مقالة منهجية

مقيدة المحفظة عائق النمذجة باستخدام تقنية Photothrombotic

DOI:

10.3791/53281

⸱

يونيو 2, 2016

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Science and Engineering, Gwangju Institute of Science and Technology, 2Department of Pathology, Chonnam National University Medical School, 3Departement of Neurosurgery, Presbyterian Medical Center

في هذه المقالة

ملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

توضح هذه المخطوطة تقنية نمذجة احتشاء المحفظة. نحن هنا تستخدم تقنية photothrombotic تعديل مع كثافة منخفضة من الضوء بعد رسم الخرائط الهدف ما قبل الجراحة. باستخدام هذه التقنية، أنشأنا المحفظة نموذج احتشاء مقيدة يعانون من إعاقة حركية مستمرة.

الملخص

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

تتطلب الزيادة الأخيرة في معدل انتشار سكتة دماغية المادة البيضاء بحثا محددا في هذا المجال. ومع ذلك ، فإن عدم وجود نموذج حيواني ذي صلة بسكتة دماغية المادة البيضاء قد أعاق التحقيقات البحثية. هنا ، نصف طريقة جديدة لإنشاء احتشاء محفظة محفظة تقلل من الضرر الذي يلحق بهياكل المادة الرمادية المجاورة. استخدمنا التتبع العصبي قبل الجراحة مع بروتين الفلورسنت الأخضر المرتبط بالفيروس الغدي (AAV-GFP) لتحديد التنظيم الجسدي لمنطقة الطرف الأمامي داخل الكبسولة الداخلية. يساهم تعديل شدة الضوء بناء على الخصائص البصرية المختلفة للمادة الرمادية والبيضاء في التدمير الانتقائي للمادة البيضاء مع الحفاظ النسبي على المادة الرمادية. يتيح تحديد المواقع الدقيقة للواجهة البصرية العصبية تدمير منطقة الطرف الأمامي بأكملها في الكبسولة الداخلية ، مما يؤدي إلى عجز حركي ملحوظ ومستمر. وبالتالي ، تنتج هذه التقنية آفات احتشاء محفظة قابلة للتكرار بدرجة عالية مع عجز حركي مستمر. سيكون النموذج مفيدا ليس فقط لدراسة سكتة دماغية المادة البيضاء (WMS) على المستويات السلوكية والدوئية والخلوية ، ولكن أيضا لتقييم فائدتها لتطوير تدخلات علاجية وتأهيلية جديدة.

المقدمة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

حتى وقت قريب، و "السكتة الدماغية المادة الرمادية (GMS) نماذج" استخدمت حصرا لفهم الفيزيولوجيا المرضية من السكتة الدماغية وتوجيه تطوير علاجات جديدة. ومع ذلك، كان هناك انتشار متزايد من السكتة الدماغية التي تصيب المادة البيضاء تحت القشرية في الأفراد المسنين، التي تشكل 15-25٪ من كل السكتات الدماغية 1،2. وقد أجريت العديد من الدراسات حول السكتة الدماغية باستخدام نماذج GMS، في حين أن هناك عدد قليل من الدراسات التي استخدمت البيضاء مسألة السكتة الدماغية (WMS) نماذج. المادة البيضاء في القوارض هي أقل بكثير من المادة البيضاء في البشر أو القرود. ونتيجة لذلك، فإنه من الصعب للوصول بشكل انتقائي وتدمير المناطق المستهدفة في المادة البيضاء 3. بالإضافة إلى ذلك، وضعت أي أدوات فعالة حتى الآن لتدمير انتقائي مدى المخطط من المادة البيضاء المستهدفة. لذلك، كان هناك نقص في النماذج المناسبة للدراسة من السكتات الدماغية المادة البيضاء.

