يتطلب اشتراك JoVE لعرض هذا المحتوى. تسجيل الدخول أو ابدأ نسخة تجريبية مجانية

مقالة منهجية

التصوير ألياف هرمون السيروتونين في الحبل الشوكي الماوس عن طريق وضوح / تقنية مكعب

10.1K مشاهدة

⸱

DOI:

10.3791/53673

⸱

فبراير 26, 2016

 ,  , 
1Brain Structure and Function Group, Neuroscience Research Australia, 2School of Medical Sciences, The University of New South Wales

في هذه المقالة

ملخص

تعتبر الإسقاطات فوق الشوكية

مهمة لإدراك الألم والسلوكيات الأخرى ، والألياف السيروتونية هي أحد أنظمة الألياف هذه. ركزت الدراسة الحالية على تطبيق بروتوكول CLARITY / CUBIC المركب على الحبل الشوكي للفأر من أجل التحقيق في إنهاء هذه الألياف السيروتونية.

الملخص

الألياف الهابطة طويلة إلى الحبل الشوكي ضرورية للتحرك، الإحساس بالألم، وغيرها من السلوكيات. نمط إنهاء الألياف في الحبل الشوكي لغالبية أنظمة الألياف هذه لم يتم التحقيق بدقة في أي نوع من الأنواع. الألياف هرمون السيروتونين، التي المشروع إلى الحبل الشوكي، وقد درست في الفئران وopossums على أقسام النسيجية وتم الأهمية الوظيفية استنتاجها على أساس نمط إنهاء الألياف في الحبل الشوكي. مع تطور وضوح وتقنيات مكعب، فمن الممكن للتحقيق في هذا النظام الألياف وتوزيعه في الحبل الشوكي، والتي من المرجح أن تكشف عن ميزات لم تكن معروفة سابقا من مسارات فوق الشوك هرمون السيروتونين. هنا، ونحن نقدم بروتوكول مفصلة لتصوير الألياف هرمون السيروتونين في الحبل الشوكي الماوس باستخدام وضوح جنبا إلى جنب وتقنيات مكعب. الأسلوب ينطوي على نضح من الفأر مع حل هيدروجيل وتوضيح الأنسجة مع تنافسيةأوجه تطهير الكواشف. تم تطهير أنسجة الحبل الشوكي في أقل من أسبوعين، واكتمل تلوين مناعي لاحقا ضد السيروتونين في أقل من عشرة أيام. مع المجهر الفلورسنت متعددة الفوتون، وتفحص الأنسجة وإعادة بنائها صورة 3D باستخدام برنامج سيريكس.

المقدمة

الإسقاطات فوق الشوكية هي المسؤولة عن تعديل السلوكيات المتنوعة مثل إدراك الألم. يحتوي أحد الإسقاطات التي تحمل معلومات تحسس الألم على ألياف هرمون السيروتونين ، والتي تنشأ من رافيه الدماغ الخلفي والنوى الشبكية المجاورة1،2. أظهرت الدراسات الفسيولوجية والدوائية زيادة في إطلاق السيروتونين في القرن الظهري للحبل الشوكي بعد التحفيز الكهربائي لنوى الراف في الدماغ الخلفي3-5. في الفئران والأبوسوم ، تحتوي الألياف الشوكية السيروتونية على أطراف كثيفة ، ليس فقط في القرن الظهري6-8 ، ولكن أيضا في المنطقة الوسيطة7،9،10 ، والقرن البطني7،11 ، وحتى الصفيحة 1012،13. لا توجد دراسات مماثلة في الفأر. هدفت الدراسة الحالية إلى رسم خريطة لنمط إنهاء ألياف هرمون السيروتونين الناشئة عن نوى الدماغ الخلفي والنوى الشبكية المجاورة لها في الحبل الشوكي للفأر باستخدام طريقة CLARITY14 المنشورة مؤخرا وتعديلها - CUBIC15.

