يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

A المجهرية نموذج رواية لمنتبذ، جناح كتلة جدار الصدر، الغدة الصعترية، وزرع القلب في الفئران

9K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/53442

⸱

يناير 23, 2016

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Johns Hopkins University School of Medicine, 2Burn and Complex Wound Center, 3Section of Plastic and Reconstructive Surgery, University of Chicago Medical Center, 4Division of Plastic, Reconstructive, and Maxillofacial Surgery, R Adams Cowley Shock Trauma Center, 5Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Johns Hopkins University School of Medicine, 6Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Lab, Johns Hopkins University School of Medicine

* These authors contributed equally

في هذه المقالة

ملخص

لدراسة الجمع بين الأعضاء الصلبة وزرع الأوعية الدموية المركبة ، نصف نموذجا جديدا لجدار الصدر غير المتجانس في كتلة ، والغدة الصعترية ، وزرع القلب في الفئران باستخدام تقنية الكفة العنقية غير الخياطة.

الملخص

يجب متابعة استكشاف استراتيجيات جديدة في زراعة الأعضاء لإطالة بقاء الطعم الخيفي وتقليل الحاجة إلى الحفاظ على المدى الطويل ، ومنع تثبيط المناعة. أظهر استخدام زرع نخاع العظم الوعائي والزرع المشترك للغدة الصعترية وعدا في هذا الصدد في نماذج حيوانية مختلفة. 1-11 يسمح زرع نخاع العظم الوعائي بالنقل المستمر لخلايا نخاع العظم المانحة داخل البيئة المكروية المحفوظة للمتبرع ، وقد أظهر دمج أنسجة الغدة الصعترية مع زرع نخاع العظم الوعائي أنه يزيد من خيميرية الخلايا التائية التي تلعب في النهاية دورا داعما في تحريض تنظيم المناعة. يمكن أن يجمع الجمع بين العضو الصلب وزرع الأوعية الدموية المركب بشكل فريد بين هذه الاستراتيجيات في شكل نموذج زرع جديد. تعمل نماذج الفئران كنموذج ممتاز لاستكشاف آليات الرفض الحاد والمزمن ، والخيميرية ، وتحريض التسامح ، وبالتالي توفير الأساس لنشر استراتيجيات بقاء الطعم الخيفي الفائقة للنماذج الحيوانية الأكبر والتطبيق السريري المستقبلي. هنا ، قمنا بتطوير نموذج جديد لزرع جدار الصدر غير المتجانس في كتلة ، والغدة الصعترية ، والقلب في الفئران باستخدام تقنية الكفة العنقية غير الخيطة. يتم وصف التجربة في إعدادات الزرع التركيبية والخيفية للتحقيقات المناعية الأوسع نطاقا في المستقبل عبر مخطوطة تعليمية وملحق فيديو.

المقدمة

زراعة القلب هي العلاج المفضل لفشل القلب في المرحلة النهائية. دفعت كل من التطورات التقنية والابتكارات الدوائية المجال إلى معدلات قبول مبكرة للكسب غير المشروع فوق 90٪. 12،13 على الرغم من ذلك ، فإن بقاء الكسب غير المشروع لمدة 5 سنوات بنسبة 60-80٪ في حالة توقف ولا يزال الرفض المزمن ، الذي يتميز باعتلال الأوعية الدموية المزروع ، أمرا لا مفر منه. 14-16 علاوة على ذلك ، يخضع المرضى لعمليات جراحية متعددة وتثبيط المناعة مدى الحياة ، والتي ترتبط بتشوهات جدار الصدر والعقابيل الطبية والسمية ، على التوالي. الحاجة إلى مناهج مبتكرة لإطالة بقاء الطعم الخيفي ، وتقليل المتطلبات المثبطة للمناعة ، وتقديم خيارات ترميمية للتشوهات التشريحية ملحة.

