انتشار النقيلي من السرطان هو السبب الرئيسي للوفيات المرتبطة بالسرطان. ونحن نقدم وصفا متعمقة لمنهجية عملية جراحية بقائنا لإنشاء نظام نموذجي الماوس مسانج مثلي "المريض مثل" لدراسة آليات الانبثاث في أورام الجهاز الصلبة.
يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية
مقالة منهجية
A "المريض مثل" مثلي مسانج نموذج الفأر من سرطان الكبد الانبثاث
في هذه المقالة
ملخص
الملخص
غالبية الوفيات المرتبطة بالسرطان ناتجة عن ورم خبيث للسرطان وليس الورم الأولي نفسه. ومع ذلك ، لا تزال الآليات الكامنة وراء ورم خبيث للسرطان غير واضحة. النماذج الحيوانية ضرورية لتوضيح الآليات وتقييم الاستراتيجيات الجديدة لعلاج السرطانات النقيلية. هنا ، يتم توفير وصف متعمق لنموذج فأر متجانسي تقويم العظام "يشبه المريض" لاستكشاف آليات ورم خبيث لأورام الأعضاء الصلبة. تم وصف الزرع الجراحي للبقاء على قيد الحياة لخلايا سرطان الخلايا الكبدية للفأر BNL 1ME A.7R.1 مباشرة في الكبد (العضو الأصلي) لسلالة فأر المختبر المختصة بالمناعة من النوع البري الفطري ، BALB / c. يوصي نجاح هذه المنهجية وقابليتها للتكرار باستخدامها على نطاق واسع في توضيح الآليات البيولوجية لورم خبيث سرطان الأعضاء الصلبة.
المقدمة
سرطان الخلايا الكبدية (HCC) هو أحد أكثر أنواع السرطان فتكا ، مع سوء التشخيص وانخفاض متوسط العمر المتوقع. ترجع جميع الوفيات المرتبطة بالسرطان تقريبا إلى الانتشار النقيلي للمرض من العضو الأصلي إلى الأعضاء البعيدةالإضافية 2-6. تطور سرطان الكبد هو عملية معقدة. لذلك ، فإن القدرة على نمذجة البيئة المكروية للورم الموجودة بشكل طبيعي في سرطان الكبد النقيلي في النماذج الحيوانية يمكن أن تكون طريقة ناجحة ومفيدة للكشف عن الآليات ذات الصلة في البشر. 7لسوء الحظ ، لا تزال آليات ورم خبيث السرطان غير واضحة إلى حد كبير. لذلك ، هناك حاجة لإنشاء نماذج حيوانية تمكننا من توضيح الآليات الجزيئية الأساسية لنقائل السرطانات مثل سرطان الكبد3،5.
تعد أنظمة نماذج الفأر نهجا مفيدا للغاية لتحديد الآليات وتقييم الاستراتيجيات الجديدة لعلاج السرطانات البشرية النقيلية5،8. تعد أنظمة نماذج الفئران المختلفة الموجودة حاليا دليلا على جهود الباحثين لتصوير تعقيد المرض بشكل صحيح5،8،9.
استخدم Ogunwobi وزملاؤه مؤخرا نهجا جراحيا للبقاء على قيد الحياة لإثبات إنشاء نموذج فأر متجاني جديد لتقويم العظام لدراسة ورم خبيث في سرطان الكبد3. أنشأ عملهم نموذجا للفأر "يشبه المريض" يلخص ميزات HCCs العدوانية والنقيلية3. كما أظهروا أنه يمكن استخدام نظام نموذج الفأر هذا لدراسة بيولوجيا الخلايا السرطانية المنتشرة ، وأن هذا ينطوي على إمكانية اكتساب رؤى جديدة حول آليات ورم خبيث للسرطان3.
الهدف من هذه الورقة هو وصف المنهجية المستخدمة بالتفصيل في إنشاء نموذج الفأر المتجاني التقويمي "الشبيه بالمريض" لرم خبيث سرطان الكبد3. سيتم وصف منهجية كيفية زرع خلايا سرطان الكبد من الفأر BNL 1ME A.7R.1 مباشرة في الكبد (العضو الأصلي) لسلالة فأر المختبر المناعية الفطرية من النوع البري ، BALB / c3 باستخدام جراحة البقاء على قيد الحياة. على عكس نماذج الأورام الأخرى للطعم الخارجي للفأر حيث يتم زرع الخلايا السرطانية البشرية في الفئران التي تعاني من نقص المناعة ، فإن هذا النظام متزامن وبالتالي فهو مناسب لدراسة دور الجهاز المناعي في ورم خبيث3،5،8. من المحتمل أن يكتسب هذا النهج استخداما واسع النطاق لدراسة آليات ورم خبيث في سرطانات الأعضاء الصلبة.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
البروتوكول
بيان الأخلاق
وقد وافق جميع الدراسات على الحيوانات من قبل اللجنة المؤسسية رعاية الحيوان واستخدام (IACUC) من كلية هنتر في جامعة مدينة نيويورك.