الحادي والحيوانوغالبا ما تستخدم نماذج ROKE لرصد التقدم المحرز في استعادة السيارات لتطوير التأهيلية الجديدة والطرق العلاجية. وهو مثالي للاستفادة من نموذج حيواني أن يسلك عجز عصبي طويل الأجل متطابقة مع التعديلات التشريحية تبين في السكتة الدماغية الإنسان 4،5. في هذا الصدد، والانتعاش السريع من العجز الحركي ومشاركة واسعة من الدماغ التالية lesioning احتشاء قد لا تكون واقعية في السعي للبحث السكتة الدماغية. وقد بذلت السابقة نماذج المحفظة احتشاء من قبل انسداد الشريان السباتي الداخلي أو الشرايين المشيمية الأمامية ونشر endothelin-1 (ET-1) في كبسولة الداخلية 6-9. ومع ذلك، انسداد الشريان يتطلب تشريح دقيق للشرايين، ولكنها تنتج مساحة واسعة من آفة احتشاء، بما في ذلك كبسولة الداخلية، دون العجز السلوكية الثابتة. وعلاوة على ذلك، كان ET-1 لا منتشر لتدمير تماما الطرف الخلفي من الكبسولة الداخلية، وبالتالي أقل وضوحا، أو داوم بيهالعجز avioral.

وقد استخدم على نطاق واسع نموذج احتشاء photothrombotic لتوليد أنواع مختلفة من الآفات احتشاء في القشرة المخية وتحت القشرية 10. تقنية تشمل الوريد تليها الإضاءة التنسيق، الأمر الذي يؤدي إلى تراكم الصفائح الدموية في الأوعية الصغيرة وجيل من الآفات احتشاء 10. وقد استخدمت تقنية Photothrombotic على نطاق واسع لخلق الآفات GMS، بينما نادرا ما تم استخدامه لتوليد الآفات WMS 5،11. لهذه التقنية، وقد أثبتت مجموعة من روز البنغال صبغ وضوء أشعة لتكون مفيدة في تدمير بنية الهدف، مما تسبب في عجز وظيفي المقابلة. والعنصر الأساسي في تقنية photothrombotic هو أشعة الضوء، لأنه يحدد حجم الآفات احتشاء. النتائج أشعة الضوء في تأثيرات مختلفة على المادة الرمادية والمادة البيضاء، بسبب تناثر الضوء العالي أكثر من 4 مرات في أماه الأبيضtter مقارنة مع المادة الرمادية 12؛ وفقا لذلك، وإذا كانت شدة الضوء لديها الإشعاع منخفض بما فيه الكفاية (<1140 ميغاواط / مم 2)، واحد يمكن أن تحد من التمديد التي الآفة photothrombotic تؤثر على مدى المادة البيضاء (أي، كبسولة الداخلية). على سبيل المثال، يمكن للضوء طاقة أعلى لحث عوائق في كل من المادة الرمادية والبيضاء، وبعد ضوء انخفاض الطاقة قد تدفع photothrombosis فقط في المادة البيضاء. وعلاوة على ذلك، كان تغلغل الطاقة الضوئية محدودة للغاية. فقد ما يقرب من 99٪ من الطاقة الضوئية إلى ما بعد 1 ملم من مصدر الضوء 13. ولذلك، فإنه من المتوقع أن تستهدف بدقة، ضوء انخفاض الطاقة يدفع photothrombosis فقط في المادة البيضاء مع زحف الحد الأدنى من المادة الرمادية المجاورة.

هنا، نحن تصف طريقة رواية لخلق الآفات احتشاء في منطقة forelimb من الكبسولة الداخلية في القوارض. نحن تصف طريقة لتحديد هوية المنطقة forelimb في كاليفورنيا الداخليةpsule، وتكنولوجيا أشعة الضوء، بما في ذلك تعديل والتسليم من الضوء، وتوليد آفة احتشاء. نحن أيضا وصف التجارب السلوكية المستخدمة لتقييم مدى اكتمال نماذج المحفظة.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وأجريت كافة الإجراءات وفقا للمبادئ التوجيهية المؤسسية للمعهد غوانغجو للعلوم والتكنولوجيا (GIST)، وتمت الموافقة على جميع الإجراءات من قبل رعاية الحيوان واللجنة المؤسسية استخدم في GIST.