تظهر الكيمياء التألق التقليدي أو البيروكسيداز المناعية للحبل الشوكي بوضوح توزيع ألياف هرمون السيروتونين في المادة الرمادية للحبل الشوكي في مقاطع عرضية بسمك 30-40 ميكرومتر. ومع ذلك ، فإن هذا النهج لا يظهر استمرارية مسارات الألياف السيروتونية في المادة البيضاء وضماناتها في المادة الرمادية. على الرغم من أن إعادة البناء ثلاثية الأبعاد للأقسام النسيجية قد طورت معرفتنا بالمسالك الليفية ، إلا أنه لا يزال يمثل تحديا لعلماء الأنسجة وعلماء التشريح لمتابعة جهاز واحد بسبب التشوهات الصغيرة في الأنسجة الناتجة عن القطع. للتحايل على هذه العقبة ، طور عدد من الباحثين بروتوكولات مختلفة لجعل بنية الأنسجة بأكملها شفافة ، وجمع صورة للأنسجة غير المعدلة في ملف فيديو واحد17-21. حتى الآن ، فإن تقنية هيدروجيل الأنسجة الصلبة الشفافة ، المتبادلة بالدهون ، المهجنة بالأكريلاميد ، المتوافقة مع التصوير / التلوين المناعي ، والتي طورتها مجموعة Deisseroth14،15 ، وكذلك CUBIC ، التي طورتها Susaki et al16 هي الأكثر نجاحا. منذ نشر البروتوكولات ، بدأ العديد من الباحثين في استخدام هذه التقنيات للتحقيق في جوانب مختلفة من الأنسجة البيولوجية ، بما في ذلك ، ليس فقط الدماغ22-25 ، ولكن أيضا القلب والكلى والأمعاء والرئتين26،27.

عن طريق تثبيت الحبل الشوكي للفأر بمحلول الهيدروجيل (CLARITY) والتنظيف باستخدام كواشف CUBIC (وهي طريقة أسرع بكثير من تلك الموصوفة في بروتوكول CLARITYالأصلي 14،15) ، تم إزالة كتلة أنسجة الحبل الشوكي بطول 2-3 مم في غضون أسبوعين واكتمل تلطيخ التألق المناعي للسيروتونين في ثمانية أيام. باستخدام مزيج من العوامل الكيميائية ، يمكن استخدام الكيمياء المناعية التقليدية لإنشاء صورة لمسارات الألياف الفردية في ملف فيديو ثلاثي الأبعاد في شهر واحد تقريبا.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

البروتوكول

أخلاقيات الإعلان: جميع الإجراءات التي تجرى على الحيوانات يتبع المبادئ التوجيهية للجنة رعاية الحيوان والأخلاق (ACEC) في جامعة نيو ساوث ويلز (عدد ACEC وافق هو 14 / 94A).