ملاحظة: استخدمت ثمانية BALB / ج الفئران في هذا الإجراء التجريبي. تم زرع خمسة BALB / ج الفئران مع 5 X 10 6 BNL 1ME A.7R.1 الماوس خلايا سرطان الكبد لإنتاج الأورام الأولية. واستخدمت ثلاثة الفئران BALB / ج بدون زرع والضوابط. BNL 1ME A.7R.1 هو الكبد خط خلية سرطان الفئران التي كانت التي يجنيها التحول الكيميائي من غير مكون للأورام الخلية الكبدية خط الفئران BNL CL.2. تم الحصول على BNL 1ME A.7R.1 من نوع الثقافة مجموعة أمريكا (آي تي سي سي).
1. ما قبل الجراحة
- تأكد من أن الفئران لجميع العمليات الجراحية البقاء في صحة جيدة. للتأكد من أن الفئران هي صحية، وفحص علامات الجفاف التي كتبها خيام من الجلد. لا تستخدم الفئران مع أي دليل على مرض أو دistress في هذه التجارب.
- وزن الفئران للتأكد من أنهم ليسوا ناقصي الوزن. تأكد من أن الوزن هو 16-20 غراما على الأقل.
- إعداد 5 × 10 6 BNL 1ME A.7R.1 خلايا فأر HCC لزرع في الماوس:
- وسائل الإعلام نضح من 10 مل 60٪ - 70٪ طبق خلية ثقافة متكدسة من BNL 1ME خلايا HCC A.7R.1 الماوس. يغسل مرتين مع 5 مل PBS. إضافة 2 مل من التربسين إلى الطبق واحتضان عند 37 درجة مئوية في حاضنة ترطيب مع الهواء و 5٪ CO 2 لمدة 5 دقائق.
- وفي وقت لاحق، ماصة 10 ميكرولتر trypsinized الخلايا في عدادة الكريات يدوية لفرز الخلايا تحت المجهر في التكبير من 10X. عد العدد الكلي للخلايا الموجودة في أربعة مربعات زاوية كبيرة ومضاعفة عامل التخفيف من العدد الكلي للخلايا. ثم، القسمة على عدد من الساحات عد وضرب من قبل 10 6 للتركيز الخلية (الخلايا لكل مل).
- باستخدام حساب، جمع 5 ملايين الخلايا في الماوس في عقيمة1.5 مل أنابيب microcentrifuge. تسمية 1.5 مل أنابيب microcentrifuge.
- Resuspend و5 × 10 6 خلايا BNL 1ME A.7R.1 الماوس HCC في 100 ميكرولتر من الفوسفات مخزنة المالحة (PBS). الحفاظ على هذه الخلايا على الجليد حتى زرع في الجراحة.
- أداء الأنشطة المطلوبة لإعداد الفئران لإجراء عملية جراحية مثل تحريض التخدير والشعر قصاصات بعيدا عن المعدات والمواد المعقمة لتجنب التلوث.
- حمل التخدير العام في الفئران عن طريق استنشاق الأيزوفلورين استخدام المرذاذ الأيزوفلورين جنبا إلى جنب مع الأكسجين بتركيز معدل تدفق ثابت من 1 L لكل دقيقة (تقريبا 2.1٪). ملاحظة: هذا النظام هو الاعتماد على الذات، ويشمل المرذاذ الدقة، وإمدادات الأكسجين وعلبة الفحم الذي يرتبط دارة التنفس حاجة للغاز / مخدر الكسح.
- ضمان التخدير كافية لمنع الحيوانات من الألم أثناء خضوعه لعملية جراحية. أداء إصبع القدم قرصة ومراقبة الحيوان لغير respon-siveness لتأكيد التخدير.
- في ذلك الوقت، والتحول خط صمام، وختم لمنطقة الجزاء، ومفتوحة للمخروط الأنف.
- بمجرد أن يتم تخدير الماوس، وتطبيق كمية صغيرة من مرهم للعين لالقرنيات كإجراء وقائي من الجفاف والتلف.