1. خطوات ما قبل lesioning

  1. تحديد منطقة Forelimb في كبسولة الداخلية باستخدام AAV-GFP
    1. منزل والتعامل مع الفئران سبراغ داولي (~ 400 غرام، 11-13 أسبوعا) وفقا للمبادئ التوجيهية المؤسسية والوطنية.
    2. تعقيم جميع الأدوات والأقطاب الكهربائية الجراحية باستخدام معقم مناسب (البخار أو معقم البلازما). استخدام معقم بخار في درجة حرارة 121 مئوية كإعداد من 30 دقيقة لتعقيم و 30 دقيقة لتجف.
    3. تخدير الحيوانات مع خليط من هيدروكلوريد الكيتامين (100 ملغ / كلغ) وزيلازين (7 ملغ / كلغ) عن طريق الحقن العضلي. تحقق من عمق التخدير بواسطة معسر مخلب. الحفاظ على درجة حرارة الجسم 37.5 ± 0.5 درجة مئوية عن طريق وسادة التدفئة تحتجسم الحيوان.
    4. وضع الحيوان في إطار المجسم باستخدام شريط الأذن وحامل الفم.
    5. تنظيف وتعقيم موقع الجراحة مع الكحول 70٪ ومحلول البوفيدون اليود. التسلل 2٪ ليدوكائين هيدروكلوريد تحت فروة الرأس في منطقة الجمجمة شق يهدف للحد من الألم أثناء العملية.
    6. تطبيق التعليم والتدريب المهني مرهم للعين لمنع جفاف العينين. وضع الستارة العقيمة على الحيوان إلى مواقع المنطوق. الحفاظ على جميع الإجراءات في ظروف معقمة.
    7. إجراء شق خط الوسط الجمجمة من 2 سم باستخدام مشرط وسحب الجلد بشكل ثنائي مع مبعدات الأسلاك. تجفيف الجمجمة مع مسحات القطن و 30٪ بيروكسيد الهيدروجين.
    8. جعل ثقب باستخدام قطعة اليد الحفر على المنطقة forelimb من القشرة الحركية (ا ف ب: +2.5 من bregma، ML: ± 2.5 من خط الوسط) ومسح الجهاز مع currette الجزئي لفيروس الحقن.
    9. ذوبان الجليد في AAV-GFP (2 × 10 12 جزيئات الفيروس / مل) على الجليد وتحميل 1 ميكرولتر منفيروس في حقنة 10 ميكرولتر. وضع حقنة في إطار المجسم.
    10. تحريك الإبرة إلى الحفرة مسبقة الصنع وخفض إبرة 1 ملم عمق الجافية.
    11. حقن الفيروس ببطء (0.1 ميكرولتر / دقيقة) باستخدام MICROPUMP عالية الدقة وترك الإبرة في مكانها لمدة 10 دقيقة إضافية للسماح للفيروس أن ينتشر خارج.
    12. بعد تنظيف الموقع المنطوق مع الري بالمياه المالحة، وتأمين الجرح مع خياطة 3-0 النايلون. الافراج عن الفئران من إطار المجسم وتحويلها إلى غرفة الإنعاش. إدارة كيتوبروفين (2 ملغ / كلغ) عن طريق الحقن العضلي للسيطرة على الألم بعد العملية الجراحية.
    13. الحفاظ على درجة حرارة الجسم (37 درجة مئوية) مع لوحة التدفئة وإدارة الجيل الثاني المضادات الحيوية من فئة cephems (0.1٪، 1 مل) عن طريق الحقن العضلي و 2٪ ليدوكائين هيدروكلوريد عن طريق الحقن تحت الجلد عند الضرورة. لا تترك حيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه كافية للحفاظ علىالاستلقاء القصية. بيت واحد الحيوان حتى الشفاء التام.
    14. بعد 2 - 3 الانتعاش الأسبوع، تخدير عميق الفئران مع جرعة زائدة من هيدروكلوريد الكيتامين (300 ملغ / كلغ) عن طريق الحقن العضلي في غطاء محرك السيارة. تأكيد وفاة الحيوان من عدم وجود اصبع القدم معسر استجابة والنبض والتنفس. وضع مستلق الفئران في غطاء محرك السيارة.
    15. فتح تجويف البطن عن طريق "شق على شكل Y'لفتح تجويف الصدر. بإحكام تضييق الشريان الأورطي النازل مع مرقئ وتمزق الأذين الأيمن للقلب الفئران لتصريف الدم. بدء نضح إلى البطين الأيسر من القلب مع البرد 1٪ امتصاص العرق لمدة 5 دقائق (10 مل / دقيقة)، يليه بنسبة 4٪ لامتصاص العرق لمدة 30 دقيقة (10 مل / دقيقة).