تقدم زراعة الأوعية الدموية المركبة استراتيجية فريدة لتحسين نتائج زراعة القلب من الناحية المناعية وكذلك من المنظور الترميمي. 17 تعتبر الطعوم الخيفية المركبة الوعائية فريدة أيضا من نوعها بطريقة تحتوي على مصدر متأصل للخلايا الجذعية المكونة للدم المشتقة من المتبرع والتي أظهرت قدرة مواتية على تقليل تثبيط المناعة والحث على الوهم المختلط والحفاظ عليه. 1-8 بالإضافة إلى ذلك ، أظهر الزرع المشترك للغدة الصعترية إطالة بقاء كل من عمليات زرع الأعضاء الصلبة والطعوم الخيفية المركبة الوعائية. 2،9-11 يوفر الجمع بين هذه الاستراتيجيات وزراعة القلب حلا جديدا للتحديات المذكورة أعلاه التي تواجه زراعة القلب. 18

تعمل نماذج الفئران

كمنصات ممتازة للتحقيق الميكانيكي في الجسم الحي بسبب توافر الأجسام المضادة والسلالات الفطرية والضربة القاضية المحددة جيدا. 19-21 على الرغم من أن زراعة القلب في الفئران تتم دراستها بشكل شائع باستخدام نموذج زرع خياطة جراحية مجهرية غير متجانسة داخل البطن22-25 ، فقد أظهر نموذج تقنية الكفة غير المتجانسة وعنق الرحم وغير الخياطة أنه قابل للتكرار للغاية وموثوق به ويحمل معدلات أقل من تجلط الدم. 19،26،27 الهدف من هذه الدراسة هو تطوير جدار الصدر العظمي والجلد غير المتجانس في الكتلة ، والغدة الصعترية ، وتقنية زرع القلب في الفئران لدراسة الآليات المناعية للعضو الصلب المشترك وزرع الأوعية الدموية المركب باستخدام تقنية الكفة العنقية غير الخياطة. يتم نشر هذا الطعم الخيفي العنقودي من خلال مفاغرة الشريان الأورطي الهابط للمتبرع إلى الشريان السباتي المشترك الأيمن والشريان الرئوي المتبرع إلى الوريد الوداجي الخارجي الأيمن. يعد الحفاظ على الأوعية الصدرية الداخلية وفروع الغدة الصعترية المرتبطة بها أمرا بالغ الأهمية لاختراق جدار الصدر (القص والأضلاع والعضلات والجلد) والغدة الصعترية.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

تم الانتهاء من جميع الإجراءات المنطوق في الامتثال مع جامعة جونز هوبكنز وزارة الزراعة في الولايات المتحدة ومتطلبات الخدمة الصحية العامة. يتبع هذا البروتوكول لجنة جامعة جونز هوبكنز رعاية الحيوان واستخدام، وافق مجلس المراجعة المؤسسية المبادئ التوجيهية (عدد بروتوكول M013M490). تم تسجيل البيانات بقاء النهائي للإجراءات الجراحية هو موضح أدناه. كل من الحيوانات المانحة والمتلقية تلقي التخدير وقائية باستخدام البوبرينورفين عند 0.1 مغ / كغ الشوري ساعة واحدة قبل الجراحة وفي البوبرينورفين الحيوان المتلقي هو إعادة تدار-في نفس الجرعة بعد زرع وإعادة مداوي حسب الحاجة في أول 48 ساعة بعد الجراحة.

1. المانحة المزروع الانتعاش

ملاحظة: يبدأ الجزء المانحة للزراعة 40 دقيقة في وقت سابق من زرع المتلقية للتقليل من الوقت تخدير المتلقي وتسهيل فترة نهاية في وقت واحد أو الأذن قليلاوقت انتهاء لير مقابل إعداد المتلقي.

