يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

قياس الاستجابات الفسيولوجية لل

8.3K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/53392

⸱

أبريل 29, 2016

 ,  , 
1Temasek Life Sciences Laboratory, 2Department of Biological Science, National University of Singapore, 3Bioimaging and Biocomputing Facility, Temasek Life Sciences Laboratory, 4Histology and Light Microscopy Core, Gladstone Institutes, 5Pacific Biosciences Research Center, University of Hawai'i at Mānoa

في هذه المقالة

ملخص

تحتوي الأرجل الأمامية والخرطوم ذبابة الفاكهة على ذخيرة غنية من الخلايا العصبية الحسية الذوقية. هنا ، نقدم طريقة باستخدام تصوير الكالسيوم لقياس الاستجابات الفسيولوجية من الخلايا العصبية الحسية في مقدمة الساق ورطوم الذباب الحي عند التطبيق الخارجي للفرمون الذوقي.

الملخص

على عكس الثدييات والحشرات مثل ذبابة الفاكهة لديها عدة أجهزة طعم. الخلايا العصبية حسي كيميائي على الساقين، خرطوم، والأجنحة وحامل البيض من ذبابة الفاكهة تعبر عن مستقبلات الذوقية 1،2، القنوات الأيونية 3-6، ومستقبلات ionotropic 7 التي تشارك في الكشف عن العظة الحسية المتطايرة وغير المتطايرة. هذه الخلايا العصبية الاتصال مباشرة tastants مثل المواد الغذائية والمواد الضارة والفيرومونات، وبالتالي تؤثر على العديد من السلوكيات المعقدة مثل التغذية، وضع البيض والتزاوج. التسجيلات الكهربائي والتصوير الكالسيوم وقد استخدمت على نطاق واسع في الحشرات لقياس الاستجابات العصبية التي حركها هذه tastants. ومع ذلك، الكهربية يتطلب معدات متخصصة وقياسات الحصول على من sensillum وطعم واحد يمكن أن يكون تحديا تقنيا تبعا لنوع الخلايا، حجم، وموقف. وبالإضافة إلى ذلك، القرار الخلايا العصبية واحد في ذبابة الفاكهة يمكن أن يكون من الصعب تحقيقها منذ هوى طعم الشعيراتحد ذاته أكثر من نوع واحد من الخلايا العصبية حسي كيميائي. طريقة التصوير الكالسيوم الحية وصفها هنا يسمح استجابات الخلايا العصبية الذوقية واحدة في الذباب الحية لقياسها. هذا الأسلوب هو مناسبة خاصة لتصوير الاستجابات العصبية للالفيرومونات الدهون وأنواع يجند الأخرى التي لديها القابلية للذوبان في المذيبات انخفاض المياه القائمة.

المقدمة

الحيوانات تعتمد على المعلومات الشمية والذوقية للتوسط القرارات الضرورية من أجل البقاء والتكاثر. فهم كيفية العظة حسي كيميائي يتم الكشف عنها ومعالجتها من قبل الجهاز العصبي يتطلب تحديد مستقبلات الحسية (ق) وبروابط كيميائية المقابلة. ذبابة الفاكهة كشف مجموعة متنوعة مذهلة من المركبات المتطايرة وغير المتطايرة والتي تشكل نموذجا ممتازا للدراسة الفسيولوجية الآليات الكامنة chemosensation. في حين أن أجهزة الشم تنظر الجزيئات غير المستقرة، وأجهزة الذوقية المتخصصة للكشف عن المركبات تقلبات منخفضة. هنا، فإننا نقدم وسيلة لقياس مباشرة الاستجابات العصبية من أجهزة طعم ذبابة الفاكهة إلى المنخفض التقلب، بروابط محبة للدهون.