1. إعداد شفاف الحبل الشوكي ماوس

  1. إعداد الجليد الباردة هيدروجيل الحل
    1. إعداد 16٪ من محلول بارافورمالدهيد (PFA)
      1. إضافة 16 غرام من مسحوق امتصاص العرق إلى 70 مل قبل تحسنت الماء المقطر (50-55 درجة مئوية) ويقلب على محرك مغناطيسي ساخنة حتى يذوب امتصاص العرق. ملاحظة: لا تسمح للحل للحرارة أكثر من 55 درجة مئوية، وتكون على علم بأن امتصاص العرق هي سامة.
      2. نقل الحل لامتصاص العرق على اسطوانة وإضافة الماء المقطر إلى 100 مل. تبريد حل لامتصاص العرق باستخدام 4 درجات مئوية الثلاجة.
    2. حل 125 ملغ VA-044 البادئ في 26.25 مل من الماء المقطر وتبريد الحل في 4° C الثلاجة.
    3. بارد 5 مل من محلول مادة الأكريلاميد (40٪)، 1.25 مل مكرر حل (2٪) (تنبيه: مكرر والحلول الأكريلاميد سامة، قد تسبب تشوهات وراثية أو السرطان)، 5 مل 10X برنامج تلفزيوني، 12.5 مل 16٪ محلول PFA، و VA-044 حل البادئ على الجليد.
    4. مزيج من الحلول السابقة على الجليد.
      ملاحظة: الحجم الكلي هو 50 مل.
  2. نضح ومجموعة من الحبل الشوكي الماوس
    1. تخدير الفأر مع حقنة داخل الصفاق من الكيتامين (80 ملغ / كلغ) وxyzaline (5 ملغ / كلغ) المخفف في محلول ملحي 0.9٪. الجرعة فأرة الحاسوب يمكن أن يكون أقل من ذلك بالنسبة للفئران.
    2. على سطح البلاستيك مناسب في غطاء الدخان، وتحديد أطرافه من الفأرة بعيدا عن الجسم (شريط لاصق غير فعال) مرة واحدة لا يستجيب الماوس لقرصة إلى جلدها القدم.
    3. قطع الجلد الماوس فوق الصدر ثم الصدر العظام لفضح القلب مع مقص.
    4. باستخدام مضخة تحوي، مع إبرة 25 G المرفقة إلى thه نهاية الأنبوب، إدراج الإبرة في البطين الأيسر من القلب، قص الأذين الأيمن لإنشاء نقطة خروج الدم ثم تبدأ الغسيل مع محلول ملحي 40 مل 0.9٪ بمعدل ما يقرب من 10 مل / دقيقة.
    5. عند اكتماله، يروي الماوس مع 35 مل الجليد حل هيدروجيل البارد.
      ملاحظة: يروي بسرعة 10 مل / دقيقة لتجنب تورم في الأنسجة العصبية.
    6. شق الجلد على الظهر مع شفرة ثم قم بإزالة العضلات بجانب الفقاريات. بعد قطع أقواس العمود الفقري على جانب واحد والتقليب منهم إلى الجانب الآخر، واتخاذ الحبل الشوكي من العمود الفقري مع مقص غرامة.
  3. تطهير الحبل الشوكي ماوس
    1. وضع الحبل الشوكي في 15 مل من محلول هيدروجيل بين عشية وضحاها في 4 درجات مئوية.
    2. إزالة 10 مل من محلول هيدروجيل وتصب بقية الحل مع شرائح الحبل الشوكي إلى أنبوب 5 مل. ملء أنبوب 5 مل مع حل هيدروجيل حتى يكون كامل تماما.
    3. تمتد قطعة صغيرة من بارافيلم على الجزء العلوي من أنبوب 5 مل ثم لف بارافيلم حول عنق الأنبوب. ملاحظة: تأكد من الاتصالات بارافيلم الحل هيدروجيل وعدم وجود فقاعات بين حل هيدروجيل وبارافيلم.
    4. وضع أنبوب 5 مل في 37   ° C فرن بين عشية وضحاها. مراقبة الحل هيدروجيل حتى يصبح مادة هلامية.
    5. خذ أنبوب 5 مل من الفرن وإزالة هلام من أنبوب مع مفتاح البراغي (مثل جرف 1 مل ماصة). إزالة هلام من نسيج الحبل الشوكي عن طريق الالتزام الأنسجة الخشنة إلى هلام ثم أخذ الأنسجة الخشنة بعيدا (فإن جل التمسك الأنسجة، وبالتالي سوف يتم التوقف عن الأنسجة).
    6. بعد إزالة هلام من نسيج الحبل الشوكي، وغسل النخاع الشوكي 4 مرات مع برنامج تلفزيوني 1X (الرقم الهيدروجيني 7.4) لمدة 24 ساعة على شاكر.
    7. إعداد الحل المقاصة مكعب بحلول بحل 3.85 غرام اليوريا و3.85 ز ن، ن، ن '، N' tetrakis (2-هيدروكسي) ethylenediam المعهد الوطني للإحصاء في 5.38 مل من الماء المقطر.
      ملاحظة: يتم استخدام النمام الساخن. إضافة 2.31 ز البولي ايثيلين جلايكول الأحادي ف isooctylphenyl الأثير / تريتون X-100 إلى الحل مرة واحدة فمن الواضح ويبرد إلى درجة حرارة الغرفة.
      ملاحظة: 10 غرام من هذه المواد الكيميائية الثلاثة هم للماوس واحدة.
    8. قطع الحبل الشوكي الماوس coronally الى شرائح 2-3 ملم طويلة مع شفرة الحلاقة ووضعها في 5 مل من محلول تطهير CUBIC أعلاه. وضع على شاكر في الفرن على 37   ° مئوية لمدة 3 أيام.
    9. بعد ثلاثة أيام، وتغيير الحل المقاصة إلى واحدة جديدة. ملاحظة: يتم تحضير المحلول المذكور أعلاه قبل استخدامها.
    10. في وقت لاحق يومين إلى ثلاثة أيام بعد منعش الحل المقاصة مكعب، تحقق الشفافية في الأنسجة ضد ورقة مع الخط 8 حروف. إذا كانت شفافة، يمكن أن ينظر إلى الرسائل عبر النسيج مسح. إزالة حل المقاصة وإضافة 4 مل من PBST (0.1٪ تريتون-X100) لغسل الأنسجة 4 مرات يوميا (كل 6 ساعات).

