.
- اجمع البلازما من سائل التروية، وقم بتجميدها وتخزينها عند -80 °C لتقدير الفوسفاتاز القلوي (AlkP)، وغاما-غلوتاميل ترانسفيريز (gamma-GT)، وألانين أمينو ترانسفيريز (ALT)، واليوريا، والبيليروبين الكلي. اجمع البلازما بعد 5 min من طرد مركزي لسائل التروية عند 1,500 x g و 4 °C.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
تم استخدام 12 كبداً بشرية تم رفضها لعمليات الزرع لأسباب مختلفة بعد الحصول على موافقة مستنيرة للبحث من عائلات المتبرعين. تم وصف خصائص المتبرعين في الجدول 2. خضعت أكباد المتبرعين البشرية لتروية في درجة حرارة طبيعية لمدة 6 hr باستخدام البروتوكول الموضح في هذه الورقة. تم تقييم جودة طعوم الكبد من خلال مراقبة التجانس العياني لتروية الكبد (الشكل 2A-D). كما تم تقييم الديناميكا الدموية للأكباد عن طريق مراقبة التغيرات في التدفقات الشريانية والبابية. لوحظت زيادة أو...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
يوفر هذا الفيديو بروتوكولا خطوة بخطوة للتروية الآلية الحرارية للكبد من المتبرعين البشريين باستخدام جهاز يتيح التحكم في الضغط التروية المزدوجة عبر الشريان الكبدي والوريد البابي. أثناء اتباع هذا البروتوكول ، لم تحدث أعطال فنية لآلة التروية وكانت جميع الطعوم مثقوبة جيدا ومؤكسجة جيدا. كان للكبد المنسوب خارج الموقع ديناميكا دموية مستقرة وكانت نشطة من الناحية الأيضية ، كما هو محدد من خلال إنتاج الصفراء16،17.
هذا بروتوكول راسخ للتروية الآلية لكبد المتبرع البشري. تتمتع هذه التقنية ...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
ليس لدى مؤلفي هذه المخطوطة أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.
شكر وتقدير
تم دعم هذا العمل البحثي ماليا من خلال المنح المقدمة من Innovatief Actieprogramma Groningen (IAG-3) و Jan Kornelis de Cock Stichting و Tekke Huizingafonds ، وكلها في هولندا. نحن نقدر جميع منسقي زراعة الأعضاء الهولنديين لتحديد الكبد المهملة المحتملة والحصول على موافقة مستنيرة.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
مساعدة المساعدة في
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| الكبد على الأعضاء | على الزراعة العضوية. Li.Li.140 | جهاز التروية | |
| حزمة مساعدة الكبد القابل للتصرف | مساعدة الأعضاء | OA. Li.DP.540 | مجموعة يمكن التخلص منها وقنيات |
| ميريديث رقم 8 | Vygon Nederlands BV | 1362082 | قنية القناة الصفراوية |
| ألبومين بشري 200 جم / لتر / ألبومان | سانكوين | 15522598 | 100 مل |
| تغذية وريدية معدلة | باكستر نيدرلاند بي في | N14G30E | 7.35 مل |
| من الفيتامينات المتعددة للتسريب / CERNEVIT | Baxter International Inc. | 9800927 | 7 & ل |
| العناصر النزرة المركزة للتسريب / NUTRITRACE | B. Braun Melsungen AG | 14811332 | 7.35 مل |
| ميترونيدازول 5 مجم / مل | باكستر نيدرلاند بي في. | 98181882 | 40 مل |
| سيفازولين / سيرفازولين | ساندوز بي في | 15611337 | 2 مل |
| أنسولين سريع المفعول | بائعين مختلفين | 20 مل | |
| جلوبيونات الكالسيوم ، محلول وريدي 10٪ ، 137.5 مجم / مل | Sandoz | 97038695 | 40 مل |
| معقم H2< / sub>O | Fresenius Kabi Nederland B.V. | 98084453 | 51.3 مل |
| كلوريد الصوديوم 0.9٪ | باكستر نيدرلاند بي | 15262510 | 160 مل |
| من الهيبارين 5,000 IE / مل للإدارة IV | LEO Pharma BV | 98026178 | 4 مل |
| بيكربونات الصوديوم 8.4٪ | B. Braun Melsungen AG | 97973874 | تعتمد الكمية على درجة الحموضة |
| خلايا الدم الحمراء المعبأة (في SAGM) بنك | الدم (Sanquin) | N0012000 750 مل | |
| بنك الدم بالبلازما الطازجة المجمدة | (Sanquin) | N04030A0 / N04030B0 | 900 مل |
المراجع
- Plaats, A., et al. Hypothermic machine preservation in liver transplantation revisited: Concepts and criteria in the new millennium. Ann. Biomed. Eng. 32 (4), 623-631 (2004).