وتشمل أجهزة الذوقية من ذبابة اليدين، خرطوم، والأجنحة. وزعت على السطح من أجهزة طعم لا يشبه الهياكل الشعر المعروفة باسم الشعيرات التي تستجيب إلى sugars، والبيرة، والأملاح والماء والفيرومونات 8. تم تصنيف الشعيرات شكليا إلى شعيرات طعم ومذاق أوتاد 9. وهناك حوالي 31 شعيرات الذوق على labellum التي يتم تصنيفها إلى طويلة (ل-نوع)، قصيرة (الصورة من نوع) والمتوسطة (ط من نوع) الأشكال التضاريسية. و'ل' و 'S' الشعيرات منزل 4 الخلايا العصبية الحسية التي تستجيب من الناحية الفسيولوجية للسكر (الخلية S)، قليل الملح (الخلية L1)، الملح العالية والمركبات المريرة (الخلية L2) والمياه (الخلية W) 10 11. و'ط' بيت 2 الخلايا العصبية الشعيرات الحسية، واحدة من الذي يستجيب على حد سواء لانخفاض الملح والسكر، في حين أن يستجيب أخرى إلى الملح ارتفاعه 12. هناك ما يقرب من 41 الشعيرات الذوق في الذكور و 26 من الإناث الشعيرات في توزيعها على كل من اليدين. لكل من الذكور والإناث، وهناك 21 الشعيرات على midleg، وحوالي 22 الشعيرات على hindleg 13. الخلايا العصبية الذوقية المحاطة الشعيرات الذوق على الساقين هي أيضا جlassified إلى أنواع L1، L2، W و S.

واحد طريقة معيارية لقياس النشاط الكهربائي من الخلايا العصبية واحدة يستخدم أقطاب الخلية أو الخلايا لتسجيل تدفق أيون. تسمح قياسات الكهربائي وظيفة الخلايا العصبية التي يتعين دراستها في الكائنات غير النموذجية مثل الأنواع ذبابة الفاكهة، العث، والنحل التي تفتقر إلى أدوات جينية شاملة لوضع العلامات العصبية. ومع ذلك، في حين أن الطرق الكهربية استخدمت بشكل روتيني لقياس النشاط من ذبابة الفاكهة طعم الشعيرات 4،13،14، وتطبيق هذا النهج يقدم العديد من التحديات التقنية. أولا، تذوق الشعر الخشن لا بد من تحديد القائمة على التشكل والموقع المكاني. على تعريف وقياس الكهربية يمكن يعوقه حجم صغير من الشعيرات، وسهولة الوصول محدودة بسبب الموقف، وصعوبة في تطبيق مجلدات تسيطر على التحفيز الكيميائي لتذوق الشعر الخشن. أيضا، وتحفيز الشعيرات قد تولد إشارات من أكثر من واحدنوع الخلايا العصبية 15. الثانية، والكشف عن إشارات كهربائية يمكن أن تتغير نتيجة للضجيج في الخلفية الناتجة عن الاهتزازات الميكانيكية والضوضاء من المعدات الإلكترونية. ثالثا، استخدام القطب شحذ يمكن أن تلحق الضرر إعداد الطاير، إذا ما استخدمت بشكل غير صحيح (14). وأخيرا، وتجميع وتلاعب الكهربية يتطلب المكونات الإلكترونية المتخصصة لتقديم الحوافز، وتسجيل إشارة، وتحليل البيانات ويمكن أن يكون مكلفا.

في د. البطن، وقد سهلت توافر أدوات ترميز وراثيا لتطوير تقنيات التصوير التي تسمح ردود المجموعات الصغيرة من الخلايا العصبية التي يتعين دراستها. أحد هذه التوجهات هو استخدام لمراسل CaLexA 16. في هذه الطريقة، وتنصهر تسلسل الجينات التي تشفر عامل النسخ LexA-VP16 والكالسيوم حساسة NFAT البروتين معا. تفعيل الكالسيوم من الكالسينيورين بروتين الفوسفاتيز يحفز-الفسفرة دي من NFAT، وبدوره، facilitaقسم التدريب والامتحانات وارداتها إلى النواة. داخل النواة، يربط المجال LexA لعزر ملزمة LexAop الحمض النووي التي توجه التعبير مراسل الأخضر بروتين فلوري (GFP)، مما يتيح تحديد المستدام من الخلايا العصبية تنشيط وظيفيا. وقد استخدم النهج بنجاح لقياس استجابة من الكبيبات حاسة الشم محددة في الفص antennal بعد التعرض للذباب حية إلى الرائحة 16. مؤخرا، تم قياس الاستجابات الفسيولوجية للIR52c الخلايا العصبية المستقبلة الذوقية من الذباب الحية باستخدام CaLexA 7. ومع ذلك، من أجل هذه الدراسة، كان من الضروري أن الذباب العمر لمدة تصل إلى 6 أسابيع لتعزيز GFP النسخ. في حين المناعية مع الأجسام المضادة لمكافحة GFP يمكن استخدامها لتعزيز إشارة CaLexA، فإن هذا الأسلوب يتطلب تثبيت الأنسجة، مما يحول دون إمكانية التصوير الخلية الحية.