  1. استخدام أدوات معقمة المجهرية القياسية وقفازات معقمة لهذا الإجراء. مختبرنا يستخدم التعقيم الأوتوكلاف من الأدوات المجهرية.
  2. تخدير الماوس المانحة (الذكور) باستخدام الأيزوفلورين تحريض المرذاذ عند 4٪. استخدام كليبرز الميكانيكية ارضحي إزالة الشعر من عنق الرحم، والصدر، ومنطقة البطن. وضع الحيوان في موقف ضعيف والحفاظ على الأيزوفلورين على 1-2٪ من خلال مخروط الأنف. ضمان التخدير المناسب في جميع أنحاء الداخلي من خلال تقييم دوري منعكس قرصة أخمص قدميه الانسحاب.
  3. قبل شق الجلد، وإعداد نطاق واسع المنطوق من خلال تطبيق البوفيدون اليود مطهر تليها ايزوبروبيل باستخدام قطعة من القطن المعقم.
  4. تبدأ سطحية عرضية شق الجلد مع مقص عبر الجلد عنق الرحم والبطن. ربط كل من شقوق بشكل ثنائي على غرار منتصف الإبط.
  5. باستخدام ملقط المجهريةتشريح المنطقة العنقية ثنائيا لتحديد وligate وتقسيم عروق الوريد الخارجية مع 6-0 خياطة الحرير ومقص. ثم استخدام كهربي تقسيم عضلات القصية الترقوية الخشائية لفضح عروق الوريد الداخلية والشرايين السباتية المشتركة، على المستوى الثنائي. تمرير الخيط الحرير 6-0 تحت اليسار من جانب والحق من جانب والشريان السباتي المشترك وعروق الوريد الداخلية في الأزياء بالجملة.
    ملاحظة: وسوف تكون مرتبطة ومقسمة في وقت لاحق في الخطوة 1.9.
  6. بشدة تقسيم عضلات حزام وما يرتبط بها من الأنسجة الهالي فضفاضة، وتقع الأمامي إلى القصبة الهوائية، وذلك باستخدام مقص لتحرير المرفقات المتبقية من منطقة عنق الرحم.
  7. باستخدام كهربي ثنائي القطب وتشريح حاد، وتقسيم العضلات الصدرية الكبرى والترقوة لفضح السفن تحت الترقوة وligate (6-0 خياطة الحرير) وتقسيم قريب.
  8. المقبل، بلطف، فهم وسحب القضيب الحيوان. على طول ظهر القضيب تصور الوريد الظهري للقضيب، وتطهيرالمنطقة مع ايزوبروبيل. باستخدام إبرة 30 G، وضخ 30،000 وحدة من الهيبارين عن طريق الوريد عن طريق الوريد الظهري والسماح القضيب لترتد مرة أخرى إلى موضعه الأصلي. قد يحدث تسرب جزء من الحل الهيبارين في الأنسجة المحيطة بها.
  9. باستخدام العلاقات السائبة وضعت سابقا حول الشريان السباتي المشترك وحبل الوريد الداخلي، ligate وتقسيم الهياكل، على المستوى الثنائي.
  10. استخدم المقص المقبلة لجعل شق intrabdominal عرضية. سلب الأمعاء لفضح infrahepatic الوريد الأجوف السفلي وحقن 2 مل من البرد حل شلل القلب الأوروبية كولينز في infrahepatic الوريد الأجوف السفلي. ضمان حقن السليم من خلال وضع تصور تلون الكبد ووقف ضربات القلب قبل التقدم إلى الخطوة التالية.
    ملاحظة: يتم تحضير محلول اليورو كولينز في المختبر لدينا، انظر الجدول الكواشف وأدوات محددة.
  11. باستخدام مقص الوصول إلى تجويف داخل الصدر عبر diaph الثنائيةشق ragmatic من البطن عرضة للخطر. تمديد شق رأسيا من خلال العضلات intercostals والضلوع. تعكس جدار الصدر تعريض القلب والغدة الصعترية، والأوعية الدموية الكبرى مع ضمان الحفاظ على الأوعية الصدرية الداخلية على طول جدار الصدر في وقت واحد.
  12. حقن فوق الكبد الوريد الأجوف السفلي مع 4 مل من البرد حل شلل القلب الأوروبية كولينز.
  13. تحديد جذر الشريان الأورطي وتتبع بشكل أقصى للالأبهر النازل. خفض حاد في الشريان الأورطي النازل (الحفاظ على طول القصوى).
  14. التعرف على الجذع الرئوي وتقسيم عادل الأقرب إلى نقطة فرعه (الحفاظ على طول القصوى). ثم باستخدام 2 مل من البرد حل شلل القلب الأوروبية كولينز، تدفق الجذع الرئوي والقلب عن طريق وضع البلاستيك اللين طرف القسطرة في التجويف من الجذع الرئوي.
  15. باستخدام 6-0 خياطة الحرير، ligate وتقسيم الوريد الأجوف السفلي، التقاء الأوردة الرئوية، وفروع التبعي من الثنائي الوريد الأجوف العلوي. ثم رفعوتشريح رأسيا القلب من المرفقات على طول القصبات الهوائية الجذعية الرئيسية والقصبة الهوائية مع الحرص على عدم دخول مجرى الهواء. باستخدام كهربي حاد وثنائي القطب تشريح جدار الصدر والغدة الصعترية، والقلب تحريرها تماما من الماوس المانحة.
  16. وأخيرا، وتقليم جدار الصدر المزروع خارج الحي إلى حجم أصغر، وذلك باستخدام مقص، وعلى طول القص والأضلاع الجانبية، مع الحرص على عدم تعطيل السفن الصدرية الداخلية (الشكل 1A). لتقليل النزف بعد إعادة التوعي، استخدم electrocauterization ثنائي القطب على طول حدود القص osteomusculocutaneous.
  17. وضع المزروع في 10 مل من البرد (4 س مئوية) حل اليورو كولينز إذا لم يتم إعداد المتلقي لأقحم. ومع ذلك، إذا كان المستفيد هو على استعداد لأقحم، ونقل المزروع مباشرة إلى الميدان المتلقي المنطوق.