    16. إزالة رأس فأر من جثة باستخدام زوج من مقص. جعل شق خط الوسط من الرقبة إلى الأنف وإزالة عضلات الرقبة باستخدام مقص أو مقراض بحيث يتعرض الجمجمة. تشريح بلطف عظام الجمجمة ودوراس الخروج من الدماغ.
    17. استخراج الدماغ ووضع الدماغ الفئران في أنبوب مخروطي 50 مل مملوءة 4٪ بارافورمالدهيد بين عشية وضحاها. في اليوم التالي، وغسل الدماغ مع برنامج تلفزيوني 1X 3 مرات ووضعها في محلول السكروز 30٪.
    18. بعد الدماغ المصارف تماما على الجزء السفلي من الحل السكروز 30٪، وضع الدماغ في cryomold مع أكتوبر المركب عند درجة حرارة -20 درجة مئوية في مبضع بردي. شريحة الدماغ في الطائرة الاكليلية في سمك 40 ميكرون وفاصل من 200 ميكرون.
    19. أداء GFP المناعية تلطيخ باستخدام طريقة شريحة 14. تطبيق الأجسام المضادة الأولية (1: 200 من البروتين مكافحة الفلوري الأخضر، الأرنب مفتش جزء) إلى شرائح الدماغ بين عشية وضحاها في 4 درجات مئوية. في 2 اليوم الثاني، ويغسل مع 1٪ الفوسفات مخزنة المالحة مع (PBST) حل توين-20 3 مرات وتطبيق الضد الثانوية (1: 500 من الماعز المضادة للأرنب مفتش (H + L)) لمدة 1 ساعة. شطف الشريحة مع 1٪ PBST 3 مرات. وضع غطاء زجاجي على شريحة الدماغ.
    20. باستخدام مجهر فلوري (الطول الموجي الإثارة470 نانومتر، والطول الموجي انبعاث 525 نانومتر، والتكبير 5X)، مراقبة AAV-GFP محاور transduced في الكبسولة الداخلية. مقارنة المواقع من المحاور transduced مع دماغ الفئران أطلس 15 لتحديد الإحداثيات المجسم من المحاور transduced
  2. قبل lesioning تعديل شدة الضوء المناسبة للالمحفظة عائق النمذجة
    1. بناء واجهة العصبية البصرية
      1. قطع طول المناسب (4 سم) إبرة في العمود الفقري قياس 27 مع مرود داخل باستخدام مثقاب القطع.
        ملاحظة: قد قطع ضغط وسحق رأس إبرة في العمود الفقري. إزالة مرود وتلميع طرف إبرة في العمود الفقري لإزالة الجزء سحق من إبرة في العمود الفقري والحفاظ على عيار الداخلي للإبرة في العمود الفقري.
      2. تجريد طول المناسب (10 سم) من سترة من الألياف الضوئية (125 ميكرون مع 62.5 ميكرون الأساسية) من جانب واحد التصحيح الحبل.
      3. إدراج فاي البصرية unjackedنوفمبر في أنبوب معدني (القطر الخارجي: 3.8 ملم، القطر الداخلي: 3.3 مم وطول 17 ملم)، والتي يتم بعد ذلك فرضت حول الألياف. أنبوب معدني مفيد لملء الفراغ بين الألياف الضوئية ومحور إبرة في العمود الفقري. المشبك أقل 1/2 من أنبوب معدني مع كوى مرتين.
      4. تطبيق الايبوكسي للحرارة قابلة للعلاج على الألياف الضوئية وإدراج الألياف البصرية في إبرة في العمود الفقري. تطبيق الايبوكسي إضافية إلى مساحة فارغة في المركز. علاج الايبوكسي لمدة 20 دقيقة في 100 درجة مئوية لمدة تثبيت مستقر.
      5. يلتصق الألياف البصرية التي يبرز من إبرة في العمود الفقري وتلميع الألياف البصرية في غيض من إبرة في العمود الفقري باستخدام اللف الماس (تلميع) ورقة.
      6. ربط جزء موصل FC / PC الحبل التصحيح إلى مقرنة نظام ليزر خضراء وقياس شدة الضوء من غيض من الألياف الضوئية باستخدام الطاقة الضوئية الرقمية والطاقة متر.