كما استخدمت الكالسيوم البروتين مؤشر GCaMP المشفرة وراثيا على نطاق واسع لدراسة استجابات الخلايا العصبية في عدد منالأنواع 17. وGCaMP البروتين تتفلور مع كثافة منخفضة قبل لتحفيز الخلايا العصبية. تطبيق التحفيز يؤدي إمكانات العمل في الخلايا العصبية، مما أدى إلى تدفق الكالسيوم 2+. GCaMP، منضما إلى الكالسيوم 2+، يخضع لتغيير متعلق بتكوين، الامر الذي ادى الى يتألق مع كثافة أكثر إشراقا (الشكل 1). تم استخدام نهج التصوير الكالسيوم الخلايا العصبية واحدة وضعت مؤخرا لتحديد الجلوكوز كما يجند لالرجل الاماميه محددة الخلايا العصبية الذوقية Gr61a 18. في هذه الدراسة، تمت تغطية اليدين تشريح من ذبابة الفاكهة المعدلة وراثيا معربا عن GCaMP في الخلايا العصبية الذوقية Gr61a مع طبقة من الاغاروز قبل التصوير. ومع ذلك، فإن استخدام تشريح الأنسجة يمكن أن يسبب المتهدمة في نهاية المطاف التعبير GCaMP، مما يحد من قياس الوقت وحساسية الكشف. وبالإضافة إلى ذلك، الاغاروز يمكن أن تحد من حساسية بسبب مستويات خلفية عالية من مضان وخصائص تشتت الضوء فيها.

تس معالجة بعض من هذه العيوب، وصفنا استخدام التصوير الكالسيوم بوساطة GCaMP لتسجيل الاستجابات الفسيولوجية من الرجل الاماميه وخرطوم الخلايا العصبية الذوقية للحيوانات سليمة. نقدم لك مجموعة من الاستجابات الفسيولوجية للGr68a والخلايا العصبية ppk23 معربا عن المشفرة وراثيا GCaMP5G 19 إلى الدهن فرمون ذبابة الفاكهة، (3 R، 11 Z 19 Z) -3-acetoxy-11،19-octacosadien-1-را (CH503) 20، 21. يتم قياس الاستجابات العصبية عن طريق قياس الزيادة في مضان من إشارة GCaMP5G خلال التحفيز فرمون. في هذا البروتوكول، ويتم تصوير الخلايا العصبية لمدة إجمالية قدرها 120 ثانية، وهو ما يكفي لتمييز أنماط تفعيل الخلايا العصبية في الخلايا الفردية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

التحضير 1. عينة

  1. عبور خط GAL4 3،22 سائق لUAS-GCaMP5G 19 الذباب (ث 1118؛ P {20XUAS-الحبس الاحتياطي، GCaMP5G} attP40). السماح للصليب أن تنمو في درجة حرارة 25 درجة مئوية.
    ملاحظة: توليد يطير مع نسخ متعددة من الجينات المحورة GAL4 أو UAS-GCaMP يمكن أن تساعد على تعزيز كثافة إشارة الفلورسنت. أظهر إصدار سابق من التحوير UAS-GCaMP (UAS-GCaMP3) ضعيف جدا كثافة مضان عندما أعرب تحت سيطرة السائق Gr68a-GAL4.
    1. جمع ومنفصلة حسب الجنس eclosed حديثا الذباب الكبار وزيادة في درجة حرارة 25 درجة مئوية.
      ملاحظة: المستوى الأساسي من GCaMP5G تنوير هو الأمثل في الذباب الذين تتراوح أعمارهم بين 14-28 يوما. عزل الذباب حسب الجنس يحول دون إمكانية التفاعلات الاجتماعية التي قد تؤثر على الاستجابات العصبية.
  2. تخدير ذبابة تحت تيار خفيف من CO 2.
  3. إرفاق ولاي لساترة الزجاج عن طريق وضع أول قطرة صغيرة من طلاء الأظافر في وسط ساترة 0.17 مم. وضع بلطف ذبابة على جانبها على قطرة من طلاء الأظافر واضحة والتأكد من أن الانخفاض بأكمله تغطيها الطاير.
  4. تنفيذ الخطوات 1.5 و 1.6 تحت مجهر تشريحي تشريح، وتستخدم في 8X التكبير.
  5. استخدام الفرشاة المبللة على مد الرجل الاماميه من الطيران. تأمين الرجل الاماميه في الموقف من خلال وضع اثنين من شرائح رقيقة من الشريط فوق الأولى والخامسة قطاعات الجفن (الشكل 2A). وهذا فضح شرائح الجفن T2-T4 للتصوير (الشكل 2B).
  6. إلى الخلايا العصبية الصورة على خرطوم الفيل، ضع شريطا ضيقا من الشريط على المنصة للخرطوم لفضح labellum (الشكل 2C، D).
  7. رسم حاجز مسعور حول الطاير مع القلم PAP لمنع الحل من التدفق على سطح ساترة. إجراء قياسات في غضون 30 دقيقة من تصاعد.