2. إعداد مستلم

ملاحظة: لتقليل وقت تخدير المتلقي،بدء إعداد المتلقي في محطة منفصلة المنطوق حوالي 40 دقيقة قبل الانتهاء من حصاد المزروع المانحة.

  1. استخدام مجموعة منفصلة من الأدوات المجهرية العقيمة القياسية وقفازات معقمة لهذا الإجراء.
  2. تخدير الماوس المتلقي (ذكر أو أنثى) باستخدام الأيزوفلورين تحريض المرذاذ عند 4٪. استخدام كليبرز الميكانيكية ارضحي إزالة الشعر من حق المنطقة العنقية والصدرية.
  3. ضع الماوس في موقف ضعيف وزاوية الطرف العلوي الأيمن قليلا دون المستوى تشكيل زاوية 110 درجة بين الرأس والطرف العلوي الأيمن. الحفاظ على التخدير على 1-2٪ الأيزوفلورين من خلال مخروط الأنف.
  4. وضع النفط مرهم للعين على العيون الماوس باستخدام قضيب من القطن طرف. قبل شق الجلد، وإعداد نطاق واسع في موقع الجراحة باستخدام البوفيدون اليود مطهر تليها الإيزوبروبيل.
  5. باستخدام مقص، وجعل شق الجلد من خط الوسط على طول بور أدنى الصحيحدير للفك السفلي وتوسيع شق infero-أفقيا إلى منطقة الصدر الأيمن. عن طريق تشريح حادة مع ملقط الاوعية الدموية الدقيقة، وحشد من حبل الوريد الخارجي من قبل حرة محيطي السفينة من الأنسجة الرخوة والبرانية. تقسيم جميع فروع باستخدام كهربي، وإزالة الفص الأيمن من الغدة تحت الفك السفلي باستخدام تشريح حادة وكهربي إلى مساحة حرة للالمزروع.
  6. ضمان طول ما يكفي من حبل الوريد الخارجي لإيفرت على الكفة، وligate الوريد الخارجي الوريد باستخدام خياطة 6-0 الحرير. إدراج الوريد من خلال تجويف صفعة قبل القطع بوليميد واستخدام الاوعية الدموية الدقيقة المشبك بلدغ لإصلاح مجمع سفينة الكفة في المكان. ثم استخدام مقص، وتقسيم قريب من حبل الوريد الخارجي، إيفرت على الكفة، وإصلاح في مكان مع خياطة 10-0 النايلون. (الشكل 1B)
  7. تقسيم العضلات القصية الترقوية الخشائية اليمنى مع كهربي ثنائي القطب لفضح الشريان السباتي المشترك. الغوغاء محيطيilize الشريان رأسيا إلى القاصي معظم نقطة داخل منطقة عنق الرحم. ويتم إنجاز ذلك باستخدام تشريح حادة السفينة مع ملقط لإزالة الأنسجة الرخوة والبرانية المحيطة بها.
  8. باستخدام 6-0 خياطة الحرير، ligate وتقسيم الشريان السباتي المشترك. يمر الشريان من خلال تجويف صفعة قبل القطع بوليميد، وإصلاحه في مكان مع البلدغ الاوعية الدموية الدقيقة المشبك أقرب إلى مدخل الصدر وقت ممكن. تقسيم السفينة بشكل أقصى، تمدد بلطف السفينة باستخدام موسع المجهرية، إيفرت على الكفة، وإصلاح في مكان مع خياطة 10-0 النايلون. (الشكل 1B)
    ملاحظة: يتم وصف موسع المجهرية محدد في الجدول من الكواشف وأدوات محددة.