2. Photothrombotic عائق Lesioning في كبسولة الداخلية

  1. تعقيم جميع الأدوات والأقطاب الكهربائية الجراحية باستخدام معقم مناسب (البخار أو معقم البلازما). استخدام معقم بخار في درجة حرارة 121 مئوية كإعداد من 30 دقيقة لتعقيم و 30 دقيقة لتجف.
  2. تخدير الحيوانات (~ 400 غرام، 11-13 أسبوعا) مع خليط من هيدروكلوريد الكيتامين (100 ملغ / كلغ) وزيلازين (7 ملغ / كلغ) عن طريق الحقن العضلي. تحقق من عمق التخدير بواسطة معسر مخلب. الحفاظ على درجة حرارة الجسم 37.5 ± 0.5 درجة مئوية عن طريق وسادة التدفئة تحت جسم الحيوان.
  3. وضع الحيوان في إطار المجسم باستخدام شريط الأذن وحامل الفم.
  4. تنظيف وتعقيم موقع الجراحة مع الكحول 70٪ ومحلول البوفيدون اليود. التسلل 2٪ ليدوكائين هيدروكلوريد تحت فروة الرأس في منطقة الجمجمة شق يهدف للحد من الألم أثناء العملية. تطبيق التعليم والتدريب المهني مرهم للعين لمنع جفاف العينين.
  5. تطبيق ثنى العقيمة على لآي مال وفضح مواقع المنطوق. الحفاظ على جميع الإجراءات في ظروف معقمة.
  6. إجراء شق خط الوسط الجمجمة من 2 سم وسحب الجلد بشكل ثنائي مع مبعدات الأسلاك. تجفيف الجمجمة مع مقايضة القطن وبيروكسيد الهيدروجين.
  7. ضبط ارتفاع المشبك الأنف حتى يتم محاذاة bregma وامدا على نفس المستوى. خطوة حاسمة: هذه المواءمة أمر بالغ الأهمية للاقتراب بشكل صحيح بنية أعمق، مثل في أداء آفة احتشاء في الكبسولة الداخلية في التجربة الرئيسية.
  8. جعل ثقب (قطر: 2 مم؛ ا ف ب: -2.04 من bregma، ML: ± 3.0 من خط الوسط) باستخدام الحفر للحث على photothrombosis.
  9. البولندية وتنظيف غيض من الألياف البصرية واجهة بصرية. إصلاح بطاقات الهوية إلى الإطار التجسيمي دون الانحناء. تحقق غيض من بطاقات الهوية والقضاء عليها بشكل واضح قبل وبعد الإدراج واجهة بصرية.
  10. قياس كثافة الليزر من غيض من الألياف الضوئية قبل ادراج البصريل واجهة إلى موقع الهدف للدماغ الفئران. ضبط كثافة الليزر إلى 3.5 ميغاواط، وهو ما أكدته خطوات ما قبل الجراحة، في غيض من الألياف البصرية.
  11. إدراج بطاقات الهوية في المنطقة المستهدفة من الكبسولة الداخلية (-7.8 ملم أكد من الخطوة ما قبل الجراحة) من خلال حفر حفرة.
  12. الحفاظ على درجة حرارة الجسم 37.5 ± 0.5 درجة مئوية خلال photothrombosis. انخفاض درجة حرارة الجسم قد لا ينتج مدى المتوقع لاحتشاء. حقن روز البنغال (2 مل / كجم) عن طريق الوريد الذيل.
  13. تشغيل 532 نانومتر ليزر أخضر لمدة 90 ثانية 1 دقيقة بعد الحقن روز البنغال. بعد التشعيع، وإزالة بلطف الوطني لبطاقات الهوية من الدماغ. بعد تنظيف الموقع المنطوق، وتأمين الجرح تأمين الجرح مع خياطة 3-0 النايلون. الافراج عن الفئران من إطار المجسم وتحويلها إلى غرفة الإنعاش.
  14. لمجموعة الشام التي تديرها (مجموعة العمليات الخاصة)، تنفيذ إجراء صنع آفة متطابقة، باستثناء حقن محلول ملحي (0.2 مل / 100 غ) بدلا من روز البنغال.
  15. الحفاظ على درجة حرارة الجسم (37 درجة مئوية) مع لوحة التدفئة بعد عملية جراحية وإدارة المضادات الحيوية (الجيل الثاني السيفالوسبورين، 0.1٪، 1 مل) عن طريق الحقن العضلي. لا تترك الحيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه كافية للحفاظ على الاستلقاء القصية. لا عودة الحيوانات بعد الجراحة إلى قفص الحيوانات الأخرى المحتلة حتى تعافى تماما.
    ملاحظة: تم تنفيذ تجربة أولية في نفس الإجراءات للعثور على شدة الضوء المثلى من 1 ميغاواط الى 5 ميغاواط، وقد يطلب إجراء للحصول على درجة مرضية من الآفة في حالة مختلفة.