2. إعداد خطة التحفيزحل

  1. تمييع بروابط محبة للدهون (مثل CH503، المستخدمة في هذه الدراسة) في حل PBST: 137 مم كلوريد الصوديوم، 2.7 ملي بوكل، 10 ملي نا 2 هبو 4، 1.8 مم KH 2 PO 4، 0.1٪ تريتون X-100 (ت / ت )؛ ودرجة الحموضة 7.4.
    1. جعل 1 ملغ / مل محلول المخزون من يجند باستخدام PBST. إعداد جميع التخفيفات لاحقة من محلول المخزون باستخدام PBST.
      ملاحظة: اعتمادا على ذوبان يجند من الفائدة، قد تكون هناك حاجة المذيبات المختلفة إلى حل يجند. ووصف ذوبان CH503 في المذيبات المختلفة في الجدول 1. وخلافا لغيرها من المذيبات، لم PBST لا ينتج زيادة في مضان.

3. تحفيز الخلايا العصبية ذوقي والحصول على الصور

  1. باستخدام pipettor 10 ميكرولتر، ضع 10 ميكرولتر من PBST على قطاعات عظم الكعب.
    ملاحظة: يرطب هذه الخطوة الساق ويمنع قطاعات الجفن من الانجراف.
  2. استخدام نظام بصري أن يحتوي على كاميرا من سوسرعة fficient وحساسية لتحقيق إشارة مضان جيدة في قرار الأوان.
    ملاحظة: للحصول على هذه الدراسة كنا قرص الغزل المجهر متحد البؤر وكاميرا sCMOS (انظر قائمة المواد).
  3. اختيار شريحة والخلايا العصبية الرصغي محددة للتصوير. الحصول على ثلاثة قبل التحفيز مبائر Z-المداخن.
    1. من الناحية المثالية، إعدادات استخدام الاستحواذ، والتي هي سريعة بما يكفي للسماح قرار الوقت القصوى في حين لا يزال الاستيلاء على حجم الخلية بأكملها. ضبط اكتساب سبيل المثال هي: 200 التعرض مللي ثانية، binning 2 × 2 و 6 × 0.5 ميكرون 2 المقاطع البصرية، والقبض على كل 2 ثانية.
      ملاحظة: تم تصوير الساقين مشلول بنجاح لمدة تصل إلى 10 دقيقة، في 30 ثانية فترات، مع تبييض لا يمكن تمييزه من إشارة GCaMP. للمرة تسجيل أطول، تأكد من أن الساقين وعقد بحزم شديد في مكان على ساترة.
    2. تحسين قوة الليزر لأعلى إشارة إلى الضوضاء يمكن تحقيقه مع الحد الأدنى من photobleaching من خلال معهد العالم العربي بأكملهجينج النظام. لوصف التجارب هنا، استخدم 491 نانومتر ليزر ديود (100 ميغاواط) في نقل 30٪ للتصوير على حد سواء Gr68a والذوقية ppk23 الخلايا العصبية على الساقين وخرطوم. استخدام 2 × 2 binning للسماح مرات التعرض أقصر في حين لا يزال تحقيق القرار المكانية كافية.
      ملاحظة: تم الأمثل إعدادات الطاقة ليزر للسماح للكشف عن تغيير الفلورسنت تتراوح بين زيادة 1.2- إلى 4.5 أضعاف.
  4. ماصة 10 ميكرولتر من الحل التحفيز على قطاعات عظم الكعب. لتجارب السيطرة، إضافة 10 ميكرولتر آخر من PBST. على الفور الحصول على 117 وصور ما بعد التحفيز.
    ملاحظة: يعتمد عدد الصور بعد التحفيز حصلت على مقدار الوقت الذي تم التوصل التغيير القصوى في مضان (حوالي 2 دقيقة).
    1. خطوة حاسمة: في حين pipetting لحل بشأن إعداد ولا للمس ذبابة مع طرف ماصة لأن هذا سوف يسبب الرجل الاماميه للخروج من الموقف.
      ملاحظة: بدلا من ذلك، استخدموmicromanipulator لوضع بدقة الشعرية زجاجية تحتوي على مقربة من الحوافز للقطاع الرصغي إلى أن تصوير. تسليم وحدات التخزين التي تسيطر عليها من التحفيز باستخدام موزع حقن مكروي داخل الخلايا وفقا لتعليمات الشركة الصانعة.