- op den Dries, S., Sutton, M. E., Lisman, Y., Porte, R. J. Protection of bile ducts in liver transplantation: Looking beyond ischemia. Transplantation. 92 (4), 373-379 (2011).
- Seehofer, D., Eurich, D., Veltzke-Schlieker, W., Neuhaus, P. Biliary complications after liver transplantation: Old problems and new challenges. Am. J. Transplant. 13 (2), 253-265 (2013).
- Buis, C. I., et al. Nonanastomotic biliary strictures after liver transplantation, part 1: Radiological features and risk factors for early vs. late presentation. Liver. Transpl. 13 (5), 708-718 (2007).
- Karimian, N., op den Dries, S., Porte, R. J. The origin of biliary strictures after liver transplantation: Is it the amount of epithelial injury or insufficient regeneration that counts. J. Hepatol. 58 (6), 1065-1067 (2013).
- Gastaca, M. Biliary complications after orthotopic liver transplantation: A review of incidence and risk factors. Transplant. Proc. 44 (6), 1545-1549 (2012).
- Sanchez-Urdazpal, L., et al. Ischemic-type biliary complications after orthotopic liver transplantation. Hepatology. 16 (1), 49-53 (1992).
- Dubbeld, J., et al. Similar liver transplantation survival with selected cardiac death donors and brain death donors. Br. J. Surg. 97 (5), 744-753 (2010).
- Guarrera, J. V., et al. Hypothermic machine preservation in human liver transplantation: The first clinical series. Am. J. Transplant. 10 (2), 372-381 (2010).
- Henry, S. D., et al. Hypothermic machine preservation reduces molecular markers of ischemia/reperfusion injury in human liver transplantation. Am. J. Transplant. 12 (9), 2477-2486 (2012).
- Schlegel, A., Rougemont, O., Graf, R., Clavien, P. A., Dutkowski, P. Protective mechanisms of end-ischemic cold machine perfusion in DCD liver grafts. J. Hepatol. 58 (2), 278-286 (2013).
- op den Dries, S., et al. Hypothermic oxygenated machine perfusion prevents arteriolonecrosis of the peribiliary plexus in pig livers donated after circulatory death. PLoS. One. 9 (2), e88521(2014).
- Tolboom, H., et al. Subnormothermic machine perfusion at both 20 degrees C and 30 degrees C recovers ischemic rat livers for successful transplantation. J. Surg. Res. 175 (1), 149-156 (2012).
- Gringeri, E., et al. Subnormothermic machine perfusion for non-heart-beating donor liver grafts preservation in a swine model: A new strategy to increase the donor pool? Transplant. Proc. 44 (7), 2026-2028 (2012).
- Bruinsma, B. G., et al. Subnormothermic machine perfusion for ex vivo preservation and recovery of the human liver for transplantation. Am. J. Transplant. 14 (6), 1400-1409 (2014).
- op den Dries, S., et al. Ex vivo normothermic machine perfusion and viability testing of discarded human donor livers. Am. J. Transplant. 13 (5), 1327-1335 (2013).
- Sutton, M. E., et al. Criteria for viability assessment of discarded human donor livers during ex vivo normothermic machine perfusion. PLoS. One. 9 (11), (2014).
- Minor, T., Efferz, P., Fox, M., Wohlschlaeger, J., Luer, B. Controlled oxygenated rewarming of cold stored liver grafts by thermally graduated machine perfusion prior to reperfusion. Am. J. Transplant. 13 (6), 1450-1460 (2013).
- Makowka, L., et al. Surgical technique of orthotopic liver transplantation. Gastroenterol. Clin. North. Am. 17 (1), 33-51 (1988).
- Hansen, T., et al. Histological examination and evaluation of donor bile ducts received during orthotopic liver transplantation--a morphological clue to ischemic-type biliary lesion? Virchows Arch. 461 (1), 41-48 (2012).
- Monbaliu, D., Brassil, J. Machine perfusion of the liver: Past, present and future. Curr. Opin. Organ. Transplant. 15 (2), 160-166 (2010).
- Oldani, G., et al. Pre-retrieval reperfusion decreases cancer recurrence after rat ischemic liver graft transplantation. J. Hepatol. 61 (2), 278-285 (2014).
- Tromans, D. Temperature and pressure dependent solubility of oxygen in water: A thermodynamic analysis. Hydrometallurgy. 48 (3), 327-342 (1998).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