3. تقييم المحفظة عائق Lesioning

  1. السلوكية اختبار وتجميع الحيوان
    1. أداء بيليه واحد الوصول إلى المهام كما وصفها يشاو وآخرون. 14 لتقييم العجز الحركي للforelimb كل يوم لمدة 1 أسبوع بعد النمذجة السكتة الدماغية. أداء مهمة واحدة بيليه الوصول(SPRT) في الحيوانات المقيدة الغذائية (90٪ من السيطرة على وزن الجسم) باستخدام زجاجي واضحة (30 × 15 × 35 سم ارتفاع) مع 1 سم فتحة واسعة والجرف الطعام في الجزء الأمامي من منتصف الجدار الأمامي.
    2. وضع بيليه على الرف الغذاء المقابل بشكل غير مباشر إلى forelimb المفضل. إدارة 20 الكريات في كل دورة لمدة 3 أسابيع.
      ملاحظة: يتم تحديد عدد الناجح لSPRTs باعتباره متناول التي الحيوان القبضات بيليه الغذاء ويضعه في فمه دون إسقاطه.
    3. حساب النتيجة كنسبة مئوية من الروافد الناجحة، والتي تم تعريفها من قبل الصيغة التالية:
      figure-protocol-1
      ملاحظة: نحن تقسيم الحيوانات إلى 3 مجموعات: المجموعة الشام التي تديرها (مجموعة العمليات الخاصة)، مجموعة الانتعاش المعتدل (MRG)، وسوء مجموعة الاسترداد (PRG). إذا كان النتيجة SPRT ما بعد السكتة الدماغية> 50٪، فإننا نصنف الفئران كما MRG، مما يدل على وجود آفة كبيرة، ولكن الدمار لم يكتمل من تاr يمكنك الحصول. إذا كانت النتيجة SPRT ما بعد السكتة الدماغية هي <50٪ مقارنة مع النتيجة SPRT قبل السكتة الدماغية، ونصنف مجموعة كما PRG، مما يدل على lesioning الكامل في الهدف.
  2. تأكيد Neurohistological احتشاء Lesioning
    1. أداء نضح القلب مع بارافورمالدهيد 4٪ كما هو موضح سابقا. بعد الدماغ المصارف تماما في محلول السكروز 30٪، نفذ باجتزاء الاكليلية في سمك 10 ميكرون وفاصل من 200 ميكرون باستخدام مشراح أو مبضع بردي 4.
    2. وصمة عار مع H & E، نيسل، Luxol سريع الأزرق لتقييم الأداء، خيط عصبي بروتين-L أو الغروية بروتين حمض ييفي تلطيخ ومراقبة النتائج النسيجية لتحديد شدة الضوء المثلى التي يمكن أن تغطي كامل اتساع الكبسولة الداخلية في المنطقة المستهدفة لمراقبة تلطيخ 4،17.
    3. باستخدام برنامج ImageJ، وقياس حجم منطقة احتشاء photothrombotic من الكبسولة الداخلية على الشرائح الدماغ.
      1. لقياس حجم منطقة احتشاء، إطلاق "يماغيج 'البرمجيات. لفتح ملفات لتكون مكدسة، 'صورة لالأكوام "اختر (' صورة '→" الأكوام "→" صورة لأكوام'). تعديل اسم الملف وحدد "تعيين المقياس '(' تحليل '→" تعيين مقياس') لتعديل الحجم.
      2. في 'الإضافات'، اختر "قياس الأكوام" لحساب حجم أو مساحة من الصور. إدراج فاصل مسافة 2 الصور إلى "شريحة تباعد. جعل رسم من العائد على الاستثمار (منطقة مهمة) من كل الصور وانقر على 'قياس'.
        ملاحظة: البرنامج "يماغيج 'تلقائيا بحساب مساحة وحجم كل صورة والحجم الكلي منها.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ويهدف الطريقة المعروضة هنا لإنشاء احتشاء المحفظة مقيدة بعجز محرك مستمر. لذا، فمن الأهمية بمكان لتحديد الهدف في كبسولة الداخلية في الخطوة ما قبل الجراحة بشكل صحيح. لم يتم تسويتها تعيين جسدي التوضع من الألياف الهرمية في الكبسولة الداخلية حتى الآن. لتحديد الهدف في كبسولة الداخلية بشكل صحيح، ويجب أن توضح المنطقة forelimb. حقنة من AAV-GFP في منطقة forelimb من القشرة الحركية يمكن أن تتبع محاور عصبية من الألياف الهرمية في الكبسولة الداخلية (الشكل ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