4. معالجة الصور والتحليل: الكمي للاستجابة

  1. فتح سلسلة من مبائر Z-مداخن باستخدام فيجي ( http://fiji.sc/Fiji ) 23 أو يماغيج ( http://imagej.nih.gov/ij/ ) تحليل 24 صورة وبرامج معالجة.
  2. جعل إسقاط مبلغ الشدة من جميع شرائح Z ستة لكل نقطة من النقاط الزمنية 120.
    1. حدد الخيار "المكدس" تحت عنوان "صورة". وعلاوة على ذلك، حدد الخيار "Z الإسقاط" وأدخل "1" شريحة بداية و "4"، كما توقف شريحة. لنوع الإسقاط، حدد R20؛ شرائح المبلغ "من القائمة المنسدلة، واختيار" جميع الأطر الزمنية ".
  3. تحديد المنطقة ذات الاهتمام (ROI) باستخدام أداة التحديد مرفوعة لرسم الحدود حول جسم الخلية أو الخلايا العصبية الإسقاط. انقر على علامة "تحليل" وحدد الخيار "مدير العائد على الاستثمار" تحت عنوان "أدوات".
  4. قياس مضان من العائد على الاستثمار عن طريق تحديد الخيار "تعيين القياسات"، ضمن القائمة "تحليل" والتحقق من صناديق لكثافة متكاملة، منطقة، يعني والحد الأقصى لقيمة الرمادي والتسمية. ثم، حدد الخيار "المزيد" ضمن القائمة مدير العائد على الاستثمار، وزيادة تحديد خيار "مقياس متعدد".
    ملاحظة: هذا سيولد مربع منبثقة مع القيم لكل من المعلمات المحدد.
  5. تحقق أقصى قدر من القيم الرمادية لضمان أن أيا من بكسل وقد وصل إلى درجة التشبع (على سبيل المثال، 65535 لكاميرا 16 بت).
    ملاحظة: للحصول على هذه التجارب هو مبين في رتم قياس ورقته، والاستجابات إما من أجسام الخلايا العصبية أو إسقاطات، تبعا للمكان الذي لوحظ زيادة القصوى في ΔF / F.
  6. حساب التغير النسبي الأقصى في مضان (ΔF / F) في وقت نقطة ر هي كما يلي:
    figure-protocol-1
    1. مضان خلفية طرح من كل (الخلية) قيمة F. لقياس مضان الخلفية، وقياس كثافة متكاملة من العائد على الاستثمار من حجم يعادل وشكل من منطقة من الرجل الاماميه (أو خرطوم) يخلو من الخلايا العصبية التي يمكن اكتشافها.
    2. لتحديد ر بعد التحفيز مضان، F (الخلية)، وقياس كثافة متكاملة من العائد على الاستثمار من خلايا الجسم أو عملية في وقت نقطة "تي" بعد التحفيز.
    3. لقياس مضان قبل التحفيز، F (الخلية) ر = 0، تحليل الصور قبل التحفيز من خلايا الجسم أو عملية في نفس الطريقة كماإشارة بعد التحفيز. استخدام كثافة متكاملة يعني من 3 صور لتحديد F (الخلية) ر = 0.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

وأعرب عن مؤشر الكالسيوم GCaMP وراثيا باستخدام Gr68a-GAL4 أو السائقين ppk23-GAL4. وصفت السكان متميزة من الخلايا العصبية والخلايا الرجل الاماميه الدعم غير العصبية من قبل كل سائق (الشكل 3A-C). وقد لوحظت ردود يجند محددة لCH503 فرمون دهون في Gr68a-GAL4 والخلايا ppk23-GAL4 التعبير عن GCaMP (الشكل 3D). التغير النسبي في كثافة مضان من إشارة GCaMP5G (ΔF / F) وارتفع مع تركيزات أعلى من CH503 (الشكل 3E).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