3. المزروع أقحم

  1. الحفاظ على الأجهزة معقمة القياسية وقفازات معقمة لوضع المزروع داخل منطقة عنق الرحم المتلقي في رأسا على عقب وموقف منحرف.
  2. بعد ذلك، وضع منطقة المسؤولية الهابطة المانحةالتجويف التشنج على بناء صفعة الشرياني للمتلقي، وإصلاحه في مكان مع خياطة 10-0 النايلون (الشكل 1C و1D).
  3. أزياء نفس مفاغرة كما في الخطوة 3.2 بين الشريان الرئوي المانحة ومقلوبة الخارجي بناء الوريد الوداجي مرتجلا من الماوس المتلقي (الشكل 1C و1D).
  4. أولا إزالة المشبك الاوعية الدموية الدقيقة وريدي (الخارجية الوداجي المنوال المشبك) ثم الافراج عن المشبك الشرياني (الشريان السباتي المشترك الشريان المشبك). خلال ضخه في الشرايين، وفحص مجمل المزروع لمعالجة أي نزيف. إذا تصور النزيف، تطبيق المشبك الشرايين لتقليل فقدان الدم والتخفيف من مصدر النزيف باستخدام كهربي ثنائي القطب.
  5. تفقد الكسب غير المشروع والتأكد من الارقاء. إطلاق سراح وإزالة المشبك الاوعية الدموية الدقيقة في الشرايين. مراقبة القلب تظهر علامات ضخه، والتي سوف تكون واضحة على الفور مع التوسع السريع في حجم حجرات القلب، وانتظر بتناول أن تبدأ خلال 0.5-1 دقيقة. استخدام المياه المالحة الدافئة (35 درجة مئوية) لترطيب القلب.
  6. ثنى جدار الصدر إلى الوضعية التشريحية حتى لا تحفز أي مجعد أو التوترات على anastomoses. إغلاق الجلد من الجروح يستخدم 6-0 خيوط النايلون المستمرة (الشكل 1E).

4. بعد العملية الجراحية العناية

  1. تدير 0.3 مل العادية المالحة السائل داخل الصفاق البلعة على الفور بعد العمل الجراحي لاستبدال السوائل.
  2. ثم حقن تحت الجلد البوبرينورفين (0.1mg / كغ) وenrofloxacin (5mg / كغ) للألم والإصابة الوقاية، على التوالي.
  3. وضع الحيوان تحت مصباح الحرارة حتى الاستيقاظ من التخدير والعودة إلى الاستلقاء القصية. خلال فترة الانتعاش، وفحص الرقبة لتصور القلب النابض fibrillating للالمزروع ضمان نضح المزروع كاف.
  4. مرة واحدة مستيقظا وفي وضعية الاستلقاء، وعودة الماوس إلى قفص منفصل (دون رفقة الفئران الأخرى) حيث يمكن الحصول على الغذاء والمياه الإعلانية libitum. بسبب أي اقتراح المقيدة الطفيفة المؤقتة في الطرف العلوي الأيمن، وترك مصدر الغذاء الجيلاتين على أرضية القفص.
  5. مراقبة الماوس المتلقي لمدة 1 ساعة بعد العمل الجراحي ومن ثم إعادته إلى مرفق القفص حيث يمكن الحصول على الغذاء والماء بالمال وبالشهرة أيضا الإعلانية ويتم فحص ثلاث مرات في اليوم لمدة ساعة 24 الأولى للنشاط والحصة الغذائية. مراقبة الفئران لعلامات الألم والضيق وإعادة الجرعة مع البوبرينورفين (0.1mg / كلغ) تحت الجلد مرتين يوميا حسب الحاجة للساعة 72 الأولى. فحص الحيوانات يوميا بعد ذلك ووزن لهم كل أسبوع.
  6. التشاور مع موظف البيطري إذا تعرض أي الفئران علامات الألم والضيق، أو انخفضت كمية الأعلاف. النظر في القتل الرحيم في وقت مبكر (في بروتوكول لدينا أسلوب القتل الرحيم توظف CO 2 جرعة زائدة لمدة 7 دقائق، تليها خلع عنق الرحم).
  7. يتم تعريف وقف ضربات القلب المزروع بمثابة نقطة نهاية محددة مما دفع الماوس لتكون الصورةacrificed.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