معشوقة = "jove_title"> 2. المناعي تلطيخ

  1. احتضان شرائح الحبل الشوكي في حل الأجسام المضادة الأولية (مكافحة السيروتونين، التي أثيرت في الأرنب، المخفف 1: 100 في PBST) لمدة 3 أيام على شاكر في 37 درجة مئوية الفرن.
  2. إزالة حل الأجسام المضادة وإضافة 4 مل من PBST (0.1٪ تريتون-X100) لغسل شرائح الحبل الشوكي 4 مرات يوميا (كل 6 ساعات) في 37 درجة مئوية الفرن.
  3. إزالة حل PBST وإضافة محلول الأجسام المضادة الثانوية (594 الماعز مترافق المضادة للأرنب مفتش، المخفف 1: 100 في PBST) لاحتضان النسيج لمدة 3 أيام على شاكر في 37 درجة مئوية الفرن.
  4. إزالة حل الأجسام المضادة الثانوية وإضافة 4 مل من PBST لغسل شرائح الحبل الشوكي 4 مرات يوميا (كل 6 ساعات) على شاكر في 37 درجة مئوية الفرن. في اليوم التالي الأنسجة جاهزة للتصوير.

3. التصوير

  1. إزالة حل PBST وإضافة 4 مل من 85٪ الجلسرين لجعل معامل الانكسار من الأنسجة حتى.
    2. التحقق من وضوح الأنسجة. مرة واحدة هو واضح في ما يقرب من 1 ساعة، وضع النسيج على كبير، وشريحة زجاجية رقيقة الذي يناسب إطار عقد فلوري المجهر متعددة الصورة.
  2. وضع بضع قطرات من الجلسرين 85٪ بجانب نسيج الحبل الشوكي وساترة مع ساترة زجاج 22 × 50 مم 2.
    ملاحظة: اتجاه الحبل الشوكي يقرر كيف تبدو صورة مثل.
  3. وضع شريحة زجاجية على الإطار عقد المجهر الفلورسنت متعددة الفوتون ونقل الأنسجة في مسار الضوء.
  4. اختيار هيليوم نيون خط ليزر 594 نانومتر، وضبط شدة الليزر إلى المستوى الأمثل عن طريق التحقق من سطوع إشارة إيجابية في صورة حية.
  5. حدد منطقة المسح الضوئي للأنسجة الحبل الشوكي باستخدام الهدف 20X (في الماء، NA 0.7) والاستعداد لإنشاء ض المكدس، وعمق كل خطوة لتعيين 3 ميكرون.
  6. فحص الأنسجة من أعلى إلى أسفل ض المكدس تحت objec 20X(كان حجم الخطوة 1 ميكرون) TIVE ثم الهدف 63X (في مجال النفط، NA 1.4)، على التوالي. إعادة أشرطة الفيديو 3D باستخدام برنامج 3D 28.

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

النتائج

يعرض هذا القسم النتائج من تلطيخ السيروتونين الأجسام المضادة في الحبل الشوكي الماوس شفافة باستخدام مزيج من وضوح والبروتوكولات مكعب. وتبين لنا أن الألياف هرمون السيروتونين موجودة في كل صفيحة من الحبل الشوكي مع غلبة في الجزء البطني من القرن البطني (الشكل 1، وانظر أيضا فيديو 1). لم الأنسجة السيطرة ليس لديهم انسجة إيجابية (لم تظهر نتيجة). في القرن البطني، والألياف هرمون السيروتونين المكتظ موجودة في جزء بطني إنسي من القر...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المناقشة

وصف بروتوكول يبين كيفية الألياف صورة هرمون السيروتونين في الحبل الشوكي الماوس مع وضوح جنبا إلى جنب وتقنيات مكعب. انه يقدم عملية المقاصة أسرع مقارنة مع بروتوكول المقاصة السلبي التي وضعتها تشيونغ وآخرون. 14 وتومر وآخرون. 15 ويسمح للأنسجة الحبل الشوكي لتكون معتمدة بشكل جيد من قبل هيدروجيل خلال المقاصة.

خطوة هامة أثناء التثبيت من الحبل الشوكي الماوس، كما ذكرت من قبل تشيونغ ...