- وفي وقت لاحق، نقل الحيوان إلى منطقة التحضير، مع مخروط الأنف وضعها بشكل صحيح ومتصل (للتخدير الصيانة). إعداد الموقع للشق الجراحي لعملية جراحية قبل إزالة الشعر في هذا المجال التحضير.
- تأكد من أن مجال الجراحة في مكان خال من كل نشاط آخر.
- تأكد من أن سطح العمل هو قوي وتعقيم مناسب، unsoiled وقبل الجراحة خالية من الفوضى. وضع قطعة معقمة من الكتان أو علبة الجراحية أكثر من ذلك.
- تأكد من أن حقل من المنطوق متاح للأشخاص فقط تنفيذ عملية جراحية. تأكد من أن غرفة العمليات الجراحية يتم تنظيفها واجتاحت مع نظافة المناسبة ورش مع disinfe المناسبctant.
- تأكد من وضعه أيضا بعيدا عن الأبواب والنوافذ كما تيارات الهواء يمكن أن ينتشر الغبار مما يؤدي إلى تلوث الموقع.
- إجراء الجراحة البقاء على قيد الحياة مع أدوات معقمة. إما نقع الصكوك في مطهر وفقا لتوصية الشركة الصانعة أو الأوتوكلاف. استخدم مستلزمات معقمة الأساسية التي هي جاهزة للاستخدام.
- أدوات منفصلة وفقا لوظيفة للمساعدة في منع التلوث من المناطق العقيمة.
- يحلق حوالي 1 بوصة حول موقع شق (شق خط الوسط) للوصول إلى كبد الحيوان. إزالة الشعر من الحيوانات بعيدا عن موقع الجراحة.
- بعد الحلاقة، فرك المنطقة مع مطهر والصابون (betadine فرك الجراحية) وغسل مطهر الزائد بعيدا مع حل PBS العقيمة. تنفيذ هذا عدة مرات، مع عملية فرك كامل دائم حوالي 5 دقائق. إزالة والتخلص من القفازات المستخدمة.
- بعد ذلك، تغيير الملابس الواقية مثل surgicآل ثوب، أعلى فرك، وقناع الوجه. المقبل، تطهير الأيدي بمحلول فرك الصحيح قبل وضع القفازات الجراحية. ملاحظة: هذه هي خطوة ضرورية لمنع سفك وتلويث موقع الجراحية مع الملوثات المحتملة.
2. جراحة
- توفير مصدر الحرارة الخارجية للدفء طوال فترة التخدير. قد تواجه بعض الحيوانات انخفاض حرارة الجسم بسبب التخدير يسبب اضطرابات الحراري. وبالتالي، والحفاظ على درجة حرارة الجسم.
- وضع الماوس على ظهرها طوال الجراحة.
- إصلاح أطرافه الصدارة، أطرافه الخلفية وذيل الماوس إلى طاولة الجراحة مع قطعة من الأشرطة الجراحية.
- جعل شق خط مستقيم أقل شأنا على الفور إلى xyphisternum.
- استخدام الذاتي الاحتفاظ ضام جراحي معقم لفضح الكبد.
- مع حقنة ذات إبرة 20G، ببطء وبعناية ضخ 100 ميكرولتر من برنامج تلفزيوني يحتوي على 5 × 10 6 BNL 1ME A.7R.1خلايا فأر HCC في الفص الأيمن من الكبد.
- بعد إزالة الإبرة، وتطبيق مسحة القطن المعقم لمدة 1 دقيقة على الأقل لوقف أي نزيف محتمل بسبب ارتفاع الأوعية الدموية للكبد.
- إغلاق الأنسجة تحت الجلد مع خياطة للامتصاص تليها إغلاق الجلد باستخدام مقاطع الجراحية. وفي وقت لاحق، وتنظيف الجرح مرة أخرى مع betadine فرك. ملاحظة: وهذا يضمن إغلاق الجروح.
- تحت الجلد تعطي 100 ميكرولتر من محلول ملحي.
3. ما بعد الجراحة
- مباشرة بعد عملية جراحية، ونقل الماوس إلى قفص نظيفة مع بطاقة الهوية بعد الجراحة لإعلام القائمين على شرط الماوس. توفير الغذاء والماء. ملاحظة: في تجربتنا، والفأر الذي خضع لعملية جراحية فقط سوف يحقق نتائج أفضل إذا يضم وحده مع الغذاء الرطب والماء لفترة أولية 24 ساعة بعد الجراحة.
- الحفاظ على الحارة الحيوان مع مصباح الحرارة التي تولد الحرارة لا يتجاوز 38 درجة مئوية. Uحد ذاتها ترمومتر لقياس درجة الحرارة حتى يتم استرداد الماوس بشكل كامل.