نموذج احتشاء المحفظة المعروضة هنا يدل على آفة المستهدفة يعانون من إعاقة حركية ملحوظ ومستمر في وظيفة forelimb. وقد أثبتت النماذج السابقة من السكتة الدماغية المحفظة تحت القشرية على درجة كافية من إعاقة حركية وسرعة 6،8،9 عملية الاسترداد. في هذا المعنى، وهذا النموذج تمثل الحالات السريرية المحفظة احتشاء التي تظهر اضطراب وظيفي طويل الأجل.

الخطوات الأكثر أهمية في تطوير نموذج المحفظة احتشاء مقيدة هي: 1) تحديد ا...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

وأيد هذا العمل من خلال منحة من معهد هندسة النظم الطبية (iMSE) و-GIST معهد كاليفورنيا للتكنولوجيا الصندوق التعاوني (K04592) من GIST ومن قبل برنامج أبحاث العلوم الأساسية من خلال جبهة الخلاص الوطني من كوريا بتمويل من وزارة العلوم وتكنولوجيا المعلومات والاتصالات والتخطيط المستقبلي (جبهة الخلاص الوطني، 2013R1A2A2A01067890).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
تحكم في درجة حرارة التيار المستمرWORLD PRECISION INSTRUMENTS، INC.ATC1000
الأدوات التجسيمية الرقميةSTOELTING CO.51900
المحفز الكهربائيCyberMedic Corp.EMGFES 2000
الايبوكسي منتجات الألياف الدقيقة ، INC.خلط PFP-353ND1:
10 (A): 1 (B-Hardener) بالوزن   ؛
جدول المعالجة:
1 دقيقة @ 150 & deg ؛ C
2 ~ 5 دقائق @ 120 درجة ؛ C
5 ~ 10 دقائق @ 100 درجة ؛ C
15 ~ 30 دقيقة @ 80 درجة ؛ C
الألياف البصرية الكاتب THORLABS، INCS90R
كابل تصحيح الأليافكوريا OPTRON Corp.القطر الخارجي: 3 مم
& Oslash ؛ 200 وميكرو ؛ م
0.39 NA
FC / PC-FC / PC
1 متر
مزود الطاقة بالليزرتشانغتشون الصناعات الجديدة للإلكترونيات الضوئية التقنية. المحدودةMGL-FN-532nm-200mW-14010196
حلقة التجعيد  DAWOOTECH المحدودةالطول: 19 مم
القطر الداخلي: 3 مم
القطر الخارجي: 3.8 مم
المواد: SUS
Micro4-micro وحدة تحكم مضخة حقنةWORLD PRECISION INSTRUMENTS، INC95100
مقياس الطاقة البصريةTHOLABS ، INCPM100D
الماس اللف (تلميع) ورقةTHORLABS ، INCLF3Dالحصى: 3 & micro ؛ م
ورقة اللف الماس (تلميع)THORLABS ، INCLF6Dالحصى: 6 & مايكرو ؛ م
روز البنغالSIGMA-ALDRICH CO. LLC.330000
إبرة للتخدير النخاعي بطرف قلم رصاص (إبرة نخاعي) B.BRAUN MELSUNGEN AG 4502027الحجم: 27 جم
الطول: 88 مم
الإبرة: 0.40 مم
ورق صنفرة مقاوم للماء   ؛ديرفوس المحدودةCC261الحصى: 1،000 & مايكرو; م
نانوفيل 10   ؛ ومايكرو. ل حقنةWORLD PRECISION INSTRUMENTS, INCNANOFIL
Nanofil 33 & nbsp; إبرة G BVLDWORLD PRECISION INSTRUMENTS، INCNF33BV-2
AAV-GFP virusUNC Vector CoreAAV2-CamKIIa-eYFP2 × 1012< / sup> جزيئات الفيروس / مل
بروتين الفلورسنت المضاد للأخضر ، تقنيات الحياة الجزئية للأرانب IgGINCA11122(1: 200)
الماعز المضاد للأرانب IgG (H + L)Life Technologies ، INCA11034الثانوي الجسم المضاد (1: 500)
CeftezoleGUJU Pharma CO.، LTD.A278027410.1٪ ، 1 مل
حقن هيدروكلوريد ليدوكائينJEIL PHARMACEUTICAL CO.، LTD.A049002712٪ ، 1 مل
مثقاب قطعة يدويةSeshin
عداد الطاقة الضوئية والطاقة الرقميةTHORLABS ، INCPM100D
KetoprofenUNIBIOTech
نسبة ، الجسم المضاد الأساسي