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

الإفصاحات

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

شكر وتقدير

تم دعم هذا العمل من قبل مركز التميز لوظائف الدماغ التكاملية التابع لمجلس البحوث الأسترالي (ARC Centre Grant CE140100007) ، وهو منحة مشروع NHMRC (# 1086643). يتم دعم البروفيسور جورج باكسينوس من قبل زميل أبحاث رئيسي أول منحة NHMRC (# 1043626).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

المواد

قائمة المواد المستخدمة في هذه المقالة
الاسمالشركةرقم فهرسيالتعليقات
Photoinitiator VA044Wakova-044 / 225-02111http://www.wako-chem.co.jp/specialty/waterazo/VA-044.htm
محلول أكريلاميد 40٪Bio Rad161-0140http://www.bio-rad.com/en-au/sku/161-0140-40-acrylamide-solution
2٪ مكرر الحلBio Rad161-0142http://www.bio-rad.com/en-au/sku/161-0142-2-bis-solution?parentCategoryGUID=5e7a4f31-
879c-4d63-ba0b-82556a0ccf1d
paraformaldehydeSigma158127 http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sial/158127?lang=en®ion=AU
اليورياميرك ميليبور66612http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/Urea---CAS-57-13-6---Calbiochem,EMD_BIO-66612
N ، N ، N '، N '، N'-tetrakis (2-hydroxypropyl) إيثيلينديامينميرك ميليبور821940http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/Ethylenediamine-N ، N ، N '، N'-tetra-2-propanol ، MDA_CHEM-821940
Triton-X 100Merck Millipore648462http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/TRITON®-X-100-Detergent---CAS-9002-93-1---Calbiochem,EMD_BIO-648462
السكروزسيجماS0389http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/s0389?lang=en®ion=AU
السيروتونين الجسم المضادميرك ميليبورAB938http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/Anti-Serotonin-Antibody,MM_NF-AB938
الماعز المضاد للأرانب IgG (H + L) الجسم المضاد الثانوي ، Alexa Fluor & reg ؛ 594الحياةالمترافقة   ؛ A-11012https://www.lifetechnologies.com/order/genome-database/antibody/Rabbit-IgG-H-L-Secondary-Antibody-Polyclonal/A-11012
مجهر متعدد الفوتونلايكالايكا TCS SP5 MP STEDhttp://www.leica-microsystems.com/products/confocal-microscopes/details/product/leica-tcs-sp5-mp/
تقنيات