مسانج C57BL / 6 زرع حققت البقاء على قيد الحياة على المدى الطويل. أثبتت تصميم المزروع (الشكل 1) أن تكون ناجحة من وجهة نظر البقاء على قيد الحياة الحيوانية والقدرة على تقييم بقاء المزروع مستمر. وقد تجلى ذلك من خلال الجلد المغطي قابلة للحياة، ونشط نمو الشعر المزروع المستمر المتبقية، وكانوا قادرين على أن تقيم مع التصور والإصبع جس النبض. يتم تمثيل البيانات بقاء في الشكل 2 لمسانج زرع الفئران. وكان متوسط ​​الوقت البقاء على قيد الحياة أكثر...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

هناك العديد من الظواهر التي تؤثر في التحقيق المناعية من زرع الطعم الخيفي، والتي تشمل ولكن لا تقتصر على آليات الرفض الحاد والمزمن، تقديم المستضد المباشر وغير المباشر، وتوعية المتلقي، أو تحريض الخيمرية مختلطة. وأصبحت 19 النماذج الحيوانية يتم تطبيق معيار الذهب لدراسة زرع المناعة، ونماذج الماوس شعبيا نظرا لانخفاض تكلفتها، وتوافر المعدلة وراثيا وخروج المغلوب الجينات الفئران، الاجسام المضادة المتاحة تجاريا، انخفضت قريب مطالب البيطرية والإسكان، وسهولة النسخ المتماثل. حتى الآن،...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين أي تضارب في المصالح أو إفصاحات مالية للإعلان عنها.

شكر وتقدير

تم تمويل هذا العمل من قبل جائزة الباحث الأكاديمي للجمعية الأمريكية لجراحي التجميل لعام 2014.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
Euro-Collinsلا يتم شراء الحل تجاريا ولكن يتم تحضيره في المختبر. لعمل محلول سعة 500 مل ، أضف المكون المدرج أدناه إلى 330 مل من الماء المقطر المزدوج. تخلط جيدا ، ثم املأ باقي 170 مل من الماء المقطر المزدوج في المحلول إلى حجم نهائي يبلغ 500 مل
المكونات: 1.02 جم KH2< / sub>PO4< / sub> ، 3.66 جم K2< / sub>HPO4< / sub> ، 0.56 جم KCl و 0.42 جم NaHCO3< / sub> و 17.52 جم من الجلوكوز.
خياطةإثيلونMWI 726676-0 إثيلون https://www.mwivet.com (MWI - المستلزمات البيطرية)
بوليميد الكفة الوريد (21 جم) VentionMedical141-0043http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
بوليميد كفة الشريان (24G)Vention Medical141-0027http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/
قسطرة بلاستيكية ناعمةTerumoSR *OX2419CA24 جيجا × 3/4 بوصة 
موسع الجراحة المجهريةS & D-5a.1، 11 سم، FH، 0.1 مم AT10d
حل موسع T