- بيت الحيوانات في قفص ويفضل مع الفراش ورقة لضمان الراحة.
- بعد الانتعاش الأولي، ومراقبة الحيوانات لعلامات الانزعاج، والنزيف والألم والضيق. إعطاء البوبرينورفين (0.05 -0.1 ملغم / كغم) لتخفيف الألم. تراقب عن كثب النشاط والسلوك والمظهر، وكذلك استهلاك الماء والغذاء لحوالي 2 ساعة. إذا العيادات الخارجية، نقل الحيوان إلى منطقة للسكن العادي العادي من الفئران ومواصلة رصد في فترات 12/06 ساعة لمدة 24 ساعة بعد الجراحة. إجراء فحص الوزن إذا رغبت في ذلك.
- ولكن إذا كان الحيوان هو وجود قضايا يتعافى، واتخاذ إجراءات الرعاية الداعمة المناسبة. إذا الفئران غير قادرة على التعافي، الموت ببطء إنسانية الفئران عبر CO 2 الخنق وخلع عنق الرحم. اتباع المبادئ التوجيهية المؤسسية المعتمدة للقتل الرحيم.
- بعد الجراحة، لفحص الأدلة السريرية من HCC التي عادة ما تكون observabلو خفض كبير كما في حالة الجسم النتيجة. ملاحظة: عند هذه النقطة، والورم الرئيسي المحتمل وضعت في الكبد، وقد الودائع المتنقل المرجح ضعت في الرئتين.
- عند هذه النقطة، تضحية بكل الفئران (التجريبية والضابطة) تشارك في التجربة التي كتبها القتل الرحيم إنسانية. تعرض الفئران لثاني أكسيد الكربون الاختناق: ببطء شديد الافراج عن ثاني أكسيد الكربون في الغرفة خلال الفترة من 5 -10 دقائق. وهذا سوف يسبب توقف التنفس.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
النتائج
تم زرع كبد BALB / ج الفئران مع 5 × 10 6 BNL 1ME A.7R.1 خلايا فأر HCC. والأدلة السريرية التنمية HCC يمكن ملاحظتها 63 أيام بعد الجراحة. ونتيجة لذلك، الموت الرحيم كانت الفئران إنسانية. تم إجراء تشريح على الفئران الموت الرحيم. كانت مقطوعة الرئتين والكبد وتم إجراء الفحص الإجمالي دقيق لتحديد الأورام العيانية. في الماوس واحد، لوحظ وجود ورم سطحي على سطح الكبد مع بعض التعلق جدار البطن (الشكل 1A). في ماوس الثاني، وقد لوحظ تضخم الكبد تبحث بشكل غير طبيعي. الشذوذ تب...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المناقشة
في هذه المقالة يتم إعطاء وصف متعمقة للطريقة التي تم الإبلاغ عنها مؤخرا من قبل Ogunwobi وزملاؤه من إنشاء الناجح لنموذج الفأر مسانج مثلي من سرطان الكبد ورم خبيث (الشكل 2) 3. معدل تأخذ من أورام لهذا الإجراء مرتفع عموما. وقد لاحظنا سابقا بمعدل اتخاذ الورم من 100٪ 3. ومع ذلك، يمكن للمعدل تأخذ تكون متغيرة تبعا لاختصاص المحقق. في التجربة الأخيرة التي يقوم بها طالب دراسات عليا جديد تحت التدريب، كان معدل أخذ الورم منخفضة تصل إلى 40٪. وعلى الرغم من إنه...
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
الإفصاحات
يعلن المؤلفون أنه ليس لديهم مصالح مالية متنافسة.
شكر وتقدير
نود أن نشكر باسكال دوبوا على تدقيق المقال. يود المؤلفون أيضا أن يشكروا موظفي منشأة في كلية هانتر بجامعة مدينة نيويورك. تم دعم هذا العمل بمنحة من المعاهد الوطنية للصحة RCMI لكلية هانتر.