المراجع

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Roger, V. L., et al. Heart disease and stroke statistics--2012 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 125, 2-220 (2012).
  2. Debette, S., Markus, H. S. The clinical importance of white matter hyperintensities on brain magnetic resonance imaging: systematic review and meta-analysis. Bmj. 341, 3666(2010).
  3. Zhang, K., Sejnowski, T. A universal scaling law between gray matter and white matter of cerebral cortex. PNAS. 97 (10), 5621-5626 (2000).
  4. Kim, H. S., et al. A rat model of photothrombotic capsular infarct with a marked motor deficit: a behavioral, histologic, and microPET study. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (4), 683-689 (2014).
  5. Kleim, J. A., Boychuk, J. A., Adkins, D. L. Rat models of upper extremity impairment in stroke. ILAR J. 48 (4), 374-384 (2007).
  6. Frost, S. B., Barbay, S., Mumert, M. L., Stowe, A. M., Nudo, R. J. An animal model of capsular infarct: endothelin-1 injections in the rat. Behav Brain Res. 169 (2), 206-211 (2006).
  7. He, Z., et al. Definition of the anterior choroidal artery territory in rats using intraluminal occluding technique. J Neurol Sci. 182 (1), 16-28 (2000).
  8. Tanaka, Y., et al. Experimental model of lacunar infarction in the gyrencephalic brain of the miniature pig: neurological assessment and histological, immunohistochemical, and physiological evaluation of dynamic corticospinal tract deformation. Stroke. 39 (1), 205-212 (2008).
  9. Shibata, M., Ohtani, R., Ihara, M., Tomimoto, H. White matter lesions and glial activation in a novel mouse model of chronic cerebral hypoperfusion. Stroke. 35 (11), 2598-2603 (2004).
  10. Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Ann Neurol. 17 (5), 497-504 (1985).
  11. Kuroiwa, T., et al. Development of a rat model of photothrombotic ischemia and infarction within the caudoputamen. Stroke. 40 (1), 248-253 (2009).
  12. Bashkatov, A. N., Genina, E. A., Tuchin, V. V. Handbook of biomedical optics. 83, CRC Press. Boca Raton, Fl. (2011).
  13. Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. Optogenetics in neural systems. Neuron. 71 (1), 9-34 (2011).
  14. Whishaw, I. Q., Whishaw, P., Gorny, B. The structure of skilled forelimb reaching in the rat: a movement rating scale. J Vis Exp. (18), e816(2008).
  15. Jang, S. H. A review of corticospinal tract location at corona radiata and posterior limb of the internal capsule in human brain. NeuroRehabilitation. 24 (3), 279-283 (2009).
  16. Kim, D., et al. Longitudinal changes in resting-state brain activity in a capsular infarct model. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (1), 11-119 (2014).
  17. Blasi, F., Whalen, M. J., Ayata, C. Lasting pure-motor deficits after focal posterior internal capsule white-matter infarcts in rats. J Cereb Blood Flow Metab. 35 (6), 977-984 (2015).
  18. Metz, G. A., Antonow-Schlorke, I., Witte, O. W. Motor improvements after focal cortical ischemia in adult rats are mediated by compensatory mechanisms. Behavioural brain research. 162 (1), 71-82 (2005).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

طلب إذن لإعادة استخدام النص أو الأشكال في مقالة JoVE هذه

طلب إذن

الوسوم

Internal CapsuleAAV GFP TracingStereotaxic CoordinatesRose Bengal InjectionGreen Laser SystemOptical Neural InterfaceMotor Deficit ModelWhite Matter Stroke

مقالات ذات صلة