المراجع

  1. Santiago, S. F., et al. Heterotopic sternum transplant in rats: A new model of a vascularized bone marrow transplantation. Microsurgery. 19 (7), 330-334 (1999).
  2. Bozkurt, M., Klimczak, A., Nasir, S., Zor, F., Krokowicz, L., Siemionow, M. Composite osseomusculocutaneous sternum, ribs, thymus, pectoralis muscles, and skin allotransplantation model of bone marrow transplantation. Microsurgery. (1), 43-50 (2013).
  3. Klimczak, A., Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Siemionow, M. Applications of bilateral vascularized femoral bone marrow transplantation for chimerism induction across the major histocompatibility (MHC) barrier: part II. Ann Plast Surg. 57 (4), 422-430 (2006).
  4. Agaoglu, G., Carnevale, K. A., Zins, J. E., Siemionow, M. Bilateral vascularized femoral bone transplant: a new model of vascularized bone marrow transplantation in rats, part I. Ann Plast Surg. 56 (6), 658-664 (2006).
  5. Agaolgu, G., Unal, S., Siemionow, M. Transplantation of the vascularized bone allograft into the inguinal region. Plas Reconstr Surg. 115 (6), 1794-1795 (2005).
  6. Ozer, K., et al. Induction of tolerance to hind limb allografts in rats receiving cyclosporine A and antilymphocyte serum: effect of duration of the treatment. Transplantation. 75 (1), 31-36 (2003).
  7. Mundinger, G. S., et al. Tunneled superficial inferior epigastric artery (SIEA) myocutaneous/vascularized femur chimeric flaps: a model to study the role of vascularized bone marrow in composite allografts. Microsurgery. 32 (2), 128-135 (2012).
  8. Barth, R. N., et al. Vascularized bone marrow-based immunosuppression inhibits rejection of vascularized composite allografts in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 11 (7), 1407-1416 (2011).
  9. Siemionow, M., Izycki, D., Ozer, K., Ozmen, S., Klimczak, A. Role of thymus in operational tolerance induction in limb allograft transplant model. Transplantation. 81 (11), 1568-1576 (2006).
  10. Nobori, S., et al. Thymic rejuvenation and the induction of tolerance by adult thymic grafts. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 103 (50), 19081-19086 (2006).
  11. Menard, M. T., et al. Composite ‘thymoheart’ transplantation improves cardiac allograft survival. Am J Transplant. 4 (1), 79-86 (2004).
  12. Hunt, S. A. Taking heart--cardiac transplantation past, present, and future. N Engl J Med. 355 (3), 231-235 (2006).
  13. Shah, A. B., Patel, J. K., Rafiei, M., Morrissey, R. P., Kittleson, M. M., Kobashigawa, J. A. The impact of mean first-year heart rate on outcomes after heart transplantation: does it make a difference? Clin Transplant. 27 (5), 659-665 (2013).
  14. Kaczmarek, I., et al. Tacrolimus with mycophenolate mofetil or sirolimus compared with calcineurin inhibitor-free immunosuppression (sirolimus/mycophenolate mofetil) after heart transplantation: 5-year results. J Heart Lung Transplant. 32 (3), 277-284 (2013).
  15. Mastrobuoni, S., Dell'Aquila, A. M., Azcarate, P. M., Rabago, G., Herreros, J. Long-term survival (>20 years) following heart transplantation. J Cardiovasc Surg. 53 (5), 677-684 (2012).
  16. Hamour, I. M., Khaghani, A., Kanagala, P. K., Mitchell, A. G., Banner, N. R. Current outcome of heart transplantation: a 10-year single centre perspective and review. QJM. 104 (4), 335-343 (2011).
  17. Schultz, B. D., Mohan, R., Dorafshar, A. H., Gottlieb, L. J. Chest Wall, Thymus and Heart Vascularized Composite Allograft Proof of Concept Cadaveric Model for Heart Transplantation. Ann Plast Surg. 73 (1), 102-104 (2014).
  18. Sosin, M., Torregrossa, G., Gerosa, G., Tuffaha, S. H., Dorafshar, A. H. Pushing the Boundary of Solid Organ and Vascularized Composite Allotransplantation: A Clinical Chest Wall, Thymus, and Heart Transplant Simulation. American Society of Reconstructive Microsurgery Annual Meeting. 2015 Jan 26, Paradise Island, Bahamas, , (2015).
  19. Oberhuber, R., et al. Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique. J Vis Exp. (92), e50753(2014).
  20. Huang, X., et al. A modified model of cervical heterotopic cardiac transplantation for chronic rejection research. Zhongguo Xiu Fu Chong Jian Wai Ke Za Zhi. 22 (12), 1508-1510 (2008).