المراجع

  1. Rivot, J. P., Chaouch, A., Besson, J. M. Nucleus raphe magnus modulation of response of rat dorsal horn neurons to unmyelinated fiber inputs: partial involvement of serotonergic pathways. J Neurophysiol. 44 (6), 1039-1057 (1980).
  2. Liang, H., Paxinos, G., Watson, C. Projections from the brain to the spinal cord in the mouse. Brain Struct Funct. 215 (3-4), 159-186 (2011).
  3. Sorkin, L. S., McAdoo, D. J., Willis, W. D. Raphe magnus stimulation-induced anti-nociception in the cat is associated with release of amino acids as well as serotonin in the lumbar dorsal horn. Brain Res. 618 (1), 95-108 (1993).
  4. Rivot, J. P., Chiang, C. Y., Besson, J. M. Increase of serotonin metabolism within the dorsal horn of the spinal cord during nucleus raphe magnus stimulation, as revealed by in vivo electrochemical detection. Brain Res. 238 (1), 117-126 (1982).
  5. Hentall, I. D., Pinzon, A., Noga, B. R. Spatial and temporal patterns of serotonin release in the rat's lumbar spinal cord following electrical stimulation of the nucleus raphe magnus. Neuroscience. 142 (3), 893-903 (2006).
  6. Bullitt, E., Light, A. R. Intraspinal course of descending serotoninergic pathways innervating the rodent dorsal horn and lamina X. J Comp Neurol. 286 (2), 231-242 (1989).
  7. Jones, S. L., Light, A. R. Termination patterns of serotoninergic medullary raphespinal fibers in the rat lumbar spinal cord: an anterograde immunohistochemical study. J Comp Neurol. 297 (2), 267-282 (1990).
  8. Marlier, L., Sandillon, F., Poulat, P., Rajaofetra, N., Geffard, M., Privat, A. Serotonergic innervation of the dorsal horn of rat spinal cord: light and electron microscopic immunocytochemical study. J Neurocytol. 20 (4), 310-322 (1991).
  9. Morrison, S. F., Gebber, G. L. Axonal branching patterns and funicular trajectories of raphespinal sympathoinhibitory neurons. J Neurophysiol. 53 (3), 759-772 (1985).
  10. Barman, S. M., Gebber, G. L. The axons of raphespinal sympathoinhibitory neurons branch in the cervical spinal cord. Brain Res. 441 (1-2), 371-376 (1988).
  11. Martin, G. F., Cabana, T., Ditirro, F. J., Ho, R. H., Humbertson, A. O. Jr Raphespinal projections in the North American opossum: evidence for connectional heterogeneity. J Comp Neurol. 208 (1), 67-84 (1982).
  12. Bowker, R. M., Westlund, K. N., Coulter, J. D. Origins of serotonergic projections to the lumbar spinal cord in the monkey using a combined retrograde transport and immunocytochemical technique. Brain Res Bull. 9 (1-6), 271-278 (1982).
  13. Watkins, L. R., Griffin, G., Leichnetz, G. R., Mayer, D. J. Identification and somatotopic organization of nuclei projecting via the dorsolateral funiculus in rats: a retrograde tracing study using HRP slow-release gels. Brain Res. 223 (2), 237-255 (1981).
  14. Chung, K., et al. Structural and molecular interrogation of intact biological systems. Nature. 497 (7449), 332-337 (2013).
  15. Tomer, R., Ye, L., Hsueh, B., Deisseroth, K. Advanced CLARITY for rapid and high-resolution imaging of intact tissues. Nature Protoc. 9 (7), 1682-1697 (2014).
  16. Susaki, E. A., et al. Whole-brain imaging with single-cell resolution using chemical cocktails and computational analysis. Cell. 157 (3), 726-739 (2014).
  17. Ke, M. T., Fujimoto, S., Imai, T. SeeDB: a simple and morphology-preserving optical clearing agent for neuronal circuit reconstruction. Nature Neurosci. 16 (8), 1154-1161 (2013).
  18. Ertürk, A., et al. Three-dimensional imaging of solvent-cleared organs using 3DISCO. Nature Protoc. 7 (11), 1983-1995 (2012).
  19. Hama, H., et al. Scale: a chemical approach for fluorescence imaging and reconstruction of transparent mouse brain. Nature Neurosci. 14 (11), 1481-1488 (2011).
  20. Kuwajima, T., Sitko, A. A., Bhansali, P., Jurgens, C., Guido, W., Mason, C. ClearT: a detergent- and solvent-free clearing method for neuronal and non-neuronal tissue. Development. 140 (6), 1364-1368 (2013).
  21. Ertürk, A., Bradke, F. High-resolution imaging of entire organs by 3-dimensional imaging of solvent cleared organs (3DISCO). Exp Neurol. 242, 57-64 (2013).
  22. Kim, S. Y., Chung, K., Deisseroth, K. Light microscopy mapping of connections in the intact brain. Trends Cogn Sci. 17 (12), 596-599 (2013).
  23. Spence, R. D., et al. Bringing CLARITY to gray matter atrophy. NeuroImage. 101, 625-632 (2014).
  24. Ando, K., et al. Inside Alzheimer brain with CLARITY: senile plaques, neurofibrillary tangles and axons in 3-D. Acta Neuropathol. 128 (3), 457-459 (2014).
  25. Zhang, H., Rinaman, L. Simplified CLARITY for visualizing immunofluorescence labeling in the developing rat brain. Brain Struct Funct. , (2015).
  26. Lee, H., Park, J. H., Seo, I., Park, S. H., Kim, S. Improved application of the electrophoretic tissue clearing technology, CLARITY, to intact solid organs including brain, pancreas, liver, kidney, lung, and intestine. BMC Dev Biol. 14, 781(2015).
  27. Yang, B., et al. Single-cell phenotyping within transparent intact tissue through whole-body clearing. Cell. 158 (4), 945-958 (2014).
  28. Rosset, A., Spadola, L., Ratib, O. OsiriX: an open-source software for navigating in multidimensional DICOM images. J Digit Imaging. 17, 205-216 (2004).

الوصول مقيد. يرجى تسجيل الدخول أو بدء فترة تجريبية لعرض هذا المحتوى.

إعادة الطباعة والأذونات

الوسوم

CLARITY
التصوير ألياف هرمون السيروتونين في الحبل الشوكي الماوس عن طريق وضوح / تقنية مكعب
تواصل معنا
أوصِ به للمكتبة

الخصوصية

شروط الاستخدام

السياسات

حقوق الطبع والنشر © 2026 MyJoVE Corporation. جميع الحقوق محفوظة.