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
المواد
| الاسم | الشركة | رقم فهرسي | التعليقات |
|---|---|---|---|
| ملاقط تشريح دقيقة | Roboz | (RS-5040) | طرف 0.20 × 0.12 مم |
| ملقط تشريح دقيق Graefe ، طرف منحني مسنن | Roboz | (RS-5111) | أسنان 1 × 2 ، عرض الطرف المنحني 0.6 مم |
| ضام تشريح دقيق - أجريكولا (3 × 3 شوكات) Roboz | (RS-6501) | حاد 3 × 3 شوكات ، عمق 4 مم ، منتشر 25 مم | |
| ضام تشريح دقيق - Goldstein (3 × 3 شوكات) | Roboz | (RS-6503) | حادة ، 3 × 3 شوكات ، عمق 4 مم ، منتشرة 19 مم |
| جيمسون الفرجار (يقيس الأورام) | Roboz | (RS-6466) | مقياس 80 مم / 3 بوصة ، مطلي بالكروم & nbsp ؛ |
| مقص تشريح دقيق ، مقصات حلقة كبيرة ، شفرات مستقيمة وحادة | من Roboz | (RS-5852 | 23 مم ، طولها 4 بوصات ، سيقان مسطحة وحلقات كبيرة |
| مشرط مع شفرات ، لإجراءات التشريح الدقيقة | Roboz | (RS-9861-36) | |
| مقبض مشرط ؛ | Roboz | (RS-9884) | صلبة |
| Littauer غرزة Sissors | Roboz | (RS-7074) | طول 4.5 بوصة |
| حامل إبرة بني ، لسهولة ربط الخياطة | Roboz | (RS-7960) | الفك المحدب ، المسننات الدقيقة |
| مشابك الجرح الانعكاسية 7 مم مع منعكس 7 كليب التطبيق | Roboz | (RS-9262) | طريقة بديلة آمنة وآمنة لإغلاق الجرح |
| صينية الصك والغطاء | Roboz | RT-1350S | |
| مقص صغير بشفرة قابلة للفصل | Roboz | (RS-5903) | |
| Germinator 500 (Germ Terminator) معقم جاف | Roboz | Ds-400 ، Ds-401 ، DS-501 | لإزالة التلوث السريع لأدوات التشريح الدقيقة. تطهير الأدوات في غضون 15 ثانية. |
| إبر الحقن المجهري | VWR | BD305125 | 25G إبرة |
المراجع
- Sheng, W., et al. Capture, release and culture of circulating tumor cells from pancreatic cancer patients using an enhanced mixing chip. Lab on a Chip. 14, 89-98 (2014).
- Ogunwobi, O. O., Liu, C. Therapeutic and prognostic importance of epithelial-mesenchymal transition in liver cancers: insights from experimental models. Critical Reviews in Oncology/Hematology. 83, 319-328 (2012).
- Ogunwobi, O. O., Puszyk, W., Dong, H. J., Liu, C. Epigenetic upregulation of HGF and c-Met drives metastasis in hepatocellular carcinoma. PloS One. 8, e63765(2013).
- Ogunwobi, O. O., Liu, C. Hepatocyte growth factor upregulation promotes carcinogenesis and epithelial-mesenchymal transition in hepatocellular carcinoma via Akt and COX-2 pathways. Clinical and Experimental Metastasis. 28, 721-731 (2011).
- Fujiwara, S., et al. A novel animal model for in vivo study of liver cancer metastasis. World Journal of Gastroenterology : WJG. 18, 3875-3882 (2012).
- Wirtz, D., Konstantopoulos, K., Searson, P. C. The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis. Nature Reviews Cancer. 11, 512-522 (2011).
- Heindryckx, F., Colle, I., Van Vlierberghe, H. Experimental mouse models for hepatocellular carcinoma research. International Journal of Experimental Pathology. 90, 367-386 (2009).
- Zhang, L., et al. An in vivo mouse model of metastatic human thyroid cancer. Thyroid Official Journal of the American Thyroid Association. 24, 695-704 (2014).
- Menezes, M. E., et al. Genetically engineered mice as experimental tools to dissect the critical events in breast cancer. Advances in Cancer Research. 121, 331-382 (2014).
- Ogunwobi, O. O., Wang, T., Zhang, L., Liu, C. Cyclooxygenase-2 and Akt mediate multiple growth-factor-induced epithelial-mesenchymal transition in human hepatocellular carcinoma. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 27, 566-578 (2012).
- Hanahan, D., Weinberg, R. A. The hallmarks of cancer. Cell. 100, 57-70 (2000).
- Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nature Reviews Cancer. 2, 563-572 (2002).
- Kim, M. Y., et al. Tumor self-seeding by circulating cancer cells. Cell. 139, 1315-1326 (2009).
- Stolpe, A., Pantel, K., Sleijfer, S., Terstappen, L. W., den Toonder, J. M. Circulating tumor cell isolation and diagnostics: toward routine clinical use. Cancer Research. 71, 5955-5960 (2011).
- Saad, F., Pantel, K. The current role of circulating tumor cells in the diagnosis and management of bone metastases in advanced prostate cancer. Future Oncology. 8, 321-331 (2012).
الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.
إعادة الطباعة والأذونات