  21. Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nat Protoc. 2 (3), 471-480 (2007).
  22. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Heart transplantation in congenic strains of mice. Transplant Proc. 5 (1), 733-735 (1973).
  23. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
  24. Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3,000 operations by one surgeon. J Heart Lung Transplant. 20 (10), 1123-1128 (2001).
  25. Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse. J Invest Surg. 26 (4), 223-228 (2013).
  26. Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique. Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).
  27. Tomita, Y., Zhang, Q. W., Yoshikawa, M., Uchida, T., Nomoto, K., Yasui, H. Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice. Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).
  28. Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation. Birth Defects Res C Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).
  29. Quaini, F., et al. Chimerism of the transplanted heart. N Engl J Med. 346 (1), 5-15 (2002).
  30. Laflamme, M. A., Myerson, D., Saffitz, J. E., Murry, C. E. Evidence for cardiomyocyte repopulation by extracardiac progenitors in transplanted human hearts. Circ Res. 90 (6), 634-640 (2002).
  31. Leventhal, J., et al. Chimerism and tolerance without, GVHD or engraftment syndrome in, HLA-mismatched combined kidney and hematopoietic stem cell transplantation. Sci Transl Med. 4 (124), 124-128 (2012).
  32. Talmor, M., et al. Bone marrow-derived chimerism in non-irradiated, cyclosporin-treated rats receiving microvascularized limb transplants: evidence for donor-derived dendritic cells in recipient lymphoid tissues. Immunology. 86 (3), 448-455 (1995).
  33. Arslan, E., Klimczak, A., Siemionow, M. Chimerism induction in vascularized bone marrow transplants augmented with bone marrow cells. Microsurgery. 27 (3), 190-199 (2007).
  34. Page, E. K., Dar, W. A., Knechtle, S. J. Tolerogenic therapies in transplantation. Front Immunol. 3, 198(2012).
  35. Lukomska, B., Durlick, M., Cybulska, E., Olszewski, W. L. Comparative analysis of immunological reconstitution induced by vascularized bone marrow versus bone marrow cell transplantation. Transpl Int. 9, Suppl 1. S492-S496 (1996).
  36. Brandacher, G., Lee, W. P., Schneeberger, S. Minimizing immunosuppression in hand transplantation. Expert Rev Clin Immunol. 8 (7), 673-683 (2012).
  37. Lin, C. H., et al. The neck as a preferred recipient site for vascularized composite allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 133 (2), 133e(2014).
  38. Sucher, R., et al. Hemiface allotransplantation in the mouse. Plast Reconstr Surg. 129 (4), 867-870 (2012).
  39. Sucher, R., et al. Mouse hind limb transplantation: a new composite tissue allotransplantation model using nonsuture supermicrosurgery. Transplantation. 90 (12), 1374-1380 (2010).
  40. Sucher, R., et al. Orthotopic hind-limb transplantation in rats. J Vis Exp. (41), e2022(2010).
  41. Maglione, M., et al. A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis. Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).
  42. Zou, Y., Brandacher, G., Margreiter, R., Steurer, W. Cervical heterotopic arterialized liver transplantation in the mouse. J Surg Res. 93 (1), 97-100 (2000).
  43. Kamada, N., Calne, R. Y. Orthotopic liver transplantation in the rat. Technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage. Transplantation. 28 (1), 47-50 (1979).
  44. Zimmermann, F. A., Butcher, G. W., Davies, H. S., Brons, G., Kamada, N., Türel, O. Techniques for orthotopic liver transplantation in the rat and some studies of the immunologic responses to fully allogeneic liver grafts. Transplant. Proc. 11 (1), 571-577 (1979).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

زراعة الكتلة غير المتجانسة في موقع مغايرزراعة المركبات الوعائية الخيفيةزراعة قلب الفئرانزراعة القلب والغدة الزعترية بجدار الصدرتقنية الربط بدون خياطةالمفاغرة الوعائية الجراحية المجهريةالنسيج المكون للدم المشتق من المتبرعزراعة الأنسجة اللمفاوية الأوليةتحريض التسامح المناعينموذج بقاء الطعم الخيفي
A المجهرية نموذج رواية لمنتبذ، جناح كتلة جدار الصدر، الغدة الصعترية، وزرع القلب في الفئران
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.