نحن هنا وصف طريقة لأداء التصوير الكالسيوم الحية من الخلايا العصبية الطرفية ذبابة الفاكهة في 2 مختلفة الحواس. كا 2+ -evoked الردود الفلورسنت GCaMP في Gr68a الخلايا العصبية الناجمة عن يجند فرمون كانت CH503 الجرعة التي تعتمد على والكمية. كان من الممكن أيضا أن نتبين مختلف أنماط الاستجابة العصبية مثل طورية وردود منشط.

ويعتقد أن الخلايا العصبية تظهر ردود طوري يتيح التكيف السريع للمؤثرات مستمرة. وقد ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

يعلن المؤلفون أنه لا توجد مصالح مالية متنافسة.

شكر وتقدير

تم دعم هذا العمل من قبل مؤسسة سنغافورة الوطنية للبحوث (منحة NRF-RF2010-06 إلى JYY).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

هدية الطلاء سكوتشوصفة
قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
Gr68a-Gal4من H. Amrein (Texas A& amp; amp; مركز M للعلوم الصحية ، تكساس ، الولايات المتحدة الأمريكية) و J. Carlson (جامعة ييل ، كونيتيكت ، الولايات المتحدة الأمريكية) هدية
ppk23-Gal4من K. Scott (جامعة كاليفورنيا ، بيركلي ، كاليفورنيا ، الولايات المتحدة الأمريكية)
UAS-GCaMP5 & nbsp ؛42037بلومنجتون ذبابة الفاكهة  Stock Center
0.17 مم غطاء (غطاء الختم الذهبي) خدماتالمجهر الإلكتروني63790-10
طلاء الأظافر ، "صلب مثل الأظافر واضحة"   ؛سالي هانسن
PAP القلمSigma-Aldrich  Z377821
فرشاةفرشاة ذات الرؤوس
الدقيقة Tape ماركة
Triton X-100Sigma-Aldrich 13021
الإيثانول ، المختبر الصفميرك10094
الهكسان ، HPLC الصفسيجما-ألدريتش & nbsp ؛H303SK-4
DMSOسيجما ألدريتش  472301
PBSTالموضحة في قسم البروتوكول
CH503Synthesis الموصوفة في Mori et al., 2010
sCMOS Camera (ORCA Flash4.0)Hamamatsu C11578-22U
مجهر (Ti-Eclipse)نيكونNi-E
سبينينغ قرص المسح الضوئي  يوكوغاواCSU-X1-A1
برنامج خزان المياه (MetaMorph Premier)الأجهزة الجزيئية40002
فيجي البرمجياتالمصدر المفتوحhttp://fiji.sc/Fiji

المراجع

  1. Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. Candidate taste receptors in Drosophila. Science. 287, 1830-1834 (2000).
  2. Dunipace, L., Meister, S., McNealy, C., Amrein, H. Spatially restricted expression of candidate taste receptors in the Drosophila gustatory system. Curr. Biol. 11, 822-835 (2001).
  3. Thistle, R., Cameron, P., Ghorayshi, A., Dennison, L., Scott, K. Contact chemoreceptors mediate male-male repulsion and male-female attraction during Drosophila courtship. Cell. 149, 1140-1151 (2012).
  4. Toda, H., Zhao, X., Dickson, B. J. The Drosophila female aphrodisiac pheromone activates ppk23(+) sensory neurons to elicit male courtship behavior. Cell Rep. 1, 599-607 (2012).
  5. Vijayan, V., Thistle, R., Liu, T., Starostina, E., Pikielny, C. W. Drosophila pheromone-sensing neurons expressing the ppk25 ion channel subunit stimulate male courtship and female receptivity. PLoS Genet. 10, 1004238(2014).
  6. Lu, B., LaMora, A., Sun, Y., Welsh, M. J., Ben-Shahar, Y. ppk23-Dependent chemosensory functions contribute to courtship behavior in Drosophila melanogaster. PLoS Genet. 8, e1002587(2012).
  7. Koh, T. W., et al. The Drosophila IR20a Clade of Ionotropic Receptors Are Candidate Taste and Pheromone Receptors. Neuron. 83, 850-865 (2014).
  8. Montell, C. A taste of the Drosophila gustatory receptors. Curr. Opin. Neurobiol. 19, 345-353 (2009).
  9. Shanbhag, S. R., Park, S. K., Pikielny, C. W., Steinbrecht, R. A. Gustatory organs of Drosophila melanogaster: fine structure and expression of the putative odorant-binding protein PBPRP2. Cell Tissue Res. 304, 423-437 (2001).
  10. Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. Peripheral coding of bitter taste in Drosophila. J. Neurobiol. 56, 139-152 (2003).
  11. Rodrigues, V., Siddiqi, O. A gustatory mutant of Drosophila defective in pyranose receptors. Mol. Genet. Genomics. 181, 406-408 (1981).
  12. Hiroi, M., Meunier, N., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Two antagonistic gustatory receptor neurons responding to sweet-salty and bitter taste in Drosophila. J. Neurobiol. 61, 333-342 (2004).
  13. Ling, F., Dahanukar, A., Weiss, L. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of taste coding in the legs of Drosophila. J. Neurosci. 34, 7148-7164 (2014).
  14. Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla. J. Vis. Exp. , e51355(2014).
  15. Meunier, N., Marion-Poll, F., Lansky, P., Rospars, J. P. Estimation of the individual firing frequencies of two neurons recorded with a single electrode. Chem. Senses. 28, 671-679 (2003).
  16. Masuyama, K., Zhang, Y., Rao, Y., Wang, J. W. Mapping neural circuits with activity-dependent nuclear import of a transcription factor. J. Neurogenet. 26, 89-102 (2012).
  17. Akerboom, J., et al. Crystal structures of the GCaMP calcium sensor reveal the mechanism of fluorescence signal change and aid rational design. J. Biol. Chem. 284, 6455-6464 (2009).
  18. Miyamoto, T., Chen, Y., Slone, J., Amrein, H. Identification of a Drosophila glucose receptor using Ca2+ imaging of single chemosensory neurons. PloS One. 8, e56304(2013).
  19. Akerboom, J., et al. Optimization of a GCaMP calcium indicator for neural activity imaging. J. Neurosci. 32, 13819-13840 (2012).
  20. Shikichi, Y., et al. Pheromone synthesis. Part 250: Determination of the stereostructure of CH503 a sex pheromone of male Drosophila melanogaster, as (3R,11Z,19Z)-3-acetoxy-11,19-octacosadien-1-ol by synthesis and chromatographic analysis of its eight isomers. Tetrahedron. 68, 3750-3760 (2012).
  21. Yew, J. Y., et al. A new male sex pheromone and novel cuticular cues for chemical communication in Drosophila. Curr. Biol. 19, 1245-1254 (2009).
  22. Bray, S., Amrein, H. A putative Drosophila pheromone receptor expressed in male-specific taste neurons is required for efficient courtship. Neuron. 39, 1019-1029 (2003).
  23. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat. Methods. 9, 676-682 (2012).
  24. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat. Methods. 9, 671-675 (2012).
  25. Kaissling, K. E., Zack Strausfeld, C., Rumbo, E. R. Adaptation processes in insect olfactory receptors. Mechanisms and behavioral significance. Ann. N. Y. Acad. Sci. 510, 104-112 (1987).
  26. Marder, E., Bucher, D. Central pattern generators and the control of rhythmic movements. Curr. Biol. 11, 986-996 (2001).
  27. Koepsell, K., Wang, X., Hirsch, J. A., Sommer, F. T. Exploring the function of neural oscillations in early sensory systems. Front Neurosci. 4, 53(2010).
  28. Berridge, M. J. Inositol trisphosphate and calcium signalling. Nature. 361, 315-325 (1993).
  29. Busch, K. E., et al. Tonic signaling from O(2) sensors sets neural circuit activity and behavioral state. Nat Neurosci. 15, 581-591 (2012).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

استكشف المزيد من المقالات

العصبونات التذوقية في ذبابة الفاكهةكشف الفيرومونات الدهنيةالمجهر البؤري ذو القرص الدوارمؤشر الكالسيوم GCaMPتحليل المستقبلات التذوقيةتصوير القطع الرصغيةالتكميم الفلوريبيولوجيا الاستشعار الكيميائيقياس الاستجابة العصبونية
قياس الاستجابات الفسيولوجية لل
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.